Создание минимально инвазивной модели тромбоэмболии легочной артерии на крысах с использованием аутологичных тромбов

Описана подробная методология создания малоинвазивной модели тромбоэмболии легочной артерии крыс с использованием аутологичных тромбов. Также предусмотрены дополнительные методы количественной оценки площади инфаркта и визуализации легочного артериального дерева.

Тромбоэмболия легочной артерии (ТЭЛА) является одной из ведущих причин сердечно-сосудистой смертности, что приводит к значительному социально-экономическому бремени. Несмотря на то, что современные методы лечения в первую очередь сосредоточены на антикоагулянтах и тромболизисе, существует острая необходимость в лучшем понимании его патофизиологии и разработке новых стратегий лечения. Животные модели играют решающую роль в понимании ТЭЛА и разработке новых методов лечения этого заболевания, при этом грызуны обычно используются по этическим и финансовым соображениям. Тем не менее, существующие модели для ТЭЛА грызунов ограничены отсутствием стандартизированных процедур, что затрудняет воспроизводимость и перекрестные сравнения исследований. Это исследование направлено на создание минимально инвазивной модели ТЭЛА у крыс с использованием аутологичных тромбов. Модель включает в себя минимально инвазивную технику забора крови, стандартизированную процедуру генерации тромба и минимально инвазивный доступ к венам. Кроме того, предоставляются протоколы количественной оценки участков инфаркта и визуализации легочного артериального дерева. Эти процедуры направлены на повышение надежности моделей грызунов для изучения прогрессирования ТЭЛА и содействие разработке новых методов лечения.

Тромбоэмболия легочной артерии (ТЭЛА) является основной причиной внутрибольничной смерти и третьей по частоте причиной смерти от сердечно-сосудистых заболеваний. Несмотря на высокую заболеваемость, профилактика и своевременная диагностика остаются ^{сложными 1,2}. Антикоагулянтная и тромболитическая терапия имеют решающее значение в лечении ТЭЛА, однако более глубокое понимание прогрессирования заболевания и новые терапевтические подходы имеют важное значение для улучшения ведения болезни³.

В современных биомедицинских исследованиях животные модели играют ключевую роль в выяснении механизмов развития заболеваний человека и разработке новых методов лечения ^4,5. Мыши, крысы, хомяки и кролики часто используются в моделировании ПЭ по этическим соображениям и экономической эффективности 6,7,8,9,10. Подходы к моделированию ТЭЛА обычно делятся на три категории: образование тромбов in vivo, инъекция тромба in vitro и введение нетромботических частиц. Выбор вида животных и метода моделирования определяется конкретными целями исследования, так как ни одна модель не подходит для всех целей. Например, в исследованиях, направленных на изучение новых тромболитических методов лечения, часто используются модели, включающие аутологичные сгустки крови вместо нетромботических частиц.

Современные методы моделирования ТЭЛА у грызунов сталкиваются с проблемами из-за отсутствия подробных, стандартизированных методологий. Это влияет на ключевые процессы, такие как забор крови, образование тромбов и последующая эмболизация, которые имеют решающее значение для обеспечения воспроизводимых результатов в исследованиях. Кроме того, существует значительный пробел в возможности количественной оценки эмболизированной области и точного картирования распределения эмболов после эмболизации. Устранение этих недостатков имеет важное значение для повышения надежности и полезности моделей грызунов в исследованиях ПЭ.

В данном исследовании описаны подробные протоколы создания модели ТЭЛА у крыс с использованием аутологичных тромбов. Эта модель отличается минимально инвазивной техникой забора крови, стандартизированной процедурой генерации тромба и минимально инвазивным доступом к венам. Кроме того, предоставляются протоколы для количественной оценки инфарктных участков в легких и визуализации легочного артериального дерева, что может способствовать дальнейшим научным открытиям.

Все эксперименты на животных проводились с одобрения Комитета по уходу за животными и их использованию Китайской академии медицинских наук и Пекинского объединенного медицинского колледжа (номер утверждения: IRM/2-1ACUC-2311-015). В этом исследовании использовались самцы крыс Sprague-Dawley в возрасте 6 недель и весом около 250 г. Животные были размещены в определенной среде, свободной от патогенов, с ограниченным доступом к сбалансированной диете и воде. Их выдерживали в течение 12-часового цикла свет/темнота при комнатной температуре 22 °C ± 2 °C. Животным было позволено адаптироваться к окружающей среде в течение 1 недели перед проведением каких-либо хирургических процедур. Подробная информация о реагентах и оборудовании, использованных в этом исследовании, приведена в Таблице материалов.

