Name: intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model
Uploaded: 2018-05-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 1 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model at JoVE.com

ברצוננו להודות Gundula Hertl לתמיכה שלה.

לכל השגרות פרוטוקול זה אושרו על-ידי חוק רווחת בעלי חיים גרמנית והנחיות. שקול להשתמש 10 - עד השבוע ה-12 NMRI עכברים עירום ועכברים C57Bl/6 (התורם: מהמושב; הנמען: זכר) לאורך כל הניסויים. השתמש NMRI עכברים בעירום עבור בידוד איון. לשמור על העכברים בתנאים מוגדרים לפי תקנות מתקן בעלי חיים מקומיים.
1. אינדוקציה של סוכרת על ידי Streptozotocin
<ol><li>ביום-4, למדוד את המשקולות הגוף 10 עכברים עירום NMRI בת שבוע 12 ועכברים C57Bl/6 שימוש במכונה במשקל.</li>
	<li>על פי משקל הגוף נמדד, להכין מנה 180 מ"ג/ק"ג של streptozotocin ב 0.1 מ"ל של תמיסת מלח לכל העכבר. הערה: Streptozotocin צריך להיות טרי שהוכן לפני השימוש, מכוסה ברדיד אלומיניום, גם ככה רגישים לאור.</li>
	<li>. להזריק העכברים syngeneic ו allogeneic כל אחד עם מנה אחת של 0.1 מ"ל של streptozotocin (180 מ"ג/ק"ג) intraperitoneally באמצעות מחט 26-G.</li>
	<li>ביום-3-2 ו-1 לאסוף 2-4 µL של דם על ידי ניקב את הוורידים הזנב של עכברים שאינם התענה.</li>
	<li>להשתמש 2-4 µL של דגימת דם לכל רצועת הבדיקה כדי למדוד את רמת הסוכר בדם NMRI עכברים עירום ועכברים C57Bl/6 הערה: בשלב זה, 80% מהעכברים צריך להיות סוכרתית (20 mmol/L).<ol>
<li>השתמש עכברים על השתלת איון כאשר רמות הגלוקוז בדם שלהם להגיע 20 mmol/ל'</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. בידוד של לנגרהנס של עכברים
<ol><li>עזים ומתנגד העכברים עם קטמין (100 מ"ג/ק"ג משקל גוף), חריגות השירותים הווטרינריים (20 מ"ג/ק"ג משקל גוף) על ידי הזרקת בקרום הבטן עם מחט 26-G. הערה: אמצעי האחסון של קטמין, חריגות השירותים הווטרינריים היו נחושים לפי העובי הגוף של בעלי החיים (0.10 mL של 10 גרם).</li>
	<li>לשמור על העכברים במצב פרקדן ולחטא עם povidone יוד פתרון. לאשר שהנהלים בבדיקת את רפלקס פדלים. הערה: במקרה של C57Bl/6 לגלח אזור הבטן.</li>
	<li>להחזיק את העור עם מלקחיים בסדר, עושים חתך קו האמצע עם מספריים כדי לחשוף את חלל הבטן. מניחים את סיטוס במעי לשמאל, מחוץ חלל הבטן על קומפרס גזה סטרילית.</li>
	<li>להתאים את הקיבה בכיוון אחר כדי לאתר את הלבלב ואת אחרים הקשורים לרקמות.</li>
	<li>להגיע אבי העורקים, חותך חתך קטן כדי לנקז את הדם. להשתמש גזה סטרילית לקליטה דם.</li>
	<li>הסר בזהירות את המעי. להפריד בין הלבלב לבין הבטן וה טחול.</li>
	<li>בלו הלבלב ולמקם אותו בצלוחית טריים. הסר את כל החומרים לא רצויות, כגון שומן, באמצעות מלקחיים.</li>
	<li>ממלאים מזרק 5 מ עם 4 מיליליטר collagenase ולהזריק לתוך הלבלב עם מחט 26-G (במניה פתרון: 30 מ"ג של collagenase ב- 12 מ של הפתרון של האנק).</li>
	<li>מינצ הלבלב עם מספריים כדי להגדיל את שטח הפנים לעיכול משופרת, העברת צינור כובע אדום 12 מ. הערה: של האנק מאוזנת תמיסת מלח: HBSS 10 x (100 מ"ל), פניצילין-סטרפטומיצין (10 מ"ל), Gentamycin (1 מ"ל), ציפרופלוקסאצין (10 מ"ל), HEPES (35 מ ל), מזוקק H2O (900 מ ל)</li>
	<li>ביצוע של מערכת העיכול 10 דקות ב 37 מעלות צלזיוס בתוך אמבט מים חזק. מערבולת המדגם שלוש פעמים על בסיס מרווח קבוע עבור 15 s.</li>
	<li>מערבבים הלבלב מתעכל היטב על ידי היד למשך 3 דקות ומניחים אותו על קרח במשך 10 s.</li>
	<li>להוסיף 6 מ של הפתרון של האנק קר כדי לעצור את התגובה עיכול צנטריפוגה ב 560 x g למשך 3 דקות בטמפרטורת החדר.</li>
	<li>הסר את תגובת שיקוע, להמיס בגדר ב 10 מ"ל של פרקר/העוברי עגל בינונית סרום (P/FCS) בטמפרטורת החדר. הערה: P/FCS בינוני: TCM-199 10 x (100 מ"ל), FCS (50 מ"ל), פניצילין-סטרפטומיצין (10 מ"ל), HEPES (20 מ ל), מזוקק H2O (900 מ ל)</li>
	<li>לזהות את איונים בהתבסס על המורפולוגיה שלהם (ספרואיד, צבע חום-זהוב) תחת מיקרוסקופ אור. להימנע איים קטנים עם מרכזי כהה. בדוק טוהר ואת הכדאיות בביצוע dithizone מכתים תחת מיקרוסקופ אור. הערה: Dithizone נקשר יון אבץ ומספק כתם בצבע אדום כדי ע.</li>
