Name: intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model
Uploaded: 2018-05-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 1 s
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彼女のサポートのためグンドラ ・ Hertl を認識したいと思います。

このプロトコルのすべてのプロシージャは、ドイツ動物福祉法及びガイドラインで承認されています。10-12 週齢当所ヌードマウスと c57bl/6 マウスの使用を検討 (ドナー: 古い女性; 受信者: 男性) 実験中。膵島分離に当所ヌードマウスを使用します。ローカル動物施設の規則に従って定義された条件の下でマウスを維持します。
1. 誘導によるストレプトゾトシン糖尿病の
<ol><li>-4 日 12 週齢当所ヌードマウスと c57bl/6 マウスの計量機を使用して 10 の体重を測定します。</li>
	<li>測定体重に従ってマウスあたり生理食塩水を 0.1 mL のストレプトゾトシンの 180 mg/kg の線量を準備します。 注: ストレプトゾトシン新鮮な使用前に、の準備、それは光に敏感なアルミ箔で覆われています。</li>
	<li>ストレプトゾトシン (180 mg/kg) を 0.1 mL の単回投与と腹腔内 26 G 針を使用してそれぞれの同系と同種のマウスを挿入します。</li>
	<li>-3 日-2 と-1 は、非絶食マウスの尾静脈を穿刺によって 2-4 μ L の血液を収集します。</li>
	<li>当所ヌードマウスと c57bl/6 マウスの血糖値を測定するのに血液サンプル テスト ストリップあたりの 2-4 μ L を使用します。 注: この時点で、マウスの 80% が糖尿病に (20 mmol/L)。<ol>
<li>血糖値が 20 ミリ モル/l. に達したら、膵島移植のマウスを使用します。</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. マウスの膵島の分離
<ol><li>26 G 針で腹腔内投与によるケタミン (100 mg/kg 体重) とキシラジン (20 mg/kg 体重) マウスを麻酔します。 注: 動物 (0.10 mL/10 g) の体重によるとケタミン ・ キシラジンのボリュームを求めた。</li>
	<li>仰臥位でマウスを維持し、ポビドン ヨード液で消毒します。ペダルの反射をチェックして適切な安楽死を確認します。 注: C57Bl/6 の場合、腹部領域を剃る。</li>
	<li>微細鉗子で肌を保持し、腹腔内を公開するハサミで正中切開。滅菌ガーゼ湿布に腹部キャビティの外側と左腸の内臓を配置します。</li>
	<li>膵臓および他の関連を検索する別の方向で胃を調整する組織。</li>
	<li>大動脈に到達し、血液を排出する小さなカットをします。血液吸収に滅菌ガーゼを使用します。</li>
	<li>腸を慎重に取り外します。胃と脾臓から膵臓を区切ります。</li>
	<li>膵臓を切除、新鮮なシャーレ内に置きます。鉗子を使用して脂肪など、すべての不要な物質を削除します。</li>
	<li>コラゲナーゼの 4 mL と 5 mL シリンジを記入し、26 G 針と膵臓に挿入 (貯蔵液: ハンクの溶液 12 mL 中のコラゲナーゼの 30 mg)。</li>
	<li>消化力の改善と 12 mL 赤キャップ チューブへの転送のための表面積を高めるためハサミで膵臓をミンチします。 注: ハンクの平衡塩溶液: HBSS 10 (100 mL)、x (10 mL) のペニシリン-ストレプトマイシン、ゲンタマイシン (1 mL)、シプロフロキサシン (10 mL)、HEPES (35 mL)、蒸留 H2O (900 mL)</li>
	<li>振動水バースの 37 ° C で 10 分間の消化を実行します。渦 15 の定期的な間隔で三度サンプル s。</li>
	<li>3 分間の手によって積極的に消化膵臓をミックスし、10 の氷の上に置きます s。</li>
	<li>消化反応と 560 x g で室温で 3 分間遠心を停止する冷たいハンクの溶液 6 mL を追加します。</li>
	<li>上澄みを除去し、室温でパーカー/胎児の子牛血清 (P/FCS) 培地 10 mL にペレットを溶解します。 注: P/FCS 中: TCM 199 10 (100 mL) x FCS (50 mL)、ペニシリン ・ ストレプトマイシン (10 mL)、HEPES (20 mL)、蒸留 H2O (900 mL)</li>
