Name: protocol for the solid-phase synthesis of oligomers of rna containing a 2'-o-thiophenylmethyl modification and characterization via circular dichroism
Uploaded: 2017-07-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 37 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Protocol for the Solid-phase Synthesis of Oligomers of RNA Containing a 2'-O-thiophenylmethyl Modification and Characterization via Circular Dichroism at JoVE

이 원고의 작성은 Colorado University Denver (JMRE)의 창업 자금을 통해 지원되었습니다. AF는 연구 및 창조 활동 상 (RaCAS, CU Denver)에서 지원을 인정하고자합니다. 콜로라도 주립 대학 덴버 연구 서비스 사무소 (University of Colorado Denver)에서 기부금을 충당하기 위해 자금을 지원합니다. 비디오 부분에 공헌 한 Cassandra Herbert 선생님과 Yannick K. Dzowo 선생님 께 감사드립니다.

1. RNA Oligonucleotides의 고상 합성 <ol><li> 각 포스 포르 아미 다이 트를 함유 한 용액의 제조 (표 1). <ol><li> 뉴클레오타이드의 수를 세고 각 염기에 해당하는 n + 1 방정식 (n = 뉴클레오타이드의 수)에 맞추고 표에 누락 된 값을 기입하십시오. 용적 = 0.1 M 농도의 뉴클레오타이드 당 0.15 mL, 무수 아세토 니트릴에 용해. </li><li> 오븐 건조한 10 mL 앰버 병 (Septum Top Amber 394 Amidite 13 mm ID x 20 mm OD Top)에 각 phosphoramidite를 칭량하고 건조제가 들어있는 데시 케이 터를 사용하여 진공 상태로 즉시 놓습니다. </li><li> 건조한 아르곤으로 데시 케이 터를 채우고, 병을 꺼낸 다음, 해당 아세토 니트릴 (무수)의 양으로 즉시 희석하여 기기에 고정시킵니다. 참고 : 항상 기밀 식 주사기를 사용하고 무수 대기를 유지하십시오. </li><li> 병에서 셉터를 제거하고 m 위에 놓습니다.achine, 병 변경 기능을 통해. 참고 :이 과정은 합성하기 전에 라인을 프라임하기 위해 각 솔루션의 추가 0.15 mL (따라서 위의 n + 1 공식에서 초과 부피)가 필요합니다. </li></ol></li><li> 소프트웨어를 사용한 시퀀스 및 고체상 합성의 설정 ( 그림 3 ). <ol><li> 소프트웨어 아이콘 ( 예 : OligoNet 1.0.1)을 클릭하고 기기 이름&gt; 확인을 선택하십시오. 파일&gt; 새 합성&gt; 순서 로 새 합성을 만듭니다. </li><li> 입력 : 날짜; RunID; 악기 선택; 시퀀스 이름; 서열 (5 &#39;에서 3&#39;말단). 순환에서 이전에 작성된 메소드를 지정하십시오 ( 그림 3 ). 끝 절차 ( CPG 수지에 결합 된 올리고 뉴클레오타이드 잎)&gt; 수동을 선택하십시오. </li><li> DMT Off&gt;를 선택하십시오 (합성 마지막 단계에서 5&#39;-OH 그룹을 얻는 마지막 단계에서 TCA 처리) . 파일 저장&gt; 다른 이름으로 저장실험의 이름을 제공하십시오. </li><li> 파일을 보내어 합성을 시작하십시오. 순서&gt; 신디사이저에 순서를 보내고 열을 선택하십시오. 1-4 . 신시사이저 창을 열고 trityl 모니터를 선택하십시오 | 기능 | trity | 모든 단계를 선택하십시오 . </li><li> 한 번에 합성 할 올리고 뉴클레오타이드의 수에 따라 필요에 따라 단계를 반복하십시오 (모든 주문은 동일한 방법, 즉 동일한 커플 링 시간 및 일련의 사건을 가져야 함). </li><li> 합성 시작 합성기&gt; 시작 준비 . 측량기에 표시된 위치에 원하는 3 &#39;끝이있는 기둥을 놓습니다. 장비에서 시작&gt; 아니오 (ABI 준비 용)를 클릭 하십시오 . </li><li> 합성이 완료되면, 칼럼을 장비에서 꺼내어 둥근 바닥 플라스크에 넣고 약 0.5 시간 동안 감압 건조시킵니다. 참고 : 짙은 주황색이 랜드에서 관찰되는지 확인하는 것이 좋습니다옴 커플 링 (단계 1.2.4 - 1.2.7)을 사용하여 트리 틸 모니터 기능에서 발생할 수있는 오류를 피하십시오. </li></ol></li><li> RNA oligonucleotides의 탈 보호 및 정제. <ol><li> 검정색 뚜껑을 비틀어 컬럼을 열고 흰색 레진을 1.6 mL 원심 분리 튜브로 모두 옮깁니다 (필요에 따라 또는 목적에 따라 절반). 메틸 아민 (물에서 40 %) / 암모니아 (물에서 40 %) 0.5 mL를 1 : 1로 첨가한다. </li><li> Parafilm으로 원심 분리 튜브 캡을 고정하고 열 블록을 사용하여 1.5 시간 동안 60 ° C로 가열합니다. 참고 : 암모니아 농도가 반응 튜브 내부에서 일정하게 유지되도록 튜브 위에 무거운 물체를 올려 놓을 수 있습니다. </li><li> 가열 블록에서 꺼내 천천히 실온으로 식힌다. 