1. Оборудование и материалы

1. Оборудование для анестезии: Используйте аппарат для газовой анестезии для мелких животных и изофлуран.
2. Хирургические материалы: Подготовьте ватные палочки, дезинфицирующее средство йодофором, стереомикроскоп, бритву, медицинскую ленту, шприц 1 мл с иглой 27 G, шприц 5 мл, шприц 10 мл, обычный физиологический раствор, марлю, 8-0 Нейлоновые нити, нейлоновые нити 6-0 со шовной иглой, микрокровоостанавливающие зажимы, микропинцет и тонкие ножницы.
3. Другие материалы: Приобретите дозирующие иглы 19 G и 18 G, совместимые с медицинскими шприцами, силиконовую трубку с внутренним диаметром 1,2 мм и длиной 10 см, инфузионную трубку с внутренним диаметром 3,0 мм и длиной 20 см, центрифужную пробирку объемом 1,5 мл, пипетку и наконечники для пипеток.
4. Самодельный генератор тромба и инъектор для сгустков крови (Рисунок 1): Подсоедините силиконовую трубку к дозирующей игле 19 G, прикрепленной к шприцу объемом 1 мл, чтобы создать генератор тромба. Подсоедините один конец инфузионной трубки к дозирующей игле 18 G, а другой конец прикрепите к шприцу объемом 5 мл, чтобы создать инъектор сгустка.

2. Подготовка аутологичного тромба

1. Анестезия
   1. Поместите животное в индукционную камеру для анестезии и вводите смесь 4% изофлурана с комнатным воздухом со скоростью потока 2 л/мин в течение 2-3 минут (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами).
   2. Расположите животное на рабочей платформе в положении лежа на спине. Поддерживайте анестезию, вводя 2,5% изофлуран со скоростью потока 0,4 л/мин. Проверьте рефлекс педали, чтобы убедиться в достижении адекватной анестезии.
   3. Вытяните обе передние конечности горизонтально от туловища, а задние конечности вытяните, чтобы адекватно обнажить паховую область. Закрепите животное в таком положении с помощью медицинской ленты (рисунок 2А).
2. Забор крови через черепную полую вену (СВК)
   1. Удалите волосы вокруг манубриума с помощью бритвы и крема для эпиляции. Продезинфицируйте кожу йодофором.
   2. Вставьте иглу 27 G, прикрепленную к шприцу объемом 1 мл, вертикально на глубину 8 мм, чтобы проколоть левый или правый ЦВК, как показано на рисунке 2A.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Проекция поверхности тела CVC расположена на 5 мм в сторону манубриума. Можно использовать обе стороны, и выбор не влияет на следующие шаги.
   3. Удерживайте шприц и осторожно оттяните поршень назад, чтобы создать отрицательное давление внутри цилиндра. Постепенно извлекайте иглу, пока кровь не потечет внутрь, затем сохраняйте это положение до тех пор, пока не будет собрано 0,3 мл крови (Рисунок 2B).
3. Подготовка сгустков крови
   1. Надавите собранную кровь в центрифужную пробирку объемом 1,5 мл, стараясь не образовывать пузырьки.
   2. Набирайте кровь в силиконовую трубку самодельного тромбогенератора до тех пор, пока столб крови не станет 10 см в длину.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните эти два шага быстро, так как коагуляция начнется и распространится в центрифужной пробирке, снижая качество собранных тромбов.
   3. Подождите 30 минут, пока кровь полностью не тромбируется. За это время аналогичным образом подготовьте кровяные столбы для других животных.
   4. Промойте тромбированный столб крови в чашке Петри, содержащем нормальный физиологический раствор, и промойте тромбический столб физиологическим раствором три раза (рисунок 2C).
   5. С помощью тонких ножниц разрежьте столб тромба на однородные сгустки крови, каждый длиной 4 мм (Рисунок 2D). Наберите 10-20 сгустков в самодельный инжектор, предварительно заполненный 2 мл обычного физиологического раствора.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Длина сгустков крови не должна превышать 1 см, иначе они застрянут в правом желудочке.

