Name: use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats
Uploaded: 2016-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats at JoVE.com

The authors have no acknowledgements.

Tüm çalışmalar, düzenleyici ve kurumsal kurallarına uygun olarak tamamlanmıştır. Bu çalışmanın hayvan yönleri Purdue Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (PACUC) tarafından onaylanan Kent Scientific Corporation Hayvan Kullanım Programı tarafından değerlendirilir ve Laboratuvar Hayvanları 22 Bakımı ve Kullanımı için Kılavuz uygun olarak yapıldı. Not: Bu protokolde kullanılan düşük akımlı dijital anestezi sistemi entegre pulse oksimetre ile donatılmıştır. 1. Entegre Pulse Oksimetre Düşük akımlı Anestezi Sistemi Kurma <ol><li> İsofluranın Teslim <ol><li> Bir taşıyıcı gaz kaynağı seçin. İç hava pompası kullanmak için, emme oda havası iç pompa izin arkasındaki Giriş Noktası sökün. </li><li> port egzoz kömür teneke kutu bağlayın. </li><li> düşük akım, dijital anestezi sistemi ön Y adaptörünü bağlayın. t beyaz dalları bağlamak için renk kodlu klipleri kullanınO burun konisi ve indüksiyon odasına mavi dalları. </li><li> Kapat beyaz klip kelepçeler ve açık mavi klibi odasına hava akışını yönlendirmek için kelepçeler. </li><li> 2 ml şırınga seçin. </li></ol></li><li> Fizyolojik İzleme, Entegre pulse oksimetre kullanılması <ol><li> &quot;AUX&quot; etiketli düşük akımlı anestezi sisteminin arkasında, bağlantı noktasına pulse oksimetre pençe sensörünü bağlayın. </li></ol></li></ol> 2. Ayarlarını Yapılandırma <ol><li> Anestezi <ol><li> anestezi sistemi üzerinde güç ve Kurma menüsüne erişmek. Basın kırmızı Ana Menü&gt; Anestezi&gt; Ayarlar erişmek için Kurma. </li><li> anestezik madde seçin. Basın Set Up kırmızı Tipi Anest vurgulamak için. İsofluranın seçmek için Yukarı ve Aşağı okları kullanın. </li><li> Şırınga boyutunu ayarlayın. Basın Siri Boyutu vurgulamak için Kurma. 2 ml şırınga seçmek için Yukarı ve Aşağı okları kullanın. </li><li> Boş pozisyon ayarlayın. Basın h Kurmaighlight kırmızı Boş ayarlayın. Şırınga Holding Kelepçe şırınga metal yaka oturacak şekilde şırınga koyarak Şırınga Tutma Blok boş, tamamen basılı cam şırınga edin. İtici Blok şırınga pistonu üst ışık temas edinceye kadar İtici Blok taşımak için Yukarı veya Aşağı oklarına basın. Basın boş konumunu ayarlamak için seçin. </li><li> Basın kırmızı kaldır vurgulamak için Kurma. şırıngayı çıkarın ve şişe üst adaptörü kullanarak izofluran ile şırınga doldurun. </li><li> anestezi sistemine Şırınga bağlayın. </li><li> Başbakan anestezik teslim boru. Basın kırmızı Başbakan Tube vurgulamak için Kurma. anestezi kadar basın Aşağı şırınga yoluyla ve buharlaştırıcı blokta siyah montaj içine geçecek. </li><li> anestezi etkinleştirin. Basın kırmızı Enable vurgulamak için Kurma. Evet seçmek için Yukarı ve Aşağı okları kullanın. Basın Run / Geri Ana Menüye dönmek için. </li><li> a seçinir arz ve dakika hacmi. Basın Set Up kırmızı Hava İkmal vurgulamak için. İç Pompası seçmek için Yukarı ve Aşağı okları kullanın. Basın kırmızı Dakika Vol vurgulamak için Kurma. 250 ml / dak sabit akış hızı. </li></ol></li><li> Fizyolojik İzleme <ol><li> Fare (240) minimum tespit kalp atış hızını ayarlayın. Ana menüye erişmek için Kurma&gt; tuşuna basın MouseStat. Yukarı ve aşağı oklarını kullanın asgari kalp hızını ayarlamak için. </li></ol></li></ol> 3. Anestezi Teslimat başlayın <ol><li> Fare indükleyin <ol><li> Basın Run / Geri iki kez çalıştırmak moduna girmek ve hava akışını başlatmak için. </li><li> sıkıca kapağını kapatarak, indüksiyon odasında fare yerleştirin. % 3 Anestezik Ajan Konsantrasyon düğmesini ayarlayın. </li><li> Fare refleksi kaybı ile tespit anestezi istenen düzlemi, ulaşana