샘플을 간단히 원심 분리하여 내용물을 회전시킨 다음 상징액을 새로운 원심 분리 튜브로 옮긴다. </li><li> 액체 질소 (또는 드라이 아이스 / 에탄올 욕조)에 튜브를 담그고 샘플을 얼려서 방치하면서 건조시킵니다감압하에 원심 분리기에 넣는다. </li><li> 0.4 mL의 triethylamine / N- methylpyrrolidinone / triethylamine-trihydrofluoride (2 : 2 : 3 비율) 용액에 고체를 재현 탁한다. 1.5 시간 동안 60 ℃로 가열 한 후 실온으로 서서히 냉각시킨다. </li><li> 0.04 mL의 NaOAc 용액 (3M, pH 5.5 - HCl로 조정)을 첨가 한 후 피펫 팁으로 부드럽게 섞는다. 에탄올 (1 mL)을 넣고 ca. -70 ℃ (드라이 아이스 / 에탄올 욕) 15 분. </li><li> 15,000 rpm 및 4 ° C에서 10 분간 원심 분리하십시오. 분액을 추출하고 결과 펠렛을 감압하에 건조 시키려면 피펫을 사용하십시오. </li><li> 수득 된 고체를 로딩 완충액 (0.2 mL, 90 % 수성 포름 아미드, 1 mM EDTA)에 재현 탁시키고, 혼합물이 균질해질 때까지 혼합한다. </li><li> 이전에 준비한 폴리 아크릴 아마이드 젤 (20 % denaturing, 잘 치수 : 30cm x 1mm) 위에 현탁액을 적재하십시오. 22 . </li><li> 브로 모 페놀 블루 마커가 1 / 2-2 / 3 사이에있을 때까지 겔을 통해 전류를가한다.(젤 치수 : ~ 21.5 cm x 30 cm). </li><li> 스탠드에서 젤을 꺼내고 젤 내용물을 유리에서 플라스틱 포장 (양면으로 덮음)으로 옮기고 실리카 (254 nm의 형광 염료를 포함)로 덮인 얇은 층 크로마토 그래피 (TLC) 판 위에 올려 놓아 밴드를 시각화합니다 자외선 램프 (λ max = 254 nm)를 사용하여 측정 하였다. </li><li> 마커를 사용하여 위쪽 밴드가있는 위치를 묘사하고 새 면도날을 사용하여 자릅니다. 50 ML 원추형 튜브에 RNA가 들어있는 젤 (플라스틱 포장 없음)을 놓고 유리 막대를 사용하여 작은 조각으로 밟아. </li><li> 겔 잔류 물을 NaCl aq에 현탁시킨다. 용액 (2 mM 및 1 mM EDTA)에 현탁시키고 37 ℃에서 12 시간 동안 현탁액을 흔든다. 10 분 동안 원추형 튜브를 원심 분리하십시오. </li><li> 역상 C18 카트리지를 사용하여 탈염하십시오. <ol><li> 다음과 같이 세척하여 10mL 주사기를 사용하여 카트리지를 준비하십시오 : 아세토 니트릴 (10 mL) H 2 O (2 회, 10 mL) 중 5 mM NH4 Cl aq. 용액 (3 mL) RNA가 포함 된 용액으로 겔 잔류 물을 부어서는 안됩니다. </li><li> H 2 O로 (세 번, 10 ml)로 세척 하였다. </li><li> 60 % aq. 메탄올 용액 (3 mL) </li></ol></li><li> 감압 농축하고 RNase가없는 물 (0.3 mL)에 재용 해한다. </li><li> 묽은 용액 (10 μL)을 준비하고 자외선 vis 스펙트럼 (200-450 nm)을 측정하기 위해 UV-vis 장비 ( 예 : Nanodrop)에 1 μL를 침전시킵니다. </li><li> Beer Lambert의 법칙을 사용하여 얻은 용액의 농도를 결정하십시오 : <img alt="방정식 1" src="/files/ftp_upload/56189/56189eq1.jpg" /> 여기서 A = 얻어진 흡광도; ε = 계산 된 몰 흡광 계수; c = 농도, 1mm의 경로 길이에 대해 l = 0.1이다. </li><li> 올리고 뉴클레오타이드의 몰 흡광 계수를 계산하십시오. 온라인 계산기로 계산DINAMelt 소프트웨어 (http://unafold.ra.albany.edu/?q=dinamelt)를 사용하는 경우 23 </li></ol></li><li> MALDI-TOF를 통한 농도 측정 및 특성 분석. <ol><li> 시료를 C18 팁으로 적재 된 피펫 팁을 사용하여 MALDI 플레이트에 올려 놓고 각 올리고 뉴클레오타이드를 관찰한다. <ol><li> 팁을 50 % 아세토 니트릴 (10 μL x 2)로 씻으십시오. 팁을 0.1 % 트리 플루오로 아세트산 (TFA; 10 μL × 2)로 평형화한다. tip을로드하십시오 (일반적으로 100-150 pmol). </li><li> 팁을 0.1 % TFA (10 μL x 2)로 씻은 다음 물 (10 μL x 2)로 씻으십시오. </li><li> 원하는 매트릭스를 포함하는 용액으로 시료를 용리십시오. 우리는 : 10 μL 25 MM - 2,4,6 - trihydroxyacetophenone 일 수화물 (THAP), 10 MM 암모늄 구연산염, 그리고 50 % 아세토 니트릴에 300 MM 암모늄 불화물의 솔루션을 사용. </li><li> 0.9 μL을 입금하고 (공기 건조 후) 필요에 따라 절차를 반복하여 MALDI 플레이트에 직접 놓습니다. 참고 : 모든 스펙트럼은 리플렉터 포지티브 모드에서 얻습니다. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. CD 를 통한 RNA 구조 분석 <ol><li> CD 용 솔루션 준비. <ol><li> 수정 된 RNA [3 μM], NaCl [10 mM], 인산 나트륨 완충액 [10 mM, pH 7.2] 및 MgCl 2 [5 mM]을 함유하는 0.25 mL를 준비한다. 