	<li>השתמש פיפטה 1-mL לספור, לבחור. לאישתך איונים תחת מיקרוסקופ אור ולהעביר אותם על צלחת פטרי טריים (60 מ"מ x 15 מ"מ) המכיל 4 מיליליטר בינוני P/FCS. הערה: הנפח של P /FCS בינוני בצלוחית הפטרי לא יחרוג מ ל 4 על מנת להבטיח זמינות חמצן.</li>
	<li>שמור את איים מבודדים 4 מיליליטר P/FCS בינוני בן לילה ב 37 מעלות צלזיוס בתוך אינקובטור.</li>
</ol>3. הכנה של חיות השתלת איון
<ol><li>להסיר את איים מבודדים מן החממה 37 ° C ולמקם אותם תחת הספסל זרימה. מרכז את איים עם תנועה מעגלית מתנדנדים של הפטרי.</li>
	<li>ממלאים מזרק 1-mL (מחט 23-G כחול) מ 0.1 ל P/FCS בינוני. לאחר מכן, הוסף איונים 350 mL 0.3 של הפתרון של האנק. שמור את המזרק בצורה מאונכת כדי לאפשר את איונים להתיישב.</li>
	<li>הנמך את הנפח עד 0.05 מ"ל ולהחליף את המחט 23-G כחול עם מחט 26-G חום. כדי המזרק אותו, להוסיף 0.15 מ של Ficoll (צפיפות צבע בינוני) לפסגה כדי להגיע נפח סופי של 0.2 מ"ל במזרק. להימנע בועות אוויר.</li>
	<li>לשמור את המזרק במצב אנכי, לסובב אותו מעט כדי למנוע את הצליעה של איים קטנים. ע יסדר בקונוס של המזרק בתוך 2-3 דקות.</li>
	<li>למדוד את הגוף והמשקל דם רמות הגלוקוז של העכברים הנמען; רמות הגלוקוז בדם צריכה להיות בערך 20 mmol/ל'</li>
	<li>עזים ומתנגד העכברים עם קטמין (100 מ"ג/ק"ג משקל גוף), חריגות השירותים הווטרינריים (20 מ"ג/ק"ג משקל גוף) על ידי הזרקת בקרום הבטן עם המחט 26-G.</li>
	<li>הצב והעכברים במצב פרקדן על צלחת תרמיים חמים (37 מעלות צלזיוס). בדוק את עומק הרדמה על ידי צובט את הבוהן.</li>
	<li>לנקות את אזור הבטן עם povidone יוד פתרון (חיטוי העור). כדי למנוע ייבוש העיניים, לשמור אותם לחות עם משחה העין. הערה: במקרה של C57Bl/6 לגלח אזור הבטן.</li>
</ol>4. השתלת איון דרך המסלול Intraportal
<ol><li>ביום 0, להתחיל עם פתיחה של הבטן על-ידי החזקת את העור עם מלקחיים וביצוע של 2-3 ס מרב קו האמצע החתך עם מספריים. המקום גזה סטרילית רטובה לדחוס בקצוות הפצע כדי לשמור על לחות.</li>
	<li>מניחים את סיטוס במעי שמאלה ומחוץ חלל הבטן על הקומפרס גזה סטרילית. הערה: לשמור את המעי לחות לאורך כל ההליך עם מראש ומחוממת 0.9% NaCl פתרון או גזה סטרילית טבול תמיסת מלח.</li>
	<li>להזיז התריסריון ואתר הלבלב. אתר את וריד שער הכבד ממוקם במתחם הגחון על ידי דחיפת הלבלב כלפי מעלה. להשתמש אצבע כדי לחשוף את וריד שער הכבד, ברגע נחשף, לנקב אותו ליד הכבד.</li>
	<li>בתוך 1 דקות, לאט ובזהירות להזריק את איים קטנים (0.2 מ"ל מהשלב 3.4) לתוך וריד שער הכבד תחת הבדיקה של זכוכית מגדלת כדי למנוע דליפה כלשהי של איים קטנים. הערה: לאחר הזרקת, תמיד בדוק איונים הנותרים במזרק. לקחת 1 מ"ל של מדיה P/FCS מזרק, סומק לתוך צלחת פטרי טריים הספירה תחת מיקרוסקופ.</li>
	<li>מקום סטרילי לאמוד החדירה והפעילו לחץ עם האצבע המורה (עומק החדירה: 0.5-1 ס מ) עבור 6 דקות לעצור את הדימום. הערה: אמצעי האחסון מוזרק לא יעלה 0.2 מ"ל. הלחץ ונפח מופרז עלול לגרום נזק על איונים עקב מאמץ גזירה.</li>
	<li>בזהירות המקום את המעי סיטוס הצפק, שכבה שריר הבטן, fascia סמיכה.</li>
	<li>באמצעות מלקחיים, להרים את העור, סגירת החתך שריר שנספג בתפר משי, ואת שכבת העור העליונה עם 2-3 סרטונים.</li>
	<li>לנקות את השטח עם חומר חיטוי העור, החל מרפא את הפצע, ולמקם את העכברים בכלובים בודדים. מרפא את הפצע מספק שכבה אקרילט עמיד במים, להגן מפני השרייה, שאורכה, זיהום משני. הערה: להתבונן העכברים עד שהם יש חזרה להכרה מספקת, לספק טרמדול (0.2 מ ג לכל עכבר) יחד עם נוזלים. פרוטוקול זה, עכברים התאוששה מן ההרדמה במהירות, טרמדול המינהל מופחתת לכאב. לאחר 7 ימים, צריך לרפא הפצע.</li>
	<li>להאכיל את העכברים עם מים ואוכל רגיל. מזון ומים צריכת ושתן הפרשה יגדל לאחר הזריקה streptozotocin.</li>
	<li>למדוד את רמות הגלוקוז בדם כל יום במשך השבוע הראשון, אז פעם בשבוע בעכברים syngeneic. בעכברים allogeneic, למדוד את רמות הגלוקוז בדם שלוש פעמים בשבוע למשך עד 15 ימים.</li>
</ol>

