Name: use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats
Uploaded: 2016-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
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Todos los estudios se realizaron de conformidad con las directrices reguladoras e institucionales. Los aspectos de los animales de este estudio fueron evaluados por el Programa de Uso de Animales Kent Scientific Corporation, aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de Purdue (PACUC), y se realizó de conformidad con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio 22. Nota: El sistema de anestesia digital de bajo flujo utilizado en este protocolo está equipado con un oxímetro de pulso integrado. 1. Configure el sistema de anestesia de bajo flujo con oxímetro de pulso integrado <ol><li> Para Entrega isoflurano <ol><li> Seleccione una fuente de gas portador. Para utilizar la bomba de aire interna, desenroscar Orificio de entrada en la parte posterior, lo que permite la bomba interna de aire de la sala de admisión. </li><li> Conectar cartucho de carbón hasta agotar puerto. </li><li> Conectar adaptador en Y al frente del flujo bajo, sistema de anestesia digital. Use los clips codificados por colores para conectar las ramas blancas en tél cono de la nariz, y las ramas azules a la cámara de inducción. </li><li> Cerrar abrazaderas de clip blanco y azul abierta clip de pinzas para dirigir el flujo de aire a la cámara. </li><li> Seleccione 2 ml jeringa. </li></ol></li><li> Para Monitorización fisiológica, Uso del oxímetro de pulso integrado <ol><li> Conectar el sensor de la pata oxímetro de pulso para el puerto en la parte posterior del sistema de anestesia de bajo flujo, denominado &quot;AUX&quot;. </li></ol></li></ol> 2. Configure los ajustes <ol><li> para la anestesia <ol><li> Encienda el sistema de anestesia, y acceder al menú de Ajustes. Presione SET UP para acceder a Menú principal&gt; Anestesia&gt; Configuración de color rojo. </li><li> Elija el agente anestésico. Pulse SET UP para resaltar Tipo Anest en rojo. Utilice las flechas arriba y abajo para seleccionar isoflurano. </li><li> Ajuste el tamaño de la jeringa. Presione SET UP para resaltar Tamaño Syr. Utilice las flechas arriba y abajo para seleccionar una jeringa de 2 ml. </li><li> Ajuste la posición vacía. Pulse Configurar para highlight conjunto vacío en rojo. Asegure jeringa de vidrio vacía, completamente metido en la jeringa de Retención mediante la colocación de la jeringa para que la celebración de la jeringa de la abrazadera está sentado en el collar de metal de la jeringa. Presione las flechas hacia arriba o abajo para mover el bloque impulsor de manera que el bloque impulsor hace ligero contacto con la parte superior del émbolo de la jeringa. Presione SELECT para ajustar la posición vacía. </li><li> Presione SET UP para resaltar Eliminar en rojo. Retire la jeringa y llenar la jeringa con isoflurano mediante el adaptador de tapa de la botella. </li><li> Conectar la jeringa al sistema de anestesia. </li><li> El primer tubo de suministro de anestesia. Presione SET UP para resaltar el tubo de cebado en rojo. Presione hacia abajo hasta que el anestésico viaja a través de la jeringa y en el accesorio negro en el bloque vaporizador. </li><li> Habilitar la anestesia. Presione SET UP para resaltar Permitir en rojo. Utilice las flechas arriba y abajo para seleccionar Sí. Tirada / Volver para volver al menú principal. </li><li> Seleccione la unasuministro de IR y el volumen minuto. Pulse Configuración para resaltar el suministro de aire en rojo. Utilice las flechas