이 샘플은 그대로 분석을위한 준비가되어 있습니다. 특히 그것이 단 분자 변환을 나타내는 경우. </li><li> 이중 구조 또는이 분자 전이를 분석하는 것이 목표 인 경우,이 시점에서 보체 (해당되는 경우 1 몰 당량)를 추가하거나 아래 단계를 계속 수행하십시오. </li><li> 샘플을 90 ° C로 예열 한 열 블록에 올려 놓고 열을 꺼서 실내 온도 (일반적으로 2 ~ 4 시간)로 서서히 식히십시오. </li></ol></li><li> 스펙트럼 획득 <ol><li> 빈 용액 (NaCl 10mM, 인산 나트륨 10mM, pH 7.3, MgCl 2 5mM)을 옮기고o 마이크로 큐벳 (경로 길이 1cm, 최소 용량 250 μL)을 채우고 샘플 체인저 홀더 위치에 놓습니다. </li><li> RNA가 들어있는 시료를 다른 마이크로 큐벳으로 옮기고 시료 교환기에 넣습니다. 열 변성 전이를 측정 할 때는 수성 층을 파괴하지 않고 조심스럽게 오일 베드를 넣고 테프론 테이프를 사용하여 큐벳의 캡을 고정시킵니다. </li><li> 질소 탱크를 열어 계기에 위치한 공기 플로터를 ca.로 이동시키는 흐름을 제공하십시오. 40. 냉각기를 켜십시오. </li><li> 기기를 켜고 소프트웨어 Spectra Manager 아이콘을 연 다음 획득 윈도우 Spectra Measurement 를 엽니 다. </li><li> 획득하기 전에 장비를 5 분 동안 질소로 퍼지하십시오. </li><li> Measure&gt; Parameters를 사용하여 스펙트럼을 획득하고 다음과 같이 매개 변수 를 조정하십시오 : <ol><li> 일반 아래에서 다음을 선택하십시오. 스캔 200-350 nm; 채널 CD 및 HT : 데이터피치 0.1nm; 100nm / 분에서 스캐닝 속도; 1nm에서의 밴드 폭; 5의 누적 횟수. </li><li> 세포 단위 아래에서 20 ° C를 선택하십시오. 제어 하에 셔터가 자동으로 열리고 닫힙니다를 선택하십시오. 정보 아래에서 이름, 농도, 운영자를 선택하십시오. </li><li> 데이터 아래에서 원하는 폴더를 찾습니다. 확인을 클릭하십시오. </li></ol></li><li> 측정&gt; 샘플 측정 을 통해 샘플 체인저 1-6 에서 큐벳의 위치를 ​​확인한 후 OK를 클릭하십시오. </li></ol></li><li> 열 변성 전이를 취하는 경우 : <ol><li> 획득 소프트웨어 닫기 파일&gt; 종료 및 새 프로그램 가변 온도 측정&gt; 측정&gt; 매개 변수를 엽니 다. </li><li> 원하는대로 조정할 수있는 열 전환을 기록하려면 다음 매개 변수를 적용하십시오. <ol><li> 온도 에서 시작 온도 를 선택하십시오 : 4 ° C; 간격 : 0.2; 고마워rget : 90 ℃; 기울기 : 1 ℃ / 분; 0 초 기다린다. Start / End 에서 Start condition &amp; end condition을 원하는대로 선택하십시오. </li><li> General (일반 ) 아래에서 3 Channels, CD / HT / Abs를 선택합니다. 대역폭 : 1 nm; 파장 : 270 nm (또는 원하는대로). 제어 에서 없음을 선택하십시오. 정보 에서 이름, 농도, 운영자를 선택하십시오. </li><li> 데이터 아래에서 원하는 폴더를 찾습니다. 확인을 클릭하십시오. </li></ol></li><li> 샘플을 4 ° C로 냉각시키고 스펙트럼 측정을 얻기 전에이 온도에서 5 분 동안 기다리십시오. </li></ol></li><li> 스펙트럼에 대한 데이터 작업. <ol><li> 소프트웨어의 기능을 사용하여 대상 획득에서 공백 스펙트럼을 뺀 다음 사용중인 버퍼 시스템에서 발생하는 백그라운드 신호를 고려하십시오 : Spectra Analysis&gt; File&gt; Open . </li><li> 빈 파일과 스펙트럼 파일이 열리면 뷰 1 (화면의 왼쪽)에서보기 2를 드래그하십시오. </li><li> Pr을 클릭하십시오.ocessing&gt; 빼기&gt; 확인 또는 데이터 교환&gt; 확인 . </li><li> ASCII 파일로 데이터 추출 : 파일&gt; 내보내기 를 선택하고 ASCII를 선택하십시오. </li><li> 소프트웨어를 사용하여 해당 스펙트럼을 그립니다. 신호 대 잡음비가 예상보다 낮을 경우 데이터 평활화는 선택 사항입니다. 이 변환은 평활화 데이터 옵션을 적용하여 적용 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 열 변성 전이에 대한 데이터 작업. <ol><li> JASCO 파일의 데이터를 ASCII 파일로 추출합니다. </li><li> 타원율 점을 온도의 함수로 플롯합니다. 일반적으로 조사되는 파장에 따라 데이터의 평활화가 필요합니다. 어떤 경우에는 210 nm에서 파장을 사용하면 평탄화가 필요한 플롯간에 큰 차이가 나타났습니다. 그러나 샘플 및 농도에 따라 여러 가지 계산이 원시 데이터를 사용하여 수행되었습니다. </li><li> 열 덴트를 계산하려면aturation transition (T m ) 값은 곡선의 1 차 미분을 얻습니다. 최대 또는 최소값은이 매개 변수를 나타냅니다. 이전 단계 에서처럼 가장 정확한 값을 얻으려면 데이터를 부드럽게 처리해야하는 경우가있었습니다. 참고 : 실험은 일반적으로 3 회 수행되어 측정에 해당하는 평균 및 표준 편차가 발생했습니다. </li></ol></li></ol>