<ol>
	<li>McCall, M., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Update+on+islet+transplantation.">Update on islet transplantation.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), a007823 (2012).</li><li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Islet+transplantation+in+seven+patients+with+type+1+diabetes+mellitus+using+a+glucocorticoid-free+immunosuppressive+regimen.">Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen.</a> New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).</li><li>Cantarelli, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+marrow+as+an+alternative+site+for+islet+transplantation.">Bone marrow as an alternative site for islet transplantation.</a> Blood. 114 (20), 4566-4574 (2009).</li><li>Echeverri, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoscopic+gastric+submucosal+transplantation+of+islets+(ENDO-STI):+technique+and+initial+results+in+diabetic+pigs.">Endoscopic gastric submucosal transplantation of islets (ENDO-STI): technique and initial results in diabetic pigs.</a> American Journal of Transplantation. 9 (11), 2485-2496 (2009).</li><li>Korsgren, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimising+islet+engraftment+is+critical+for+successful+clinical+islet+transplantation.">Optimising islet engraftment is critical for successful clinical islet transplantation.</a> Diabetologia. 51 (2), 227-232 (2008).</li><li>Merani, S., Toso, C., Emamaullee, J., Shapiro, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+implantation+site+for+pancreatic+islet+transplantation.">Optimal implantation site for pancreatic islet transplantation.</a> British Journal of Surgery. 95 (12), 1449-1461 (2008).</li><li>Lingwal, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+gelatinase+B+(matrix+metalloprotease-9)+activity+reduces+cellular+inflammation+and+restores+function+of+transplanted+pancreatic+islets.">Inhibition of gelatinase B (matrix metalloprotease-9) activity reduces cellular inflammation and restores function of transplanted pancreatic islets.</a> Diabetes. 61 (8), 2045-2053 (2012).</li><li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+intraportal+islet+transplantation+outcome+by+systemic+IKK-beta+inhibition:+NF-kappaB+activity+in+pancreatic+islets+depends+on+oxygen+availability.">Improved intraportal islet transplantation outcome by systemic IKK-beta inhibition: NF-kappaB activity in pancreatic islets depends on oxygen availability.</a> American Journal of Transplantation. 11 (2), 215-224 (2011).</li><li>Wang, Y., Wang, T., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+aspects+are+critical+for+carrying+out+intraportal+islet+transplants+successfully+in+a+diabetes+mouse+model.">Three aspects are critical for carrying out intraportal islet transplants successfully in a diabetes mouse model.</a> Experimental and Clinical Transplantation. 10 (3), 302-304 (2012).</li><li>Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+mouse+pancreatic+islet+isolation+and+intracellular+cAMP+determination.">A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e50374 (2014).</li><li>Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+murine+islet+isolation+and+subcapsular+kidney+transplantation.">A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (50), (2011).</li><li>Rother, K. I., Harlan, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenges+facing+islet+transplantation+for+the+treatment+of+type+1+diabetes+mellitus.">Challenges facing islet transplantation for the treatment of type 1 diabetes mellitus.</a> Journal of Clinical Investigation. 114 (7), 877-883 (2004).</li><li>Su, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+islets+are+essential+for+successful+intraportal+transplantation+in+a+diabetes+mouse+model.">Small islets are essential for successful intraportal transplantation in a diabetes mouse model.</a> Scandinavian Journal of Immunology. 72 (6), 504-510 (2010).</li><li>Rekittke, N. E., Ang, M., Rawat, D., Khatri, R., Linn, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regenerative+Therapy+of+Type+1+Diabetes+Mellitus:+From+Pancreatic+Islet+Transplantation+to+Mesenchymal+Stem+Cells.">Regenerative Therapy of Type 1 Diabetes Mellitus: From Pancreatic Islet Transplantation to Mesenchymal Stem Cells.</a> Stem Cells International. 2016, 22 (2016).</li></ol>

כל המחברים מצהירים כי יש להם אין ניגוד אינטרסים.

