Agradeço Alex L. Kolodkin, quando aprendi este protocolo de preparação em fileiras em seu laboratório. Agradeço também a Young Gi Hong pela assistência técnica. Este estudo foi apoiado por NRF-2013R1A1A4A01011329 (SJ).

1. Preparação <ol><li> Preparar 500 mL de solução salina tamponada com fosfato (PBS) com solução de t-octilfenoxipoletoxietanol (PBT) adicionando 0,5 g de albumina de soro bovino (BSA) e 0,5 mL de t-octilfenoxipoletoxietanol (ver Tabela de Materiais) a 500 mL de PBS 1X E mexendo durante pelo menos 30 min. Armazenar a 4 ° C. Use quando relativamente fresco e guarde a solução em uma garrafa limpa. </li><li> Faça 10 mL de paraformaldeído a 4% adicionando 2,5 mL de solução de paraformaldeído em estoque a 16% e 1 mL de PBS 10x a 6,5 ​​mL de água desionizada. Armazenar a 4 ° C e usar dentro de uma semana. CUIDADO: Evite o contato da pele com a solução de paraformaldeído porque é altamente tóxico. </li><li> Faça o substrato X-Gal (10% p / v de X-Gal em dimetilsulfóxido (DMSO)) dissolvendo 0,1 g de substrato X-Gal por 1 mL de DMSO. Armazenar a -20 ° C em alíquotas de 100 μL. </li><li> Faça solução de coloração de X-Gal usando tampão de fosfato 10 mM (pH 7,2), NaCl 150 mM, MgCl2 1 mM, 3 mMK4 [FeII (CN) 6 ], K 3 [FeIII (CN) 6 ] 3 mM e 0,3% de t-octilfenoxipoletoxietanol. Armazenar a 4 ° C no escuro. </li><li> Faça 3% de solução de peróxido de hidrogênio diluyendo 30% de peróxido de hidrogênio em estoque 1:10 com água desionizada. </li><li> Faça solução de 3,3&#39;-diaminobenzidina (DAB) dissolvendo completamente 1 comprimido (10 mg) de DAB em 35 mL de solução de PBT fresca. Filtrar através de um filtro de seringa de 0,2 μm e armazenar a -20 ° C em alíquotas de 910 μL. CUIDADO: Descarte todos os resíduos DAB em água sanitária para destruir o DAB. </li><li> Faça ovos com suco de maçã. Adicione 35 g de ágar e 1 L de água desionizada a um balão de 2 L. Adicione 33 g de sacarose, 2 g de tegosept e 375 mL de suco de maçã a um balão de 1- L. Derreta-os por autoclave por 30 min. Permita que ambas as soluções esfriem a cerca de 60 ° C. Combine e misture bem estas soluções por agitação. Despeje ~ 11 ml de solução combinada por prato de cultura de 60 mm. </li><li> Faça pasta de fermento misturando o padeiro simSt em água desionizada (razão 1: 0,8) e armazenar a 4 ° C. </li></ol> 2. Coleção de embriões (dia 1) <ol><li> Colecione moscas jovens do sexo feminino e do sexo masculino (menos de 5 dias) e, durante 1-2 dias, mantenha-as em uma gaiola de plástico com uma placa de ovo (60 mm x 15 mm) que contém uma pequena quantidade de pasta de levedura no centro. </li><li> Para a recolha óptima de embriões de fase final 16, crie uma gaiola de garrafa com moscas (&gt; 50) por volta das 5 horas e deixe-as colocar ovos a 25 ° C por 3 h. </li><li> Transfira as moscas para uma garrafa de comida fresca. </li><li> Feche a placa de ovo com a tampa e incuba-a à cabeça a 25 ° C numa incubadora humidificada (~ 70% de umidade) durante a noite. </li></ol> 3. Preparação de embriões para imunossinção (dia 2) <ol><li> Adicione 1,8 ml de solução PBT à placa de ovo por volta das 10:20 AM e use um cotonete de algodão para afrouxar os embriões da placa enquanto o inclina. Nota: Misturando suavemente a pasta de fermento usando um cottNo cotonete, dissolva-o no caso de um grande número de embriões serem encontrados nele. Comece a colecionar os embriões ~ 40 min antes da fixação (cerca de 11:00 da manhã). </li><li> Transfira os embriões da placa de ovo para um microtubo de 1,5 mL usando uma ponta de pipeta de 1 ml. </li><li> Permita que os embriões se assentem e aspirem a solução PBT tanto quanto possível. Enxágüe os embriões duas vezes com 1 mL de solução de PBT. Aspirar a solução PBT tanto quanto possível. </li><li> Encha o tubo com 1 mL de água de lavagem a 50% ( isto é, diluído em água desionizada) e desencoride os embriões incubando-os em uma porca durante 3 minutos à temperatura ambiente (RT). Nota: Esta etapa não mata os embriões dechorionados. </li><li> Permitir que os embriões dechorionados se assentem, aspirar o lixívia a 50% o máximo possível e enxaguar os embriões 3 vezes com 1 mL de solução de PBT. </li><li> Adicione 0,5 mL de heptano e, subsequentemente, adicione 0,5 mL de solução de paraformaldeído a 4% ao tubo na RT por volta das 11:00 da manhã. </li><li> Incube oEmbriões em um nutator por 15 minutos na RT. </li><li> Remova a solução de paraformaldeído a 4% (a camada inferior). </li><li> Adicione 0,5 mL de 100% de metanol e desvitellinize os embriões agitando vigorosamente o tubo durante 30 s. </li><li> Remova o heptano ( ou seja, a camada superior). </li><li> Adicione 0,5 mL de metanol a 100% e agite vigorosamente o tubo durante 10 s. </li><li> Permitir que os embriões se assentem tocando o tubo e aspirar o metanol o máximo possível. Enxaguar os embriões com 1 mL de metanol a 100%, agitando por menos de 10 s. Nota: exposição prolongada ao metanol destrói a atividade de β-Gal. </li><li> Remova o metanol e enxágue os embriões devitellinizados 3 vezes com 1 mL de solução de PBT. </li></ol> 4. Genotipagem dos embriões com coloração LacZ (dia 2) <ol><li> Adicione 1 mL de solução de PBT ao tubo e incuba o tubo em um bloco de calor de 37 ° C ou banho de água durante 15 min. </li><li> Durante a incubação, coloque solução de coloração com X-Gal (1 mL por tuSer) a 65 ° C em banho-maria até ficar nublado. Incubar em um banho de água a 37 ° C. </li><li> Aspirar a solução PBT e adicionar 1 mL de solução de coloração X-Gal e 20 μL de substrato X-Gal ao tubo. </li><li> Incubar o tubo a 37 ° C com nutação até um precipitado azul ser evidente. Nota: O tempo de incubação para o 2º e 3º balanços azuis em geral varia de 2-4 h. </li><li> Remova a solução de coloração X-Gal e enxágue os embriões 3 vezes com 1 mL de solução de RT PBT. </li><li> Usando uma sonda ou agulha de agulha, separe os embriões do genótipo desejado ( isto é, embriões brancos não manchados) com um microscópio de dissecação leve (objetivos de 1,6 x 2,5 x). Nota: Uma vez que alguns equilibradores azuis, como CyO, actina-LacZ e TM3, actina-LacZ , carregam uma construção transgênica que expressa a β-Gal bacteriana (LacZ) sob o controle do promotor de actina , os embriões manchados de azul de maneira omnipresente contêmUma ou duas cópias dos cromossomos do balanço azul. Portanto, os embriões