3. Подготовка венозного доступа

1. Обнажение поверхностных эпигастральных сосудов
   1. Обезболите и зафиксируйте животное, как описано в шаге 2.1.
   2. Сбрейте волосы вокруг левой паховой области. Нанесите крем для удаления волос на эти участки, подождите 1 минуту, а затем сотрите крем марлей. Продезинфицируйте кожу йодофором.
   3. Сделайте разрез кожи на 5 мм над началом поверхностных эпигастральных сосудов в области паха. Обычно происхождение поверхностных эпигастральных сосудов можно проследить, наблюдая крошечную пульсацию в области паха.
   4. С помощью стереомикроскопа с 10-кратным увеличением отделите тонкий слой подкожного жира, чтобы обнажить поверхностные эпигастральные сосуды (рис. 3A).
2. Изоляция поверхностной эпигастральной вены
   1. Тщательно изолируйте поверхностную эпигастральную вену от артерии, нерва и жировой ткани. Выполняйте это как проксимально, до места, где она впадает в бедренную вену, так и дистально, вплоть до первой бифуркации вены.
   2. Лигируйте дистальную сторону со счетом 8-0 Проденьте и зажмите резьбу микрозажимом. Контролируйте проксимальную сторону с помощью 8-0 петля с резьбой, прикрепленная к другому микрозажиму (Рисунок 3B).
   3. Сделайте крошечный поперечный разрез на дистальной стороне изолированной вены. Контролируйте проксимальную сторону, чтобы избежать кровотечения. Промойте оставшуюся кровь в просвете вены обычным физиологическим раствором. Как только вена станет чистой, используйте микропинцет для увеличения венозного разреза.

4. Эмболизация

1. Канюляция вен
   1. Аккуратно введите иглу самодельного инъектора в вену через разрез вены. Закрепите иглу третьим зажимом, чтобы предотвратить ее выскальзывание из вены.
2. Процедура эмболизации
   1. Медленно нажмите на поршень, чтобы ввести небольшое количество обычного физиологического раствора. Полнота вены без сопротивления указывает на беспрепятственный доступ к вене (рисунок 3D).
   2. Продолжайте нажимать на поршень, чтобы ввести тромбы в бедренную вену через доступ к поверхностной эпигастральной вене. Контролируйте скорость эмболизации на уровне 5 эмболов в минуту. Следить за дыханием животного; Возникающая и обостряющаяся одышка свидетельствует об успешной эмболизации.
   3. После введения заданного количества тромбов извлеките иглу и перевязайте проксимальную сторону поверхностной эпигастральной вены.
   4. Зашите разрез и поместите животное в теплую коробку. Перенесите животное в клетку, как только оно проснется.

5. Количественная оценка площади инфаркта

1. Эвтаназия и перфузия сердца
   1. Добавьте 25 000 ЕД гепарина натрия к 250 мл обычного физиологического раствора и тщательно перемешайте. Подключите флакон к инфузионному устройству и подвесьте флакон вверх ногами на высоте 80 см. Закройте клапан инфузионного аппарата.
   2. Усыпляйте животных с помощью передозировки изофлурана (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами).
   3. Срежьте ребра большими ножницами и вскройте грудную клетку, не допуская повреждения легких и крупных сосудов.
   4. Введите иглу инфузионного аппарата в левый желудочек. Откройте клапан инфузионного устройства, чтобы обеспечить инфузию гепаринизированного физиологического раствора. С помощью ножниц разрежьте нижнюю полую вену и левый придаток, чтобы обеспечить дренаж. Регулируйте скорость перфузии на уровне 50 мл/мин.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Во время этой процедуры нормальная легочная ткань станет белой, в то время как эмболизированная зона останется ржавой.
   5. После завершения перфузии гепаринизированным физиологическим раствором необходимо проколотить ствол легочной артерии через правый желудочек с помощью шприца объемом 10 мл, заполненного 4% раствором параформальдегида. Зафиксировать легочную ткань путем проведения 4% перфузии параформальдегида через легкие общим объемом 30 мл.
2. Введение индекса под названием Infarction Ratio
   1. После фиксации иссекают легкие, сердце, трахею, пищевод, тимус и крупные сосуды в целом от позвоночника и диафрагмы¹¹.
   2. Аккуратно удалите пищевод, тимус и жировую ткань из исходной массы, оставив только сердце, легкие и крупные сосуды.
   3. Оставшуюся часть погрузить в достаточный объем 4% раствора параформальдегида не менее чем на 48 ч.
   4. Используйте аналитические весы, чтобы взвесить все легкие. С помощью тонких ножниц отделите инфарктную часть легких и взвесьте инфарктную ткань с такими же весами. Рассчитайте коэффициент инфаркта с помощью следующего уравнения:
      
      i — вес инфарктной ткани, w — вес всего легкого, I — коэффициент инфаркта.
   5. После количественного определения области инфаркта обрежьте фиксируемую параформальдегидом легочную ткань для заделки парафина¹¹.