	<li>光学顕微鏡下でその形態 (回転楕円体、金茶色色) に基づく小島を識別します。中心部が暗い島は避けてください。純度、光学顕微鏡による染色ジチゾンを実行することで生存率をチェックします。 注: ジチゾン亜鉛イオンに結合し、小島に赤い染みを提供します。</li>
	<li>1 mL ピペットを使用して、カウントし光学顕微鏡の下で小島を手で摘むし、P/FCS 培地 4 mL を含んでいる新鮮なペトリ皿 (60 mm × 15 mm) にそれらを転送します。 注: のボリュームP/FCS ペトリ皿中は酸素の可用性を確保するために 4 mL を超えない。</li>
	<li>インキュベーターの 37 ° C で膵島の P/FCS 中一晩 4 mL を維持します。</li>
</ol>3. 動物の膵島移植のための準備
<ol><li>37 ° C の定温器から膵島を削除し、流れベンチ下に配置。ペトリ皿の揺れ円運動と小島を中心します。</li>
	<li>P/FCS 中の 0.1 mL を 1 mL の注射器 (青 23 G 針) を入力します。その後、ハンクの溶液 0.3 mL で 350 島を追加します。解決する島を許可する垂直方向の位置に注射をしてください。</li>
	<li>0.05 mL に音量を下げるし、茶色の 26 G 針に青 23 G 針を置き換えます。同じ注射器に注射器で 0.2 mL の最終的なボリュームに到達する上に 0.15 mL Ficoll (密度勾配媒体) を追加します。空気の泡を避けるため。</li>
	<li>垂直位置に注射器を保つため、小島の凝集を避けるために少し回します。小島は 2-3 分以内で注射器のコーンで解決されます。</li>
	<li>受信者のネズミのボディ重量および血ブドウ糖のレベルを測定します。血糖値が約 20 ミリ モル/l. をする必要があります。</li>
	<li>26 G 針で腹腔内投与によるケタミン (100 mg/kg 体重) とキシラジン (20 mg/kg 体重) マウスを麻酔します。</li>
	<li>暖かいサーマル プレート (37 ° C) に仰臥位にマウスを配置します。つま先をつまんで麻酔の深さを確認します。</li>
	<li>ポビドン ヨード液 (皮膚の消毒剤) と腹部をクリーンアップします。目の乾燥を防ぐためにそれらを保つ眼軟膏で湿潤。 注: C57Bl/6 の場合、腹部領域を剃る。</li>
</ol>4. 門脈経由膵島移植
<ol><li>開腹した、0 日に始めるにはピンセットで皮膚を押しながら 2-3 cm を作る-ハサミで正中切開。場所滅菌濡れたガーゼを傷周囲にそれを湿った保つに圧縮します。</li>
	<li>滅菌ガーゼ湿布に腹部キャビティの外左に腸の内臓を配置します。 注: は、腸に予め温めておいた 0.9 %nacl 水溶液や食塩に浸した滅菌ガーゼを使ってプロシージャ全体で潤いを保ちます。</li>
	<li>十二指腸に移動し、膵臓を探します。膵臓を上向きに押すことで腹側のサイトに位置して門脈を探します。指と親指を使用して門脈を公開して、公開、一度穴を肝臓の近くに。</li>
	<li>1 分以内ゆっくりと着実には、島の漏洩を避けるために拡大鏡の検査で門脈に小島 (3.4 の手順から 0.2 mL) を挿入します。 メモ: 注入後常にシリンジの残りの島のために確認します。新鮮なペトリ皿と顕微鏡下でカウントにフラッシュの注射器 1 mL P/FCS メディアを取る。</li>
	<li>穿刺部位に滅菌ゲージを置き、人差し指で圧力を適用 (浸透深さ: 0.5-1 cm)、出血を止めるため 6 分間。 注: 注入量は 0.2 mL を超えない。過度な量と圧力は、せん断応力による島に損傷を与えます。</li>
	<li>慎重に腸の内臓、腹膜、腹部筋層、筋膜を元の位置に配置します。</li>
	<li>鉗子を使用して、皮膚を持ち上げて、シルク縫合糸と筋切開と 2-3 クリップ上部の皮膚層を閉じます。</li>
	<li>皮膚の消毒剤で表面をきれいに傷の治療師を適用し、個々 のケージにマウスを置きます。傷の治療師は耐水性アクリル層を提供し、浸軟、二次感染を防ぐ。 注: 十分な意識を取り戻しているまでマウスを観察、流体と共にトラマドール (マウスあたり 0.2 mg) を提供します。このプロトコルではすぐに麻酔から回復したマウスとトラマドール管理が苦痛を減少します。7 日後、傷を癒す必要があります。</li>
	<li>通常の餌と水でマウスを供給します。ストレプトゾトシン投与後食料と水の消費量と尿中排泄が増加します。</li>
	<li>最初の 1 週間と同系マウスの週後に毎日血糖値を測定します。同種のマウスで最大 15 日間の週 3 回血糖値を測定します。</li>
</ol>

