Un modèle murin orthotopique de cancer de l’ovaire utilisant le stroma humain pour favoriser les métastases

La greffe orthotopique de cellules cancéreuses de l’ovaire mélangées à des cellules stromales humaines fournit un modèle de souris qui présente un comportement métastatique rapide et diffus caractéristique du cancer de l’ovaire humain. Ce modèle permet également d’étudier les interactions entre les cellules tumorales et les cellules stromales, ainsi que leur rôle dans la progression tumorale et les métastases.

Le cancer de l’ovaire se caractérise par des métastases précoces et diffuses, 70 % des femmes ayant une maladie métastatique au moment du diagnostic. Bien qu’il existe d’élégants modèles de souris transgéniques du cancer de l’ovaire, ces souris sont chères et mettent beaucoup de temps à développer des tumeurs. Les modèles de xénogreffes par injection intrapéritonéale sont dépourvus de stroma humain et ne modélisent pas avec précision les métastases du cancer de l’ovaire. Même les xénogreffes dérivées de patients (PDX) ne récapitulent pas entièrement le microenvironnement stromal humain, car les passages en série de PDX démontrent une perte significative de stroma humain. La capacité de modéliser facilement le cancer de l’ovaire humain dans un microenvironnement stromal physiologiquement pertinent est un besoin non satisfait. Ici, le protocole présente un modèle murin orthotopique de cancer de l’ovaire utilisant des cellules cancéreuses de l’ovaire humaines combinées à des cellules souches mésenchymateuses associées au carcinome dérivé du patient (CA-MSC). Les CA-MSC sont des cellules progénitrices stromales, qui stimulent la formation du microenvironnement stromal et favorisent la croissance et les métastases du cancer de l’ovaire. Ce modèle développe et diffuse précocement des métastases imitant la présentation clinique. Dans ce modèle, les cellules cancéreuses de l’ovaire exprimant la luciférase sont mélangées dans un rapport de 1:1 avec des CA-MSC et injectées dans la bourse ovarienne de souris NSG. La croissance tumorale et les métastases sont suivies en série au fil du temps à l’aide de l’imagerie par bioluminescence. Les tumeurs qui en résultent se développent de manière agressive et forment des métastases abdominales 14 jours après l’injection. Les souris ont connu une diminution significative du poids corporel comme marqueur de maladie systémique et d’augmentation du fardeau de la maladie. Au 30e jour après l’injection, les souris répondaient aux critères d’évaluation de > 10 % de perte de poids corporel et de métastases intra-abdominales confirmées par nécropsie chez 100 % des souris et de 60 à 80 % de métastases hépatiques pulmonaires et parenchymateuses. Collectivement, la greffe orthotopique de cellules cancéreuses de l’ovaire et de cellules de stroma génère des tumeurs qui imitent étroitement le comportement métastatique précoce et diffus du cancer de l’ovaire humain. De plus, ce modèle fournit un outil pour étudier le rôle des interactions entre les cellules cancéreuses de l’ovaire et les cellules du stroma dans la progression métastatique.

Le cancer de l’ovaire est une maladie mortelle avec le 5^e taux de mortalité le plus élevé de tous les cancers chez les femmes¹. La plupart des femmes atteintes d’un cancer de l’ovaire sont diagnostiquées à un stade avancé, avec une propagation métastatique présente chez 70 % des patientes au moment du diagnostic. Des facteurs tels que les métastases précoces et le stade avancé au moment du diagnostic contribuent aux taux de mortalité élevés observés avec cette maladie. De plus, ces caractéristiques uniques de la maladie ont posé un défi pour l’établissement de modèles murins de cancer de l’ovaire, y compris la reproduction de la migration rapide de la maladie dans la cavité péritonéale ^2,3,4.