brancos não manchados são homozigotos para o alelo letal desejado. </li></ol> 5. Imunossinção de Embriões com Anticorpos Anti-Fasciclin II (Dia 2-3) <ol><li> Recolher e transferir os embriões do genotipo desejado ( ou seja, embriões brancos não manchados) para um microtube de 0,5 mL usando uma ponta de pipeta de 1 mL. Nota: Nesta etapa, os embriões podem ser organizados grosseiramente de acordo com critérios morfológicos, incluindo os padrões de segmentação da cutícula e as estruturas da cabeça e da cauda 9 . Durante a involução da cabeça, entre 10 e 16 h após a deposição dos ovos, o embrião sofre uma redução pronunciada do segmento anterior anterior 9 . </li><li> Lavar os embriões uma vez com 0,4 ml de solução de PBT e adicionar 0,3 mL de solução de bloqueio (5% de soro normal de cabra e 5% de DMSO na solução de PBT). </li><li> Bloqueie os embriões com nutação à TA por 15 min. </li><li&gt; Adicionar 75 μL de anticorpo anti-Fasciclin II e incubar o tubo com nutação à TA durante a noite. </li><li> Lavar os embriões 4 vezes com 0,4 mL de solução de PBT durante pelo menos 20 minutos por lavagem. </li><li> Adicione 0,3 ml de solução de bloqueio (5% de soro normal de cabra na solução de PBT) contendo anticorpo de cabra anti-rato-HRP (2 μg / mL) e incuba o tubo com nutação à TA durante a noite. </li><li> Lavar os embriões 6 vezes com 0,4 mL de solução PBT durante pelo menos 20 min por lavagem. </li><li> Adicione 0,3 mL de solução DAB ao tubo. CUIDADO: Use luvas e coloque todos os resíduos / sugestões DAB em água sanitária. </li><li> Adicione 2 μL de peróxido de hidrogênio a 3% e incuba o tubo no escuro com nutação à TA até que a quantidade desejada de precipitado seja produzida. Nota: O tempo de incubação para a imuno-histoquímica 1D4 em geral varia de 0,5-1 h. </li><li> Lave os embriões 4 vezes com 0,4 mL de solução de PBT. CUIDADO: remova a solução DAB e as duas primeiras lavagens com uma pipeta e diEspreite-os em água sanitária. </li><li> Adicione 0,2 mL de solução de glicerol a 70% / PBS ao tubo e armazene à TA ou 4 ° C. Nota: Mantenha o tubo longe da luz. Podem obter-se preparações mais claras colocando os embriões numa solução a 90% de glicerol / PBS 10 . No entanto, é mais difícil dissecar embriões eliminados em 90% de solução de glicerol / PBS do que os desmatados em solução de glicerol a 70% / PBS 10 . </li></ol> 6. Estadiamento, Dissecação, Montagem e Imagem dos Embriões (Dia 4) <ol><li> Para o estadiamento, transfira os embriões equilibrados com 70% de glicerol / PBS em uma lâmina de vidro. </li><li> Recolher embriões de estágio final 16 que tenham os nervos do nervo ISN 7 do segmento abdominal (A7), A8 e A9 que convergem para tocar-se e / ou ter o intestino médio subdividido em três bandas. Nota: Os embriões corados com anticorpo 1D4 podem ser encenados com base nos padrões de projeção dos axônios motores ISN e ISNb. Depois de sair do SNC, A7, A8 e A9 ISN neDe embriões do estágio final 16, convergem para se tocar uns aos outros e subsequentemente divergem para se estender para os músculos dorsais (seta na Figura 1A ). Em embriões de meio estágio 16, no entanto, os nervos A7 ISN se estendem em paralelo com os nervos A8 / A9 (suporte quadrado na Figura 1B ). Além disso, os eixos de projeção dos nervos A6 ISNb (perpendiculares aos músculos ventrolaterais) em ambos os hemregmentos são aproximadamente alinhados com a extremidade posterior dos fascículos do axônio longitudinal do SNC (setas e uma linha na Figura 1C ). Estes critérios morfológicos variam um pouco entre diferentes genótipos. Alternativamente, os embriões podem ser encenados com base na morfologia intestinal 9 , 11 . Antes do estágio 17, o intestino médio tem uma forma semelhante a um coração, enquanto o intestino médio é subdividido em três bandas pelo estágio 17 12 . </li><li> Dissecar os embriões. <ol><li> Usando 1 mL, mova cada embrião para fora da gota de glicerol e coloque o embrião com a face ventral para cima. Corte a parte anterior em 1/4 do comprimento do corpo e na região mais posterior que está livre de axônios motores. </li><li> Usando uma sonda de agulha, mova o embrião final para fora da gota de glicerol, role para orientá-lo de lado dorsal para cima e coloque-o horizontalmente no campo. Nota: Quando o embrião é removido da gota de glicerol, um pouco de glicerol associado ao embrião torna-o pegajoso. </li><li> Corte o embrião ao longo da linha média dorsal usando uma única agulha de tungstênio muito fina 13 . Faça um pequeno corte na extremidade posterior do embrião e depois continue a reduzir a linha média dorsal em direção à anterior; O corte na direção oposta também é bom. </li><li> Usando uma sonda de agulha, mova o embrião da linha média para a gota de glicerol, coloque-o de lado dorsal para cima e separe o intestino da parede do corpo, desdobrando cada parede do corpo em uma direção ventrolateral (diagonal) (2Objetivo .5X). Nota: Certifique-se de que a linha média dorsal está totalmente cortada, resultando na separação completa entre as paredes do corpo esquerdo e direito. </li><li> Mova com cuidado o embrião da linha média para fora da gota de glicerol e, em seguida, coloque duas abas da parede do corpo para baixo no slide de vidro usando uma sonda de agulha fina (objetivo 2.5X). </li><li> Usando uma agulha de tungstênio muito fina, remova os órgãos internos do embrião dissecado empurrando-os lateralmente (objetivo 5X). Nota: uma descrição mais detalhada de outro procedimento de dissecção semelhante pode ser encontrada no site 5 . </li></ol></li><li> Para a montagem, adicione 2-3 μL de solução de glicerol / PBS a 70% para limpar os embriões dissecados e, usando uma sonda de agulha fina, transfira-os para uma nova corrediça de vidro sobre a qual foram colocados 8 μL de solução de glicerol a 70% / PBS em O centro (objetivo 2.5X). </li><li> Coloque uma lamínula (18 mm x 18 mm). Selar as bordas da lamínula com esmalte de unhas regulares (ouClaro ou colorido é bom). </li><li> Capture imagens em alta resolução (objetivos de imersão de óleo 20X, 40X e 63X) sob um microscópio de contraste de interferência diferencial (DIC), de acordo com as instruções do fabricante. Nota: melhor visualização e caracterização fenotípica, especialmente para axônios motores ISNb, podem ser produzidos usando um objetivo de imersão a óleo 63X. </li></ol>