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이 원고의 취지는 DNA 또는 RNA의 올리고 뉴클레오타이드의 합성을 성공적으로 달성하거나 향상시키기위한 분야의 연구자, 초보자 또는 전문가에게 가이드 역할을하는 것입니다. 설명 된 방법론은 표준 phosphoramidite 화학을 통해 자동화 된 DNA / RNA 합성기를 사용하는 고상 합성의 사용에 중점을 둡니다. 보고서는 RNA dodecamer의 합성, 정제 및 특성 분석을 단계별로 설명합니다. 또한, CD의 사용은 2 차 ?...

DNA / RNA의 올리고 뉴클레오타이드를 얻기위한 고상 합성은 포스 포르 아미 다이 빌딩 블록 4를 사용하는 1970 년대 1 , 2 , 3 이후 여러 분야에서 여러 분야에서 응용되고있다. 그 광범위한 영향의 예는 다음과 같습니다 : 클릭 화학 반응을 통한 라벨링에 미치는 영향 5 , 구조적 탐침 6 및 안티센스 기술 7 , 생물학적 메커니즘 8 , 9 , 유전 물질 10의 출처 및 다양한 천연 및 / 또는 화학적 변형 11 , 12를 포함 한다. 우리가 여기에서 사용하는 변형은 포함하는 RNA 올리고 뉴클레오타이드를 얻기위한 우리의 노력의 첫 번째 단계를 나타낸다.이 중요한 생체 고분자의 구조와 기능을 일시적으로 제어 할 수있는 광활성 프로브. 5 &#39;- [CUA CG G A AU CAU] -3&#39;/ 5 &#39;- [AUG AUU CCG UAG] -3&#39;(밑줄 친 위치는 C2&#39;- O- 티오 페닐 메틸 변형의 도입을 나타낸다. )이 연구의 초점을 구성합니다. 이 서열은 RNA 가닥의 단일 가닥 또는 이들의 상응하는 이중 구조 (다른 2 차 구조는 열역학적으로 안정한 것으로 예측되지 않음)의 정량 및 측정을 가능하게하기 위해 선택되었다. CD는 구조 파라미터, 즉 이중 형성 및 열 변성 전이를 확립하는 데 사용되었습니다. 합성 이러한 올리고 뉴클레오타이드를 얻는 전반적인 절차는 그림 1 에 나와 있으며 단계별 프로세스를 따르고 있습니다 : 자동화 된 고체상 합성 → Depr→ 정제 → 정량 → 특성화. 그림 2 는이 절차에서 필요한 단량체 단위를 표시합니다. RNA의 고체상 합성 (도 2 좌측) 및 예 G, A 및 C에 친 핵성 엑소 사이 클릭 아민을위한 염기 - 불안정성 보호기의 사용이 포스 화학에 기초한다는 점에서 DNA의 것과 유사 아세틸, 벤조일, 페녹시 아세틸, t- 부틸 또는 N , N- 디메틸 포름 아미드 ( 도 2 , 오른쪽). C2&#39;-OH 그룹 (데 옥시 올리고 뉴클레오타이드 바이오 폴리머에서 결핍 됨)의 존재로 인해 RNA에서 고려해야 할 또 하나의 측면은이 친 핵성 위치의 보호 및 후속 탈 보호에 통합되어야하는 추가 단계이다. 이와 관련하여, 실리콘 기반의 보호 그룹은 biorthogonal moieties (특정tert- 부틸 디메틸 실릴 (TBDMS) 및 트리 이소 프로필 실릴 옥시 메틸 (TOM)기를 대중적인 선택 ( 도 2 , 좌측 하단)으로 사용하여 불소 존재 하에서 탈 보호시켰다. 이 작업에서 표준화 된 phosphoramidite 화학을 사용하는 DNA / RNA 합성기에서 자동 합성을 수행했습니다. 인스트루먼트의 제조업체 설정에는 DNA 용 인산염 버전을 사용하는 경우 자동 희석 단계가 포함되며 사용자가 설정 한 양으로 희석하는 옵션이 포함됩니다. 그러나, 우리는 RNA phosphoramidite의 중량을 측정하고 수동으로 희석하기로 결정했다. 1) 표준 RNA의 가격은 더 높다 (어떤 경우에는 50 배 이상 비싸다). 2) 개질 된 포스 포르 아미 다이 트는 종종 소량으로 얻어진다; 3) 자동화 된 희석 단계 (제조자에 의해 설정 됨)를 사용할 때 낭비되는 물질의 양이 많다. 또한, 1) 상업적으로 입수 가능한 고체 지지체3 &#39;말단으로 기능하는 보호 된 핵 염기를 포함하는 핵산 ( 예 , CPG); 및 2) C2&#39;- O- 위치에서 TBDMS 그룹으로 보호 된 상업적 포스 포르 아미 다이 트 (표준 핵 염기). RNA 합성을 위해 조정 된 단계에 대한 자세한 설명과 설명과 함께 합성 단계의 자세한 목록이 그림 3 과 표 1 에 나와 있습니다. 또한, 그림 4 는 각각의 트리 트리 틸화 단계에서 방출 된 트리 튬 양이온을 정량화하는 &#39;Trityl Monitor&#39;옵션을 선택한 후 모든 단계에서 관찰되는 단계별 수율을 보여줍니다. 전형적으로, 우리의 경험에서, 제한 요인은 원하는 변형을 함유하는 포스 포르 아미 다이 트를 얻는 것이었다는 점은 주목할 가치가있다. 즉, 선택 사이트에서 수정 사항을 통합 할 수있는 합성 방법론을 개발하는 것입니다. 이 보고서에서 우리는우리가 상응하는 합성 방법론 인 C2&#39;- O- 티오 페닐 메틸기를 확립 한 변형 된 뉴클레오타이드의 혼입. 이 그룹은 크기가 작으며 어떤 방식 으로든 고상 합성에 영향을 미치지 않습니다. 이 그룹을 RNA의 올리고 뉴클레오타이드에 혼입시키는 것이 구조적 및 열역학적 파라미터 4 와 함께보고 되었기 때문에, 변형 된 포스 포르 아미 다이 트를 유도하는 유기 합성의 어떠한 측면도 본원에서 기술되지 않을 것이다. 탈 보호, 정제 및 특성화 외래 아민 및 β- 시아 노 에틸 기의 탈 보호는 CPG- 수지로부터의 절단과 동일한 단계에서 일어난다. 우리는 AMA의 수용액의 존재 하에서 얻어진 수지를 가열하고, 플루오 라이드 이온의 존재하에 C2&#39;- O- 실릴기를 절단하고,이어서 겔을 통해 정제하는 통상적으로 사용되는 조건을 적용 하였다전기 영동. 이들이 많은 경우에 표준 조건이되었지만, 염기성 조건이나 불소 이온에 불안정한 변형은 메탄올 / 탄산 칼륨 (MeOH / K 2 CO 3 ) 또는 부틸 아민과 같은 보다 온화한 조건 13 , 14 가 필요할 수 있습니다. 따라서, 대응하는 포스 포르 아미 다이 트상의 상이한 세트의 보호기가 필요하다. 또한, 우리는이 방법으로 이전의 경험과 다른 계기의 부족을 감안할 때 탈 보호 된 올리고머를 정제하는 데 바람직한 대안으로 전기 영동을 선택했습니다. 그러나 HPLC를 효과적인 방법으로 사용할 수도 있습니다 15 . 정제 된 올리고 뉴클레오티드의 특성 우리 그룹 (16)에 의해보고 된 절차를 사용하여, 질량 분석법, 비행의 매트릭스 보조 레이저 탈착 / 이온화 시간 (MALDI-TOF)을 통하여 수행 하였다. 구조적 특성 분석 및<html> 얻어진 이중 가닥의 안정성은 CD 를 통해 수행되었다. 구체적으로, 우리는 CD를 이용하여, RNA의 변형 된 및 변형되지 않은 올리고 뉴클레오티드의 열 변성 전이를 결정하는데, 이는 ca에서 밴드의 타원율의 감소를 따른다. 270 nm, 그리고 210 nm에서 λ max 의 밴드 (음의 타원율)의 소멸. 하이브리드 화 전후의 스펙트럼 비교는 그들의 차이점을 설명하고 사용 된 방법론의 타당성을 입증하기 위해 제공됩니다. CD의 사용은 널리 핵산 구조적 모티프의 결정으로 인정하고 17 아미노산, 따라서 다양한 구조 및 열역학적 파라미터 (18)를 결정하는 도구로 이용 될 수있다; 그러나이 기술이 열 변성 전이를 평가하는 데 사용되는 예는 많지 않습니다. 일부 경우에는 G-quadruplexes를 포함하는 DNA에 대한 열 안정성 결정이 포함됩니다19 , 20 또는 RNA의 이중 가닥과 머리핀 21 . 이 보고서는 전문가가 아닌 독자 또는 시청자에게 이러한 유형의 조사를 원활하게 시작할 수있는 도구 세트를 제공 할 계획입니다. 이 흥미로운 과학 분야와 관련된 다른 연구소의 방법론 및 기술을 향상시키고 비교하는 데 도움이 될 것입니다. 이 보고서의 내용은 다양한 소스에서이 기술의 기존 프로토콜을 추가하고 각 단계에 대한 시각적 지원을 강화하고 경험을 촉진합니다.