במחקר זה, התוואי intraportal של השתלת איון בחנו. פרוטוקול זה יעיל ביותר להקלת הלחץ סוכרתית ומספק הזדמנות מעמיק לחקור מחקרים השתלת איון. פרוטוקול זה מאשרת כי כ-350 איונים מאתר מסוגלים היפוך המדינה hyperglycemic. יתר על כן, אף אחד העכברים מתו במהלך ההליך, הבקרה הגליקמית הושג לכל הנמענים. משקל הגוף ורמות גלוקוז בדם נרשמו באופן קבוע כדי לשקף את מיומנות, תקן והפונקציונליות של המושתלים איונים היפוך היפרגליקמיה. בעכברים syngeneically מושתל, נמדדו רמות הגלוקוז בדם כל יום במשך השבוע הראשון, ובשבוע לאחר מכן. לאחר השתלת איונים, תנאי ובשפתיים ועוד גורמים מפעילים תאי אנדותל להפריש pro-אנגיוגנזה גורמים כגון VEGF לאחר 14 ימים, ובכך להגדיל את engraftment כלי הדם בכבד, כפי שמוצג באיור3. בעכברים allogeneic, נמדדו רמות הגלוקוז בדם שלוש פעמים בשבוע למשך עד 15 ימים. לאחר 15 ימים, איונים המושתלים נדחו במודל allogeneic כתוצאה מתקיפה המערכת החיסונית, אלא אם כן תרופות לדיכוי המערכת החיסונית מנוהלים
ישנם מספר פרוטוקולים בידוד איון לאור ספרות10,11. הברור ביותר הוא לבחור איונים באופן ידני על בסיס גודל של המורפולוגיה שלהם לאחר עיכול collagenase. זהו אחד השלבים המכריעים לבחירת רק איים קטנים, כדי להימנע תאים אקסוקרינית, פסולת, איונים נבחרות וכו צריך להישמר ב 37 מעלות צלזיוס למשך הלילה בתוך אינקובטור לאפשר להם להתאושש מכאניים נתקלה במהלך העיכול נוהל. הבחירה של המינון streptozotocin ואת השתלת איון intraportal הם גם מפתח את פרוטוקול זה. טמפרטורת הגוף צריכה להיות מוסדרת ומתוחזק בעזרת צלחת תרמי לאורך כל הליך כירורגי. צריך להיות מיושם גזה סטרילית עם לחץ מינימלי על 6 דקות באתר פנצ'רים כדי למנוע דימום. עכברים יש לשמור תחת השגחה עד שהם ישובו להכרה מספקת.
שלבים מסוימים של פרוטוקול זה יכול להיות שונה. לדוגמה, אופטימיזציה של זמן עיכול ונפח collagenase עשוי להגדיל את התשואה של איים בזני עכברים שונים. במקום אינדוקציה מהירה של סוכרת (streptozotocin 180 מ"ג/ק"ג), הולכת וגדלה בהדרגה היפרגליקמיה יכולה להיגרם תוך שימוש במינון נמוך על פני תקופה ארוכה של זמן (למשל, 40 מ"ג/ק"ג/יום streptozotocin במשך 5 ימים רצופים). זה יכול לספק יותר engraftment של איים המושתלים. ניתן לסייר באתרים אחרים, כמו מח העצם, נרתיק עם פגיעה, אזור תוך שרירית, השטח הרירית קיבה, בטחול כחלופות לוריד intraportal.
Engraftment המסכן של איים המושתלים הוא עדיין דאגה עיקרית בניסויים קליניים. אחרים כוללים מחסור של תורמים, חוסר עקביות בשמירה על רמות הגלוקוז בדם לאחר השתלת החיסוני, בתיווך דם תגובות12,13. חוסר שיטות להערכת engraftment תקין הוא מכשול נוסף. מעקב אחר איונים מהתורם באמצעות תהודה מגנטית או הדמיה ביולומינסנציה יכול להחליף שיטות קלאסיות כגון בדיקת הגלוקוז סובלנות או c-פפטיד. בעתיד, תאי גזע מושתלים יחד עם איים עשוי לספק תזונה ותמיכה immunomodulating14.

השתלת איון היא גישה מבטיחה לטיפול סוג 1 סוכרת1. הניסיון הראשון להעביר קטע הלבלב כבשים לתוך לחולה סוכרת בוצע על ידי ווטסון ויליאמס בשנת 1893. עם זאת, פריצת דרך השתלת איון קליני הושגה עם פרוטוקול אדמונטון, לאחר מכן, סדרה של תוכניות לאומיות היו מפותחות2. בעבר, מספר אתרים, כגון מח העצם, נרתיק עם פגיעה, אזור תוך שרירית, השטח הרירית קיבה, טחול וכן כליה כמוסה, היו בציורו במודלים פרה, אבל וריד נחשב לאחד של אתר מתאים ויעיל עבור תוכניות קליני3,4,5,6.
הממשל אקסוגני של אינסולין יכול להיות מוחלף על ידי אינפוזיה איון לתוך וריד שער הכבד. מצב זה נחשב אתר מועדף בגלל לאספקת החמצן דומה לזו בלבלב יליד בשל המיקום במורד הזרם של המפגש של פורטל עורק, וריד. יתר על כן, יש פני שטח גדול, כך למבנה התלת ממדי של ע עשוי להישמר, vascularization יכול להיות מונחה5. עכבר סוכרתית הנמען, 2,000 בני אדם או חזירי איון מקבילות או העכבר 350 איונים סבירים להפוך את המדינה hyperglycemic7,8. רמות Euglycemic דווחו על 15 ימים במודל עכבר הנמען של איים קטנים xenogeneic, במודל עכבר allogeneic ועל יותר מ 120 ימים בהשתלת syngeneic העכבר-העכבר.
גורמים הקשורה היעילות של השתלת איון דרך וריד שער הכבד הם המתאימים הרדמה, שיטה של דקירה, hemostasis9. הרדמה יכולה להיגרם על ידי שאיפת (5% איזופלוריין) או הזרקה (קטמין, חריגות השירותים הווטרינריים או פנטוברביטל), החומרים משולבים לעתים קרובות. שליטה על עומק וזמן של הרדמה, תשומת הלב צריך להיות משולם למצב של העכבר, כגון הצבע של קרום רירי, עין מכסה, רפלקס המצמוץ, קצב נשימה, טמפרטורת הגוף. חשוב לוודא כי החיה לא נאבק, הוא שורד את הניתוח. הטמפרטורה יכול להישמר על ידי מכשירי חימום שונים, כגון כריות חימום, אדום-נורות, צלחת תרמיים חמים וכו א שימש כדי לשמור על חום של 25-30 מעלות צלזיוס בין השולחן המבצע, אשר מונע את המופע של העכבר היפותרמיה. המינונים בהרדמה חשובים, כמו כולן הן מטבוליזם על ידי הכבד, תפקוד הכבד עשוי להיות מגרה transiently מאת לעירוי של המתלה איון. נקודת חדירה אידיאלי עבור וריד שער הכבד הוא המיקום בין הווריד אחד מיובליו של הראשון והשני.
מספר איים קטנים ונפח הזרקת המיועד להשפיע גם התוצאה של ההשתלה, כמו אמצעי מופרז עלול להגביר את מאמץ גזירה. אמצעי אחסון 0.2-mL נחשבת מתאימה השתלת איון לתוך וריד שער הכבד. הפצע puncturing (מחט בקוטר 26) גורם לדמם וריד שער הכבד, אשר צריך לעצור באופן מתוזמן ויעיל. גזה סטרילית או אצבע יכול להיות מיושם עם לחץ מינימלי באתר של הניקוב למשך כ 6 דקות לעצור את הדימום. איון ביחד, פורטל לקח זריקה יעיל ומספק רגולציה על רמות הגלוקוז בדם במודלים של העכבר סוכרת כימית המושרה.