<ol>
	<li>McCall, M., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Update+on+islet+transplantation.">Update on islet transplantation.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), a007823 (2012).</li><li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Islet+transplantation+in+seven+patients+with+type+1+diabetes+mellitus+using+a+glucocorticoid-free+immunosuppressive+regimen.">Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen.</a> New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).</li><li>Cantarelli, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+marrow+as+an+alternative+site+for+islet+transplantation.">Bone marrow as an alternative site for islet transplantation.</a> Blood. 114 (20), 4566-4574 (2009).</li><li>Echeverri, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoscopic+gastric+submucosal+transplantation+of+islets+(ENDO-STI):+technique+and+initial+results+in+diabetic+pigs.">Endoscopic gastric submucosal transplantation of islets (ENDO-STI): technique and initial results in diabetic pigs.</a> American Journal of Transplantation. 9 (11), 2485-2496 (2009).</li><li>Korsgren, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimising+islet+engraftment+is+critical+for+successful+clinical+islet+transplantation.">Optimising islet engraftment is critical for successful clinical islet transplantation.</a> Diabetologia. 51 (2), 227-232 (2008).</li><li>Merani, S., Toso, C., Emamaullee, J., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+implantation+site+for+pancreatic+islet+transplantation.">Optimal implantation site for pancreatic islet transplantation.</a> British Journal of Surgery. 95 (12), 1449-1461 (2008).</li><li>Lingwal, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+gelatinase+B+(matrix+metalloprotease-9)+activity+reduces+cellular+inflammation+and+restores+function+of+transplanted+pancreatic+islets.">Inhibition of gelatinase B (matrix metalloprotease-9) activity reduces cellular inflammation and restores function of transplanted pancreatic islets.</a> Diabetes. 61 (8), 2045-2053 (2012).</li><li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+intraportal+islet+transplantation+outcome+by+systemic+IKK-beta+inhibition:+NF-kappaB+activity+in+pancreatic+islets+depends+on+oxygen+availability.">Improved intraportal islet transplantation outcome by systemic IKK-beta inhibition: NF-kappaB activity in pancreatic islets depends on oxygen availability.</a> American Journal of Transplantation. 11 (2), 215-224 (2011).</li><li>Wang, Y., Wang, T., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+aspects+are+critical+for+carrying+out+intraportal+islet+transplants+successfully+in+a+diabetes+mouse+model.">Three aspects are critical for carrying out intraportal islet transplants successfully in a diabetes mouse model.</a> Experimental and Clinical Transplantation. 10 (3), 302-304 (2012).</li><li>Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+mouse+pancreatic+islet+isolation+and+intracellular+cAMP+determination.">A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e50374 (2014).</li><li>Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+murine+islet+isolation+and+subcapsular+kidney+transplantation.">A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (50), (2011).</li><li>Rother, K. I., Harlan, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenges+facing+islet+transplantation+for+the+treatment+of+type+1+diabetes+mellitus.">Challenges facing islet transplantation for the treatment of type 1 diabetes mellitus.</a> Journal of Clinical Investigation. 114 (7), 877-883 (2004).</li><li>Su, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+islets+are+essential+for+successful+intraportal+transplantation+in+a+diabetes+mouse+model.">Small islets are essential for successful intraportal transplantation in a diabetes mouse model.</a> Scandinavian Journal of Immunology. 72 (6), 504-510 (2010).</li><li>Rekittke, N. E., Ang, M., Rawat, D., Khatri, R., Linn, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regenerative+Therapy+of+Type+1+Diabetes+Mellitus:+From+Pancreatic+Islet+Transplantation+to+Mesenchymal+Stem+Cells.">Regenerative Therapy of Type 1 Diabetes Mellitus: From Pancreatic Islet Transplantation to Mesenchymal Stem Cells.</a> Stem Cells International. 2016, 22 (2016).</li></ol>