kadar izleyin. gerektiği gibi Anestezik Ajan Konsantrasyon ayarlayın. </li><li> Hayvan kendi düzeltilmesi refleks a kaybeder keznd yeterince anestezi,% 0 Anestezi konsantrasyon düğmesini çevirin. Yazarlar, daha önce hava akımı sağlayan 30-60 sn anestezi derinliği 1 ters olmayacak şekilde odayı temizlemek için yeterli olan endüksiyon odası temizlemesini bulmuşlardır. </li><li> Hızla yüz maskesine hava yönlendirmek için beyaz kelepçeler açın ve indüksiyon odasına giden mavi kelepçeleri kapatın. </li><li> Araştırmacı uzak odasına açın fareyi çıkarın ve hemen burun konisi uygun. </li><li> Bir geri besleme döngüsü üzerinde bir rektal prob ile 37 ° C&#39;de vücut ısısını korumak için ayarlanmış bir kızılötesi ısınma pad üzerinde hayvan ortalayın. </li><li> Fare burun konisi istikrarlı olduğunda Anestezik Ajan Konsantrasyon düğmesini çevirerek bakım gerektiği gibi,% 1.5 izofluran konsantrasyonu ayarlayabilir veya. </li><li> bakım için dakika hacmini azaltmak. hayvan desteklemek için minimum akış hızı, 30 g fare için 1.5-2.2 kat hayvanın dakika hacmi (eşittir52 ml / dakika) ve en az. burun konisi stiline özgü ayar önerilen akış hızı için üreticinin talimatlarına bakın ve gerektiği gibi ayarlayın. Ana Menüye erişmek için Kurma ve ardından Dakika Vol kırmızı vurgulanır kadar Kurma tuşuna basın. Hedef akışını ayarlamak için Yukarı ve Aşağı okları kullanın. Basın Run / Geri ana ekrana dönmek için. </li><li> Bir birlisme tutam sırasında geri çekme refleksi eksikliği ile belirlenen anestezi derinliği onaylayın. anestezi sırasında kurumasını önlemek için gözleri oftalmik merhem sürün. </li></ol></li></ol> 4. Fizyolojik İzleme başlayın <ol><li> arka ayak pedi üzerinde sensörü yerleştirin. kırmızı ışık pençe altında olduğunu ve pençe aydınlatır böylece sensörü yerleştirin. oxiwave görüntülemek için ekranda yukarı ve aşağı okları kullanın. Hayvan şimdi güvenle düşük akış, şırınga odaklı, dijital buharlaştırıcı kullanılarak anestezi. </li></ol> 5. Hayvan kaldır <ol><li> KapatmaAnestezi Dağıtım. <ol><li> anestezi teslim durdurmak için, Min (ya da% 0) için Anestezik Ajan Konsantrasyon düğmeyi çevirin ve yüz maskesi hayvan kaldırmak. </li><li> Anestezi kurtarma sırasında fare izleyin. Fare tamamen ayaktan hale geldikten sonra, kafes iade. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers.">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).</li><li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modern+Anaesthesia+Vapourisers.">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).</li><li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Small Animal Anesthesia and Analgesia. , (2008).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , 23-86 (2013).</li><li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates.">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).</li><li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anesthesia and Analgesia. , (2003).</li><li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 335 (2011).</li><li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory animal anaesthesia. , (2009).</li><li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems.">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).</li><li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+principles+and+maintenance.">Physical principles and maintenance.</a> Anaesthetic equipment. , (1985).</li><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit.">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li><li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system.">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li><li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose-regulated+automated+anesthesia+(Abstract).">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).