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	<li>Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+embryonic+development+of+larval+muscles+in+Drosophila.">The embryonic development of larval muscles in Drosophila.</a> Development. 110 (3), 791-804 (1990).</li><li>Landgraf, M., Thor, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+Drosophila+motoneurons:+specification+and+morphology.">Development of Drosophila motoneurons: specification and morphology.</a> Semin. Cell Dev. Biol. 17 (1), 3-11 (2006).</li><li>Grenningloh, G., Rehm, E. J., Goodman, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+analysis+of+growth+cone+guidance+in+Drosophila:+fasciclin+II+functions+as+a+neuronal+recognition+molecule.">Genetic analysis of growth cone guidance in Drosophila: fasciclin II functions as a neuronal recognition molecule.</a> Cell. 67 (1), 45-57 (1991).</li><li>Vactor, D. V., Sink, H., Fambrough, D., Tsoo, R., Goodman, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+that+control+neuromuscular+specificity+in+Drosophila.">Genes that control neuromuscular specificity in Drosophila.</a> Cell. 73 (6), 1137-1153 (1993).</li><li>. Available from: <a target="_blank" href="https://www.its.caltech.edu/~zinnlab/motoraxons.html">https://www.its.caltech.edu/~zinnlab/motoraxons.html</a> (2017)</li><li>Seeger, M., Tear, G., Ferres-Marco, D., Goodman, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+affecting+growth+cone+guidance+in+Drosophila:+genes+necessary+for+guidance+toward+or+away+from+the+midline.">Mutations affecting growth cone guidance in Drosophila: genes necessary for guidance toward or away from the midline.</a> Neuron. 10 (3), 409-426 (1993).</li><li>Thor, S., Thomas, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+islet+gene+governs+axon+pathfinding+and+neurotransmitter+identity.">The Drosophila islet gene governs axon pathfinding and neurotransmitter identity.</a> Neuron. 18 (3), 397-409 (1997).</li><li>Roh, S., Yang, D. S., Jeong, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+ligand+regulation+of+PlexB+signaling+in+motor+neuron+axon+guidance+in+Drosophila.">Differential ligand regulation of PlexB signaling in motor neuron axon guidance in Drosophila.</a> Int. J. Dev. Neurosci. 55, 34-40 (2016).</li><li>Campos-Ortega, J. A., Hartenstein, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The embryonic development of Drosophila melanogaster. , (1985).</li><li>Patel, N. H., Goldstein, L. S. B., Fyrberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+neuronal+subsets+and+other+cell+types+in+whole+mount+Drosophila+embryos+and+larvae+using+antibody+probes.">Imaging neuronal subsets and other cell types in whole mount Drosophila embryos and larvae using antibody probes.</a> Methods in cell biology, vol 44. Drosophila melanogaster: practical uses in cell biology. 44, 445-487 (1994).</li><li>Lee, H. K., Wright, A. P., Zinn, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+dissection+of+Drosophila+embryos:+streamlined+methods+for+screening+mutant+collections+by+antibody+staining.">Live dissection of Drosophila embryos: streamlined methods for screening mutant collections by antibody staining.</a> J. Vis. Exp. (34), (2009).</li><li>Hartenstein, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+Embryonic+Development.">Stages of Embryonic Development.</a> Atlas of Drosophila. development. , 52 (1993).</li><li>Brady, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+technique+for+making+very+fine,+durable+dissecting+needles+by+sharpening+tungsten+wire+electrolytically.">A simple technique for making very fine, durable dissecting needles by sharpening tungsten wire electrolytically.</a> Bull. World Health Organ. 32 (1), 143-144 (1965).</li><li>Kolodkin, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fasciclin+IV:+sequence,+expression,+and+function+during+growth+cone+guidance+in+the+grasshopper+embryo.">Fasciclin IV: sequence, expression, and function during growth cone guidance in the grasshopper embryo.</a> Neuron. 9 (5), 831-845 (1992).</li><li>Jeong, S., Juhaszova, K., Kolodkin, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Control+of+semaphorin-1a-mediated+reverse+signaling+by+opposing+pebble+and+RhoGAPp190+functions+in+Drosophila.">The Control of semaphorin-1a-mediated reverse signaling by opposing pebble and RhoGAPp190 functions in Drosophila.</a> Neuron. 76 (4), 721-734 (2012).</li><li>Winberg, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plexin+A+is+a+neuronal+semaphorin+receptor+that+controls+axon+guidance.">Plexin A is a neuronal semaphorin receptor that controls axon guidance.</a> Cell. 95 (7), 903-916 (1998).</li><li>Yang, D. S., Roh, S., Jeong, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+axon+guidance+function+of+Rap1+small+GTPase+is+independent+of+PlexA+RasGAP+activity+in+Drosophila.">The axon guidance function of Rap1 small GTPase is independent of PlexA RasGAP activity in Drosophila.</a> Dev. Biol. 418 (2), 258-267 (2016).</li><li>Yu, H. H., Araj, H. H., Ralls, S. A., Kolodkin, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+transmembrane+Semaphorin+Sema+I+is+required+in+Drosophila+for+embryonic+motor+and+CNS+axon+guidance.">The transmembrane Semaphorin Sema I is required in Drosophila for embryonic motor and CNS axon guidance.</a> Neuron. 20 (2), 207-220 (1998).</li><li>Hartenstein, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+Embryonic+Development.">Stages of Embryonic Development.</a> Atlas of Drosophila. development. , 52 (1993).</li><li>Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+mechanisms+of+axon+guidance.">Molecular mechanisms of axon guidance.</a> Science. 298 (5600), 1959-1964 (2002).</li><li>Kidd, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roundabout+controls+axon+crossing+of+the+CNS+midline+and+defines+a+novel+subfamily+of+evolutionarily+conserved+guidance+receptors.">Roundabout controls axon crossing of the CNS midline and defines a novel subfamily of evolutionarily conserved guidance receptors.</a> Cell. 92 (2), 205-215 (1998).</li><li>Pasterkamp, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Getting+neural+circuits+into+shape+with+semaphorins.">Getting neural circuits into shape with semaphorins.</a> Nat. Rev. Neurosci. 13 (9), 605-618 (2012).</li></ol>