すべての著者は、利害の衝突があるないことを宣言します。

本研究では、膵島移植の門脈内のルートが検討されます。このプロトコルは糖尿病のストレスの緩和に非常に効率的な膵島移植の研究を探索する詳細な機会を提供しています。このプロトコルは、約 350 マウス島が高血糖状態を逆転させることができることを確認します。また、プロシージャの間に死んだマウスのどれも、血糖コントロールは、すべての受信者で達成されました。本体重量および血ブドウ糖のレベルは、能力、標準、および高血糖を逆転させることで移植膵島の機能を反映するように定期的に記録されました。Syngeneically 移植マウスの血糖値は、毎日最初の週と週に一度その後を測定しました。膵島移植、低酸素条件の後の要因は 14 日後 VEGF などプロ血管新生因子を分泌して、図 3に示すように、肝臓の血管の生着を高めるに内皮細胞をトリガーします。同種のマウスの血糖値は最大 15 日間の週 3 回を測定しました。15 日後免疫抑制剤を投与しない限りは、免疫の攻撃による同種のモデルで移植膵島の拒否されました。
文献10,11で公開されていくつかの膵島隔離のプロトコルがあります。コラゲナーゼの消化力の後のサイズと形態に基づいて手動で小島をピックアップする最も簡単です。これは膵島だけを選択する最も重要な手順の 1 つと外分泌細胞、破片など選択した島を避けるためには、消化中に発生する機械的ストレスから回復することを許可するインキュベーターで一晩 37 ° C で維持されるべきプロシージャ。ストレプトゾトシン投与量および門脈内膵島移植の選択もこのプロトコルに重要であります。体温は規制されるべきし、手術中のサーマル プレートを使用して維持されます。滅菌ガーゼは、出血を避けるために穿刺のサイトで 6 分間の最小限の圧力を適用しなければなりません。彼らは十分な意識を取り戻すまで、観察の下でマウスを保管すべき。
このプロトコルの特定のステップを変更できます。たとえば、消化時間の最適化とコラゲナーゼのボリュームは、異なるマウス系統の島の収量を増加可能性があります。糖尿病 (ストレプトゾトシン 180 mg/kg) の急速な誘導、代わりにゆっくりと高血糖の増加を誘起すること時間の長期間にわたって低用量を使用して (例えば、 40 mg/kg/日 5 日間連続のストレプトゾトシン)。これは膵島移植より生着を提供可能性があります。門脈静脈に代わるものとして骨髄、大網ポーチ、筋肉内の地域、胃粘膜、脾臓、腎臓などの他のサイトを探索できます。
移植膵島の生着不全はまだ臨床試験で主要な関心事です。他には、不一致移植、免疫抑制療法、血液を介した反応12,13前後後の血糖値を維持するために、ドナーの不足が含まれます。適切な生着を評価する手法の欠如は、別の障害です。磁気共鳴または生物発光イメージングによる移植膵島を追跡可能性があるブドウ糖負荷試験や c-ペプチドなど古典的な方法を置き換えることができます。今後、島とともに移植された幹細胞は栄養あります、免疫サポート (14)。

膵島移植は、タイプ 1 の糖尿病1の治療に有望なアプローチです。糖尿病患者に羊膵フラグメントを転送する最初の試みは 1893 年にワトソン ウィリアムズが行った。臨床膵島移植で画期的だったエドモントンの議定書を達成し、その後、国家プログラムのシリーズが開発された2。過去には、前臨床モデルで骨髄、大網ポーチ、筋肉内地域、胃粘膜、脾臓、腎臓のカプセルなど、いくつかのサイトを検討したが、門脈系は適切かつ効果的なサイトの 1 つとして考慮されます。臨床プログラム3,4,5,6。
インスリンの外因性投与は、アイレット門脈内注入によって置き換えることができます。これは酸素の供給がポータル動脈と静脈の合流点の下流の場所のためのネイティブの膵臓に匹敵するので最寄りのサイトと見なされます。また、小島の立体構造を保持することがありますので、大きい表面積があるし、血管新生促進5ができます。糖尿病マウスの受信者、2,000 の人間や豚の膵島同等または 350 マウス島高血糖状態7、8を逆に適切です。外因のレベルは、同系マウスに移植に 120 日以上の異種膵島と同種のマウス-マウス モデルにおけるマウスの受信者モデルで 15 日間の報告されました。
門脈を介して膵島移植の有効性に関連する要因は、適切な麻酔穿刺・止血9法です。麻酔は、吸入 (5% イソフルラン) または (ケタミン、キシラジン、またはペントバルビ タール) の注入によって誘起することし、物質は頻繁に結合されます。深さの制御と麻酔の時間は、マウス、色の粘膜、目の蓋、角膜反射、呼吸数、体温などの状態に留意する必要があります。動物の苦労はないとそれが操作を存続を確保することが重要です。赤電球に、加熱パッドなどの異なる暖房機器で温度を維持できるなどの暖かいサーマル プレートはマウスとの発生を防止する操作テーブルの間 25-30 ° C の温度を維持するために使用されています低体温症。麻酔薬の投与量が重要で、それらのすべては、肝臓で代謝され、肝機能は一過性島ペンション.の注入によって乱れることがあります。門脈の理想的な穿刺のポイントは、最初と 2 番目の支流静脈間位置です。
小島と意図した注入量の数は、過剰なボリュームは、せん断応力を高める可能性がありますとも、移植の結果に影響を与えます。0.2 mL ボリュームは門脈に膵島移植に適したと見なされます。貫通傷 (26 g 針) は、タイムリーかつ効果的な方法で停止する必要がある門脈からの出血を誘発します。約 6 分、出血を止めるための穿刺のサイトで最低限の圧力で滅菌ガーゼまたは指を適用できます。撮影一緒に、ポータルの膵島の注入は効果的な化学物質誘発糖尿病マウスの血糖値を規制を提供しています。

