Name: intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model
Uploaded: 2018-05-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 1 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model at JoVE.com

نود أن نعترف جاندالا Hertl لتقديم الدعم لها.

كافة الإجراءات في هذا البروتوكول أقرها قانون رعاية "الحيوان الألمانية" والمبادئ التوجيهية. النظر في استخدام 10-12 أسبوع الرنين عارية الفئران والفئران C57Bl/6 (المانحة: أنثى القديمة؛ والمتلقي: الذكور) في جميع أنحاء هذه التجارب. استخدام الفئران عارية الرنين لعزله جزيرة ليلى. الحفاظ على الفئران تحت شروط محددة وفقا للوائح مرفق الحيوانات المحلية.
1-تنظيم دورات تعريفية لمرض السكري من بالستريبتوزوتوسين
<ol><li>في يوم-4، قياس أوزان الجسم من 10 إلى 12 أسبوع من العمر الرنين عارية الفئران والفئران C57Bl/6 استخدام آلة وزنها.</li>
	<li>استناداً إلى وزن الجسم المقاسة، إعداد جرعة 180 مغ/كغ من بالستريبتوزوتوسين في 0.1 مل من المحلول الملحي للماوس. ملاحظة: بالستريبتوزوتوسين ينبغي طازجة أعد قبل الاستخدام ومغطاة برقائق الألومنيوم، كما أنها حساسة للضوء.</li>
	<li>حقن الفئران سينجينيك ومتمكنة كل إينترابيريتونيلي باستخدام إبرة 26-ز بجرعة وحيدة من 0.1 مل بالستريبتوزوتوسين (180 مغ/كغ).</li>
	<li>اليوم-3، جمع-2 و-1 2-4 ميليلتر من الدم من خلال ثقب الأوردة ذيل الفئران غير صامت.</li>
	<li>استخدام 2-4 ميليلتر من عينة الدم كل شريط الاختبار لقياس نسبة الجلوكوز في الدم في الفئران عارية الرنين والفئران C57Bl/6 ملاحظة: عند هذه النقطة، 80% الفئران ينبغي أن يصبح السكري (20 ملمول/لتر).<ol>
<li>استخدام الفئران لزرع جزيرة ليلى عندما تصل مستويات جلوكوز الدم إلى 20 ملمول/لتر.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2-عزل جزيرات البنكرياس من الفئران
<ol><li>تخدير الفئران مع الكيتامين (100 مغ/كغ من وزن الجسم) وإكسيلازيني (20 مغ/كغ من وزن الجسم) عن طريق الحقن داخل مع إبرة 26-ز. ملاحظة: تم تحديد وحدات التخزين من الكيتامين وإكسيلازيني وفقا لاوزان الجسم من الحيوانات (0.10 مل/10 غرام).</li>
	<li>تبقى الفئران في موقف ضعيف وتعقيمها بمحلول بوفيدون. تأكيد القتل الرحيم السليم عن طريق فحص دواسة المعاكسة. ملاحظة: في حالة C57Bl/6 حلق منطقة البطن.</li>
	<li>عقد الجلد مع الملقط الجميلة وجعل شق خط الوسط مع مقص لفضح تجويف البطن. ضع مكان الأمعاء إلى اليسار وخارج تجويف البطن في ضغط شاش معقم.</li>
	<li>ضبط المعدة في اتجاه آخر لتحديد موقع البنكرياس وغيرها المرتبطة الأنسجة.</li>
	<li>الوصول إلى الشريان الاورطي وجعل قطع صغيرة نزيف الدم. استخدام شاش معقم لامتصاص الدم.</li>
	<li>بعناية إزالة الأمعاء. فصل البنكرياس من المعدة والطحال.</li>
	<li>المكوس البنكرياس ووضعه في طبق بتري طازجة. قم بإزالة جميع المواد غير المرغوب فيها، مثل الدهون، واستخدام الملقط.</li>
	<li>ملء حقنه 5 مل مع 4 مل كولاجيناز والبنكرياس بحقن بإبرة 26-ز (الأسهم الحل: 30 ملغ كولاجيناز في 12 مل من محلول هانك في).</li>
	<li>فرم البنكرياس مع مقص لزيادة المساحة السطحية لتحسين الهضم ونقل إلى أنبوب كاب أحمر 12 مل. ملاحظة: هانك متوازنة الحل الملح: حبس 10 × (100 مل)، المقطر البنسلين-ستربتوميسين (10 مل)، مع الجنتامايسين (1 مل)، سيبروفلوكساسين (10 مل)، حبيس (35 مل)، ح2س (900 مل)</li>
	<li>أداء هضم لمدة 10 دقيقة عند 37 درجة مئوية في حمام مائي تهتز. دوامة العينة ثلاث مرات على فترات منتظمة لمدة 15 ثانية.</li>
	<li>مزيج البنكرياس هضمها بقوة باليد لمدة 3 دقائق ووضعه على الجليد لمدة 10 ق.</li>
	<li>إضافة 6 مل من محلول الباردة هانك التوقف عن رد فعل الهضم وأجهزة الطرد المركزي في 560 x ز لمدة 3 دقائق في درجة حرارة الغرفة.</li>
	<li>إزالة المادة طافية وحل بيليه في 10 مل من العجل باركر/الجنين المصل (P/FCS) المتوسطة في درجة حرارة الغرفة. ملاحظة: P/FCS المتوسطة: الطب الصيني التقليدي-199 10 × (100 مل)، المقطر FCS (50 مل)، البنسلين-ستربتوميسين (10 مل)، حبيس (20 مل)، ح2س (900 مل)</li>
	<li>تحديد الجزر استناداً على مورفولوجيا (كروي، اللون الذهبي والبنى) تحت مجهر خفيفة. تجنب الجزر الصغيرة مع مراكز الظلام. البحث عن النقاء والبقاء بأداء ديثيزوني تلطيخ تحت مجهر خفيفة. ملاحظة: ديثيزوني بربط أيون الزنك ويوفر حمراء اللون وصمة عار للجزر.</li>