La pathogenèse du cancer de l’ovaire, y compris la propagation péritonéale, est facilitée par la formation d’un microenvironnement tumoral favorable (TME) qui comprend de nombreux éléments⁵. L’un des composants essentiels de l’ETM du cancer de l’ovaire est la cellule souche mésenchymateuse associée au carcinome (CA-MSC). Les CSM-CA sont des cellules progénitrices stromales qui améliorent l’initiation, la croissance, la résistance à la chimiothérapie et les métastases^du cancer de l’ovaire ^6,7. Les CSM-AC favorisent également la formation de l’EUT du cancer de l’ovaire en stimulant la fibrose associée à la tumeur, en induisant l’angiogenèse et en modifiant le microenvironnement immunitaire ^6,8,9. Compte tenu des fonctions puissantes des CSM-AC dans l’EUT du cancer de l’ovaire, la modélisation du cancer de l’ovaire humain dans un microenvironnement stromal physiologiquement pertinent est essentielle pour étudier la progression du cancer de l’ovaire et les métastases.

Récemment, des modèles de souris transgéniques ont gagné en popularité dans l’étude des métastases spontanées du cancer de l’ovaire. Cependant, les souris transgéniques sont coûteuses et présentent une évolution prolongée dans le temps pour le développement d’une maladie métastatique. Bien que d’autres modèles murins disponibles, tels que le modèle intrapéritonéal et les xénogreffes dérivées de patientes (PDX), aient des intervalles de temps métastatiques relativement courts, ils ne récapitulent pas complètement les métastases du cancer de l’ovaire en raison de l’absence d’un microenvironnement stromal pertinent 10,11,12. Pour tenter de surmonter ce défi, cette étude présente un modèle murin de cancer de l’ovaire orthotopique utilisant des cellules cancéreuses de l’ovaire humaines combinées à des CA-MSC dérivées de patientes. Dans le modèle décrit ici, la combinaison de CA-MSCs avec des cellules cancéreuses de l’ovaire génère des tumeurs avec des métastases précoces et diffuses, comme le démontre la présence de métastases intra-abdominales chez 100 % des souris dans les 30 jours suivant l’injection.

Les échantillons de patients ont été prélevés conformément aux protocoles approuvés par l’IRB de l’Université de Pittsburgh (PRO17080326). Les méthodes expérimentales sur les animaux ont été menées selon le protocole approuvé par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de Pittsburgh.

1. Isolement et validation de cellules souches mésenchymateuses associées au carcinome dérivé de patients (CA-MSC)

REMARQUE : Les CSM-AC sont dérivées de tissus cancéreux de l’ovaire humain réséqués chirurgicalement (cette étude utilise un carcinome séreux de haut grade), y compris la trompe de Fallope, l’ovaire et/ou les dépôts métastatiques omentaux. Le milieu CA-MSC est préparé à partir de MEBM (milieu basal à cellules épithéliales mammaires) complété par 10 % de FBS inactivé par la chaleur, 1x B27, 20 ng/mL d’EGF, 1 ng/mL d’hydrocortisone, 5 μg/mL d’insuline, 100 μM de β-mercaptoéthanol, 10 ng/mL de β-FGF, 1 % de pénicilline/streptomycine et 20 μg/mL de gentamicine ^7,13.