6. Визуализация легочной артерии

1. Гипс легочной артерии
   1. Усыпьте животное и выполните перфузию сердца, как описано в шаге 5.1.
   2. Добавьте равное количество (по весу) разбавителя в силиконовый литейный состав, смешайте смесь, а затем добавьте 5% (по весу или объему) отвердителя. Снова взбейте смесь.
   3. Наберите 1 мл смеси в шприц объемом 1 мл, выпустите воздух и введите иглу в ствол легочной артерии через правый желудочек. Закрепите иглу в легочной артерии, чтобы предотвратить соскальзывание и обратный поток.
   4. Осторожно нажмите на поршень, чтобы силиконовая смесь заполнила легочную артерию. Нормальные участки легких будут окрашены литейной смесью, в то время как инфарктные участки останутся ржаво-красными.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Гипс легочной артерии следует накладывать только на неповрежденную легочную ткань. Как правило, 0,6-0,8 мл литейной смеси достаточно для наполнения легочной артерии. Чрезмерное введение гипсовой смеси может привести к гипсированию легочной вены, что влияет на визуализацию легочной артерии. Литейную смесь следует использовать в течение 20 минут после добавления отвердителя, так как по истечении этого времени она кристаллизуется.
   5. Извлеките шприц после наложения перфузии, перевяжите ствол легочной артерии и извлеките легкие, сердце и крупные сосуды, как описано в шаге 5.2. Поместите всю массу в чашку Петри и храните ее в холодильнике при температуре 4 °C в течение ночи, чтобы смесь для отливки кристаллизовалась.
2. Очистка и визуализация
   1. Удалите сердце и крупные сосуды из легких ножницами, затем очистите поверхность легких от остатков лечебной смеси.
   2. Погружайте легкие последовательно в растворы этилового спирта 25%, 50%, 75%, 95% и 100% на 24 ч. Эта процедура позволит полностью обезвоживать легкие.
   3. Погрузите обезвоженные легкие в метилсалицилат на 24 ч. После этого процесса очищения будет видно легочное артериальное дерево, а также эмболы, так как метилсалицилат не очищает гемоглобин (рис. 4B, D).

Симптомы и патология модели ТЭЛА
Во время эмболизации крысы испытывали одышку, а в грудной клетке наблюдались расширенные колебания. Почти все животные выжили после эпизода тромбоэмболии легочной артерии, когда было введено менее 10 см тромбов (14 из 15 моделируемых животных). После возвращения в клетки животные сворачивались калачиком в углах и проявляли меньший интерес к еде и воде. Однако эти симптомы быстро исчезли, и в течение нескольких часов животные вели себя нормально. Достоверной разницы в весе между исходным уровнем и через 24 ч после эмболизации не выявлено (341,8 ± 10,4 против 343,3 ± 8,5, p = 0,25).

При общей патологии выявлено, что эмболизированные (инфарктные) участки были клиновидными, преимущественно располагались в нижней части легких, с четкими границами. Эмболы были обнаружены на вершине инфарктных участков, блокируя первую и вторичные ветви легочной артерии. Микроскопическая патология с помощью окрашивания гематоксилин-эозином подтвердила эмболизацию ветви легочной артерии (рис. 4F).

Нагрузка сгустками крови и инфарктная область
В предварительном исследовании влияния нагрузки тромбов на инфаркт легких мы тестировали как низкую нагрузку тромбов (столбик тромба 6 см, 15 сгустков), так и высокую нагрузку тромбов (столбик тромба 10 см, 25 сгустков). Как и ожидалось, более высокая нагрузка эмболами привела к увеличению площади инфаркта легких (Рисунок 5A-C).

Собственный фибринолиз в течение 24 ч
По сравнению с образцами легких, взятыми сразу после эмболизации, образцы легких, собранные через 24 часа после эмболизации, показали заметно уменьшенные участки инфаркта, что указывает на сильный потенциал внутреннего фибринолиза у крыс (рисунок 5D).