arriba y abajo para seleccionar la bomba interna. Presione SET UP para resaltar Vol minuto en rojo. Ajuste del caudal de 250 ml / min. </li></ol></li><li> Para Monitorización fisiológica <ol><li> Establecer el ritmo cardíaco mínimo detectado de Ratón (240). Presione SET UP para acceder a Menú principal&gt; MouseStat. Utilice flechas arriba y abajo para ajustar la frecuencia cardiaca mínima. </li></ol></li></ol> 3. Comenzar de administración de anestesia <ol><li> Inducir el Ratón <ol><li> Tirada / Atrás dos veces para entrar en el modo de marcha y comenzar el flujo de aire. </li><li> Coloque el ratón en la cámara de inducción, el cierre de la tapa fuertemente. Ajuste el mando concentración anestésica Agente a 3%. </li><li> Monitor hasta que el ratón se ha alcanzado el plano deseado de anestesia, determinada por la pérdida del reflejo de enderezamiento. Ajustar la concentración del anestésico Agente según sea necesario. </li><li> Una vez que el animal pierda su reflejo de enderezamiento unand está suficientemente anestesiado, gire el mando de la concentración de anestesia a 0%. Los autores han encontrado previamente que permite el flujo de aire para vaciar la cámara de inducción de 30-60 segundos es suficiente para purgar la cámara sin invertir la profundidad de la anestesia 1. </li><li> abrir rápidamente las abrazaderas blancos para dirigir el aire a la máscara, y cerrar las pinzas azules que conducen a la cámara de inducción. </li><li> Abra la cámara lejos del investigador, retire el ratón, y en forma inmediata el cono de la nariz. </li><li> Centrar el animal sobre una almohadilla de calentamiento infrarrojo, regulado para mantener la temperatura corporal a 37 ° C por medio de una sonda rectal en un bucle de retroalimentación. </li><li> Cuando el ratón es estable en el cono de la nariz, ajustar la concentración de isoflurano al 1,5% o según sea necesario para el mantenimiento girando el botón de concentración anestésica Agent. </li><li> Reducir el volumen minuto para el mantenimiento. La velocidad de flujo mínima para apoyar el animal es igual a 1.5-2.2 veces el volumen minuto del animal (para un 30 g de ratón,un mínimo de 52 ml / min). Consulte las instrucciones del fabricante para una configuración específica para el estilo de cono de la nariz caudal recomendado y ajustar según sea necesario. Presione SET UP para acceder al menú principal, y luego presione SET Hasta Vol minuto se resalta en rojo. Utilice las flechas arriba y abajo para ajustar el flujo de destino. Tirada / Atrás para regresar a la pantalla principal. </li><li> Confirmar profundidad de la anestesia como se determina por la falta de reflejo de retirada durante una pizca interdigital. Aplique una pomada oftálmica para los ojos para evitar la sequedad durante la anestesia. </li></ol></li></ol> 4. Comenzar Monitorización fisiológica <ol><li> Coloque el sensor sobre la almohadilla de la pata trasera. Coloque el sensor de modo que la luz roja está por debajo de la pata e ilumina la pata. Utilice las flechas hacia arriba y hacia abajo en la pantalla para mostrar la oxiwave. El animal está anestesiado con seguridad utilizando un caudal bajo, accionado por jeringa, vaporizador digital. </li></ol> 5. Retire el animal <ol><li> Apaga elEntrega anestesia. <ol><li> Para detener la entrega de anestesia, gire anestésico Agente Concentración mando a Min (o 0%) y retirar los animales de mascarilla. </li><li> Monitorear el ratón durante la recuperación de la anestesia. Una vez que el ratón se ha convertido totalmente ambulatoria, devolverlo a la jaula. </li></ol></li></ol>