<table><tbody><tr><td>C57Bl/6 mice&amp;nbsp;</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>BALB/c mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>NMRI nude mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Bela-pharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>CEVA TIERGESUNDHEIT GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringe, 23G and 26G needle</td><td>BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish</td><td>Falcon</td><td>303800</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Carl Roth</td><td>351007</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Gauze</td><td>Fuhrmann</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Shaking Water bath</td><td>Kotterman</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Braun</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Glucose Meter&amp;nbsp;</td><td>One Touch</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warm Thermal Plate</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Braunol (povidone-iodide solution)</td><td>B.Braun Melsungen AG</td><td>3864154</td><td></td></tr><tr><td>Liposic Edo - Sprinkled Ointment (eye ointment)</td><td>Dr. G Mann Chem.-Pharm.&amp;nbsp; GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Fa. Roth</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flow Bench</td><td>Herdus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10771</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Silk Suture Vicryl</td><td>Braun</td><td></td><td>(7.5 *1.75mm)</td></tr><tr><td>Michel Clamps (clips)</td><td>Aesculap&amp;nbsp;</td><td>BN507R</td><td></td></tr><tr><td>P/FCS Solution</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>TCM-199 (10x)</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>Biowest</td><td>S1810-500</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-streptomycin</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>HEPES (1 M)</td><td>Biochrom</td><td>L 1613</td><td></td></tr><tr><td>Gentamycin</td><td>Ratiopharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciprofloxacin</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hank&#039;s Solution</td><td>Gibco</td><td>14060-040</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase</td><td>Roche</td><td>11213865001</td><td></td></tr><tr><td>Streptozotocin</td><td>Calbiochem</td><td>572204</td><td></td></tr><tr><td>OPSITE-spray (wound healer)</td><td>Smith and nephew</td><td>66004978</td><td></td></tr><tr><td>Reugular food</td><td>Altromin</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Head light LED 16042 (magnifying glass)</td><td>Eschenbach</td><td>16042</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse PECAM-1(CD31) monoclonal primary antibody</td><td>Millipore, Chemicon</td><td>CBL1337</td><td>Dilution (1:100)</td></tr><tr><td>Donkey anti-rat secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>712095153</td><td>Dilution (1:400)</td></tr><tr><td>Polyclonal guinea pig anti-insulin primay antibody</td><td>Dako</td><td>A0564</td><td>Dilution (1:500)</td></tr><tr><td>Donkey anti-guinea pig secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>706-259-148</td><td>Dilution (1:400)</td></tr></tbody></table>

intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model

高血糖を抑える膵島移植は化学的に誘発性糖尿病を持つ齧歯類で非常に成功しました。実験的膵島移植における最も一般的な移植サイトは腎被膜です。ただし、以下は膵島の血液成分との相互作用について知られている、また理にかなって実験的膵島移植における門脈アプローチを利用します。
このプロトコルは、当所ヌードマウスにおける門脈内の膵島移植技術を示しています。ストレプトゾトシン (180 mg/kg) を受信者のマウスにおける高血糖を誘発する腹腔内注入します。20 ミリ モル/l. より大きい非空腹時血糖で糖尿病と見なされます1 日、移植前にマウスの膵島がドナーの膵臓由来のコラゲナーゼの消化力; によって350 小島の最小値は、糖尿病の受信者ごと利用されています。膵島分離歩留まりによりますが、2 つ以上のドナー マウス受信者ごとに活用されます。37 ° C で一晩培養後の小島は門脈を介して受信者の肝臓に管理されています。マウスの赤い「マクロロン」家で保護されているとまで観察の手術後、目を覚ましています。このプロトコルは、同系マウスの 120 日間と同種のマウスで 15 日間の血糖コントロールを維持します。