	<li>استخدام ماصة 1 مل لعد و handpick الجزر تحت مجهر خفيفة ونقلها إلى طبق بتري طازجة (60 ملم × 15 ملم) التي تحتوي على 4 مل ف/FCS متوسطة. ملاحظة: الحجم ف/FCS المتوسطة في طبق بتري لا ينبغي أن تتجاوز 4 مل من أجل ضمان توافر الأكسجين.</li>
	<li>الحفاظ الجزر الصغيرة المعزولة في 4 مل ف/FCS متوسطة بين عشية وضحاها في 37 درجة مئوية في حاضنة.</li>
</ol>3-إعداد الحيوانات لزرع جزيرة ليلى
<ol><li>إزالة الجزر المنعزلة من حاضنة 37 درجة مئوية ووضعها تحت مقعد في تدفق. مركز الجزر بحركة دائرية يتأرجح طبق بيتري.</li>
	<li>ملء 1 مل حقنه (إبرة 23-ز الأزرق) مع 0.1 مل متوسطة ف/FCS. ثم أضف الجزر 350 في 0.3 مل من محلول هانك. الاحتفاظ حقنه في وضع عمودي للسماح للجزر الصغيرة تسوية.</li>
	<li>إنقاص حجم الصوت إلى 0.05 مل واستبدال الإبرة 23-ز الأزرق بإبرة 26-ز بني. لنفس المحاقن، إضافة 0.15 مل فيكل (الكثافة المتوسطة الانحدار) إلى أعلى للوصول إلى وحدة تخزين نهائي لمل 0.2 في المحاقن. تجنب فقاعات الهواء.</li>
	<li>الاحتفاظ حقنه في وضع عمودي وتناوب عليه قليلاً لتجنب التثاقل من الجزر الصغيرة. سوف تستقر الجزر الصغيرة في المخروط لحقنه داخل 2-3 دقيقة.</li>
	<li>قياس الجسم الوزن والدم مستويات الجلوكوز الفئران المستفيدة؛ يجب أن تكون مستويات السكر في الدم حوالي 20 ملمول/لتر.</li>
	<li>تخدير الفئران مع الكيتامين (100 مغ/كغ من وزن الجسم) وإكسيلازيني (20 مغ/كغ من وزن الجسم) عن طريق الحقن داخل مع إبرة 26-ز.</li>
	<li>وضع الفئران في موقف ضعيف على لوحة حرارية حارة (37 درجة مئوية). تحقق من عمق التخدير معسر إصبع القدم.</li>
	<li>تنظيف منطقة البطن بمحلول بوفيدون (مطهر الجلد). لمنع العيون من التجفيف، الاحتفاظ بها رطبة مع مرهم العين. ملاحظة: في حالة C57Bl/6 حلق منطقة البطن.</li>
</ol>4-جزيرة زرع طريق إينترابورتال
<ol><li>في اليوم 0، تبدأ فتح البطن بعقد الجلد بالملقط وصنع سم 2-3-شق خط الوسط طويلة مع مقص. ضغط المكان شاش رطب عقيمة حول حواف الجرح للحفاظ على رطوبة.</li>
	<li>ضع مكان الأمعاء إلى اليسار وخارج تجويف البطن في ضغط شاش معقم. ملاحظة: إبقاء الأمعاء رطبة طوال فترة الإجراءات مع محلول كلوريد الصوديوم 0.9% المعالجون مسبقاً أو شاش معقم انخفض في المحلول الملحي العادي.</li>
	<li>نقل العفج وتحديد موقع البنكرياس. قم بتحديد موقع الوريد البابي موجودة في موقع البطني عن طريق دفع البنكرياس إلى الأعلى. استخدام الإصبع والإبهام لفضح الوريد البابي، وعندما يتعرض، ثقب قرب الكبد.</li>
	<li>داخل 1 دقيقة، حقن ببطء واطراد الجزيرات (0.2 مل من الخطوة 3، 4) في الوريد البابي تحت تفتيش مكبرة لتجنب أي تسرب للجزر الصغيرة. ملاحظة: بعد الحقن، دائماً التحقق من الجزر الصغيرة المتبقية في المحاقن. أخذ 1 مل ف/FCS وسائط الإعلام في حقنه، تدفق إلى طبق بتري الطازجة والعد تحت مجهر.</li>
	<li>وضع مقياس عقيمة في موقع الثقب والضغط بالسبابة (عمق الاختراق: 0.5-1 سم) لمدة 6 دقائق وقف النزيف. ملاحظة: يجب أن لا يتجاوز حجم حقن 0.2 مل. الصوت والضغط المفرط يمكن أن تلحق الضرر الجزر بسبب إجهاد القص.</li>
	<li>بعناية بوضع مكان الأمعاء، والصفاق والعضلات البطن طبقة اللفافة إلى موقف.</li>
	<li>استخدام الملقط، رفع الجلد، وإغلاق شق العضلات مع خياطة الحرير قابلة للامتصاص، وطبقة الجلد العليا مع مقاطع 2-3.</li>
	<li>تنظيف السطح مع مطهر الجلد وتطبيق المداوي جرح ووضع الفئران في أقفاص فردية. الجرح المداوي يوفر طبقة أكريلاتي للماء وحماية من تعطن والعدوى الثانوية. ملاحظة: مراقبة الفئران حتى قد وعيه كافية، وتوفير ترامادول (0.2 ملغ في الماوس) جنبا إلى جنب مع السوائل. في هذا البروتوكول، الفئران المستردة من التخدير بسرعة وتخفيض الإدارة ترامادول الألم. بعد 7 أيام، وينبغي أن التئام الجرح.</li>
	<li>تغذية الفئران بالماء والطعام العادية. سيتم زيادة إفراز البول واستهلاك الأغذية والمياه بعد حقن بالستريبتوزوتوسين.</li>
	<li>قياس مستويات السكر في الدم كل يوم الأسبوع الأول وبعد ذلك مرة واحدة في الأسبوع في الفئران سينجينيك. في الفئران متمكنة، قياس مستويات الجلوكوز في الدم ثلاث مرات في أسبوع لمدة تصل إلى 15 يوما.</li>
</ol>