<table><tbody><tr><td>AbsolveTM</td><td>PerkinElmer</td><td>6NE9711</td><td></td></tr><tr><td>Acetonitrile 99.9%, HPLC Grade</td><td>Fisher Scientific</td><td>75-05-8</td><td></td></tr><tr><td>Acetonitrile 99.9%, anhydrous for DNA sequencing</td><td>Fisher BioReagents</td><td>75-05-8</td><td></td></tr><tr><td>Acrylamide, 99+%</td><td>ACROS Organics</td><td>164850025</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium chloride 98+%</td><td>Alfa Aesar</td><td>12125-02-9</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium citrate, dibasic 98%</td><td>Sigma Aldrich</td><td>3012-65-5</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium Fluoride&amp;nbsp; 98.0%, ACS grade</td><td>Alfa Aesar</td><td>12125-01-8</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium hydroxide 28 - 30% in water, ACS Plus</td><td>Fisher Chemical</td><td>1336-21-6</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium persulfate</td><td>ACROS Organics</td><td>1444</td><td></td></tr><tr><td>Argon-ultra high purity</td><td>&amp;nbsp;Airgas</td><td>7440-37-1</td><td></td></tr><tr><td>Bis-acrylamide Ultra pure</td><td>VWR-Amresco</td><td>172</td><td></td></tr><tr><td>Boric Acid</td><td>Fisher Scientific</td><td>A73-1</td><td></td></tr><tr><td>Diethyl pyrocarbonate, 97%</td><td>ACROS Organics</td><td>A0368487</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol, anhydrous, histological grade</td><td>Fisher Chemical</td><td>64-17-5</td><td></td></tr><tr><td>Ethylenediamine tetraacetic acid, disodium salt dehydrate 100.2%</td><td>Fisher Chemical</td><td>6381-92-6</td><td></td></tr><tr><td>Formamide&amp;nbsp;</td><td>Thermo Scientific</td><td>75-12-7</td><td></td></tr><tr><td>Hydrochloric acid, 36.5 - 38.0%, Certified ACS Plus</td><td>Fisher Chemical</td><td>7647-01-0</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium chloride hexahydrate, 99%</td><td>Fisher Scientific</td><td>7786-30-3</td><td></td></tr><tr><td>Methanol, 99.9%,&amp;nbsp; HPLC Grade</td><td>Fisher Chemical</td><td>67-56-1</td><td></td></tr><tr><td>Methylamine 40% in water</td><td>Sigma Aldrich</td><td>74-89-5</td><td></td></tr><tr><td>1-Methyl-2-pyrrolidinone, andhydrous, 99.5%</td><td>Aldrich</td><td>872-50-4</td><td></td></tr><tr><td>Opti-TOFTM 96 Well Insert (123 x 81 mm)&amp;nbsp;</td><td>MDS SCIEX</td><td>1020157</td><td></td></tr><tr><td>RNase Away</td><td>Molecular BioProducts</td><td>7005-11</td><td></td></tr><tr><td>Sodium acetate, anhydrous 99.2%, Certified ACS</td><td>Fisher Chemical</td><td>127-09-3</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride, 100.5%, Certified ACS</td><td>Fisher Chemical</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Sodium phosphate monobasic dihydrate 99.0%</td><td>Sigma</td><td>13472-35-0</td><td></td></tr><tr><td>2&amp;rsquo;,4&amp;rsquo; Triethylamine, 99+%</td><td>Alfa Aesar</td><td>121-44-8</td><td></td></tr><tr><td>TEMED</td><td>Amresco</td><td>761</td><td></td></tr><tr><td>Triethylamine trihydrofluoride, 98%</td><td>Aldrich</td><td>73602-61-6</td><td></td></tr><tr><td>Trifluoroacetic acid, 99%</td><td>Alfa Aesar</td><td>76-05-1</td><td></td></tr><tr><td>6&amp;rsquo;-Trihydroxyacetophenone monohydrate 98%</td><td>Sigma Aldrich</td><td>480-66-0</td><td></td></tr><tr><td>Tris Base</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP154-3</td><td></td></tr><tr><td>Urea</td><td>Fisher Scientific</td><td>U15-3</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents for the RNA synthesis:&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Deblocking mix, 3% trichloroacetic acid in dichloromethane</td><td>Glen Research</td><td>&amp;nbsp;40-4140-57</td><td></td></tr><tr><td>Cap Mix A, THF/Pyridine/Acetic anhydride</td><td>Glen Research</td><td>40-4110-52</td><td></td></tr><tr><td>Cap Mix B, 10% 1-methylimidazole in THF</td><td>Glen Research</td><td>40-4120-52</td><td></td></tr><tr><td>Activator, 0.25 M 5-ethylthio-1H-tetrazole in anhydrous acetonitrile</td><td>Glen Research</td><td>&amp;nbsp;30-3140-52</td><td></td></tr><tr><td>Oxidizing Solution, 0.02 M iodine in THF/Pyridine/Water</td><td>Glen Research</td><td>40-4330-52</td><td></td></tr><tr><td>U-RNA-CPG</td><td>Glen Research</td><td>20-3330-xx</td><td></td></tr><tr><td>Ac-G-RNA-CPG&amp;nbsp;</td><td>Glen Research</td><td>20-3324-xx</td><td></td></tr><tr><td>Ac-G-CE Phosphoramidite&amp;nbsp;</td><td>Glen Research</td><td>10-3025-xx</td><td></td></tr><tr><td>U-CE Phosphoramidite</td><td>Glen Research</td><td>10-3030-xx</td><td></td></tr><tr><td>Ac-C-CE Phosphoramidite</td><td>Glen Research</td><td>10-3015-xx</td><td></td></tr><tr><td>Bz-A-CE Phosphoramidite&amp;nbsp;</td><td>Glen Research</td><td>10-3003-xx</td><td></td></tr></tbody></table>

protocol for the solid-phase synthesis of oligomers of rna containing a 2'-o-thiophenylmethyl modification and characterization via circular dichroism

고상 합성은 핵산, 특히 DNA 또는 RNA의 정식 및 변형 중합체를 수득하는데 사용되어 다양한 분야의 응용 및 상이한 연구 목적을 위해 널리 사용되는 방법론이되었다. 본원에 기술 된 절차는 C2&#39;- O- 위치에 위치한 0 개, 1 개 또는 2 개의 변형을 함유하는 RNA 5 &#39;- [CUA CGG AAU CAU] -3&#39;의 도데 카머의 합성, 정제 및 특성 규명에 초점을 둔다. 프로브는 2- 티오 페닐 메틸기를 기본으로하며, 표준 유기 합성법을 통해 RNA 뉴클레오타이드에 통합되고 각각의 포스 포르 아미 다이 트를 통해 상응하는 올리고 뉴클레오타이드로 도입된다. 이 보고서는 2&#39;- O- 아미노 말단에서 변형 된 2- 티오 페닐 메틸 작용 화 된 뉴클레오타이드뿐만 아니라 4 개의 정준 핵산 염기 (Uridine (U), Cytosine (C), Guanosine (G), Adenosine (A))를 통한 포스 포르 아미 다이 트 화학 반응을 이용한다. 위치; 그러나이 방법론은 큰 var수년에 걸쳐 개발 된 수정 사항들. 올리고 뉴클레오타이드는 표준 조건, 즉 암모니아와 메틸 아민 (AMA)과 불화 수소 / 트리 에틸 아민 / N- 메틸 피 롤리 디논의 혼합물 하에서 수지로부터 분리하고 탈 보호 한 제어 된 구멍 유리 (CPG) 지지체상에서 합성 하였다. 상응하는 올리고 뉴클레오티드는 역상 크로마토 그래피 (9 월 박, C (18) 칼 럼)을 통해 용출 탈염하고, 분리 한 다음 폴리 아크릴 아미드 전기 영동 (20 % 변성)를 통해 정제 하였다. 정량 및 구조 파라미터는 자외선 - 가시 광선 (UV-vis) 및 원 편광 이색 성 (CD) 광도 분석을 통해 각각 평가되었습니다. 이 보고서는이 분야에 착수하는 데 관심이있는 초보자 및 전문가를위한 자료 및 가이드 역할을하는 것을 목표로합니다. 새로운 기술과 방법론이 개발되면서 진행중인 작업으로 기대됩니다. 방법론과 기술에 대한 설명(phosphoramidite) 화학을 사용하는 DNA / RNA 신디사이저 (2013 년에 리퍼브되고 구매 됨)에 해당합니다.