O autor declara que não tem interesses financeiros concorrentes.

Os detalhes dos defeitos de orientação do axônio do motor são mais rápidos e com melhor precisão pela preparação em filetes de embriões corados com DAB do que por microscopia confocal de varredura laser de marcadores fluorescentes. Portanto, a preparação em fileira de embriões corados fixos e 1D4 é mais adequada para a caracterização funcional de moléculas de orientação. Quatro principais classes de dicas de orientação, incluindo netrins, Slits, semaforas (Semas) e ephrins, e seus receptores cognatos têm papéis evolutivamente conservados em vermes, moscas e vertebrados 20 . Entre as moléculas familiares de rotatória (Robo) que atuam como receptores para Slits, Drosophila Robo foi identificada pela primeira vez para mediar a função de orientação repulsiva no SNC 6 , 21 . Semas são uma grande família de moléculas de orientação que se ligam a complexos receptores contendo plexina 22 . A função de orientação do axônio de SemasFoi descoberto pela primeira vez no gafanhoto CNS 14 . Posteriormente, a semaforina transmembranar de classe 1 Sema-1a foi amplamente caracterizada em Drosophila . Sema-1a, que funciona não apenas como um ligando para a plexa A, mas também como receptor para um ligando desconhecido, desempenha um papel importante na repulsão axônica-axônica em pontos de escolha específicos durante o desenvolvimento neuronal embrionário 15 , 16 , 17 , 18 ( Figura 2C ). Há algumas etapas comuns de solução de problemas que podem ocorrer com o protocolo atual. Em primeiro lugar, nas etapas 3.9-3.13, os embriões podem ser desinfetados com baixa eficiência se forem usados ​​embriões demais ou muito pequenos no procedimento de desviantemização de metanol. Neste caso, recomenda-se a utilização de um volume de cama de 40-80 μL de embriões fixos para a destiademinação no passo 3.5. Em segundo lugar, emPs 3.9-3.13, a coloração fraca de X-Gal pode acontecer no caso de uma exposição mais longa ao metanol ou remoção incompleta de heptano, uma vez que o metanol usado como um fixador destrói a atividade de β-Gal. Neste caso, é melhor que o procedimento de desativação usando metanol nas etapas 3.9-3.13 seja realizado o mais rápido possível. Além disso, o heptano residual que é solubilizado em metanol pode interferir com a coloração; Portanto, é melhor remover o máximo de metanol possível nas etapas 3.11-3.13. O protocolo atual de preparação em filetes pode ser aplicado a telas genéticas de perda de função e de ganho de função para identificar novos genes que estão envolvidos na identificação do axônio do motor e no reconhecimento do alvo. No entanto, uma desvantagem deste protocolo é que é bastante demorado para dissecar embriões fixos para gerar preparações em filetes. Para superar este problema, a caracterização fenotípica das projeções axonais pode ser monitorada em uma preparação de montagem total de embutidos com 1D4Ryos, embora este método forneça visualização de baixa resolução das projeções axonais na periferia. No entanto, o protocolo de preparação de montagem total provou ser uma abordagem eficiente para rastrear genes de orientação axônica 4 . Um protocolo alternativo usando a dissecação ao vivo de embriões marcados com fluorescência foi desenvolvido recentemente para a triagem sistemática 11 . O protocolo de dissecação ao vivo permite uma preparação relativamente rápida para a análise fenotípica 11 . No entanto, este protocolo não é adequado para embriões anteriores ao início do estágio 17 11 . O protocolo de preparação em filetes descrito aqui pode ser usado para examinar padrões de expressão protéica com diferentes anticorpos. Além disso, este protocolo também pode ser aplicado aos embriões de Drosophila em vários estágios de desenvolvimento.