<ol>
	<li>McCall, M., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Update+on+islet+transplantation.">Update on islet transplantation.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), a007823 (2012).</li><li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Islet+transplantation+in+seven+patients+with+type+1+diabetes+mellitus+using+a+glucocorticoid-free+immunosuppressive+regimen.">Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen.</a> New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).</li><li>Cantarelli, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+marrow+as+an+alternative+site+for+islet+transplantation.">Bone marrow as an alternative site for islet transplantation.</a> Blood. 114 (20), 4566-4574 (2009).</li><li>Echeverri, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoscopic+gastric+submucosal+transplantation+of+islets+(ENDO-STI):+technique+and+initial+results+in+diabetic+pigs.">Endoscopic gastric submucosal transplantation of islets (ENDO-STI): technique and initial results in diabetic pigs.</a> American Journal of Transplantation. 9 (11), 2485-2496 (2009).</li><li>Korsgren, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimising+islet+engraftment+is+critical+for+successful+clinical+islet+transplantation.">Optimising islet engraftment is critical for successful clinical islet transplantation.</a> Diabetologia. 51 (2), 227-232 (2008).</li><li>Merani, S., Toso, C., Emamaullee, J., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+implantation+site+for+pancreatic+islet+transplantation.">Optimal implantation site for pancreatic islet transplantation.</a> British Journal of Surgery. 95 (12), 1449-1461 (2008).</li><li>Lingwal, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+gelatinase+B+(matrix+metalloprotease-9)+activity+reduces+cellular+inflammation+and+restores+function+of+transplanted+pancreatic+islets.">Inhibition of gelatinase B (matrix metalloprotease-9) activity reduces cellular inflammation and restores function of transplanted pancreatic islets.</a> Diabetes. 61 (8), 2045-2053 (2012).</li><li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+intraportal+islet+transplantation+outcome+by+systemic+IKK-beta+inhibition:+NF-kappaB+activity+in+pancreatic+islets+depends+on+oxygen+availability.">Improved intraportal islet transplantation outcome by systemic IKK-beta inhibition: NF-kappaB activity in pancreatic islets depends on oxygen availability.</a> American Journal of Transplantation. 11 (2), 215-224 (2011).</li><li>Wang, Y., Wang, T., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+aspects+are+critical+for+carrying+out+intraportal+islet+transplants+successfully+in+a+diabetes+mouse+model.">Three aspects are critical for carrying out intraportal islet transplants successfully in a diabetes mouse model.</a> Experimental and Clinical Transplantation. 10 (3), 302-304 (2012).</li><li>Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+mouse+pancreatic+islet+isolation+and+intracellular+cAMP+determination.">A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e50374 (2014).</li><li>Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+murine+islet+isolation+and+subcapsular+kidney+transplantation.">A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (50), (2011).</li><li>Rother, K. I., Harlan, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenges+facing+islet+transplantation+for+the+treatment+of+type+1+diabetes+mellitus.">Challenges facing islet transplantation for the treatment of type 1 diabetes mellitus.</a> Journal of Clinical Investigation. 114 (7), 877-883 (2004).</li><li>Su, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+islets+are+essential+for+successful+intraportal+transplantation+in+a+diabetes+mouse+model.">Small islets are essential for successful intraportal transplantation in a diabetes mouse model.</a> Scandinavian Journal of Immunology. 72 (6), 504-510 (2010).</li><li>Rekittke, N. E., Ang, M., Rawat, D., Khatri, R., Linn, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regenerative+Therapy+of+Type+1+Diabetes+Mellitus:+From+Pancreatic+Islet+Transplantation+to+Mesenchymal+Stem+Cells.">Regenerative Therapy of Type 1 Diabetes Mellitus: From Pancreatic Islet Transplantation to Mesenchymal Stem Cells.</a> Stem Cells International. 2016, 22 (2016).</li></ol>

أن تعلن جميع المؤلفين أن لديهم لا تضارب في المصالح.