<table><tbody><tr><td>C57Bl/6 mice&amp;nbsp;</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>BALB/c mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>NMRI nude mice</td><td>Charles River (Sulzfeld, Germany)</td><td></td><td>(10-12 weeks)</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Bela-pharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>CEVA TIERGESUNDHEIT GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringe, 23G and 26G needle</td><td>BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish</td><td>Falcon</td><td>303800</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Carl Roth</td><td>351007</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Gauze</td><td>Fuhrmann</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Shaking Water bath</td><td>Kotterman</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Braun</td><td>1501</td><td></td></tr><tr><td>Glucose Meter&amp;nbsp;</td><td>One Touch</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warm Thermal Plate</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Braunol (povidone-iodide solution)</td><td>B.Braun Melsungen AG</td><td>3864154</td><td></td></tr><tr><td>Liposic Edo - Sprinkled Ointment (eye ointment)</td><td>Dr. G Mann Chem.-Pharm.&amp;nbsp; GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Fa. Roth</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Flow Bench</td><td>Herdus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10771</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Silk Suture Vicryl</td><td>Braun</td><td></td><td>(7.5 *1.75mm)</td></tr><tr><td>Michel Clamps (clips)</td><td>Aesculap&amp;nbsp;</td><td>BN507R</td><td></td></tr><tr><td>P/FCS Solution</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>TCM-199 (10x)</td><td>Gibco</td><td>21180-021</td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>Biowest</td><td>S1810-500</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-streptomycin</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>HEPES (1 M)</td><td>Biochrom</td><td>L 1613</td><td></td></tr><tr><td>Gentamycin</td><td>Ratiopharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciprofloxacin</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hank&#039;s Solution</td><td>Gibco</td><td>14060-040</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase</td><td>Roche</td><td>11213865001</td><td></td></tr><tr><td>Streptozotocin</td><td>Calbiochem</td><td>572204</td><td></td></tr><tr><td>OPSITE-spray (wound healer)</td><td>Smith and nephew</td><td>66004978</td><td></td></tr><tr><td>Reugular food</td><td>Altromin</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Head light LED 16042 (magnifying glass)</td><td>Eschenbach</td><td>16042</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse PECAM-1(CD31) monoclonal primary antibody</td><td>Millipore, Chemicon</td><td>CBL1337</td><td>Dilution (1:100)</td></tr><tr><td>Donkey anti-rat secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>712095153</td><td>Dilution (1:400)</td></tr><tr><td>Polyclonal guinea pig anti-insulin primay antibody</td><td>Dako</td><td>A0564</td><td>Dilution (1:500)</td></tr><tr><td>Donkey anti-guinea pig secondary antibody</td><td>Dianova</td><td>706-259-148</td><td>Dilution (1:400)</td></tr></tbody></table>

intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model

השתלת הלבלב איון להפחית היפרגליקמיה היא מצליחה מאוד בחולדות עם סוכרת בהשפעת כימיקלים. האתר השתלת הנפוץ ביותר השתלת איון ניסיוני הוא הקפסולה כליות. עם זאת, פחות הידוע על האינטראקציה של לנגרהנס עם מרכיבי דם, זה גם הגיוני לנצל את הגישה וריד שער הכבד השתלת איון ניסיוני.
פרוטוקול זה מדגים שיטת השתלת איון intraportal בעכברים עירום NMRI. Streptozotocin (180 מ"ג/ק"ג) מוזרק intraperitoneally לזירוז היפרגליקמיה בעכברים הנמען. הם נחשבים כמו סוכרת ברמת הגלוקוז בדם ללא צום גדול מ- 20 mmol/ל' יום אחד לפני ההשתלה, העכבר לנגרהנס הם בודדו אותנו מהמתרחש הלבלב התורם על ידי עיכול collagenase; מינימום של 350 איונים מנוצלים לכל נמען סוכרתית. בהתאם התשואה בידוד איון, עכברים התורם שניים או יותר מנוצלים לכל נמען. לאחר לילה תרבות ב 37 מעלות צלזיוס, איונים מנוהלים לתוך הכבד נמענים דרך וריד שער הכבד. לאחר הניתוח, העכברים מוגן בבתים Makrolon אדום והנצפית עד ערה. פרוטוקול זה שומר על הבקרה הגליקמית עבור 120 ימים בעכברים syngeneic ו- 15 ימים בעכברים allogeneic.