C2&#39;- O- 위치에서 0, 1 또는 2 개의 2- 티오 페닐 메틸 변형을 함유하는 RNA 도데 카머의 합성은 상응하는 정제 및 특성화와 함께 기술된다. 또한 CD를 통해 수행 된 구조 분석에 대한 자세한 설명이 포함되어 있습니다. RNA의 4 가닥 (상보적인 서열을 갖는 가닥 포함)은 고상 합성을 통해 얻어졌으며,이어서 각 올리고 뉴클?...

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Protocol for the Solid-phase Synthesis of Oligomers of RNA Containing a 2'-O-thiophenylmethyl Modification and Characterization via Circular Dichroism

이 기사는 C2&#39;- O 위치에서 변형 된 RNA의 dodecamer의 고체상 합성, 정제 및 특성화에 대한 자세한 절차를 제공합니다. UV-vis 및 원 편광 이색 광도 분석을 사용하여 구조적 측면, 즉 단일 가닥 또는 이중 가닥을 정량화하고 특성을 분석합니다.

2&#39;- 포스 핀 올리고 뉴클레오타이드를 함유하는 올리고머의 고상 합성을위한 프로토콜<em&gt; O</em&gt; 원형 이색 성을 통한 - 티오 페닐 메틸 변형 및 특성 분석

Solid-phase synthesis has been used to obtain canonical and modified polymers of nucleic acids, specifically of DNA or RNA, which has made it a popular ...

protocol-for-solid-phase-synthesis-oligomers-rna-containing-2-o

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Chemistry

Protocol for the Solid-phase Synthesis of Oligomers of RNA Containing a 2'-O-thiophenylmethyl Modification and Characterization via Circular Dichroism

18.9K 조회수.  University of Colorado Denver.  이 기사는 C2'- O 위치에서 변형 된 RNA의 dodecamer의 고체상 합성, 정제 및 특성화에 대한 자세한 절차를 제공합니다. UV-vis 및 원 편광 이색 광도 분석을 사용하여 구조적 측면, 즉 단일 가닥 또는 이중 가닥을 정량화하고 특성을 분석합니다. 

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Nucleoside Triphosphates - From Synthesis to Biochemical Characterization

The traditional strategy for the introduction of chemical functionalities is the use of solid-phase synthesis by appending suitably modified phosphoramidite precursors to the nascent chain. However, the conditions used during the synthesis and the restriction to rather short sequences hamper the applicability of this methodology. On the other hand, modified nucleoside triphosphates are activated building blocks that have been employed for the mild introduction of numerous functional groups into nucleic acids, a strategy that paves the way for the use of modified nucleic acids in a wide-ranging palette of practical applications such as functional tagging and generation of ribozymes and DNAzymes. One of the major challenges resides in the intricacy of the methodology leading to the isolation and characterization of these nucleoside analogues.
	
	In this video article, we present a detailed protocol for the synthesis of these modified analogues using phosphorous(III)-based reagents. In addition, the procedure for their biochemical characterization is divulged, with a special emphasis on primer extension reactions and TdT tailing polymerization. This detailed protocol will be of use for the crafting of modified dNTPs and their further use in chemical biology.

The protocol described herein aims to explain and abridge the numerous obstacles in the way of the intricate route leading to modified nucleoside triphosphates. Consequently, this protocol facilitates both the synthesis of these activated building-blocks and their availability for practical applications.

뉴 클레오 사이드 트리 포스페이트 - 합성에서 생화학 적 특성에

The  traditional strategy for the introduction of chemical functionalities is the  use of solid-phase synthesis by appending suitably modified ...

연구

화학

Sequence-specific and Selective Recognition of Double-stranded RNAs over Single-stranded RNAs by Chemically Modified Peptide Nucleic Acids

RNAs are emerging as important biomarkers and therapeutic targets. Thus, there is great potential in developing chemical probes and therapeutic ligands for the recognition of RNA sequence and structure. Chemically modified Peptide Nucleic Acid (PNA) oligomers have been recently developed that can recognize RNA duplexes in a sequence-specific manner. PNAs are chemically stable with a neutral peptide-like backbone. PNAs can be synthesized relatively easily by the manual Boc-chemistry solid-phase peptide synthesis method. PNAs are purified by reverse-phase HPLC, followed by molecular weight characterization by matrix-assisted laser desorption/ionization-time of flight (MALDI-TOF). Non-denaturing polyacrylamide gel electrophoresis (PAGE) technique facilitates the imaging of the triplex formation, because carefully designed free RNA duplex constructs and PNA bound triplexes often show different migration rates. Non-denaturing PAGE with ethidium bromide post staining is often an easy and informative technique for characterizing the binding affinities and specificities of PNA oligomers. Typically, multiple RNA hairpins or duplexes with single base pair mutations can be used to characterize PNA binding properties, such as binding affinities and specificities. 2-Aminopurine is an isomer of adenine (6-aminopurine); the 2-aminopurine fluorescence intensity is sensitive to local structural environment changes, and is suitable for the monitoring of triplex formation with the 2-aminopurine residue incorporated near the PNA binding site. 2-Aminopurine fluorescence titration can also be used to confirm the binding selectivity of modified PNAs towards targeted double-stranded RNAs (dsRNAs) over single-stranded RNAs (ssRNAs). UV-absorbance-detected thermal melting experiments allow the measurement of the thermal stability of PNA-RNA duplexes and PNA&#183;RNA2 triplexes. Here, we describe the synthesis and purification of PNA oligomers incorporating modified residues, and describe biochemical and biophysical methods for characterization of the recognition of RNA duplexes by the modified PNAs.

We report the protocols for the synthesis and purification of Peptide Nucleic Acid (PNA) oligomers incorporating modified residues. The biochemical and biophysical methods for the characterization of the recognition of RNA duplexes by the modified PNAs are described.

시퀀스 및 선택적 인식 하 여 단일 가닥 RNAs에 더블-좌초 RNAs의 화학적 펩 티 드 핵 산 수정

RNAs are emerging as important biomarkers and therapeutic targets. Thus, there is great potential in developing chemical probes and therapeutic ligands ...