1. Isolement CA-MSC
   1. À l’aide d’un scalpel stérile et d’une pince, divisez l’échantillon de tissu en morceaux d’environ 1 mm³ . Placez trois morceaux de tissu dans chaque puits d’une plaque de culture cellulaire à 6 puits.
      REMARQUE : 0,2 g de tissu tumoral peut être coupé en 12 morceaux et peut être distribué dans quatre puits d’une plaque de culture cellulaire à 6 puits.
   2. Ajouter une fine couche de média CA-MSC, environ 1 mL pour chaque puits. Placez la plaque de culture cellulaire dans un incubateur humidifié à 37 °C dans 5 % de CO₂.
   3. Après 24 h, retirez le support avec précaution sans déranger les morceaux de tissu. Ajouter environ 1 mL de milieu frais dans chaque puits. Pipetez le support lentement sans déranger les attaches des tissus. Replacez la plaque de culture cellulaire dans un incubateur humidifié à 37 °C dans 5 % de CO₂.
      REMARQUE : Examinez le tissu avec un microscope inversé tous les jours et changez le milieu comme décrit à l’étape 1.1.3 chaque fois que des cellules mortes sont visualisées dans le milieu de culture.
   4. Après 7 jours, retirez les morceaux de tissu en prélevant le tissu à l’aide d’une pince stérile et lavez les cellules adhérentes une fois avec du PBS (PBS sans Ca²⁺/Mg²⁺, 1 mL par puits). Ensuite, ajoutez du milieu CA-MSC frais (2 mL par puits) et placez la plaque de culture cellulaire dans un incubateur humidifié à 37 °C dans 5 % de CO₂.
2. Expansion des CA-MSC
   1. Lorsque les CA-MSC commencent à se développer à partir du tissu à l’intérieur de la plaque à 6 puits, examinez les cellules avec un microscope inversé tous les deux jours pour assurer la croissance cellulaire. Une fois que les cellules atteignent 90 % de confluence, procédez aux étapes suivantes.
   2. Aspirez le milieu de la plaque de culture cellulaire, puis lavez les cellules une fois avec 1 à 2 mL de PBS par puits (PBS sans Ca²⁺/Mg²⁺).
   3. Ajouter 300 μL par puits d’une solution de trypsine à 0,05 % et d’EDTA à 0,02 % (trypsine/EDTA). Faites pivoter la plaque de culture cellulaire pour couvrir les cellules de trypsine/EDTA et remettez la plaque de culture cellulaire dans l’incubateur pendant 2 à 3 minutes ou jusqu’à ce que les cellules se détachent.
   4. Ajouter un milieu CA-MSC frais pour inactiver la trypsine (1 mL par puits) et remettre les cellules en suspension. Centrifugeuse à 300 x g pendant 5 min. Retirez le surnageant et remettez les cellules en suspension avec un milieu de croissance. Transférez les cellules remises en suspension dans une fiole de^{25 cm 2} d’un volume total de 5 mL de milieu de culture.
      REMARQUE : Les cellules prélevées dans trois puits de plaque de culture cellulaire à 6 puits peuvent être transférées dans une fiole de^{25 cm 2}. Les cellules doivent être testées pour détecter la présence de mycoplasmes (selon un protocole de détection des mycoplasmes établi, comme la PCR), car elles proviennent de tissus humains réséqués chirurgicalement^14,15.
   5. Une fois que les cellules ont atteint une confluence de 70 % à 80 %, transférez les cellules d’une fiole de^{25 cm 2} à une fiole de^{75 cm 2} en suivant les étapes 1.2.2 à 1.2.4 décrites précédemment. Agrandissez les cellules tous les 5 à 7 jours pour obtenir le numéro de cellule nécessaire à la validation CA-MSC et à la procédure d’inoculation orthotopique.
      REMARQUE : Étant donné que les CSM-AC sont des cellules dérivées de patients, le temps de doublement cellulaire diffère entre les lignées cellulaires. La plupart des CA-MSC ont besoin de 3 à 4 jours pour doubler leur nombre. Cependant, certains CA-MSC ont besoin de 5 à 7 jours pour doubler en nombre. Les CA-MSC peuvent être franchis 8 à 10 fois. Après le passage 10, les CA-MSC peuvent sénescer ou se différencier.
3. Validation CA-MSC
   1. Validation de l’expression de surface des CA-MSC : Utiliser 0,5 x 10⁶ CA-MSC (environ 70 % de confluence dans un flacon de 75 cm²) pour l’analyse cytométrique en flux afin de s’assurer que les CA-MSC expriment les marqueurs de surface appropriés tels que définis par les lignes directrices de l’International Society for Cellular Therapy, comme décrit précédemment (CD73/CD90/CD105 positif ; CD45/CD34/CD14 ou CD11b/CD79a ou CD19/HLA-DR négatif)^7,16. Confirmez le nombre de cellules après trypsinisation et comptez à l’aide d’un hémocytomètre avec exclusion des cellules mortes en bleu trypan.
      REMARQUE : Si l’analyse par cytométrie en flux démontre que les cellules sont pures à <90 %, triez les cellules pour la population CA-MSC.
   2. Validation de la différenciation des CA-MSC : Pour valider la différenciation de la lignée, ensemencez les CA-MSC dans un puits d’une plaque de 6 puits à une densité cellulaire de 5 x 10⁴ cellules/puits dans 2 mL de milieu MSC (un puits par condition de différenciation). Après 24 h, changer le milieu pour le milieu de différenciation approprié pour induire la différenciation adipocytaire, chondrocytaire et ostéocytaire, comme décrit précédemment ^7,16.
      REMARQUE : Selon les directives de l’ISCT, les CSM doivent démontrer une différenciation in vitro en au moins deux lignées (adipocytes, chondrocytes ou ostéocytes).
4. Le jour de la procédure d’injection de souris prévue, prélevez les cellules en suivant les étapes 1.2.2 et 1.2.4. Ensuite, comptez les cellules à l’aide d’un hémocytomètre avec exclusion du bleu trypan pour la viabilité et remettez les cellules en suspension dans un milieu CA-MSC à une densité de 1 x 10⁸ cellules/mL (0,5 x 10⁶ CA-MSC par injection). Placez les cellules en suspension sur de la glace.
   REMARQUE : En général, au moins 1 x 10⁷ CA-MSC peuvent être dérivés d’un échantillon de tumeur (0,2 g de tissu). Cela permet d’utiliser une seule lignée de CSM-AC dérivée du patient pour la plupart des expériences sur la souris. Il est possible de combiner des cellules de base de l’ovaire provenant de différentes patientes, mais nous recommandons qu’elles soient dérivées du même sous-type histologique de cancer de l’ovaire. La plupart des lignées CA-MSC mettent 2 mois et/ou 6-7 passages pour atteindre 1 x 10⁷ cellules. Les CA-MSC peuvent être congelés à l’aide d’un milieu de congélation cellulaire standard et stockés indéfiniment dans de l’azote liquide pour une utilisation ultérieure.