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Este proyecto fue apoyado con equipo y la financiación por Kent Scientific Corporation, la Asociación Americana del Corazón a CJ Goergen (SDG18220010), y la Universidad de Purdue. Los autores Krista Bigiarelli e Irina Toore son empleados de Kent Scientific Corporation, que produce equipos utilizados en este artículo. la publicación en acceso abierto de este artículo es patrocinado por Kent Scientific Corporation.

El sistema de anestesia de bajo flujo digital permite que el usuario efectivamente anestesiar los ratones a velocidades de flujo muy bajas sin el uso de cualquier gas comprimido. Esto difiere enormemente de vaporizadores pasivas estándar, la mayoría de los cuales requieren una fuente de gas comprimido a velocidades de flujo mínimo de aproximadamente 500 ml / min. vaporizadores estándar utilizan diales que carecen de precisión entre gradaciones, y deben ser revisados ​​anualmente para mantener la precisión. Un sistema de anestesia jeringa impulsado puede proporcionar una concentración específica del anestésico en el caudal establecido para calcular la velocidad necesaria exacta de la bomba de jeringa. calibraciones de rutina son innecesarios, lo que resulta en un ahorro de costes y tiempo adicionales. El caudal mínimo recomendado para mantener un animal en un circuito de regeneración de aire no es 1.5-2.2 veces el volumen minuto del animal. La velocidad de flujo de 100 ml / min utilizado en este estudio supera este mínimo para suministrar suficiente anestesia a los animales. El caudal Settings son críticos para esta técnica la administración de anestesia, como la velocidad de flujo está directamente relacionada con la cantidad de isoflurano utilizado para un período de tiempo dado. Cuando se utiliza a velocidades de flujo bajas, esta técnica puede reducir en gran medida la cantidad de isoflurano requerida durante el uso, mientras el animal aún se anestesia con eficacia 1,19-21. Nuevos costos de equipo entre los vaporizadores tradicionales y vaporizadores digitales de bajo flujo son comparables. Sin embargo, el sistema de anestesia de bajo flujo digital tiene la capacidad de entregar ya sea isoflurano o sevoflurano. Esto elimina la necesidad de isoflurano designado y vaporizadores de precisión de sevoflurano, reduciendo los costos de equipo iniciales para los grupos que utilizan los dos agentes anestésicos. Comparaciones entre las tecnologías recientemente publicados han sugerido vaporizador ahorro de costes con el tiempo cuando se utiliza un bajo flujo vaporizador digital de 1,19,20. Los resultados de estas comparaciones se podrían utilizar para aproximar posibles ahorros de costes en el transcurso de un año. Comosuming ajustes de uso típicas realizadas en incrementos de 2 hr, 5 días a la semana durante 52 semanas, un vaporizador de isoflurano tradicional consumirá 3,8 litros de isoflurano, o doce botellas de 250 ml. Un vaporizador digital de bajo flujo utilizado en la misma frecuencia consumiría solo 0,32 L, o dos botellas de 250 ml. el consumo de carbón bote también se reduce. Suponiendo que cada recipiente tiene 50 g de gas de escape depurado, un vaporizador tradicional llenará aproximadamente 21 botes de carbón vegetal en el transcurso de un año. En comparación, un vaporizador digital de bajo flujo requerirá 6 o menos. Un vaporizador tradicional requeriría aproximadamente 5 cilindros de gas grandes por año, cada una con una capacidad de 9.500 L. La bomba de aire interior, disponible en algunos modelos de vaporizadores de bajo flujo digitales, elimina la necesidad de gas comprimido. Si el gas comprimido se fuera a usar, el sistema se utilice sólo 1 cilindro por año 1. La técnica puede ser modificada con base en las necesidades. vaporiz digital de bajo flujoERS permiten al usuario ajustar la profundidad anestésica rápida y precisa. Si la profundidad de la anestesia debe ser aumentado o disminuido, el usuario puede aumentar la concentración de anestésico en incrementos de 0,1% con el dial en la parte superior del sistema. El caudal también se puede ajustar según sea necesario durante todo el procedimiento. Este protocolo utiliza una jeringa de 2 ml, aunque tamaños de jeringa de mayor tamaño están disponibles para procedimientos más largos. La bomba de aire interna ofrece a los usuarios la opción de anestesiar a los animales sin necesidad de una fuente de gas comprimido. Para los procedimientos que requieren gas comprimido o de oxígeno suplementario, el usuario tiene la opción de conectar una fuente de gas para el sistema de bajo flujo en lugar de utilizar aire circundante. El usuario puede seguir ofreciendo la fuente de aire seleccionada durante todo el procedimiento, o puede cambiar entre la bomba interna y una fuente de gas comprimido, según sea necesario. Por ejemplo, el usuario puede configurar el sistema para suministrar aire de la habitación a través de la bomba interna durante la inducción y el mantenimiento, pero ofrecer oxi suplementarioGen durante la recuperación. Aunque hay muchas ventajas de utilizar un vaporizador digital de bajo flujo, hay limitaciones. Debido a que una válvula de descarga no está incluido, el lavado manual de la cámara con aire limpio antes de la apertura es la única forma para purgar la cámara de inducción. Este sistema está diseñado para operar a sólo caudales bajos y no entrega anestesia encima de las tasas de flujo de 800 ml / min, en los vaporizadores tradicionales se pueden utilizar con caudales de hasta 10 L / min. Por lo tanto, este sistema en particular sólo es adecuado para las especies animales pequeños. Además, el sistema tiene menos agente anestésico en comparación con un vaporizador tradicional. Puede haber situaciones en las que la jeringa debe volverse a llenar durante un procedimiento. Sin embargo, los retrasos durante el trasvase se pueden reducir mediante pre-llenado de una segunda jeringa cerca para sustituir la jeringa vacía. tamaños de jeringa hasta 10 ml están disponibles para reducir la necesidad de rellenar jeringuillas mediados de procedimiento. Por último, a diferencia de un vaporizador tradicional, el bajo flvaporizador digital de flujo requiere electricidad. Las baterías están disponibles para su uso en los casos en que la energía eléctrica no está disponible o en el caso de un corte de energía. Estudios anteriores han demostrado que los sistemas digitales de bajo flujo consumen menos isoflurano, gas portador, y botes de carbón en comparación con un sistema de anestesia tradicional 1,19,20. La reducción de los gases anestésicos Compactar también podría identificar una reducción de los residuos de gases anestésicos, aunque es necesario seguir trabajando en estas áreas. espectroscopia de infrarrojos de gas se puede utilizar para controlar la producción de isoflurano residuos, y insignias dosímetro se puede utilizar para cuantificar la exposición isoflurano al personal de laboratorio en comparaciones futuras. En resumen, esta técnica para la administración de anestesia será beneficioso para grupos de actuación anestesia roedor debido a la mejora de la seguridad, la eficacia y la precisión respecto a los sistemas tradicionales.