유전학

Using In Vitro and In-cell SHAPE to Investigate Small Molecule Induced Pre-mRNA Structural Changes

In the process of drug development of RNA-targeting small molecules, elucidating the structural changes upon their interactions with target RNA sequences is desired. We herein provide a detailed in vitro and in-cell selective 2&#39;-hydroxyl acylation analyzed by primer extension (SHAPE) protocol to study the RNA structural change in the presence of an experimental drug for spinal muscular atrophy (SMA), survival of motor neuron (SMN)-C2, and in exon 7 of the pre-mRNA of the SMN2 gene. In in vitro SHAPE, an RNA sequence of 140 nucleotides containing SMN2 exon 7 is transcribed by T7 RNA polymerase, folded in the presence of SMN-C2, and subsequently modified by a mild 2&#39;-OH acylation reagent, 2-methylnicotinic acid imidazolide (NAI). This 2&#39;-OH-NAI adduct is further probed by a 32P-labeled primer extension and resolved by polyacrylamide gel electrophoresis (PAGE). Conversely, 2&#39;-OH acylation in in-cell SHAPE takes place in situ with SMN-C2 bound cellular RNA in living cells. The pre-mRNA sequence of exon 7 in the SMN2 gene, along with SHAPE-induced mutations in the primer extension, was then amplified by PCR and subject to next-generation sequencing. Comparing the two methodologies, in vitro SHAPE is a more cost-effective method and does not require computational power to visualize results. However, the in vitro SHAPE-derived RNA model sometimes deviates from the secondary structure in a cellular context, likely due to the loss of all interactions with RNA-binding proteins. In-cell SHAPE does not need a radioactive material workplace and yields a more accurate RNA secondary structure in the cellular context. Furthermore, in-cell SHAPE is usually applicable for a larger range of RNA sequences (~1,000 nucleotides) by utilizing next-generation sequencing, compared to in vitro SHAPE (~200 nucleotides) that usually relies on PAGE analysis. In case of exon 7 in SMN2 pre-mRNA, the in vitro and in-cell SHAPE derived RNA models are similar to each other.

Detailed protocols for both in vitro and in-cell selective 2&#39;-hydroxyl acylation analyzed by primer extension (SHAPE) experiments to determine the secondary structure of pre-mRNA sequences of interest in the presence of an RNA-targeting small molecule are presented in this article.

작은 분자 조사를 시험관 및 셀 모양을 사용 하 여 사전 mRNA 구조 변화 유도

In the process of drug development of RNA-targeting small molecules, elucidating the structural changes upon their interactions with target RNA sequences ...

Artificial RNA Polymerase II Elongation Complexes for Dissecting Co-transcriptional RNA Processing Events

Eukaryotic mRNA synthesis is a complex biochemical process requiring transcription of a DNA template into a precursor RNA by the multi-subunit enzyme RNA polymerase II and co-transcriptional capping and splicing of the precursor RNA to form the mature mRNA. During mRNA synthesis, the RNA polymerase II elongation complex is a target for regulation by a large collection of transcription factors that control its catalytic activity, as well as the capping, splicing, and 3&#8217;-processing enzymes that create the mature mRNA. Because of the inherent complexity of mRNA synthesis, simpler experimental systems enabling isolation and investigation of its various co-transcriptional stages have great utility.
In this article, we describe one such simple experimental system suitable for investigating co-transcriptional RNA capping. This system relies on defined RNA polymerase II elongation complexes assembled from purified polymerase and artificial transcription bubbles. When immobilized via biotinylated DNA, these RNA polymerase II elongation complexes provide an easily manipulable tool for dissecting co-transcriptional RNA capping and mechanisms by which the elongation complex recruits and regulates capping enzyme during co-transcriptional RNA capping. We anticipate this system could be adapted for studying recruitment and/or assembly of proteins or protein complexes with roles in other stages of mRNA maturation coupled to the RNA polymerase II elongation complex.

Here, we describe the assembly of RNA polymerase II (Pol II) elongation complexes requiring only short synthetic DNA and RNA oligonucleotides and purified Pol II. These complexes are useful for studying mechanisms underlying co-transcriptional processing of transcripts associated with the Pol II elongation complex.

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Eukaryotic mRNA synthesis is a complex biochemical process requiring transcription of a DNA template into a precursor RNA by the multi-subunit enzyme RNA ...

2D-HELS MS Seq: A General LC-MS-Based Method for Direct and de novo Sequencing of RNA Mixtures with Different Nucleotide Modifications

Mass spectrometry (MS)-based sequencing approaches have been shown to be useful in&#160;direct&#160;sequencing&#160;RNA without the need for a complementary DNA (cDNA) intermediate. However, such approaches are rarely applied as a de novo RNA sequencing method, but used mainly as a tool that can assist in quality assurance for confirming known sequences of purified single-stranded RNA samples. Recently, we developed&#160;a direct RNA sequencing method by integrating a 2-dimensional mass-retention time hydrophobic end-labeling strategy into MS-based sequencing (2D-HELS MS Seq). This method is capable of accurately sequencing single RNA sequences as well as mixtures containing up to 12 distinct RNA sequences. In addition to the four canonical ribonucleotides (A, C, G, and U), the method has the capacity to sequence RNA oligonucleotides containing modified nucleotides. This is possible because the modified nucleobase either has an intrinsically unique mass that can help in its identification and its location in the RNA sequence, or can be converted into a product with a unique mass. In this study, we have used RNA, incorporating two representative modified nucleotides&#160;(pseudouridine (&#936;) and 5-methylcytosine (m5C)), to illustrate the application of the method for the de novo sequencing of a single RNA oligonucleotide&#160;as well as a mixture of RNA oligonucleotides, each with a different sequence and/or modified nucleotides. The procedures and protocols described here to sequence these model RNAs will be applicable to other short RNA samples (&#60;35 nt) when using a standard high-resolution LC-MS system, and can also be used for&#160;sequence verification of modified therapeutic RNA oligonucleotides.&#160;In the future, with the development of more robust algorithms and with better instruments, this method could allow sequencing of more complex biological samples.&#160;

<meta charset="utf8"></head><body>2D-HELS MS 염기서열분석(2D-HELS MS SEQ): 뉴클레오티드 변형이 다른 RNA 혼합물의 직접 및 새로운 염기서열분석을 위한 일반적인 LC-MS 기반 방법

Here, we describe a detailed protocol for an LC-MS-based sequencing method that can be used as a direct method to sequence short RNA (&#60;35 nt per run) without a cDNA intermediate, and as a general method to sequence different nucleotide modifications in a single study at single-base precision.

2D-HELS MS 염기서열분석(2D-HELS MS SEQ): 뉴클레오티드 변형이 다른 RNA 혼합물의 직접 및 새로운 염기서열분석을 위한 일반적인 LC-MS 기반 방법

Mass spectrometry (MS)-based sequencing approaches have been shown to be useful in&#160;direct&#160;sequencing&#160;RNA without the need for a ...

DNAzyme-dependent Analysis of rRNA 2&#8217;-O-Methylation

Guide box C/D small nucleolar RNAs (snoRNAs) catalyze 2&#8217;-O-methylation of ribosomal and small nuclear RNA. However, a large number of snoRNA in higher eukaryotes may promiscuously recognize other RNA species and 2&#8217;-O-methylate multiple targets. Here, we provide step-by-step guide for the fast and non-expensive analysis of the site-specific 2&#8217;-O-methylation using a well-established method employing short DNA oligonucleotides called DNAzymes. These DNA fragments contain catalytic sequences which cleave RNA at specific consensus positions, as well as variable homology arms directing DNAzyme to its RNA targets. DNAzyme activity is inhibited by 2-&#8217;O-methylation of the nucleotide adjacent to the cleavage site in the RNA. Thus, DNAzymes, limited only by the consensus of the cleaved sequence, are perfect tools for the quick analysis of snoRNA-mediated RNA 2&#8217;-O-methylation. We analyzed snoRNA snR13- and snR47-guided 2&#8217;-O-methylation of 25S ribosomal RNA in Saccharomyces cerevisiae to demonstrate the simplicity of the technique and to provide a detailed protocol for the DNAzyme-dependent assay.