2. Préparation des cellules cancéreuses de l’ovaire

1. Maintenir les cellules OVCAR3-Luc dans un milieu DMEM avec 10 % de sérum de veau fœtal (FBS) et de la pénicilline/streptomycine (pénicilline : 100 unités/mL, streptomycine : 0,1 mg/mL). Cellules de culture à 37 °C dans un incubateur humidifié à 5 % de CO₂ .
2. Le jour de l’injection, prélevez les cellules OVCAR3-Luc en suivant les étapes suivantes.
   1. Tout d’abord, aspirez le milieu de la fiole de culture cellulaire et lavez les cellules une fois avec 5 à 7 mL de PBS par fiole de 75 cm² (PBS sans Ca²⁺/Mg²⁺). Aspirer le PBS et ajouter la solution de trypsine/EDTA (2 mL par flacon de² cm de 75 cm). Ensuite, retournez le ballon de culture cellulaire dans l’incubateur pendant 3 à 5 minutes ou jusqu’à ce que les cellules se détachent.
   2. À l’aide de la microscopie, assurez-vous de la trypsinisation complète des cellules (assurez-vous que toutes les cellules sont détachées du ballon de culture). Pour arrêter la trypsinisation, ajoutez du DMEM frais contenant du sérum dans le ballon (2 à 3 ml par flacon de 75 cm² ) et remettez les cellules en suspension. À l’aide d’une pipette, transférez les cellules dans un tube conique de 15 ml.
   3. Centrifugeuse à 300 x g pendant 5 min. Retirez le surnageant et remettez les cellules en suspension avec un milieu de croissance. Ensuite, comptez les cellules et remettez-les en suspension dans le milieu de croissance à une densité de 1 x 10⁸ cellules/mL (0,5 x 10⁶ cellules OVCAR3-Luc par injection). Placez les cellules en suspension sur de la glace.