Hay muchos vaporizadores de precisión disponibles para uso veterinario que operan entre las tasas de flujo de 0,5 a 10 L / min 2. Estas velocidades de flujo no son ideales para los roedores, como el rango es alta en comparación con su pequeño volumen respiratorio por minuto. Las altas tasas de flujo no se recomiendan en la práctica veterinaria debido a su promoción de la hipotermia y el secado del 3,4 tracto respiratorio. Además, muchos manuales de fabricante vaporizador veterinarios comunes advierten que altas velocidades de flujo pueden causar un aumento en la aparición de fluctuaciones de contrapresión. También se ha demostrado que muchos vaporizadores estándar se convierten inexacta debajo de las tasas de flujo de 500 ml / min, y esta tasa es considerado como un caudal mínimo en el sector veterinario 5-7. Un animal puede ser mantenido en un circuito pieza en T o modificado circuito Bain utilizando un caudal tan bajo como el volumen minuto 8-10 1.5-2.2 veces la de los animales. Estos caudales se consideran suficient para evitar la reinhalación de los gases expirados y evitar un aumento de las concentraciones de dióxido de carbono en la sangre 8. El uso de esta recomendación velocidad de flujo, un ratón 30 g podría ser mantenida a una velocidad de flujo tan bajo como 52 ml / min, casi diez veces menos que la 500 ml / min mínimo aceptado de un vaporizador tradicional. Mientras que un vaporizador tradicional depende de flujo de gas y la presión atmosférica para la vaporización anestésico pasivo, un vaporizador de inyección directa mide el flujo total de gas fresco y inyecta el vapor directamente en la corriente de gas 2. Algunos vaporizadores de inyección directa utilizan una bomba de jeringa para administrar anestesia en la corriente de gas. controles computarizados permiten estos sistemas para ajustar automáticamente la velocidad de la bomba de jeringa para inyectar el volumen de agente líquido requerido para alcanzar la concentración deseada de anestesia. Jeringuilla impulsado vaporizadores están disponibles y aprobados para uso clínico y pediátrica, y muchas configuraciones similares son considerados como unaestética dispositivos de conservación en la práctica clínica 11-16. Poco después de su aprobación, dispositivos de conservación de anestesia con vaporizadores bomba de jeringa se adaptaron para su uso en estudios con animales 8,17,18. A diferencia de un vaporizador tradicional, un sistema de inyección directa que utiliza una bomba de jeringa no está limitada por una velocidad de flujo mínima a fin de mantener la precisión. Por esta razón, esta tecnología es ideal para su uso en la anestesia de roedores y otros casos en los bajos caudales necesarios. Los beneficios y los posibles ahorros de costes asociados a este diseño vaporizador inspirado el desarrollo de nuevos sistemas de anestesia diseñadas específicamente para roedores 1,19,20. Este nuevo sistema también incorpora un sistema incorporado en la bomba de aire, que permite al usuario administrar la anestesia sin que se requiera una fuente de gas comprimido. Como un beneficio adicional, el sistema es pre-calibrada para su uso tanto con isoflurano y sevoflurano. Con la introducción de esta tecnología vaporizador en el campo de los animales de laboratorio, it es ahora posible para anestesiar a pequeños animales de laboratorio a velocidades de flujo más cerca de los niveles recomendados sin la necesidad de gas comprimido.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Equipment&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter &amp;amp; Heart Rate Monitor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-MSTAT-Module</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-MSE</td><td></td></tr><tr><td>2 ml Glass Syringe</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>Low Profile Facemask, x-small</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Animal Warming&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Agents&lt;br/&gt; and Medications&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (250 ml bottle)</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puralube Opthalmic Ointment</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