في هذه الدراسة هو استكشاف الطريق إينترابورتال من زرع جزيرة ليلى. هذا البروتوكول هو ذات كفاءة عالية في تخفيف التوتر السكري ويوفر فرصة متعمقة لاستكشاف جزيرة زرع الدراسات. هذا البروتوكول يؤكد أن حوالي 350 من الجزيرات مورين قادرون على عكس الدولة هايبرجليسيميك. وعلاوة على ذلك، أي من الفئران توفي أثناء الإجراء، ومراقبة نسبة السكر في الدم وقد تحقق في كافة المستلمين. وسجلت مستويات السكر في الدم والوزن الجسم بانتظام ليعكس الكفاءة ومعيار، ووظيفة من الجزيرات المزروعة في عكس اتجاه ارتفاع السكر في الدم. تم قياس مستويات الجلوكوز في الدم في الفئران زرع سينجينيكالي، كل يوم في الأسبوع الأول وبعد ذلك مرة واحدة في أسبوع. بعد زرع الجزيرات وشرط التاكسج تؤدي العوامل خلايا بطانية إفراز العوامل برو-الأوعية مثل VEGF بعد 14 يوما ومن ثم زيادة انجرافتمينت الأوعية الدموية في الكبد كما هو مبين في الشكل 3. تم قياس مستويات الجلوكوز في الدم في الفئران متمكنة، ثلاث مرات في أسبوع لمدة تصل إلى 15 يوما. بعد 15 يوما، رفضت الجزيرات المزروعة في النموذج متمكنة بسبب هجوم المناعة، ما لم تتم إدارتها العقاقير المثبطة للمناعة
وهناك العديد من البروتوكولات عزلة الجزيرة نشرت في الأدب10،11. الأكثر مباشرة لاختيار الجزيرات يدوياً على أساس حجمها ومورفولوجيا بعد الهضم كولاجيناز. هذا واحد من أهم الخطوات لتحديد فقط من الجزر وتجنب إفرازات الخلايا، الحطام، والجزر الصغيرة المحددة إلخ ينبغي أن تبقى عند 37 درجة مئوية بين عشية وضحاها في حاضنة للسماح لهم بالتعافي من الإجهاد الميكانيكي أثناء الهضم الإجراء. اختيار الجرعة بالستريبتوزوتوسين وزرع جزيرة إينترابورتال أيضا عنصر أساسي في هذا البروتوكول. وينبغي تنظيم درجة حرارة الجسم والحفاظ على استخدام لوحة حرارية طوال العملية الجراحية. وينبغي تطبيق شاش معقم مع ضغط الحد الأدنى لمدة 6 دقيقة في الموقع من ثقب لتجنب النزيف. وينبغي إبقاء الفئران تحت الملاحظة حتى أنهم يستعيد وعيه كافية.
يمكن تعديل بعض الخطوات في هذا البروتوكول. على سبيل المثال، قد يزيد الاستفادة المثلى الوقت الهضم، وحجم كولاجيناز العائد من الجزر الصغيرة في سلالات مختلفة من الفئران. بدلاً من الاستقراء السريع لمرض السكري (بالستريبتوزوتوسين 180 مغ/كغ)، ببطء زيادة ارتفاع السكر في الدم يمكن أن يتسبب استخدام أقل جرعة على مدى فترة ممتدة من الزمن (مثلاً، 40 مغ/كغ/يوم بالستريبتوزوتوسين لمدة 5 أيام على التوالي). ويمكن أن يوفر انجرافتمينت أفضل من الجزيرات المزروعة. ويمكن استكشاف مواقع أخرى، مثل نخاع العظام، والحقيبة أومينتال، المنطقة العضلي، سطح المخاطية المعدة، والطحال، والكلى كبدائل لهذا السياق إينترابورتال.
انجرافتمينت الفقيرة من الجزيرات المزروعة لا تزال مصدر قلق كبير في التجارب السريرية. وتشمل الآخرين نقصا من الجهات المانحة، وعدم الاتساق في الحفاظ على مستويات الجلوكوز في الدم بعد الزرع، والكبت المناعي، وردود الفعل بوساطة الدم12،13. عدم وجود أساليب لتقييم engraftment السليم عقبة أخرى. يمكن أن تتبع الجزيرات المزروعة بالرنين المغناطيسي أو التصوير بالإضاءة الحيوية ربما تحل محل الأساليب الكلاسيكية مثل اختبار تحمل الجلوكوز أو ج-الببتيد. في المستقبل، قد توفر الخلايا الجذعية زرع جنبا إلى جنب مع الجزر الصغيرة الغذائية والأدوية دعم14.

زرع جزيرة ليلى نهج واعدة لعلاج النوع 1 السكري1. وكان يؤديها أول محاولة لتحويل جزء من البنكرياس الأغنام إلى مريض السكري "ويليامز واتسون" في عام 1893. ومع ذلك، تحقق إنجازا كبيرا في زرع جزيرة السريرية لبروتوكول إدمنتون، وبعد ذلك، كانت سلسلة من البرامج الوطنية للبلدان المتقدمة النمو2. في الماضي، تم استكشاف العديد من المواقع، مثل نخاع العظام والحقيبة أومينتال، المنطقة العضلي، وسطح المخاطية المعدة، الطحال، وكبسولة الكلي، في نماذج الإكلينيكية، ولكن النظام الوريدي المدخل يعتبر واحداً من موقع مناسب وفعال للبرامج السريرية3،4،،من56.
يمكن أن يكون محل الإدارة الخارجية للأنسولين بضخ جزيرة صغيرة في الوريد البابي. يعتبر هذا موقع مفضل لأن الإمداد بالأكسجين مماثلة لتلك في البنكرياس الأصلية نظراً لموقع مجرى النهر من التقاء مدخل الشريان والوريد. وعلاوة على ذلك، هناك مساحة كبيرة، حتى يمكن الحفاظ على هيكل ثلاثي الأبعاد للجزر، والأوعية الدموية يمكن أن تكون ميسرة5. ماوس السكري المتلقية أو شبه جزيرة الإنسان أو الخنزير 2,000 الماوس 350 الجزر الصغيرة كافية لعكس اتجاه7،الدولة هايبرجليسيميك8. كما أبلغ عن مستويات يوجليسيميك لمدة 15 يوما في طراز الماوس المستفيدة من الجزر إكسينوجينيك وفي طراز الماوس إلى ماوس متمكنة، وأكثر من 120 يوما في سينجينيك الماوس لزرع الأعضاء.
العوامل ذات الصلة بفعالية زرع الجزيرة عن طريق الوريد البابي هي مناسبة التخدير، أسلوب الثقب، والارقاء9. التخدير يمكن أن يكون الناجم عن استنشاق (5% إيسوفلوراني) أو حقن (الكيتامين أو إكسيلازيني أو بينتوباربيتال)، وغالباً ما يتم الجمع بين هذه المواد. للتحكم عمق ووقت التخدير، ينبغي إيلاء اهتمام دولة الماوس، مثل لون الغشاء المخاطي وغطاء العين، ومنعكس القرنية، ومعدل التنفس، ودرجة حرارة الجسم. من المهم التأكد من أن الحيوان لا تكافح وبقائها في العملية. يمكن الحفاظ درجة الحرارة بأجهزة التدفئة المختلفة، مثل منصات التدفئة، المصابيح الحمراء، وقد تم استخدام لوحة الحرارية الحارة إلخ A للحفاظ على درجة حرارة 25-30 درجة مئوية بين الماوس والجدول العملية، مما يمنع حدوث انخفاض درجة حرارة الجسم. جرعات المسكنات هامة، كما كل منهم يستقلبان في الكبد، وقد تكون وظيفة الكبد اضطرابه عابر بضخ تعليق جزيرة ليلى. النقطة ثقب مثالية الوريد البابي هو الموقف بين الوريد رافد الأولى والثانية.
العدد من الجزر الصغيرة، وحجم الحقن المقصود أيضا التأثير على نتيجة عملية الزرع، كوحدة تخزين مفرطة قد تزيد من إجهاد القص. وحدة تخزين 0.2 مل يعتبر مناسباً للزرع جزيرة صغيرة في الوريد البابي. •اجراء الجرح (26-قياس الإبرة) الحث على النزف من الوريد البابي، الذي يحتاج إلى وقفه بطريقة فعالة وفي الوقت المناسب. ويمكن تطبيق شاش معقم أو إصبع مع الحد الأدنى من الضغط في موقع البزل لحوالي 6 دقائق لوقف النزيف. الحقن المتخذة من جزيرة ليلى معا، المدخل الفعال وتنص اللائحة على مستويات الجلوكوز في الدم في نماذج الماوس السكري المستحث كيميائيا.