化学物質誘発糖尿病マウスにおける移植膵島の能力を調べた。小島は糖尿病マウスにおける門脈経由で移植されました。ドナーと受信者の比 2:1 であった。同系マウス モデルにおける 2 つのドナー マウスが活かされて 350 島を取得します。小島それから糖尿病マウスに移植。血糖値を減らすことで膵ランゲルハンス島移植の役割を示唆して、移植後 1 日目に血糖値の低下を認めた.ストレプトゾトシンが約 22 ミリ モル/l. まで血糖値のレベルを増加しました。4.6 モル/L (1 日目) に血糖値の低下は、膵島移植 (図 1 a) 後に観察されました。な場合は、図 1 aに示すように、121 日間維持されました。ボディの重量および血ブドウ糖のレベルほぼ同じパターンに従ってください。ストレプトゾトシン投与、手術後、体重が減少。2 日目から以降、図 1 bに示すように普通 29.7 g (121 日)、25.3 g (4 日目) から上昇傾向にあった。
主要組織適合抗原 (MHC) の場合一致しないマウス、マウス二、C57Bl/6 (H2d) から 350 島は糖尿病 (H2b) BALB/c マウスに移植されました。ストレプトゾトシン投与後血糖値増加最大 26.6 ミリ モル/l.膵島移植後血糖値を落とした 4.4 mmol/l (日 1;図 2 a)。10 日間、15 日間 (20.1 ミリ モル/L) 後ではなく、な場合 (4.44 7.2 mmol/l) が観察されました。糖尿病マウスの体重は 23 g (0 日) に、21.5 g (1 日目) 26 g (日-3) から落ちた移植後は、体重は、25 g (10 日目) に徐々 にで 23 g (2 日目) から回復。MHC の不一致により血中グルコース濃度の増加し、体重減少 (図 2 b) 膵島移植後 10 日。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig1.jpg"> 図 1: 同系膵島移植の効果。ストレプトゾトシン誘発糖尿病マウスで異なる時点で (A) 血糖値のレベルを測定した (n = 3)。ストレプトゾトシン 180 mg/kg の単回投与は、それぞれの受信者 (0 日) に 350 の小島の移植前に注入しました。121 日前まで測定した血糖値 (mmol/L) (日-3: 17 ± 2.3; 0 日: 22.6 ± 1; 日 1: 4.6 ± 0.3; 日 5: 7.5 ± 0.4; と日 121: 5.3 ± 0.09)。(B) 膵島移植後体重増加。上記のデータは、平均 ± 標準偏差を表します。<a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig2.jpg"> 図 2: 同種膵島移植の効果。ストレプトゾトシン誘発糖尿病マウスで異なる時点で (A) 血糖値のレベルを測定した (n = 2)。ストレプトゾトシン 180 mg/kg の単回投与は、350 の膵島 (0 日目) の移植前に注入しました。15 日間測定した血糖値 (mmol/L) (日-1: 25.5 ± 5.3; 0 日: 26.6 ± 1.4; 日 2:8 ± 0.9; 日 10: 6.2 ± 0.08; と一日 15: 20.1 ± 1.6)。Normoglycemic 状態は、血中グルコース濃度の増加とその後 10 日間を維持しました。(B) 体重前に、と膵島移植後のフォロー アップ。データは、平均 ± 標準偏差を表します。<a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig3.jpg"> 図 3:肝臓に移植膵島の代表染色画像: 10% ロバ血清インスリンの一次抗体 (1: 500) と血小板の 4 ° C で一晩インキュベート続いてブロック、pbs 肝セクション (5 μ m) を洗う血管内皮細胞接着分子 1 PECAM 一次抗体 (1: 100)。次の日、1 時間、二次抗体で染色カウンター ヘキスト染色 PBS で洗浄し、ライカ蛍光顕微鏡でイメージをキャプチャーします。<a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

膵島移植で 1 型糖尿病な場合を達成するために道はあります。糖尿病マウスの通常のブドウ糖のレベルを維持するために門脈内のルートを通じて移植技術について説明します。

マウス モデルにおける膵島の門脈内移植

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

9.4K ビュー.  Clinical Research Lab. 膵島移植で 1 型糖尿病な場合を達成するために道はあります。糖尿病マウスの通常のブドウ糖のレベルを維持するために門脈内のルートを通じて移植技術について説明します。

ビデオ: Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

マウス膵島の単離と被膜下腎移植のための方法

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

医学

Transplantation of Pancreatic Islets Into the Kidney Capsule of Diabetic Mice

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice. We found that it was easier to concentrate the islets or cells into pellets in the final delivery tubing (PE50) used to transplant the cells under the kidney capsule. This technique provides both speed and ease while reducing any undue stress to the cells or to the mouse.

Loading: Settled, hand picked, islets or pelleted cells are carefully aspirated off the bottom of a 1.5 mL microcentrifuge tube using a p200 pipetteman and a straight, thin-wall pipette tip. A length of PE50 tubing is attached to the pipette tip using a small silicone adapter tubing. Cells are allowed to settle, in the tip, and then are transferred to the PE50 tubing by slowly dialing the pipetteman. Once the cells are near the end of the PE50 tubing, a kink is made and the silicone adaptor tubing is placed over the kink. The PE50 tubing is transferred to a 15 mL conical containing a cut 5 mL pipet, and the PE50 tubing is taped over the side of the 5 mL pipet to prevent curling during centrifuging. Cells are allowed to reach 1,000 rpm and stopped.
Transplantation: Recipient mice are anesthetized, shaved, and cleaned. A small incision is made on the left flank of the mouse and the kidney is exposed. The kidney, fat, and tissue are kept moist with normal saline swab. The distal end of the PE50 is attached to a Hamilton screw drive syringe, containing a pipette tip, using the silicone adaptor tubing. A small nick is made on the right flank side of the kidney, not too large nor too deep. The beveled end of the PE50 tubing, nearest the cells, is carefully placed under the capsule, the tubing is moved around gently to make space while swabbing normal saline; a dry capsule can tear easily. A small air bubble is delivered under the capsule by slowly dialing the syringe screw drive. Islets are then slowly delivered behind the air bubble. Once the islets have been delivered kidney homeostasis is maintained and the knick is cauterized with low heat. The kidney is placed back into the cavity and the peritoneum and skin are sutured and stapled. Mice are immediately treated with Flunixin and Buprenorphine s.q. and placed in a cage on a heating pad.