Рисунок 1: Конструкция генератора тромба и инжектора свертка крови. (A) Генератор тромба был собран путем подключения силиконовой трубки к дозирующей игле 18 G (внешний диаметр 12 мм) и шприцу объемом 1 мл, предварительно заполненному 0,5 мл физиологического раствора. (B) Инъектор для сгустка крови был сконструирован путем подключения дозирующей иглы 19 G (внутренний диаметр 0,84 мм, внешний диаметр 1,08 мм) к инфузионной трубке (контейнеру для тромба) и шприцу объемом 5 мл, предварительно заполненному 2 мл физиологического раствора. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Рисунок 2: Забор крови и подготовка тромба. (A) Крыса была обезболена и зафиксирована в лежачем положении. Белый круг с пунктирной линией обозначает манубриум, служащий маркером поверхности тела. Красными точками рядом с белым кругом обозначены места прокола для доступа к двусторонней черепной полой вене (ЦВК). В нижней части рисунка показана вскрытая иллюстрация взаимного расположения манубриума, ЦВК и мест проколов. (B) Успешный забор крови через правый ЦВК. (C) Тромбированный столб крови вымывается из самодельного тромбогенератора. (D) Сгустки крови, образовавшиеся из тромбированного столба крови. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Рисунок 3: Доступ к вене и эмболизация. (А) Обнажение поверхностных эпигастральных сосудов через разрез кожи толщиной 5 мм, где синяя стрелка указывает на поверхностную эпигастральную вену, а красная стрелка указывает на поверхностную эпигастральную артерию. (Б) Изоляция поверхностной эпигастральной вены от окружающих тканей и контроль вены с помощью нейлоновых нитей. (C) Самодельный инъектор, содержащий сгустки крови. (D) Канюляция вены с помощью дозирующей иглы самодельного инъектора и введение тромбов через венозный доступ. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Рисунок 4: Патология тромбоэмболии легочной артерии. (А) Нормальные легкие после перфузии сердечного раствора и фиксации параформальдегида 4%. (B) Нормальные легкие, визуализированные с помощью смеси силиконового литья и очистки метилсалицилатами, с видимым деревом легочной артерии и микроциркуляторным руслом. (В) Легкие сразу после эмболизации с аутологичными сгустками крови, с отмеченными участками, указывающими на инфаркт легких вследствие эмболизации. (D) Пораженные легкие, визуализированные с помощью литья силиконовой смеси и очищения метилсалицилатами, с черными стрелками, обозначающими эмболы, обструкционирующие ветви легочной артерии, и белыми пунктирными кругами, обозначающими их пораженные участки, которые инфарктированы. (E) Вскрытие левой доли легкого с эмболами (красными стрелками) в ветвях легочной артерии. (F) Микроскопические изображения эмболизации тромба в ветви легочной артерии с использованием окрашивания гематоксилином и эозином. Масштабная линейка: 200 μм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Рисунок 5: Количественная оценка коэффициента инфаркта легких. (А) Легкие, взятые у крысы сразу после эмболизации, с 10 см сгустков крови (общая длина). (Б) Легкие, немедленно взятые у крысы после эмболизации с 6 см тромба. (В) Легкие, немедленно взятые у крысы после эмболизации с 8 см тромбов. (D) Легкие, взятые у крысы через 24 ч после эмболизации с 8 см сгустков крови. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

В этом исследовании была успешно создана минимально инвазивная модель ТЭЛА на крысах с использованием аутологичных тромбов. После освоения эта процедура моделирования может быть завершена в течение 30 минут. Модель эффективно фиксирует ключевые особенности клинической ТЭЛА, что подтверждается патологоанатомическими исследованиями. Следовательно, он предлагает ценный инструмент для выяснения гемодинамических изменений и патогенеза осложнений после ТЭЛА, разработки новых диагностических биомаркеров и терапевтических мишеней, а также тестирования новых антитромботических методов лечения.