<table><tbody><tr><td>C57Bl/6 mice&amp;nbsp;</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>BALB/c mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>NMRI nude mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Bela-pharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>CEVA TIERGESUNDHEIT GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringe, 23G and 26G needle</td><td>BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish</td><td>Falcon</td><td>303800</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Carl Roth</td><td>351007</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Gauze</td><td>Fuhrmann</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Shaking Water bath</td><td>Kotterman</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Braun</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Glucose Meter&amp;nbsp;</td><td>One Touch</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warm Thermal Plate</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Braunol (povidone-iodide solution)</td><td>B.Braun Melsungen AG</td><td>3864154</td><td></td></tr><tr><td>Liposic Edo - Sprinkled Ointment (eye ointment)</td><td>Dr. G Mann Chem.-Pharm.&amp;nbsp; GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Fa. Roth</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flow Bench</td><td>Herdus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10771</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Silk Suture Vicryl</td><td>Braun</td><td></td><td>(7.5 *1.75mm)</td></tr><tr><td>Michel Clamps (clips)</td><td>Aesculap&amp;nbsp;</td><td>BN507R</td><td></td></tr><tr><td>P/FCS Solution</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>TCM-199 (10x)</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>Biowest</td><td>S1810-500</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-streptomycin</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>HEPES (1 M)</td><td>Biochrom</td><td>L 1613</td><td></td></tr><tr><td>Gentamycin</td><td>Ratiopharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciprofloxacin</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hank&#039;s Solution</td><td>Gibco</td><td>14060-040</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase</td><td>Roche</td><td>11213865001</td><td></td></tr><tr><td>Streptozotocin</td><td>Calbiochem</td><td>572204</td><td></td></tr><tr><td>OPSITE-spray (wound healer)</td><td>Smith and nephew</td><td>66004978</td><td></td></tr><tr><td>Reugular food</td><td>Altromin</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Head light LED 16042 (magnifying glass)</td><td>Eschenbach</td><td>16042</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse PECAM-1(CD31) monoclonal primary antibody</td><td>Millipore, Chemicon</td><td>CBL1337</td><td>Dilution (1:100)</td></tr><tr><td>Donkey anti-rat secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>712095153</td><td>Dilution (1:400)</td></tr><tr><td>Polyclonal guinea pig anti-insulin primay antibody</td><td>Dako</td><td>A0564</td><td>Dilution (1:500)</td></tr><tr><td>Donkey anti-guinea pig secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>706-259-148</td><td>Dilution (1:400)</td></tr></tbody></table>

intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model

زرع البنكرياس جزيرة ليلى للحد من ارتفاع السكر في الدم ناجحة للغاية في القوارض بالسكري المستحث كيميائيا. هو موقع الزرع الأكثر شيوعاً في جزيرة تجريبي زرع كبسولة الكلي. ومع ذلك، كما هو معروف أقل حول تفاعل جزيرات البنكرياس مع مكونات الدم، أيضا يجعل الشعور باستخدام نهج الوريد البابي في زرع جزيرة التجريبية.
هذا البروتوكول يوضح أسلوب زرع جزيرة إينترابورتال في الفئران عارية الرنين. يتم حقن بالستريبتوزوتوسين (180 مغ/كغ) إينترابيريتونيلي للحث على ارتفاع السكر في الدم في الفئران المستفيدة. أنها تعتبر كمرضى السكري على مستوى جلوكوز دم غير صيام أكبر من 20 ملمول/لتر. يوم واحد قبل الزرع، جزيرات البنكرياس الماوس يتم عزل من البنكرياس المانحين بالهضم كولاجيناز؛ وتستخدم كحد أدنى الجزر 350 كل مستلم السكري. اعتماداً على محصول عزلة جزيرة ليلى، تستخدم اثنين أو أكثر من الفئران المانحة كل مستلم. بعد الحصول على الثقافة بين عشية وضحاها في 37 درجة مئوية، تدار الجزر الصغيرة في الكبد المستفيدة عن طريق الوريد البابي. بعد الجراحة، ومحمية في الحمراء Makrolon منازل الفئران ولاحظ حتى مستيقظا. يحتفظ هذا البروتوكول مراقبة نسبة السكر في الدم لمدة 120 يوما في الفئران سينجينيك و 15 يوما في الفئران متمكنة.