animales ratones 3 adultos C57 / BL6NTac hembra (Taconic, edad 6-7 semanas, peso 15 +/- 1 g) se anestesiaron y se mantuvieron con 1.3 a 1.5% de isoflurano, mientras que el ritmo cardíaco, saturación de oxígeno y la tasa de respiración fueron monitoreados. Todos los ratones fueron murino libres de patógenos según las pruebas realizadas proveedor de rutina antes de la llegada a las instalaciones. Los animales estaban en jaulas de microaislamiento y provisto de libre acceso al alimento estándar para roedores y agua por botella alojado en grupo. Uso isoflurano El sistema de anestesia de bajo flujo mide la cantidad de agente anestésico que queda en la jeringa durante el uso. El volumen en la jeringa, como se mide por el sistema de anestesia, se observó que el animal se transfiere al cono de la nariz, y de nuevo al final del período de mantenimiento. El volumen final wcomo restado del volumen inicial para cuantificar la cantidad de anestésico consumida durante el período de mantenimiento (Figura 1). parámetros fisiológicos La frecuencia cardíaca, SpO 2, y la tasa de respiración fueron monitoreados durante el mantenimiento a través de la oximetría de pulso (Figuras 2 - 4). La temperatura corporal se mantuvo a 37,5 ° C a través de una almohadilla térmica infrarroja. Cada ratón se mantuvo con éxito a velocidades de flujo bajas de 100 ml / min de aire ambiente en un plano quirúrgico de anestesia para 60 min, como se determina por la falta de reflejo de retirada de una pizca interdigital. El ratón no despertó ni responde a pellizcos interdigitales aplicadas de forma intermitente durante el período de mantenimiento. Ritmo cardiaco de los animales (Figura 2), de oxígeno en sangre (Figura 3), y la frecuencia respiratoria (Figura 4) se mantuvieron relatIvely estable durante todo el estudio. Debido al posicionamiento de los animales y el sensor, la señal de la frecuencia respiratoria del ratón 1 y 3 del ratón era intermitente y la medición se interrumpe. Cuando se ajustó el posicionamiento del animal, la señal mejorada y la tasa respiratoria medida era comparable a otros en puntos de tiempo similares. El sistema de anestesia digital de bajo flujo utiliza un promedio de 0,63 ml de isoflurano durante la 60 min de período de mantenimiento (Figura 1). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> Figura 1:.. Uso isoflurano La cantidad de isoflurano empleada en ml por tres ratones diferentes a lo largo de 1 hora de mantenimiento de la anestesia mediante el sistema de anestesia de bajo flujo digitales <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> Figura 2:.. Del ritmo cardíaco La frecuencia cardiaca de tres ratones en latidos por minuto (lpm) 5-60 min después de la inducción inicial con el sistema de anestesia de bajo flujo digital, <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="figura 3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> Figura 3:.. Saturación de Oxígeno Los niveles de saturación de oxígeno en sangre (%) de tres ratones 5-60 min después de la inducción inicial con el sistema de anestesia de bajo flujo digitales <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> Figura 4:.. La respiración La tasa de respiración de los tres ratones en respiraciones por minuto (lpm) 5-60 min después de la inducción inicial con el sistema de anestesia de bajo flujo digital, <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