As conexões precisas e seletivas entre axônios motores e músculos alvo durante o desenvolvimento embrionário são essenciais para a locomoção normal em larvas de Drosophila . O padrão embrionário de 30 fibras musculares em cada um dos hemisegmentos abdominais A2-A7 é estabelecido pelo estágio 16 1 . Os 36 neurônios motores que são gerados no nervo ventral prolongam seus axônios na periferia para inervar os músculos alvo específicos 2 . A identificação do mecanismo axonal do motor e o reconhecimento do alvo podem ser visualizados por imuno-histoquímica com um anticorpo (anticorpo monoclonal de mouse 1D4) 3 , 4 . Múltiplas imagens dos padrões de projeção do axônio do motor em embriões de tipo selvagem estão disponíveis na web 5 . O anticorpo 1D4 rotula todos os axônios motores e três fascículos do axônio longitudinal em cada lado da linha mediana do sistema nervoso central embrionário (SNC) 4 </sUp&gt; , 6 ( Figura 1C e Figura 2A ). Portanto, a imuno-histoquímica com anticorpo FasII fornece uma poderosa ferramenta para identificar os genes necessários para a conectividade neuromuscular para demonstrar mecanismos moleculares subjacentes à orientação do axônio motor e ao reconhecimento do alvo. Em cada um dos hemisegamentos abdominais A2-A7, os axônios motores projetam e se fasciculam seletivamente em dois ramos nervosos principais, o nervo segmentar (SN) e o nervo intersegmental (ISN) 2 , 4 e um ramo nervoso menor, o nervo transversal (TN ) 7 . O SN seletivamente defascicula para dar origem a dois ramos do nervo chamados SNa e SNc, enquanto a ISN se divide em três ramos do nervo chamado ISN, ISNb e ISNd 2 , 4 . Entre eles, o ISN do motor ISN, ISNb e SNaOs padrões de projeção são visualizados de forma mais precisa quando os embriões do estágio final 16 são corados com anticorpo FasII e são fileados ( Figura 1C e Figura 2A ). Os neurônios motores ISN estendem seus axônios para inervar os músculos dorsais 1, 2, 3, 4, 9, 10, 11, 18, 19 e 20 2 , 4 ( Figura 2A ). Os neurônios motores ISNb inervam os músculos ventrolatares 6, 7, 12, 13, 14, 28 e 30 2 , 4 ( Figura 2A e 2B). O ramo do nervo SNa projeta para inervar os músculos laterais laterais 5, 8, 21, 22, 23 e 24 2 , 4 ( Figura 2A ). O TN, que consiste em dois axônios motores, projeta-se ipsilateralmente ao longo da borda segmentar para inervar o músculo 25 e faz sinapses com o neurônio dendrítico bipolar lateral (LBD) noPeriferia 7 ( Figura 2A ). Essas inervações musculares alvo exigem não apenas a defasciculação seletiva de axônios motores em pontos de escolha específicos, mas também o reconhecimento muscular alvo. Além disso, algumas células putativas mesposéricas de guia que atuam como objetivos intermediários foram encontradas nas vias ISN e SNa, mas não ao longo da via ISNb 4 . Isso pode sugerir que a direção do axônio do motor ISNb pode ser regulada de forma distinta em relação à orientação do axônio do motor ISN e SNa, e também indica que a orientação axônica do motor periférico fornece um modelo experimental atraente para estudar os papéis diferenciais ou conservados de uma única guia de orientação Molécula 8 . Este trabalho apresenta um método padrão para visualizar os padrões de projeção axonal de neurônios motores embrionários em Drosophila . Os protocolos descritos incluem como dissecar embriões fixos corados com 1D4 aNitido e processado em 3,3&#39;-diaminobenzidina (DAB) para preparações em filetes. Uma vantagem crítica das preparações planas de embriões fixos é a melhor visualização das projeções axonais e dos padrões musculares na periferia. Além disso, este trabalho também mostra como genótipos embriões fixos para classificar os embriões mutantes desejados usando o método de coloração LacZ.

<table><tbody><tr><td>Bovine Serum Albumin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7906</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X100</td><td>t-Octylphenoxypolyethoxyethanol</td></tr><tr><td>16% Paraformaldehyde Solution</td><td>Ted Pella</td><td>18505</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5886</td><td></td></tr><tr><td>Potassium Chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5405</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Phosphate Dibasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>30435</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Phosphate Monobasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>71500</td><td></td></tr><tr><td>X-Gal Substrate</td><td>US Biological</td><td>X1000</td><td>X-Gal (5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-b-D-galactoside galactopyranoside)</td></tr><tr><td>Dimethyl Sulfxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D4540</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium Chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>Potassium hexacyanoferrate(II) trihydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9387</td><td></td></tr><tr><td>Potassium hexacyanoferrate(III)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>244023</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen Peroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>216763</td><td></td></tr><tr><td>3,3&#039;-diaminobenzidine Tetrahydrochloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5905</td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>US Biological</td><td>A0930</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Fisher Scientific</td><td>S5-3</td><td></td></tr><tr><td>Tegosept (Methy 4-Hydroxybenzoate)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H5501</td><td></td></tr><tr><td>Culture Dish (60 mm)</td><td>Corning</td><td>430166</td><td></td></tr><tr><td>Tricon Beaker</td><td>Simport</td><td>B700-100</td><td>This is used to make a plastic beaker cage for embryo collection.</td></tr><tr><td>Yeast</td><td>Societe Industrielle Lesaffre</td><td>Saf Instant Yeast Red</td><td></td></tr><tr><td>Cotton Swab (Wooden Single Tip Cotton PK100)</td><td>VWR</td><td>14220-263</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Tube (1.5 ml)</td><td>Sarstedt</td><td>#72.690</td><td></td></tr><tr><td>Bleach</td><td>The Clorox Company</td><td>Clorox</td><td></td></tr><tr><td>Heptane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>246654</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>J.T. Baker</td><td>UN1230</td><td></td></tr><tr><td>Normal Goat Serum</td><td>Life Technologies</td><td>16210-064</td><td></td></tr><tr><td>Anti-FasciculinII Antibody</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td>1D4 anti-Fasciclin II</td><td></td></tr><tr><td>Goat Anti-mouse-HRP Antibody</td><td>Jackson Immunoresearch</td><td>115-006-068</td><td>AffiniPure F(ab&#039;)&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; Fragment Goat Anti-Mouse IgG+IgM (H+L)&lt;br/&gt; (min X Hu, Bov, Hrs Sr Prot</td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G9012</td><td></td></tr><tr><td>Slide Glass</td><td>Duran Group</td><td>235501403</td><td></td></tr><tr><td>Coverslip</td><td>Duran Group</td><td>235503104</td><td>18 x 18 mm</td></tr><tr><td>1 ml Syringe</td><td>Becton Dickinson Medical(s)</td><td>301321</td><td></td></tr><tr><td>Tungsten Needle</td><td>Ted Pella</td><td>#27-11</td><td>Tungsten Wire, &amp;oslash;0.13mm/6.1m (&amp;oslash;.005&quot;/20 ft.)</td></tr><tr><td>Nutator (Mini twister)</td><td>Korean Science</td><td>KO.VS-96TWS</td><td>Alternatively, BD Clay Adams Brand Nutator (BD 421125)</td></tr></tbody></table>

visualization of the axonal projection pattern of embryonic motor neurons in drosophila