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of mice. Cells are concentrated into pellets in the final tubing used for transplanting the cells under the kidney capsule. The ease of this technique reduces stress to the cells and the mouse.

糖尿病マウスの腎臓のカプセルに膵島の移植

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice.  We found that it was easier ...

生物学

Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy may incur acute whole blood reactions and result in poor islet engraftment. Here, we report a robust protocol for the transplantation of islets at the extrahepatic transplantation site-the epididymal fat pad (EFP)-in a diabetic mouse model. A protocol to isolate and purify islets at high yields from C57BL/6J mice is described, as well as a transplantation method performed by seeding islets onto a decellularized scaffold (DCS) and implanting them at the EFP site in syngeneic C57BL/6J mice rendered diabetic by streptozotocin. The DCS graft containing 500 islets reversed the hyperglycemic condition within 10 days, while the free islets without DCS required at least 30 days. The normoglycemia was maintained for up to 3 months until the graft was explanted. In conclusion, DCS enhanced the engraftment of islets into the extrahepatic site of the EFP, which could easily be retrieved and might provide a reproducible and useful platform for investigating the scaffold materials, as well as other transplantation parameters required for a successful islet engraftment.

This protocol demonstrates murine islet isolation and seeding onto a decellularized scaffold. Scaffold-supported islets were transplanted into the epididymal fat pad of streptozotocin (STZ)-induced diabetic mice. Islets survived at the transplantation site and reversed the hyperglycemic condition.

糖尿病マウスの精巣上体脂肪細胞における膵島支持骨格移植

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy ...

生物工学

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

変更されたカフを用いた膵臓移植マウス モデル

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue (ISWAT) Transplantation Model of Murine Islets

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for islet transplantation in rodent models. However, the tight kidney capsule limits the transplantation of sufficient islets in large animals and humans. The inguinal subcutaneous white adipose tissue (ISWAT), a new subcutaneous space, was found to be a potentially valuable site for islet transplantation. This site has better blood supply than other subcutaneous spaces. Moreover, the ISWAT accommodates a larger islet mass than the kidney capsule, and transplantation into it is simple. This manuscript describes the procedure of mouse islet isolation and transplantation in the ISWAT site of syngeneic diabetic mouse recipients. Using this protocol, murine pancreatic islets were isolated by standard collagenase digestion and a basement membrane matrix hydrogel was used for fixing the purified islets in the ISWAT site. The blood glucose levels of the recipient mice were monitored for more than 100 days. Islet grafts were retrieved at day 100 after transplantation for histological analysis. The protocol for islet transplantation in the ISWAT site described in this manuscript is simple and effective.

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue ISWAT Transplantation Model of Murine Islets

In this protocol, a method of murine islet isolation and transplantation into the inguinal subcutaneous white adipose tissue is described. Isolated syngeneic murine islets are transplanted into a murine recipient using a basement membrane hydrogel. The blood glucose level of the recipients is monitored, and histology analysis of the islet grafts is performed.

マウス島の口内皮下白色脂肪組織(ISWAT)移植モデル

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for ...

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the kidney capsule in most rodent preclinical islet transplantation studies. This model is commonly used because murine intrahepatic islet transplantation is technically challenging, and a high percentage of mice could die from surgical complications, especially bleeding from the injection site post-transplantation. In this study, two procedures that can minimize the incidence of post-infusion portal vein bleeding are demonstrated. The first method applies an absorbable hemostatic gelatin sponge to the injection site, and the second method involves penetrating the islet injection needle through the fat tissue first and then into the portal vein by using the fat tissue as a physical barrier to stop bleeding. Both methods could effectively prevent bleeding-induced mouse death. The whole liver section showing islet distribution and evidence of islet thrombosis post-transplantation, a typical feature for intrahepatic islet transplantation, were presented. These improved protocols refine the intrahepatic islet transplantation procedures and may help laboratories set up the procedure to study islet survival and function in pre-clinical settings.

Here we present refined surgical procedures on successfully performing intraportal islet transplantation, a clinically relevant but technically challenging surgical procedure, in mice.

マウスの肝内膵島移植中の注入後門脈静脈出血の最小化

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging study, with an abdominal imaging window, enabled visualization of the cellular dynamics in abdominal organs in vivo. However, due to the soft sheet-like architecture of the mouse pancreas that can be easily influenced by physiologic movement (e.g., peristalsis and respiration), it was difficult to perform stabilized longitudinal in vivo imaging over several weeks at the cellular level to identify, track, and quantify islets or cancer cells in the mouse pancreas. Herein, we describe a method for implanting a novel supporting base, an integrated pancreatic intravital imaging window, that can spatially separate the pancreas from the bowel for longitudinal time-lapse intravital imaging of the pancreas microstructure. Longitudinal in vivo imaging with the imaging window enables stable visualization, allowing for the tracking of islets over a period of 3 weeks and high-resolution three-dimensional imaging of the microstructure, as evidenced here in an orthotopic pancreatic cancer model. With our method, further intravital imaging studies can elucidate the pathophysiology of various diseases involving the pancreas at the cellular level.