El uso de un sistema de bajo flujo Anestesia digital para ratones y ratas

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K vistas.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

Video: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Entrega intraventricular directa de medicamentos al roedor Sistema Nervioso Central

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Investigación

Neurociencias

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high resolutions in live animal models. This allows for repeated imaging of the same rodent over time. This feature not only reduces the total number of rodents required in an experimental design and thereby reduces the inter-subject variation that can arise, but also allows researchers to assess longitudinal or life-long responses to an intervention. To acquire high quality images that can be processed and analyzed to more accurately quantify outcomes of bone micro-architecture, users of in vivo &#181;CT scanners must properly anesthetize the rat, and position and restrain the hind limb. To do this, it is imperative that the rat be anesthetized to a level of complete relaxation, and that pedal reflexes are lost. These guidelines may be modified for each individual rat, as the rate of isoflurane metabolism can vary depending on strain and body size. Proper technique for in vivo &#181;CT image acquisition enables accurate and consistent measurement of bone micro-architecture within and across studies.

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

This paper instructs users of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) scanners how to anesthetize, correctly position and restrain the hind limb of a rat for minimal movement during high-resolution imaging of the tibia. The result is high quality images that can be processed to accurately quantify bone micro-architecture.

Posicionamiento adecuado y la contención de una rata de extremidades para la proyección de imagen enfocada de alta resolución del hueso utilizando la microarquitectura In Vivo Micro-tomografía computada

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high ...

Bioingeniería

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

No restricción EEG radiotelemetría: epidural y Deep intracerebral estereotáxica colocación de electrodos EEG

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for erectile dysfunction. However, the methods used vary between laboratories, and pitfalls still exist. The goal of this study was to describe a surgical technique that would provide a reliable and reproducible model. By exposing the ischiocavernosus muscle at its point of insertion on the ischial tuberosity, the penile crus could be cannulated with minimal dissection and injury to the structures involved in erectile function. Repeated stimulation of the CN, without the need for lifting and drying, was achieved by using a 125 &#181;m bipolar silver electrode and biocompatible silicon glue to isolate the electrode-nerve complex. This method prevents neuropraxia by reducing stretching and drying the nerve and provides complete isolation of the nerve, negating electrical leakage and preventing stimulation of alternative pathways.

This study describes a simplified surgical procedure and technique for performing cavernous nerve stimulation with the isolation of the nerve-electrode complex using silicone glue and intracavernous pressure measurement.

Estímulo del nervio cavernoso y grabación de la presión intracavernosa en una rata

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Medicina

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

Laminectomía e implantación de la ventana de la médula espinal en el ratón

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Administración intrabronquial directa para mejorar la deposición selectiva del agente dentro del pulmón del ratón

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

In vivo Imágenes de calcio en la aceituna inferior de ratón

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

Uso de un vaporizador anestésico de bajo flujo integrado, ventilador y sistema de monitoreo fisiológico para roedores

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Intracerebroventricular Delivery of Gut-Derived Microbial Metabolites in Freely Moving Mice

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have revealed that gut microbiota-derived metabolites modulate brain-mediated physiological functions through intricate gut-brain pathways in the host. Short-chain fatty acids (SCFAs) are the major bacteria-derived metabolites produced during dietary fiber fermentation by the gut microbiome. Secreted SCFAs from the gut can act at multiple sites in the periphery, affecting the immune, endocrine, and neural responses due to the vast distribution of SCFAs receptors. Therefore, it is challenging to differentiate the central and peripheral effects of SCFAs through oral and intraperitoneal administration of SCFAs. This paper presents a video-based method to interrogate the functional role of SCFAs in the brain via a guide cannula in freely moving mice. The amount and type of SCFAs in the brain can be adjusted by controlling the infusion volume and rate. This method can provide scientists with a way to appreciate the role of gut-derived metabolites in the brain.

Gut-derived microbial metabolites have multifaceted effects leading to complex behavior in animals. We aim to provide a step-by-step method to delineate the effects of gut-derived microbial metabolites in the brain via intracerebroventricular delivery via a guide cannula.

Entrega intracerebroventricular de metabolitos microbianos derivados del intestino en ratones que se mueven libremente

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

La medición de volumen de bucles de presión en el ratón

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...