O estabelecimento de circuitos neuromusculares funcionais depende de conexões precisas entre desenvolvimento de axônios motores e músculos alvo. Os neurônios motores estendem os cones de crescimento para navegar por caminhos específicos, respondendo a uma grande quantidade de pistas de orientação axônica que emanam do ambiente extracelular circundante. O reconhecimento do alvo do cone de crescimento também desempenha um papel crítico na especificidade neuromuscular. Este trabalho apresenta um protocolo de imuno-histoquímica padrão para visualizar as projeções de neurônios motores de embriões de Drosophila melanogaster em estágio final 16. Este protocolo inclui algumas etapas importantes, incluindo um procedimento de genotipagem, para classificar os embriões mutantes desejados; Um procedimento de imunomarquação, para marcar embriões com anticorpo fasciclin II (FasII); E um procedimento de dissecação, para gerar preparações em filetes a partir de embriões fixos. As projeções do axônio do motor e os padrões musculares na periferia são muito melhor visualizados em preparações planas de embriões em filetes do que em whEmbriões de montagem clara. Portanto, a preparação em fileira de embriões fixos corados com anticorpo FasII fornece uma ferramenta poderosa para caracterizar os genes necessários para a identificação do mecanismo axonal do motor e o reconhecimento do alvo, e também pode ser aplicado tanto às telas genéticas de perda de função como de ganho de função .

As conexões precisas entre axônios motores e músculos alvo durante o desenvolvimento neural dependem da repulsão axônica-axônica seletiva e do reconhecimento de alvo em pontos de escolha específicos 4 . Em Drosophila , a repulsão seletiva entre axônios motores é em parte regulada pela ação combinada de semaforinas de classe 1 e 2 (Semas), incluindo Sema-1a, Sema-2a e Sema-2b 8 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18 . Portanto, a perda da função Sema-1a freqüentemente resulta na falha dos axônios do ISNb para defascicular em pontos de escolha específicos, fazendo com que eles exibam uma morfologia anormalmente espessa (seta na Figura 2C ). Em embriões de tipo selvagem, pelo menos 7 neurônios motores se estendem e fasciculam seus axônios para formar um ISNb nervo ramo ( Figura 2A ). Quando o ramo nervoso de ISNb atinge um ponto de escolha, que está localizado entre os músculos 6 e 7, dois axônios são seletivamente defasciculados do feixe de ISNb principal e posteriormente inervam os músculos 6 e 7 ( Figura 2B ). No ponto de escolha seguinte, que está localizado entre os músculos 6, 13 e 30, outros três axônios motores seletivamente defasciculam para inervar os músculos 13, 14 e 30 ( Figura 2B ). Os dois axônios restantes se estendem dorsalmente para alcançar o último ponto de escolha perto da borda do músculo 12, inervando assim o músculo 12 na direção oposta ( Figura 2B ). Estes resultados mostram claramente que o protocolo de preparação em filetes fornece uma ferramenta útil para estudar os genes necessários para a orientação do axônio motor. <img alt="figura 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55830/55830fig1.jpg" /> <strFigura 1: Estadiamento de embriões com base nos padrões de projeção dos axônios motores ISN e ISNb. ( A ) Em estágios tardios, 16 embriões de tipo selvagem, A7, A8 e A9 Os nervos ISN (setas) convergem para se tocarem (seta). O anterior é esquerdo e o ventral está para baixo. A barra de escala = 15 μm. ( B ) Em embriões de tipo selvagem de meio-estágio-16, o nervo A7 ISN se estende em paralelo com os nervos A8 / A9 (suporte quadrado). As setas indicam os nervos A7, A8 e A9 ISN. O anterior é esquerdo e o ventral está para baixo. A barra de escala = 15 μm. ( C ) Preparação em feno de embriões de tipo selvagem de fase final 16, corados com anticorpo FasII. Os eixos de projeção (setas) dos nervos A6 ISNb esquerdo e direito estão aproximadamente alinhados com a extremidade posterior dos fascículos do axônio longitudinal do SNC (linha preta). Os segmentos abdominais A1-A7 são rotulados no topo. O anterior é deixado. A barra de escala = 15 μm. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55830/55830fig1large.jpg" target="_blank">Sentido</a>Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Figura 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55830/55830fig2.jpg" /> Figura 2: Padrões de projeção do axônio do motor em embriões mutantes de tipo selvagem e Sema-1a . ( A - C ) Preparação em feno de embriões de fase 16 em fase tardia corados com anticorpo FasII. O anterior é esquerdo e o ventral está para baixo. Diagramas esquemáticos que mostram os padrões de projeção axonal representados em cada painel. As barras de escala = 15 μm. ( A ) Uma fotografia de campo brilhante de dois hemisegamentos abdominais seqüenciais, A3 e A4, em embriões de tipo selvagem. Três feixes axônicos longitudinais bilateralmente simétricos estão presentes no SNC. Os padrões de inervação normais dos axônios motores ISNb, SNa, ISN e TN são indicados pelas caixas e uma flecha na periferia. O neurônio dendrítico bipolar lateral (LBD), que inerva os músculos alários, é indicadoEd por uma ponta de flecha. No diagrama esquemático, são apresentados os ramos nervosos e padrões de inervação dos neurônios motores ISNb (em marrom), SNa (em azul), ISN (em verde) e TN (em amarelo) e seus músculos alvo. As posições do corpo celular desses neurônios motores no SNC também são mostradas em suas próprias cores. ( B ) Em embriões de tipo selvagem, os axônios ISNb projetam para os músculos ventrolaterais, que são numerados e inervam em pontos de escolha específicos (setas na imagem DIC). ( C ) Nos mutantes de perda de função de Sema-1a , os axônios ISNb freqüentemente falham em defascicular uns dos outros entre os músculos 6 e 13 (cabeçote na imagem DIC). <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55830/55830fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

Este trabalho detalha um método de imuno-histoquímica padrão para visualizar as projeções de neurônios motores de embriões de Drosophila melanogaster em estágio final 16. A preparação em fileira de embriões fixos corados com anticorpo FasII fornece uma ferramenta poderosa para caracterizar os genes necessários para a identificação do axônio do motor e o reconhecimento do alvo durante o desenvolvimento neural.

Visualização do Padrão de Projeção Axonal de Neurônios de Motor Embrionários em<em&gt; Drosophila</em

The establishment of functional neuromuscular circuits relies on precise connections between developing motor axons and target muscles. Motor neurons ...

visualization-axonal-projection-pattern-embryonic-motor-neurons

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

7.7K visualizações.  Chonbuk National University.  Este trabalho detalha um método de imuno-histoquímica padrão para visualizar as projeções de neurônios motores de embriões de Drosophila melanogaster em estágio final 16. A preparação em fileira de embriões fixos corados com anticorpo FasII fornece uma ferramenta poderosa para caracterizar os genes necessários para a identificação do axônio do motor e o reconhecimento do alvo durante o desenvolvimento neural. 