В течение нескольких десятилетий были предприняты значительные усилия по разработке модели животного ТЭЛА, но ни один метод не был определен как оптимальный для моделирования ПЭ¹². В данной статье модифицированная модель ТЭЛА демонстрирует несколько отличительных особенностей: (1) Забор крови из центрального венозного катетера (ЦВК): у грызунов ЦВК соединяется со слиянием подключичной и внутренней яремных вен и простирается каудально в грудную полость¹³. Левый и правый CVC почти симметричны. ЦВК имеет больший просвет, чем яремные вены, расположен близко к манубрию и лежит ниже большой грудной мышцы. Эти анатомические характеристики позволяют проводить точную пункцию вен, большие объемы забора крови и быстрый гемостаз, что приводит к высокому проценту успеха. Кроме того, забор крови из ЦВК менее подвержен загрязнению по сравнению с другими способами забора крови, а такие осложнения, как гематома, тромбоз и пневмоторакс, менее вероятны. Гемостаз обычно достигается автоматически или быстро с помощью давления. (2) Инъекция через поверхностную эпигастральную вену: Как правило, наружные яремные вены используются для инъекции тромба с целью индуцирования ТЭЛА ^6,8,9, а разрез кожи для воздействия может быть минимальным. Тем не менее, канюляция наружной яремной вены часто приводит к окклюзии вены, что может негативно сказаться на последующих экспериментах, поскольку наружная яремная вена является основным оттоком черепа у крыс после рождения¹⁴, а канюляция другой наружной яремной вены необходима для измерения давления в правом желудочке ^6,8,10. В этой модифицированной модели жертвование поверхностной эпигастральной веной оказывает минимальное воздействие на организм. Кроме того, этот путь введения тромба имитирует клиническую ТЭЛА, где большинство эмболов происходит из вен нижних конечностей. Точное расположение поверхностной эпигастральной артерии имеет решающее значение для небольшого разреза. Пульсация поверхностной эпигастральной артерии обычно может быть отмечена на поверхности кожи паха, что способствует идентификации сосудов. (3) Индивидуальная нагрузка эмболией: Нагрузка эмболией определяется диаметром и общей длиной кровяного столба. Тромбогенератор, использованный в этом исследовании, позволяет проводить стандартную и индивидуальную подготовку к эмболизной нагрузке. Исследователи могут корректировать эти параметры в зависимости от своих исследовательских потребностей. В этом случае эмболическая нагрузка вызывает заметные симптомы и признаки, но с меньшей вероятностью приведет к смерти. Как правило, это безопасно, если вводится менее 10 см тромбов. При возникновении апноэ инъекцию следует немедленно прекратить. Затем экспериментатор должен удерживать грудную клетку животного пальцами, расположенными на боковой и передней грудной стенке, и выполнять ритмичные компрессии грудной клетки; После этих маневров дыхание животного может восстановиться. (4) Перфузия легких и количественная оценка областей инфаркта: В этом исследовании представлены подробные методы перфузии легких для лучшей визуализации инфаркта легких после индукции ТЭЛА. На основе этого был разработан индекс для количественной оценки площади инфаркта, названный коэффициентом инфаркта. Текущие результаты указывают на то, что этот индекс может реагировать на эмболическую нагрузку и внутренний тромболизис, что предполагает его потенциальную полезность для межгрупповых сравнений в исследованиях, изучающих новые антитромботические методы лечения.

По сравнению с моделированием ТЭЛА, моделирование хронической тромбоэмболической легочной гипертензии (ХТЭЛГ), тяжелого долгосрочного осложнения ТЭЛА, является более сложным из-за высокой фибринолитической активности у грызунов. Потенциальные решения включают повторную эмболизацию и введение транексамовой кислоты (ТХА), ингибитора фибринолиза 7,10,12,15. Тем не менее, повреждение венозного доступа и быстрый плазменный клиренс TXA по-прежнему затрудняют моделирование ХТЭЛГ. Представленная здесь модель и сопутствующие протоколы визуализации могут дать представление о создании надежной модели ХТЭЛГ.

Следует также обратить внимание на ограничения данной рукописи. Во-первых, для этой модели не хватает гемодинамических измерений, таких как давление в правом желудочке и эхокардиография. Тем не менее, это не отменяет валидности модели, поскольку она была патологически подтверждена. Исследователи могут обратиться к другой литературе для получения подробных методологий измерения гемодинамики¹⁶. Во-вторых, не была включена группа лечения для оценки реакции на лекарства в этой модели ТЭЛА, например, при введении варфарина и урокиназы, что могло бы еще больше продемонстрировать полезность модели.

В заключение следует отметить, что была успешно создана модифицированная модель ТЭЛА у грызунов, характеризующаяся минимально инвазивным подходом. Также были предложены методы количественной оценки инфарктных площадей и визуализации легочного артериального дерева. Эта модель является перспективной для решения критических вопросов, касающихся профилактики и лечения осложнений ТЭЛА.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Это исследование поддержано грантом Медицинского фонда Ву Цзепина (320.6750.19089-36).