כשירות של המושתלים איונים נחקרה כימית המושרה בעכברים סוכרתיים. ע הושתלו דרך וריד במודל בעכברים סוכרתיים. היחס בין התורם-המטופל היה 2:1. במודל עכבר syngeneic, נוצלו שני עכברים התורם להשגת איונים 350. ע הושתלו ואז לתוך בעכברים סוכרתיים. ירידה ברמת הגלוקוז בדם נצפתה ביום 1 לאחר ההשתלה, רומז תפקיד של המושתלים לנגרהנס להפחתת רמת הסוכר בדם. Streptozotocin גדלה רמת הסוכר בדם עד כ-22 mmol/ל' ירידת רמת הסוכר בדם כדי 4.6 mmol/L (יום 1) נצפתה לאחר השתלת איון (איור 1 א'). Normoglycemia נשמר עד 121 ימים, כפי שמוצג באיור 1A. משקל הגוף ורמת גלוקוז בדם בעקבות בערך אותו דפוס. לאחר הזרקת streptozotocin הניתוח, ירד משקל הגוף. יום 2 ואילך זה נטו לעלות לכיוון רגיל, מ- 25.3 g (יום ד') כדי 29.7 g (יום 121), כפי שמוצג איור 1B.
במקרה של מרכזי histocompatibility (MHC) עכברים תואמים, איים 350 מתוך שני עכברים C57Bl/6 (H2d) היו מושתלים לתוך בעכברים סוכרתיים BALB/c (H2b). לאחר הזרקת streptozotocin, הסוכר גדל עד 26.6 mmol/ל' לאחר השתלת איון, רמת הסוכר בדם ירד ל 4.4 mmol/L (יום 1; איור 2A). Normoglycemia (4.44 ל 7.2 mmol/L) נצפתה עד 10 ימים, אך לא לאחר 15 ימים (20.1 mmol/L). משקל הגוף בעכברים סוכרתיים ירד מ 26 g (יום-3) 23 גרם (יום 0), בנוסף 21.5 g (יום 1). לאחר ההשתלה, משקל הגוף בהדרגה התאוששה 23 גרם (יום 2) ל 25 גרם (יום 10). עקב MHC-אי-התאמה, רמת הסוכר בדם גדל, משקל הגוף ירד 10 ימים לאחר השתלת איון (איור 2B).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig1.jpg"> איור 1 : ההשפעה של השתלת איון syngeneic. (א) רמת הסוכר בדם נמדד בנקודות זמן שונות בעכברים סוכרתיים הנוצרות על-ידי streptozotocin (n = 3). מנה אחת של streptozotocin (180 מ"ג/ק"ג) היה מוזרק לפני השתלת של 350 איונים כל נמען (יום 0). רמת הסוכר בדם (mmol/L) נמדדה עד 121 ימים (יום-3: 17 ± 2.3; יום 0: 22.6 ± 1; יום ± 1: 4.6 0.3; יום 5: 7.5 ± 0.4; ו ± 121: 5.3 יום 0.09). (B) עלייה במשקל הגוף לאחר השתלת איון. הנתונים הנ ל מייצג את זאת אומרת ± סטיית התקן. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig2.jpg"> איור 2 : ההשפעה של השתלת איון allogeneic. (א) רמת הסוכר בדם נמדד בנקודות זמן שונות בעכברים סוכרתיים הנוצרות על-ידי streptozotocin (n = 2). מנה אחת של streptozotocin (180 מ"ג/ק"ג) היה מוזרק לפני השתלת של 350 לנגרהנס (יום 0). רמת הסוכר בדם (mmol/L) נמדדה עד 15 ימים (יום-1: 25.5 ± 5.3; יום 0: 26.6 ± 1.4; יום 2:8 ± 0.9; יום 10: 6.2 ± 0.08; ו יום 15: 20.1 ± 1.6). Normoglycemic המדינה נשמר במשך 10 ימים, ולאחר מכן, גדל ריכוז הגלוקוז בדם. המשך טיפול של משקל הגוף לפני ואחרי השתלת איון (B). הנתונים מייצגים את זאת אומרת ± סטיית התקן. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57559/57559fig3.jpg"> איור 3 : נציג immunostaining תמונה של המושתלים לנגרהנס לתוך הכבד: לשטוף את המקטע כבד (5 מיקרומטר) עם PBS, בלוק עם 10% חמור סרום ואחריו הדגירה לילה ב 4 ° C עם נוגדן ראשוני של אינסולין (שבערך), טסית דם תא אנדותל אדהזיה מולקולה PECAM-1 ראשי נוגדנים (1: 100). ביום למחרת, הכתם עם נוגדנים משניים עבור 1 h, לשטוף עם PBS, מונה הכתם עם Hoechst, לכידת התמונות עם מיקרוסקופ פלואורסצנטי Leica. <a href="/files/ftp_upload/57559/57559fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model at JoVE.com

Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

השתלת הלבלב איון היא דרך להשיג normoglycemia על סוכרת מסוג 1. מאמר זה מתמקד בטכניקה השתלת מהנתיב intraportal כדי לשמור על רמות גלוקוז נורמלי בעכברים סוכרתיים.

השתלת intraportal של לנגרהנס במודל עכבר

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

intraportal-transplantation-of-pancreatic-islets-in-mouse-model

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

9.4K Views.  Clinical Research Lab. השתלת הלבלב איון היא דרך להשיג normoglycemia על סוכרת מסוג 1. מאמר זה מתמקד בטכניקה השתלת מהנתיב intraportal כדי לשמור על רמות גלוקוז נורמלי בעכברים סוכרתיים.

Video: Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

שיטה בידוד איילט Murine והשתלות כליה Subcapsular

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Transplantation of Pancreatic Islets Into the Kidney Capsule of Diabetic Mice

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice. We found that it was easier to concentrate the islets or cells into pellets in the final delivery tubing (PE50) used to transplant the cells under the kidney capsule. This technique provides both speed and ease while reducing any undue stress to the cells or to the mouse.