Vídeo: Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of its convenient genetics and fully sequenced genome. Additionally, the larval nervous system is an ideal model system to study mechanisms of axonal transport as the larval segmental nerves contain bundles of axons with their cell bodies located within the brain and their nerve terminals ending along the length of the body. Here we describe the procedure for visualization of synaptic vesicle proteins within larval segmental nerves. If done correctly, all components of the nervous system, along with associated tissues such as muscles and NMJs, remain intact, undamaged, and ready to be visualized. 3rd instar larvae carrying various mutations are dissected, fixed, incubated with synaptic vesicle antibodies, visualized and compared to wild type larvae. This procedure can be adapted for several different synaptic or neuronal antibodies and changes in the distribution of a variety of proteins can be easily observed within larval segmental nerves.

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster larvae provide an ideal model system to investigate the mechanisms of axonal transport within larval segmental nerves. Using this procedure, 3rd instar larvae carrying various mutations can be compared to wild type larvae.

Visualização de Larval Nervos segmentar em 3 Rd Instar Drosophila Preparações larval

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of ...

Neurociência

Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

The Drosophila embryo is an attractive model system for investigating the cellular and molecular basis of neuronal development. Here we describe the procedure for the visualization of Drosophila embryonic nervous system using antibodies to neuronal proteins. Since the entire embryonic peripheral nervous and central nervous systems are well characterized at the level of individual cells (Dambly-Chaudi&egrave;re et al., 1986; Bodmer et al., 1987; Bodmer et al., 1989), any aberrations to these systems can be easily identified using antibodies to different neuronal proteins. The developing embryos are collected at certain times to ensure that the embryos are in the proper developmental stages for visualization. After collection, the outer layers of the embryo, the chorion membrane and the vitelline envelope that surrounds the embryo, are removed before fixation. Embryos are then incubated with neuronal antibodies and visualized using fluorescently labeled secondary antibodies. Embryos at stages 12-17 are visualized to access the embryonic nervous system. At stage 12 the CNS germ band starts shortening and by stage 15 the definitive pattern of the commissure has been achieved. By stage 17 the CNS contracts and the PNS is fully developed (Campos-Ortega et al. 1985). Thus changes in the pattern of the PNS and CNS can be easily observed during these developmental stages.

Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

We describe the procedure to prepare staged Drosophila embryos for the visualization of the embryonic nervous system during embryogenesis.

Visualização do Sistema Nervoso embrionárias no Whole-mount Drosophila Os embriões

The Drosophila embryo is an attractive model system for investigating the cellular and molecular basis of neuronal development. Here we describe the ...

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic development and axonal wiring. Recently the dendritic arborization (DA) sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system (PNS) have become powerful genetic models in which to elucidate both general and class-specific mechanisms of neuron differentiation.
There are four main DA neuron classes (I-IV)1. They are named in order of increasing dendrite arbor complexity, and have class-specific differences in the genetic control of their differentiation2-10. The DA sensory system is a practical model to investigate the molecular mechanisms behind the control of dendritic morphology11-13 because: 1) it can take advantage of the powerful genetic tools available in the fruit fly, 2) the DA neuron dendrite arbor spreads out in only 2 dimensions beneath an optically clear larval cuticle making it easy to visualize with high resolution in vivo, 3) the class-specific diversity in dendritic morphology facilitates a comparative analysis to find key elements controlling the formation of simple vs. highly branched dendritic trees, and 4) dendritic arbor stereotypical shapes of different DA neurons facilitate morphometric statistical analyses.
DA neuron activity modifies the output of a larval locomotion central pattern generator14-16. The different DA neuron classes have distinct sensory modalities, and their activation elicits different behavioral responses14,16-20. Furthermore different classes send axonal projections stereotypically into the Drosophila larval central nervous system in the ventral nerve cord (VNC)21. These projections terminate with topographic representations of both DA neuron sensory modality and the position in the body wall of the dendritic field7,22,23. Hence examination of DA axonal projections can be used to elucidate mechanisms underlying topographic mapping7,22,23, as well as the wiring of a simple circuit modulating larval locomotion14-17.
We present here a practical guide to generate and analyze genetic mosaics24 marking DA neurons via MARCM (Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker)1,10,25 and Flp-out22,26,27 techniques (summarized in Fig. 1).

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

The dendritic arborization sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system are useful models to elucidate both general and neuron class-specific mechanisms of neuron differentiation. We present a practical guide to generate and analyze dendritic arborization neuron genetic mosaics.

Análise morfológica de Drosophila Larval sensorial periférica Dendrites Neuron e axônios Usando Mosaicos Genéticos

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic ...

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the proteins involved in these pathways are evolutionarily conserved between mammals and other eukaryotes, such as the fruit fly Drosophila melanogaster, suggesting that similar organizing principles exist during the development of these organisms. Importantly, Drosophila has been used extensively to identify cellular and molecular mechanisms regulating processes that are required in mammals including neurogenesis, differentiation, axonal guidance, and synaptogenesis. Flies have also been used successfully to model a variety of human neurodevelopmental diseases. Here we describe a protocol for the step-by-step microdissection, fixation, and immunofluorescent localization of proteins within the adult Drosophila brain. This protocol focuses on two example neuronal populations, mushroom body neurons and retinal photoreceptors, and includes optional steps to trace individual mushroom body neurons using Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker (MARCM) technique. Example data from both wild-type and mutant brains are shown along with a brief description of a scoring criteria for axonal guidance defects. While this protocol highlights two well-established antibodies for investigating the morphology of mushroom body and photoreceptor neurons, other Drosophila brain regions and the localization of proteins within other brain regions can also be investigated using this protocol.

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

This protocol describes the dissection and immunostaining of adult Drosophila melanogaster brain tissues. Specifically, this protocol highlights the use of Drosophila mushroom body and photoreceptor neurons as example neuronal subsets that can be accurately used to uncover general principles underlying many aspects of neuronal development.

Dissecção e imunofluorescência coloração de cogumelo corpo e fotoreceptor neurônios em cérebros adultos Drosophila melanogaster

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the ...