Here we present a protocol for DNAzyme-dependent cleavage of RNA. This enables fast and site-dependent analysis of RNA 2&#8217;-O-methylation. This approach can be used for the preliminary or major assessment of snoRNA activity.

RRNA 2'-O-메틸화의 DNAzyme 의존분석

Guide box C/D small nucleolar RNAs (snoRNAs) catalyze 2&#8217;-O-methylation of ribosomal and small nuclear RNA. However, a large number of snoRNA in ...

발생학

Practical Aspects of Sample Preparation and Setup of 1H R1&#961; Relaxation Dispersion Experiments of RNA

RNA is a highly flexible biomolecule, wherein changes in structures play crucial roles in the functions that RNA molecules execute as cellular messengers and modulators. While these dynamic states remain hidden to most structural methods, R1&#961; relaxation dispersion (RD) spectroscopy allows the study of conformational dynamics in the micro- to millisecond regime at atomic resolution. The use of 1H as the observed nucleus further expands the time regime covered and gives direct access to hydrogen bonds and base pairing.
The challenging steps in such a study are high-purity and high-yield sample preparation, potentially 13C- and 15N-labeled, as well as setup of experiments and fitting of data to extract population, exchange rate, and secondary structure of the previously invisible state. This protocol provides crucial hands-on steps in sample preparation to ensure the preparation of a suitable RNA sample and setup of 1H R1&#961; experiments with both isotopically labeled and unlabeled RNA samples.

We present a protocol to measure micro- to millisecond dynamics on 13C/15N-labeled and unlabeled RNA with 1H R1&#961; relaxation dispersion nuclear magnetic resonance (NMR) spectroscopy. The focus of this protocol lies in high-purity sample preparation and setup of NMR experiments.

RNA의 1 H R 1θ 이완 분산 실험의 샘플 준비 및 설치의 실제적인 양상

RNA is a highly flexible biomolecule, wherein changes in structures play crucial roles in the functions that RNA molecules execute as cellular messengers ...

생화학

Generation of RNA/DNA Hybrids in Genomic DNA by Transformation using RNA-containing Oligonucleotides

Synthetic short nucleic acid polymers, oligonucleotides (oligos), are the most functional and widespread tools of molecular biology. Oligos can be produced to contain any desired DNA or RNA sequence and can be prepared to include a wide variety of base and sugar modifications. Moreover, oligos can be designed to mimic specific nucleic acid alterations and thus, can serve as important tools to investigate effects of DNA damage and mechanisms of repair. We found that Thermo Scientific Dharmacon RNA-containing oligos with a length between 50 and 80 nucleotides can be particularly suitable to study, in vivo, functions and consequences of chromosomal RNA/DNA hybrids and of ribonucleotides embedded into DNA. RNA/DNA hybrids can readily form during DNA replication, repair and transcription, however, very little is known about the stability of RNA/DNA hybrids in cells and to which extent these hybrids can affect the genetic integrity of cells. RNA-containing oligos, therefore, represent a perfect vector to introduce ribonucleotides into chromosomal DNA and generate RNA/DNA hybrids of chosen length and base composition. Here we present the protocol for the incorporation of ribonucleotides into the genome of the eukaryotic model system yeast /Saccharomyces cerevisiae/. Yet, our lab has utilized Thermo Scientific Dharmacon RNA-containing oligos to generate RNA/DNA hybrids at the chromosomal level in different cell systems, from bacteria to human cells.

This work shows how to form an RNA/DNA hybrid at the chromosomal level and reveal transfer of genetic information from RNA to genomic DNA in yeast cells.

RNA 함유 Oligonucleotides를 사용하여 변환하여 게놈 DNA에서 RNA / DNA 하이브리드의 생성

Synthetic short nucleic acid polymers, oligonucleotides (oligos), are the most functional and widespread tools of molecular biology. Oligos can be ...

생물학

Chemical Triphosphorylation of Oligonucleotides

The 5&#8242;-triphosphate is an essential nucleic acid modification found throughout all life and increasingly used as a functional modification of oligonucleotides in biotechnology and synthetic biology. Oligonucleotide 5&#8242;-triphosphates have historically been prepared in vitro by enzymatic methods. However, these methods are limited to natural RNA oligonucleotides, have strong sequence preferences, and tend to produce heterogeneous products. New methods of chemical triphosphorylation complement both the reduced cost of automated oligonucleotide synthesis by phosphoramidite chemistry and the diverse range of nucleotide modifications now available. Thus, the synthesis of oligonucleotide triphosphates of arbitrary sequence and length, and optionally containing various nonnatural modifications, is now accessible.
This paper presents the appropriate methods and techniques for chemical triphosphorylation of oligonucleotides using salicyl phosphorochloridite and pyrophosphate. This method uses commercially available reagents, is compatible with most oligonucleotides prepared by standard solid-phase synthesis methods, and can be completed in 2 h following oligonucleotide synthesis, before deprotection and purification. Two uses of chemically triphosphorylated oligonucleotides as substrates for catalytic RNA enzymes are demonstrated, including the synthesis of a mirror-image version of the hammerhead ribozyme from nonbiological L-RNA triphosphates.

Oligonucleotide 5&#8242;-triphosphates are ubiquitous components in essential biological pathways and have seen increasing use in biotechnology applications. Here, we describe techniques for the routine synthesis and purification of oligonucleotide 5&#8242;-triphosphates, starting from oligonucleotides prepared by standard automated synthesis techniques.

올리고뉴클레오티드의 화학적 트리포스포릴화

The 5&#8242;-triphosphate is an essential nucleic acid modification found throughout all life and increasingly used as a functional modification of ...

2'- 포스 핀 올리고 뉴클레오타이드를 함유하는 올리고머의 고상 합성을위한 프로토콜

요약

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뉴 클레오 사이드 트리 포스페이트 - 합성에서 생화학 적 특성에

시퀀스 및 선택적 인식 하 여 단일 가닥 RNAs에 더블-좌초 RNAs의 화학적 펩 티 드 핵 산 수정

작은 분자 조사를 시험관 및 셀 모양을 사용 하 여 사전 mRNA 구조 변화 유도

인공 RNA 폴리머라제 II 연신복합체 해부 공동 전사 RNA 처리 이벤트

2D-HELS MS 염기서열분석(2D-HELS MS SEQ): 뉴클레오티드 변형이 다른 RNA 혼합물의 직접 및 새로운 염기서열분석을 위한 일반적인 LC-MS 기반 방법

2D-HELS MS 염기서열분석(2D-HELS MS SEQ): 뉴클레오티드 변형이 다른 RNA 혼합물의 직접 및 새로운 염기서열분석을 위한 일반적인 LC-MS 기반 방법

RRNA 2'-O-메틸화의 DNAzyme 의존분석

RNA의 1 H R _1θ 이완 분산 실험의 샘플 준비 및 설치의 실제적인 양상

RNA 함유 Oligonucleotides를 사용하여 변환하여 게놈 DNA에서 RNA / DNA 하이브리드의 생성

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