ودرس الكفاءات الجزيرات المزروعة في الفئران السكري المستحث كيميائيا. تم زرع الجزر عبر نظام وريدي المدخل في نموذج الفئران السكري. كانت بين المانح والمتلقي نسبة 2:1. في طراز الماوس سينجينيك، استخدمت اثنين من الفئران الجهات المانحة للحصول على 350 من الجزر الصغيرة. ثم تم زرعها في الجزر الصغيرة في الفئران السكري. لوحظ انخفاض في مستوى السكر في الدم في يوم 1 بعد الزرع، مما يشير إلى دور لزرع جزيرات البنكرياس في تخفيض مستوى السكر في الدم. بالستريبتوزوتوسين زيادة مستوى السكر في الدم تصل إلى حوالي 22 ملمول/لتر. لوحظ انخفاض في مستوى السكر في الدم إلى 4.6 mmol/لتر (اليوم الأول) بعد زرع جزيرة ليلى (الشكل 1A). وأبقى نورموجليسيميا ليصل إلى 121 يوما، كما هو مبين في الشكل 1 ألف. مستوى الجلوكوز الوزن والدم في الجسم تقريبا يتبع نفس النمط. وبعد حقن بالستريبتوزوتوسين والجراحة، انخفض وزن الجسم. من اليوم فصاعدا 2، أنها تميل إلى الارتفاع نحو عادي، من 25.3 ز (يوم 4) إلى 29.7 ز (121 يوم)، كما هو مبين في الشكل 1 باء.
في حالة هيستوكومباتيبيليتي الرئيسية (MHC) غير متطابقة الفئران، الجزر 350 من اثنين من الفئران C57Bl/6 (H2د) تم زرعها في السكري بالب/c (H2ب) الفئران. بعد الحقن بالستريبتوزوتوسين، زيادة جلوكوز الدم يصل إلى 26.6 mmol/l. بعد زرع جزيرة ليلى، انخفض مستوى السكر في الدم إلى 4.4 mmol/لتر (اليوم 1؛ الشكل 2 (أ)). ولوحظ نورموجليسيميا (4.44 إلى 7.2 مليمول/لتر) لمدة تصل إلى 10 أيام، ولكن ليس بعد 15 يوما (20.1 ملمول/لتر). وزن الجسم السكري الفئران انخفضت من 26 ز (اليوم-3) إلى 23 ز (يوم 0) وإلحاقا 21.5 ز (اليوم الأول). بعد زرع الأعضاء، استعادة وزن الجسم تدريجيا من ز 23 (اليوم 2) إلى 25 جرام (يوم 10). سبب MHC-عدم تطابق، زيادة مستوى السكر في الدم وانخفاض وزن الجسم 10 أيام بعد زرع جزيرة ليلى (الشكل 2).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig1.jpg"> الشكل 1 : تأثير زرع جزيرة سينجينيك- (أ) مستوى الجلوكوز في الدم وتم قياس في نقاط زمنية مختلفة في الفئران السكري الناجم عن بالستريبتوزوتوسين (n = 3). تم حقن جرعة واحدة من بالستريبتوزوتوسين (180 مغ/كغ) قبل زرع الجزيرات 350 لكل مستلم (يوم 0). وتم قياس مستوى الجلوكوز في الدم (مليمول/لتر) لتصل إلى 121 يوما (يوم-3: 17 ± 2.3؛ واليوم 0: 22.6 ± 1؛ ويوم 1: 4.6 ± 0.3؛ واليوم 5: 7.5 ± 0.4؛ واليوم 121: 5.3 ± 0.09). (ب) زيادة في وزن الجسم بعد زرع جزيرة ليلى. البيانات الواردة أعلاه تمثل ± متوسط الانحراف المعياري. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig2.jpg"> الشكل 2 : تأثير زرع جزيرة متمكنة. (أ) مستوى الجلوكوز في الدم وتم قياس في نقاط زمنية مختلفة في الفئران السكري الناجم عن بالستريبتوزوتوسين (n = 2). تم حقن جرعة واحدة من بالستريبتوزوتوسين (180 مغ/كغ) قبل زرع جزيرات البنكرياس 350 (يوم 0). وتم قياس مستوى الجلوكوز في الدم (مليمول/لتر) لمدة تصل إلى 15 يوما (يوم-1: 25.5 ± 5.3؛ واليوم 0: 26.6 ± 1.4؛ ويوم 2:8 ± 0.9؛ واليوم 10: 6.2 ± 0.08؛ ويوم 15: 20.1 ± 1.6). وأبقى نورموجليسيميك الدولة لمدة تصل إلى 10 أيام، وبعد ذلك، زادت تركيزات الجلوكوز في الدم. (ب) متابعة وزن الجسم قبل وبعد زرع جزيرة ليلى. وتمثل البيانات ± متوسط الانحراف المعياري. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig3.jpg"> الشكل 3 : صورة إيمونوستينينج الممثل لزرع جزيرات البنكرياس في الكبد: يغسل المقطع الكبد (5 ميكرون) مع برنامج تلفزيوني، كتلة مع المصل حمار 10% تليها الحضانة بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية مع أضداد الأنسولين الأساسي (1: 500) والصفائح الدموية خلايا بطانية التصاق جزيء بيكم-1 الابتدائي جسم (1: 100). يغسل مع برنامج تلفزيوني، وصمة عار في مواجهة مع هويشت وصمة عار مع الأجسام المضادة الثانوية ح 1، وفي اليوم التالي والتقاط الصور مع إيكا مجهر فلوري. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>

Watch this Scientific Journal Video about Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model at JoVE.com

Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

زرع البنكرياس جزيرة ليلى وسيلة لتحقيق نورموجليسيميا في مرض السكري من النوع 1. تركز هذه المقالة على تقنية زرع الأعضاء من خلال توجيه إينترابورتال للحفاظ على مستويات السكر العادي في الفئران السكري.