Loading: Settled, hand picked, islets or pelleted cells are carefully aspirated off the bottom of a 1.5 mL microcentrifuge tube using a p200 pipetteman and a straight, thin-wall pipette tip. A length of PE50 tubing is attached to the pipette tip using a small silicone adapter tubing. Cells are allowed to settle, in the tip, and then are transferred to the PE50 tubing by slowly dialing the pipetteman. Once the cells are near the end of the PE50 tubing, a kink is made and the silicone adaptor tubing is placed over the kink. The PE50 tubing is transferred to a 15 mL conical containing a cut 5 mL pipet, and the PE50 tubing is taped over the side of the 5 mL pipet to prevent curling during centrifuging. Cells are allowed to reach 1,000 rpm and stopped.
Transplantation: Recipient mice are anesthetized, shaved, and cleaned. A small incision is made on the left flank of the mouse and the kidney is exposed. The kidney, fat, and tissue are kept moist with normal saline swab. The distal end of the PE50 is attached to a Hamilton screw drive syringe, containing a pipette tip, using the silicone adaptor tubing. A small nick is made on the right flank side of the kidney, not too large nor too deep. The beveled end of the PE50 tubing, nearest the cells, is carefully placed under the capsule, the tubing is moved around gently to make space while swabbing normal saline; a dry capsule can tear easily. A small air bubble is delivered under the capsule by slowly dialing the syringe screw drive. Islets are then slowly delivered behind the air bubble. Once the islets have been delivered kidney homeostasis is maintained and the knick is cauterized with low heat. The kidney is placed back into the cavity and the peritoneum and skin are sutured and stapled. Mice are immediately treated with Flunixin and Buprenorphine s.q. and placed in a cage on a heating pad.

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of mice. Cells are concentrated into pellets in the final tubing used for transplanting the cells under the kidney capsule. The ease of this technique reduces stress to the cells and the mouse.

השתלת איי הלבלב לקופסית הכליה בעכברים סוכרתיים של

Our protocol was developed to cleanly and easily deliver islets or cells under the kidney capsule of diabetic or normal mice.  We found that it was easier ...

Biology

Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy may incur acute whole blood reactions and result in poor islet engraftment. Here, we report a robust protocol for the transplantation of islets at the extrahepatic transplantation site-the epididymal fat pad (EFP)-in a diabetic mouse model. A protocol to isolate and purify islets at high yields from C57BL/6J mice is described, as well as a transplantation method performed by seeding islets onto a decellularized scaffold (DCS) and implanting them at the EFP site in syngeneic C57BL/6J mice rendered diabetic by streptozotocin. The DCS graft containing 500 islets reversed the hyperglycemic condition within 10 days, while the free islets without DCS required at least 30 days. The normoglycemia was maintained for up to 3 months until the graft was explanted. In conclusion, DCS enhanced the engraftment of islets into the extrahepatic site of the EFP, which could easily be retrieved and might provide a reproducible and useful platform for investigating the scaffold materials, as well as other transplantation parameters required for a successful islet engraftment.

This protocol demonstrates murine islet isolation and seeding onto a decellularized scaffold. Scaffold-supported islets were transplanted into the epididymal fat pad of streptozotocin (STZ)-induced diabetic mice. Islets survived at the transplantation site and reversed the hyperglycemic condition.

פיגום נתמך השתלת איים בשומן השומן האפידידימלי של עכברים סוכרתית

Islet transplantation has been clinically proven to be effective at treating type 1 diabetes. However, the current intrahepatic transplantation strategy ...

Bioengineering

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

העכבר מודל עבור השתלת לבלב בטכניקה השינוי הצמיד

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue (ISWAT) Transplantation Model of Murine Islets

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for islet transplantation in rodent models. However, the tight kidney capsule limits the transplantation of sufficient islets in large animals and humans. The inguinal subcutaneous white adipose tissue (ISWAT), a new subcutaneous space, was found to be a potentially valuable site for islet transplantation. This site has better blood supply than other subcutaneous spaces. Moreover, the ISWAT accommodates a larger islet mass than the kidney capsule, and transplantation into it is simple. This manuscript describes the procedure of mouse islet isolation and transplantation in the ISWAT site of syngeneic diabetic mouse recipients. Using this protocol, murine pancreatic islets were isolated by standard collagenase digestion and a basement membrane matrix hydrogel was used for fixing the purified islets in the ISWAT site. The blood glucose levels of the recipient mice were monitored for more than 100 days. Islet grafts were retrieved at day 100 after transplantation for histological analysis. The protocol for islet transplantation in the ISWAT site described in this manuscript is simple and effective.

Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue ISWAT Transplantation Model of Murine Islets

In this protocol, a method of murine islet isolation and transplantation into the inguinal subcutaneous white adipose tissue is described. Isolated syngeneic murine islets are transplanted into a murine recipient using a basement membrane hydrogel. The blood glucose level of the recipients is monitored, and histology analysis of the islet grafts is performed.

השתלת מודל שומן לבן תת-עורית (ISWAT) מדגם ההשתלה של איויין מורנה

Pancreatic islet transplantation is a well-established therapeutic treatment for type 1 diabetes. The kidney capsule is the most commonly used site for ...

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the kidney capsule in most rodent preclinical islet transplantation studies. This model is commonly used because murine intrahepatic islet transplantation is technically challenging, and a high percentage of mice could die from surgical complications, especially bleeding from the injection site post-transplantation. In this study, two procedures that can minimize the incidence of post-infusion portal vein bleeding are demonstrated. The first method applies an absorbable hemostatic gelatin sponge to the injection site, and the second method involves penetrating the islet injection needle through the fat tissue first and then into the portal vein by using the fat tissue as a physical barrier to stop bleeding. Both methods could effectively prevent bleeding-induced mouse death. The whole liver section showing islet distribution and evidence of islet thrombosis post-transplantation, a typical feature for intrahepatic islet transplantation, were presented. These improved protocols refine the intrahepatic islet transplantation procedures and may help laboratories set up the procedure to study islet survival and function in pre-clinical settings.