Biologia do Desenvolvimento

Preparation of Drosophila Central Neurons for in situ Patch Clamping

Short generation times and facile genetic techniques make the fruit fly Drosophila melanogaster an excellent genetic model in fundamental neuroscience research. Ion channels are the basis of all behavior since they mediate neuronal excitability. The first voltage gated ion channel cloned was the Drosophila voltage gated potassium channel Shaker1,2. Toward understanding the role of ion channels and membrane excitability for nervous system function it is useful to combine powerful genetic tools available in Drosophila with in situ patch clamp recordings. For many years such recordings have been hampered by the small size of the Drosophila CNS. Furthermore, a robust sheath made of glia and collagen constituted obstacles for patch pipette access to central neurons. Removal of this sheath is a necessary precondition for patch clamp recordings from any neuron in the adult Drosophila CNS. In recent years scientists have been able to conduct in situ patch clamp recordings from neurons in the adult brain3,4 and ventral nerve cord of embryonic5,6, larval7,8,9,10, and adult Drosophila11,12,13,14. A stable giga-seal is the main precondition for a good patch and depends on clean contact of the patch pipette with the cell membrane to avoid leak currents. Therefore, for whole cell in situ patch clamp recordings from adult Drosophila neurons must be cleaned thoroughly. In the first step, the ganglionic sheath has to be treated enzymatically and mechanically removed to make the target cells accessible. In the second step, the cell membrane has to be polished so that no layer of glia, collagen or other material may disturb giga-seal formation. This article describes how to prepare an identified central neuron in the Drosophila ventral nerve cord, the flight motoneuron 5 (MN515), for somatic whole cell patch clamp recordings. Identification and visibility of the neuron is achieved by targeted expression of GFP in MN5. We do not aim to explain the patch clamp technique itself.

Preparation of Drosophila Central Neurons for in situ Patch Clamping

In situ patch clamp recordings are used for electrophysiological characterization of neurons in intact circuitry. In the Drosophila genetic model patch clamping is difficult because the CNS is small and surrounded by a robust sheath. This article describes the procedure to remove the sheath and clean neurons for subsequent patch clamp recordings.

Preparação de<em&gt; Drosophila</em&gt; Os neurônios centrais para<em&gt; In situ</em&gt; Patch aperto

Short generation times and facile genetic techniques make the fruit fly Drosophila melanogaster an excellent genetic model in fundamental neuroscience ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Marcação de células individuais no Sistema Nervoso Central de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle

The majority of work on the neuronal specification has been carried out in genetically and physiologically tractable models such as C. elegans, Drosophila larvae, and fish, which all engage in undulatory movements (like crawling or swimming) as their primary mode of locomotion. However, a more sophisticated understanding of the individual motor neuron (MN) specification&#8212;at least in terms of informing disease therapies&#8212;demands an equally tractable system that better models the complex appendage-based locomotion schemes of vertebrates. The adult Drosophila locomotor system in charge of walking meets all of these criteria with ease, since in this model it is possible to study the specification of a small number of easily distinguished leg MNs (approximately 50 MNs per leg) both using a vast array of powerful genetic tools, and in the physiological context of an appendage-based locomotion scheme. Here we describe a protocol to visualize the leg muscle innervation in an adult fly.

Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle

Here we describe a protocol to visualize the axonal targeting with a florescent protein in adult legs of Drosophila by fixation, mounting, imaging, and post-imaging steps.

Visualizar Drosophila perna neurônio Motor axônios através da cutícula adulto

The majority of work on the neuronal specification has been carried out in genetically and physiologically tractable models such as C. elegans, Drosophila ...

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an embryonic fillet preparation by a microinjector. Each motor neuron whose membrane is contacted by the droplet can then be rapidly labeled. Individual motor neurons are continuously labeled, enabling fine structural details to be clearly visualized. Given that lipophilic dyes come in various colors, the technique also provides a means to get adjacent neurons labeled in multicolor. This tracing technique is therefore useful for studying neuronal morphogenesis and synaptic connectivity in the motor neuron system of Drosophila.

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

We describe a method for retrograde tracing of the Drosophila embryonic motor neurons using lipophilic fluorescent dyes.

Rastreamento retrógrado de neurônios motores embrionários drosophila usando corantes fluorescentes lipofílicos

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an ...

Visualization of Motor Axon Navigation and Quantification of Axon Arborization In Mouse Embryos Using Light Sheet Fluorescence Microscopy

Spinal motor neurons (MNs) extend their axons to communicate with their innervating targets, thereby controlling movement and complex tasks in vertebrates. Thus, it is critical to uncover the molecular mechanisms of how motor axons navigate to, arborize, and innervate their peripheral muscle targets during development and degeneration. Although transgenic Hb9::GFP mouse lines have long served to visualize motor axon trajectories during embryonic development, detailed descriptions of the full spectrum of axon terminal arborization remain incomplete due to the pattern complexity and limitations of current optical microscopy. Here, we describe an improved protocol that combines light sheet fluorescence microscopy (LSFM) and robust image analysis to qualitatively and quantitatively visualize developing motor axons. This system can be easily adopted to cross genetic mutants or MN disease models with Hb9::GFP lines, revealing novel molecular mechanisms that lead to defects in motor axon navigation and arborization.

Here, we describe a protocol for visualizing motor neuron projection and axon arborization in transgenic Hb9::GFP mouse embryos. After immunostaining for motor neurons, we used light sheet fluorescence microscopy to image embryos for subsequent quantitative analysis. This protocol is applicable to other neuron navigation processes in the central nervous system.

Visualização do axônio Motor navegação e quantificação do axônio arborização em embriões de rato usando microscopia de fluorescência folha de luz

Spinal motor neurons (MNs) extend their axons to communicate with their innervating targets, thereby controlling movement and complex tasks in ...

Retrograde Labeling of Drosophila Motor Neurons Using Fluorescent Lipophilic Dyes

<a href='https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/60716/retrograde-tracing-drosophila-embryonic-motor-neurons-using'>Source: Inal, M. A. et. al., Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes. J. Vis. Exp. (2020)</a>This video demonstrates the method of retrograde labeling of Drosophila motor neurons using lipophilic dyes. The dye enters the axon, travels retrogradely, and labels the neurons green, allowing detailed visualization of their morphology and projections under a confocal microscope.

Source: Inal, M. A. et. al., Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes. J. Vis. Exp. (2020)This video ...

Visualização do Padrão de Projeção Axonal de Neurônios de Motor Embrionários em

Resumo

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Visualização de Larval Nervos segmentar em 3^Rd Instar Drosophila Preparações larval