3. Inoculation orthotopique

1. Préparation de la suspension cellulaire
   1. Mélangez des cellules CA-MSC et OVCAR-Luc dans un rapport de 1:1.
   2. Décongeler la matrice de la membrane basale gelée dans un bain de glace. Ensuite, ajoutez la suspension cellulaire préparée à l’étape 3.1.1 à la matrice de la membrane basale selon un rapport de 1:1 (concentration finale de la cellule : 1 x 10⁶/ 20 μL de matrice de membrane basale moyenne) et mélangez soigneusement. Les suspensions cellulaires préparées doivent être conservées dans un bain de glace jusqu’à leur utilisation.
      REMARQUE : Il s’agit d’un rapport CA-MSC de 1:1 entre CA-MSC et OVCAR-Luc basé sur l’expérience antérieure avec le modèle mentionné. Des travaux antérieurs démontrent que les CSM-AC sont généralement dans un rapport de 1:10 avec les cellules tumorales lorsqu’elles sont quantifiées directement à partir des tissus du patient. Comme nous l’expliquons ci-dessous, en commençant par un rapport CA-MSC de 1:1 entre les cellules tumorales et les cellules tumorales, on obtient un rapport approximatif de 1:10 entre les cellules CA-MSC et les cellules tumorales aux sites primaires et métastatiques aux points finaux expérimentaux en utilisant ce modèle.
2. Chirurgie
   REMARQUE : La chirurgie doit être effectuée dans des conditions stériles et des instruments chirurgicaux stériles doivent être utilisés. Il est recommandé d’utiliser des souris femelles NSG à l’âge de 8 semaines pour ce modèle orthotopique.
   1. Anesthésier la souris par inhalation avec de l’isoflurane (4 % pour l’induction, 2 % pour l’entretien) et de l’oxygène (100 %, débitmètre 0,5-1 L/min). Placez la souris sur le système de cône nasal pré-chirurgical. Pour administrer l’anesthésie tout au long de la chirurgie (voir les instructions détaillées ci-dessous), insérez la tête de la souris dans le système de cône nasal du vaporisateur d’isoflurane.
   2. Injectez par voie sous-cutanée à la souris 5 mg/kg de carprofène, un analgésique préchirurgical, avec une seringue à insuline.
   3. À l’aide d’une tondeuse, rasez la partie caudale gauche de la souris entre le bord costal et le fémur. Stérilisez la zone rasée avec une solution de povidone iodée et des tampons d’alcool. Ensuite, transférez la souris dans le système de cône nasal chirurgical et ajustez l’isoflurane à 1,5 % pour l’anesthésie d’entretien.
   4. Faites une incision cutanée horizontale de 1 à 2 cm à environ 2 à 3 cm sous le bord costal. Saisissez le péritoine pariétal à l’aide d’une pince et élevez-le (le péritoine apparaîtra brillant et sera caractérisé par des dépôts de tissu adipeux). Faites une incision de 1 cm dans le péritoine pariétal pour ouvrir la cavité abdominale.
   5. Observez l’accumulation de tissu adipeux entourant l’ovaire de souris (la bourse ovarienne) lors de l’entrée péritonéale. Utilisez des pinces incurvées pour saisir et exposer la bourse ovarienne. Tout en saisissant fermement l’ovaire à l’aide de la pince, injectez 20 μL de la suspension cellulaire préparée à l’étape 3.1.2 dans la bourse.
   6. Remettez délicatement l’ovaire dans la cavité abdominale. À l’aide d’une suture résorbable à l’acide polyglycolique 6-0 attachée à une aiguille, rapprochez les bords de l’incision péritonéale pariétale. Fermez l’incision cutanée à l’aide de pinces à plaie.
   7. Retirez la souris du cône nasal et placez-la dans une cage propre séparée sous une lumière chauffante jusqu’à ce qu’elle reprenne conscience et maintienne sa position couchée sternale. Ensuite, remettez la souris dans sa cage.
   8. Surveillez les souris tous les jours pendant 3 à 7 jours après la chirurgie. Placez une tasse de gel de carprofène dans les cages des souris pour contrôler la douleur. Retirez les clips de plaie 7 à 10 jours après l’opération.