إينترابورتال زرع جزيرات البنكرياس في طراز الماوس

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

intraportal-transplantation-of-pancreatic-islets-in-mouse-model

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

9.4K Views.  Clinical Research Lab. زرع البنكرياس جزيرة ليلى وسيلة لتحقيق نورموجليسيميا في مرض السكري من النوع 1. تركز هذه المقالة على تقنية زرع الأعضاء من خلال توجيه إينترابورتال للحفاظ على مستويات السكر العادي في الفئران السكري.

Video: Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

وهناك طريقة لعزل جزيرة الفئران تحت المحفظة وزراعة الكلى

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Transplantation of Pancreatic Islets Into the Kidney Capsule of Diabetic Mice

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice. We found that it was easier to concentrate the islets or cells into pellets in the final delivery tubing (PE50) used to transplant the cells under the kidney capsule. This technique provides both speed and ease while reducing any undue stress to the cells or to the mouse.

Loading: Settled, hand picked, islets or pelleted cells are carefully aspirated off the bottom of a 1.5 mL microcentrifuge tube using a p200 pipetteman and a straight, thin-wall pipette tip. A length of PE50 tubing is attached to the pipette tip using a small silicone adapter tubing. Cells are allowed to settle, in the tip, and then are transferred to the PE50 tubing by slowly dialing the pipetteman. Once the cells are near the end of the PE50 tubing, a kink is made and the silicone adaptor tubing is placed over the kink. The PE50 tubing is transferred to a 15 mL conical containing a cut 5 mL pipet, and the PE50 tubing is taped over the side of the 5 mL pipet to prevent curling during centrifuging. Cells are allowed to reach 1,000 rpm and stopped.
Transplantation: Recipient mice are anesthetized, shaved, and cleaned. A small incision is made on the left flank of the mouse and the kidney is exposed. The kidney, fat, and tissue are kept moist with normal saline swab. The distal end of the PE50 is attached to a Hamilton screw drive syringe, containing a pipette tip, using the silicone adaptor tubing. A small nick is made on the right flank side of the kidney, not too large nor too deep. The beveled end of the PE50 tubing, nearest the cells, is carefully placed under the capsule, the tubing is moved around gently to make space while swabbing normal saline; a dry capsule can tear easily. A small air bubble is delivered under the capsule by slowly dialing the syringe screw drive. Islets are then slowly delivered behind the air bubble. Once the islets have been delivered kidney homeostasis is maintained and the knick is cauterized with low heat. The kidney is placed back into the cavity and the peritoneum and skin are sutured and stapled. Mice are immediately treated with Flunixin and Buprenorphine s.q. and placed in a cage on a heating pad.

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of mice. Cells are concentrated into pellets in the final tubing used for transplanting the cells under the kidney capsule. The ease of this technique reduces stress to the cells and the mouse.

زرع البنكرياس من الجزر في الكبسولة الكلى من الفئران من السكري

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice.  We found that it was easier ...

Biology

Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy may incur acute whole blood reactions and result in poor islet engraftment. Here, we report a robust protocol for the transplantation of islets at the extrahepatic transplantation site-the epididymal fat pad (EFP)-in a diabetic mouse model. A protocol to isolate and purify islets at high yields from C57BL/6J mice is described, as well as a transplantation method performed by seeding islets onto a decellularized scaffold (DCS) and implanting them at the EFP site in syngeneic C57BL/6J mice rendered diabetic by streptozotocin. The DCS graft containing 500 islets reversed the hyperglycemic condition within 10 days, while the free islets without DCS required at least 30 days. The normoglycemia was maintained for up to 3 months until the graft was explanted. In conclusion, DCS enhanced the engraftment of islets into the extrahepatic site of the EFP, which could easily be retrieved and might provide a reproducible and useful platform for investigating the scaffold materials, as well as other transplantation parameters required for a successful islet engraftment.

This protocol demonstrates murine islet isolation and seeding onto a decellularized scaffold. Scaffold-supported islets were transplanted into the epididymal fat pad of streptozotocin (STZ)-induced diabetic mice. Islets survived at the transplantation site and reversed the hyperglycemic condition.

تدعمه سقالة زرع الجزر في سادة الدهون البربخ من الفئران السكري

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy ...

Bioengineering

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

نموذج الماوس لزرع البنكرياس باستخدام تقنية تعديل الكفة

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue (ISWAT) Transplantation Model of Murine Islets

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for islet transplantation in rodent models. However, the tight kidney capsule limits the transplantation of sufficient islets in large animals and humans. The inguinal subcutaneous white adipose tissue (ISWAT), a new subcutaneous space, was found to be a potentially valuable site for islet transplantation. This site has better blood supply than other subcutaneous spaces. Moreover, the ISWAT accommodates a larger islet mass than the kidney capsule, and transplantation into it is simple. This manuscript describes the procedure of mouse islet isolation and transplantation in the ISWAT site of syngeneic diabetic mouse recipients. Using this protocol, murine pancreatic islets were isolated by standard collagenase digestion and a basement membrane matrix hydrogel was used for fixing the purified islets in the ISWAT site. The blood glucose levels of the recipient mice were monitored for more than 100 days. Islet grafts were retrieved at day 100 after transplantation for histological analysis. The protocol for islet transplantation in the ISWAT site described in this manuscript is simple and effective.

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue ISWAT Transplantation Model of Murine Islets

In this protocol, a method of murine islet isolation and transplantation into the inguinal subcutaneous white adipose tissue is described. Isolated syngeneic murine islets are transplanted into a murine recipient using a basement membrane hydrogel. The blood glucose level of the recipients is monitored, and histology analysis of the islet grafts is performed.

الاعلية الجلدية الجلدية الأنسجة الدهنية البيضاء (ISWAT) نموذج زرع الجزر المورين

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for ...