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

In vivo high-resolution imaging of the pancreas was facilitated with the pancreatic intravital imaging window.

膵臓内イメージングウィンドウを用いたマウスモデルにおける膵臓の細胞レベル可視化におけるビ ボ における縦方向の安定化

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging ...

A Simple High Efficiency Protocol for Pancreatic Islet Isolation from Mice

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other important biological functions. The islets primarily consist of five types of hormone-secreting cells: &#945; cells secrete glucagon, &#946; cells secrete insulin, &#948; cells secrete somatostatin, &#949; cells secrete ghrelin, and PP cells secrete pancreatic polypeptide. Sixty to 80% of the cells in the islets are &#946; cells, which are the most important cell population to study insulin secretion. Pancreatic islets are a crucial model system to study ex vivo insulin secretion. Acquiring high quality islets is of great importance for diabetes research. Most islet isolation procedures require technically difficult to access site of collagenase injection, harsh and complex digestion procedures, and multiple density gradient purification steps. This paper features a simple high yield mouse islet isolation method with detailed descriptions and realistic demonstrations, showing the following specific steps: 1) injection of collagenase P at the ampulla of Vater, a small area joining the pancreatic duct and the common bile duct, 2) enzymatic digestion and mechanical separation of the exocrine pancreas, and 3) a single gradient purification step. The advantages of this method are the injection of digestive enzyme using the more accessible ampulla of Vater, more complete digestion using combination of enzymatic and mechanical approaches, and a simpler single gradient purification step. This protocol produces approximately 250&#8212;350 islets per mouse; and islets are suitable for various ex vivo studies. Possible caveats of this procedure are potentially damaged islets due to enzymatic digestion and/or prolonged gradient incubation, all of which can be largely avoided by careful ad justification of incubation time.

This islet isolation protocol described a novel route of collagenase injection to digest the exocrine tissue and a simplified gradient procedure to purify the islets from mice. It involves enzymatic digestion, gradient separation/purification, and islet hand-picking. Successful isolation can yield 250&#8211;350 high quality and fully functional islets per mouse.

マウスからの膵島分離のための簡単な高効率プロトコル

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other ...

A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet infusion is far from ideal and therefore, the omentum is re-emerging as a potentially valuable site for islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and the implantation of the islets to the diabetic recipients. Transplantation to the omentum requires surgical steps that can be better demonstrated visually. Here, the detailed steps for this procedure are presented. Two methods of mixing the isolated islets with hydrogel before placing the mixture into the omental pouch of diabetic mice are described here. Different hydrogels are used for the different conditions. Blood glucose levels of diabetic mouse recipients of syngeneic islets in the omentum were monitored for up to 35 days. Some animals were sacrificed after 14 days to perform immuno-histochemical analysis. This pre-clinical transplantation approach can be used as preliminary data leading up to translation to clinical transplantation.

A method for the omental transplantation of islets in a mouse is introduced. The isolated islets are mixed with hydrogel and the mixture is placed into the omental pouch of a diabetic mouse. Then, the blood glucose is monitored, and immuno-histochemical analysis is performed.

マウスで大網に膵島移植法

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet ...

Grafting Pancreatic Islets: A Method to Implant Pancreatic Islets into the Anterior Chamber of the Mouse Eye for In Vivo Imaging

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;<a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/61234/" target="_blank">A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the Anterior Eye Chamber</a>. J. Vis. Exp. (2020).
This video describes the protocol for grafting human pancreatic islets into the anterior chamber of the mouse&#8217;s eye to monitor revascularization of human islet grafts in vivo. It also helps to understand the contribution of recipient versus donor cells in promoting the encapsulation and vascularization of the graft.

膵島移植:In vivoイメージングのためのマウス眼の前房に膵島を移植する方法

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the ...

マウスモデルにおける膵島の門脈内移植

要約

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マウス膵島の単離と被膜下腎移植のための方法

糖尿病マウスの腎臓のカプセルに膵島の移植

糖尿病マウスの精巣上体脂肪細胞における膵島支持骨格移植

変更されたカフを用いた膵臓移植マウスモデル

マウス島の口内皮下白色脂肪組織(ISWAT)移植モデル

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膵臓内イメージングウィンドウを用いたマウスモデルにおける膵臓の細胞レベル可視化におけるビボにおける縦方向の安定化

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マウスモデルにおける膵島の門脈内移植

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