Here we present refined surgical procedures on successfully performing intraportal islet transplantation, a clinically relevant but technically challenging surgical procedure, in mice.

מזעור דימום וריד פורטל לאחר עירוי במהלך השתלת איים תוך-הפטיים בעכברים

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging study, with an abdominal imaging window, enabled visualization of the cellular dynamics in abdominal organs in vivo. However, due to the soft sheet-like architecture of the mouse pancreas that can be easily influenced by physiologic movement (e.g., peristalsis and respiration), it was difficult to perform stabilized longitudinal in vivo imaging over several weeks at the cellular level to identify, track, and quantify islets or cancer cells in the mouse pancreas. Herein, we describe a method for implanting a novel supporting base, an integrated pancreatic intravital imaging window, that can spatially separate the pancreas from the bowel for longitudinal time-lapse intravital imaging of the pancreas microstructure. Longitudinal in vivo imaging with the imaging window enables stable visualization, allowing for the tracking of islets over a period of 3 weeks and high-resolution three-dimensional imaging of the microstructure, as evidenced here in an orthotopic pancreatic cancer model. With our method, further intravital imaging studies can elucidate the pathophysiology of various diseases involving the pancreas at the cellular level.

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

In vivo high-resolution imaging of the pancreas was facilitated with the pancreatic intravital imaging window.

הדמיה מיוצבת של אורך ב-Vivo ברמה התאית של הלבלב במודל מורין עם חלון הדמיה תוך-וינטלית של הלבלב

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging ...

A Simple High Efficiency Protocol for Pancreatic Islet Isolation from Mice

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other important biological functions. The islets primarily consist of five types of hormone-secreting cells: &#945; cells secrete glucagon, &#946; cells secrete insulin, &#948; cells secrete somatostatin, &#949; cells secrete ghrelin, and PP cells secrete pancreatic polypeptide. Sixty to 80% of the cells in the islets are &#946; cells, which are the most important cell population to study insulin secretion. Pancreatic islets are a crucial model system to study ex vivo insulin secretion. Acquiring high quality islets is of great importance for diabetes research. Most islet isolation procedures require technically difficult to access site of collagenase injection, harsh and complex digestion procedures, and multiple density gradient purification steps. This paper features a simple high yield mouse islet isolation method with detailed descriptions and realistic demonstrations, showing the following specific steps: 1) injection of collagenase P at the ampulla of Vater, a small area joining the pancreatic duct and the common bile duct, 2) enzymatic digestion and mechanical separation of the exocrine pancreas, and 3) a single gradient purification step. The advantages of this method are the injection of digestive enzyme using the more accessible ampulla of Vater, more complete digestion using combination of enzymatic and mechanical approaches, and a simpler single gradient purification step. This protocol produces approximately 250&#8212;350 islets per mouse; and islets are suitable for various ex vivo studies. Possible caveats of this procedure are potentially damaged islets due to enzymatic digestion and/or prolonged gradient incubation, all of which can be largely avoided by careful ad justification of incubation time.

This islet isolation protocol described a novel route of collagenase injection to digest the exocrine tissue and a simplified gradient procedure to purify the islets from mice. It involves enzymatic digestion, gradient separation/purification, and islet hand-picking. Successful isolation can yield 250&#8211;350 high quality and fully functional islets per mouse.

פרוטוקול פשוט יעילות גבוהה לבידוד איון הלבלב של עכברים

Pancreatic islets, also called the Islets of Langerhans, are a cluster of endocrine cells which produces hormones for glucose regulation and other ...

A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet infusion is far from ideal and therefore, the omentum is re-emerging as a potentially valuable site for islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and the implantation of the islets to the diabetic recipients. Transplantation to the omentum requires surgical steps that can be better demonstrated visually. Here, the detailed steps for this procedure are presented. Two methods of mixing the isolated islets with hydrogel before placing the mixture into the omental pouch of diabetic mice are described here. Different hydrogels are used for the different conditions. Blood glucose levels of diabetic mouse recipients of syngeneic islets in the omentum were monitored for up to 35 days. Some animals were sacrificed after 14 days to perform immuno-histochemical analysis. This pre-clinical transplantation approach can be used as preliminary data leading up to translation to clinical transplantation.

A method for the omental transplantation of islets in a mouse is introduced. The isolated islets are mixed with hydrogel and the mixture is placed into the omental pouch of a diabetic mouse. Then, the blood glucose is monitored, and immuno-histochemical analysis is performed.

שיטת השתלת איון כדי Omentum העכבר

Islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Recent compelling evidence indicates that intravascular islet ...

Grafting Pancreatic Islets: A Method to Implant Pancreatic Islets into the Anterior Chamber of the Mouse Eye for In Vivo Imaging

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;<a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/61234/" target="_blank">A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the Anterior Eye Chamber</a>. J. Vis. Exp. (2020).
This video describes the protocol for grafting human pancreatic islets into the anterior chamber of the mouse&#8217;s eye to monitor revascularization of human islet grafts in vivo. It also helps to understand the contribution of recipient versus donor cells in promoting the encapsulation and vascularization of the graft.

השתלת איי לבלב: שיטה להשתלת איי לבלב לתוך החדר הקדמי של עין העכבר להדמיית In Vivo

Source: Nilsson, J.et. al.&#160;A Longitudinal In Vivo Imaging and Quantification of Human Pancreatic Islet Grafting and Contributing Host Cells in the ...