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the kidney capsule in most rodent preclinical islet transplantation studies. This model is commonly used because murine intrahepatic islet transplantation is technically challenging, and a high percentage of mice could die from surgical complications, especially bleeding from the injection site post-transplantation. In this study, two procedures that can minimize the incidence of post-infusion portal vein bleeding are demonstrated. The first method applies an absorbable hemostatic gelatin sponge to the injection site, and the second method involves penetrating the islet injection needle through the fat tissue first and then into the portal vein by using the fat tissue as a physical barrier to stop bleeding. Both methods could effectively prevent bleeding-induced mouse death. The whole liver section showing islet distribution and evidence of islet thrombosis post-transplantation, a typical feature for intrahepatic islet transplantation, were presented. These improved protocols refine the intrahepatic islet transplantation procedures and may help laboratories set up the procedure to study islet survival and function in pre-clinical settings.

Here we present refined surgical procedures on successfully performing intraportal islet transplantation, a clinically relevant but technically challenging surgical procedure, in mice.

تقليل نزيف الوريد البابي بعد التسريب أثناء زراعة الجزر داخل الكبد في الفئران

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging study, with an abdominal imaging window, enabled visualization of the cellular dynamics in abdominal organs in vivo. However, due to the soft sheet-like architecture of the mouse pancreas that can be easily influenced by physiologic movement (e.g., peristalsis and respiration), it was difficult to perform stabilized longitudinal in vivo imaging over several weeks at the cellular level to identify, track, and quantify islets or cancer cells in the mouse pancreas. Herein, we describe a method for implanting a novel supporting base, an integrated pancreatic intravital imaging window, that can spatially separate the pancreas from the bowel for longitudinal time-lapse intravital imaging of the pancreas microstructure. Longitudinal in vivo imaging with the imaging window enables stable visualization, allowing for the tracking of islets over a period of 3 weeks and high-resolution three-dimensional imaging of the microstructure, as evidenced here in an orthotopic pancreatic cancer model. With our method, further intravital imaging studies can elucidate the pathophysiology of various diseases involving the pancreas at the cellular level.

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

In vivo high-resolution imaging of the pancreas was facilitated with the pancreatic intravital imaging window.

استقر الطولي في فيفو الخلوية المستوى التصور من البنكرياس في نموذج مورين مع نافذة التصوير داخل الجسم البنكرياس

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging ...

A Simple High Efficiency Protocol for Pancreatic Islet Isolation from Mice

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other important biological functions. The islets primarily consist of five types of hormone-secreting cells: &#945; cells secrete glucagon, &#946; cells secrete insulin, &#948; cells secrete somatostatin, &#949; cells secrete ghrelin, and PP cells secrete pancreatic polypeptide. Sixty to 80% of the cells in the islets are &#946; cells, which are the most important cell population to study insulin secretion. Pancreatic islets are a crucial model system to study ex vivo insulin secretion. Acquiring high quality islets is of great importance for diabetes research. Most islet isolation procedures require technically difficult to access site of collagenase injection, harsh and complex digestion procedures, and multiple density gradient purification steps. This paper features a simple high yield mouse islet isolation method with detailed descriptions and realistic demonstrations, showing the following specific steps: 1) injection of collagenase P at the ampulla of Vater, a small area joining the pancreatic duct and the common bile duct, 2) enzymatic digestion and mechanical separation of the exocrine pancreas, and 3) a single gradient purification step. The advantages of this method are the injection of digestive enzyme using the more accessible ampulla of Vater, more complete digestion using combination of enzymatic and mechanical approaches, and a simpler single gradient purification step. This protocol produces approximately 250&#8212;350 islets per mouse; and islets are suitable for various ex vivo studies. Possible caveats of this procedure are potentially damaged islets due to enzymatic digestion and/or prolonged gradient incubation, all of which can be largely avoided by careful ad justification of incubation time.

This islet isolation protocol described a novel route of collagenase injection to digest the exocrine tissue and a simplified gradient procedure to purify the islets from mice. It involves enzymatic digestion, gradient separation/purification, and islet hand-picking. Successful isolation can yield 250&#8211;350 high quality and fully functional islets per mouse.

بروتوكول بسيط عالي الكفاءة لعزل الجزيرة البنكرياسية عن الفئران

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other ...

A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet infusion is far from ideal and therefore, the omentum is re-emerging as a potentially valuable site for islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and the implantation of the islets to the diabetic recipients. Transplantation to the omentum requires surgical steps that can be better demonstrated visually. Here, the detailed steps for this procedure are presented. Two methods of mixing the isolated islets with hydrogel before placing the mixture into the omental pouch of diabetic mice are described here. Different hydrogels are used for the different conditions. Blood glucose levels of diabetic mouse recipients of syngeneic islets in the omentum were monitored for up to 35 days. Some animals were sacrificed after 14 days to perform immuno-histochemical analysis. This pre-clinical transplantation approach can be used as preliminary data leading up to translation to clinical transplantation.

A method for the omental transplantation of islets in a mouse is introduced. The isolated islets are mixed with hydrogel and the mixture is placed into the omental pouch of a diabetic mouse. Then, the blood glucose is monitored, and immuno-histochemical analysis is performed.

طريقة لزرع جزيرة ليلى إلى الثرب في الماوس

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet ...

Grafting Pancreatic Islets: A Method to Implant Pancreatic Islets into the Anterior Chamber of the Mouse Eye for In Vivo Imaging

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;<a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/61234/" target="_blank">A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the Anterior Eye Chamber</a>. J. Vis. Exp. (2020).
This video describes the protocol for grafting human pancreatic islets into the anterior chamber of the mouse&#8217;s eye to monitor revascularization of human islet grafts in vivo. It also helps to understand the contribution of recipient versus donor cells in promoting the encapsulation and vascularization of the graft.

تطعيم جزر البنكرياس: طريقة لزرع جزر البنكرياس في الغرفة الأمامية لعين الفأر للتصوير في الجسم الحي

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the ...