4. Surveillance hebdomadaire de la croissance tumorale et du poids corporel de la souris

1. Système d’imagerie in vivo (IVIS) : À partir de la première semaine après l’inoculation orthotopique, effectuez une imagerie in vivo toutes les semaines pendant les 3 à 4 prochaines semaines.
   1. Préparez la solution de D-luciférine (substrat de la luciférase des lucioles) en dissolvant 15 mg dans 1 mL de PBS et en filtrant à travers une membrane de 0,22 μm pour la stérilisation.
   2. Faites fonctionner l’IVIS en suivant les instructions du fabricant. Cliquez sur l’icône du bureau du logiciel Living Image . Ensuite, dans le panneau de configuration d’acquisition IVIS, sélectionnez Initialiser. Cette étape peut prendre jusqu’à 10-15 min. Pendant ce temps, préparez les souris pour l’imagerie.
   3. Anesthésier chaque souris à l’aide de la chambre d’isoflurane connectée à IVIS (2 % à 4 % d’isoflurane et débitmètre d’oxygène à 0,5 à 1 L/min). Injecter la D-luciférine (100 μL/10 g de poids corporel) par injection intrapéritonéale à l’aide d’une seringue à insuline.
   4. Replacez l’animal injecté de luciférine dans la chambre d’isoflurane.
      REMARQUE : Il est important de noter le temps d’injection afin de maintenir un temps cohérent entre l’injection de luciférine et les performances d’imagerie tout au long de l’étude.
   5. Transférez la souris anesthésiée dans la chambre d’imagerie et réglez le système d’imagerie sur les paramètres appropriés. Ensuite, acquérez l’image au moment opportun.
   6. Après avoir enregistré les images, retirez les souris de la chambre d’imagerie et remettez-les dans leurs cages respectives.
      REMARQUE : Les CSM-CA peuvent également être marquées à l’aide d’un marqueur fluorescent et la migration/co-métastase des cellules CA-MSCs et OVCAR3-Luc est surveillée in vivo à l’aide d’un canal fluorescent sur l’IVIS.

5. Évaluation des CA-MSC : dépôts métastatiques de cellules tumorales

1. Une fois leur critère d’évaluation prédéfini atteint (gain de poids >20 % avec présence d’ascite, perte de poids <10 %, ulcération tumorale, score de conditionnement corporel de 2 ou moins de¹⁷), euthanasier les souris conformément aux normes institutionnelles de bien-être animal.
2. Effectuez une nécropsie sur chaque souris individuellement. Placez une aiguille stérile de 18 g par voie intra-péritonéale pour aspirer l’ascite. Ensuite, exposez la cavité thoracique et abdominale. Quantifier la maladie métastatique macroscopique par l’inspection visuelle de l’implication tumorale des organes murins¹⁸.
3. Retirez le tissu tumoral à l’aide d’un scalpel stérile et soit i) fixez-le dans du paraformaldéhyde pour une éventuelle incorporation de paraffine, ii) congelez-le et incorporez-le dans un milieu d’enrobage de cryostat en vente libre, iii) congelez-le pour l’analyse de l’ADN, de l’ARN ou des protéines en aval, ou iv) dissociez-le en cellules uniques pour la cytométrie en flux ou l’isolement FACS.
   REMARQUE : Les CA-MSC restent viables dans ce modèle et peuvent être réisolés pour les applications en aval. Selon l’objectif de l’étude, les interactions CA-MSC avec les cellules tumorales peuvent être étudiées par des approches immunohistochimiques, des approches de cytométrie en flux ou le maintien de cellules réisolées en culture.

L’approche décrite imite étroitement le microenvironnement de soutien du cancer de l’ovaire (en particulier, le carcinome séreux de haut grade) par co-injection de cellules souches mésenchymateuses dérivées de patientes (CA-MSC) et de cellules cancéreuses de l’ovaire dans la bourse ovarienne. Tout d’abord, les CSM-CA ont été isolées d’un cancer de l’ovaire séreux humain primitif, réséqué chirurgicalement, impliquant l’épiploon (toutes les CSM-CA utilisées da...

Malgré d’importants efforts cliniques et de recherche, peu de progrès ont été réalisés dans le traitement et la prévention du cancer de l’ovaire¹. Bien qu’une variété de modèles murins aient été utilisés pour étudier la progression du cancer de l’ovaire et les métastases, ces modèles ont été confrontés à des limites importantes. En particulier, les modèles murins précédents n’ont pas été en mesure de récapituler entièrement l?...

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Nous tenons à remercier le Programme d’échantillons biologiques en oncologie gynécologique Promark pour son aide dans le prélèvement de tissus. LGC est soutenu par la bourse Tina’s Wish Rising Star et la Fondation Mary Kay.