</li><li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+(Anaconda)+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia.">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li><li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia.">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li><li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane:+a+new+dimension+in+anesthesia.">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).</li><li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent.">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li><li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use.">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice.">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice.">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li><li>Voightsverger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sevoflurane+ameliorates+gas+exchange+and+attenuates+lung+damage+in+experimental+lipopolysaccharide-induced+lung+injury.">Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury.</a> Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).</li><li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li></ol>

Bu proje Kent Scientific Corporation, CJ Goergen Amerikan Kalp Derneği (SDG18220010) ve Purdue Üniversitesi tarafından ekipman ve finansmanı ile desteklenmiştir. Yazarlar Krista Bigiarelli ve Irina Toore Bu makalede kullanılan ekipman üreten Kent Scientific Corporation çalışanlarıdır. Bu yazının açık erişim yayın Kent Scientific Corporation tarafından desteklenmektedir.

Dijital düşük akımlı anestezi sistemi kullanıcı etkin bir şekilde herhangi bir sıkıştırılmış gaz kullanmadan çok düşük akış hızlarında fareler uyutmak için izin verir. Bu yaklaşık 500 ml / dakika minimum akış hızlarında sıkıştırılmış bir gaz kaynağına ihtiyaç olan standart pasif püskürteç, büyük ölçüde farklılık gösterir. Standart püskürteç geçişleri arasındaki kesinlikten yoksun aramalar kullanmak ve onlar doğruluğunu sağlamak için her yıl bakımı yapılmalıdır. Bir şırınga tahrik anestezi sistemi şırınga pompası tam gerekli hızını hesaplamak için sabit akış hızında anestetik için belirli bir konsantrasyonu sağlayabilir. Rutin kalibrasyonlar ek maliyet ve zaman tasarrufu ile sonuçlanan gereksizdir. önerilen minimum debisi olmayan bir geri soluma devresinde bir hayvan korumak için 1.5-2.2 kat hayvanın dakika hacmi olduğunu. Bu çalışmada kullanılan 100 ml / dakika akış hızı, hayvanlar için yeterli anesteziğin verilmesinde, bu en az aştı. akış hızı AyarAkış hızı doğrudan belirli bir süre için kullanılan izofluran miktarına bağlı olarak gs, bu anestezik teslim tekniği için kritik öneme sahiptir. Düşük akış hızlarında kullanıldığında hayvan hala etkili 1,19-21 anestezi ise, bu teknik büyük ölçüde kullanımı sırasında gerekli izofluran miktarını azaltabilirsiniz. Geleneksel vaporizers ve düşük akımlı dijital vaporizers arasında yeni ekipman maliyetleri karşılaştırılabilir. Ancak, dijital düşük akımlı anestezi sistemi izofluran ve sevofluran teslim etmek yeteneğine sahiptir. Bu belirlenen izofluran ve sevofluran hassas püskürteç, anestezik ajanlar her ikisini de kullanarak grup için ilk ekipman maliyetlerinin düşürülmesi ihtiyacını ortadan kaldırır. Düşük akış dijital buharlaştırıcı 1,19,20 kullanırken buharlaştırıcı teknolojileri arasındaki son yayınlanan karşılaştırmalar zamanla maliyet tasarrufu ettiler. Bu karşılaştırmaların sonuçları, bir yıl boyunca potansiyel maliyet tasarrufu yaklaştığı kullanılabilir. Gibi52 hafta boyunca haftada 2 saat aralıklarla, 5 gün içinde yapılan tipik kullanım ayarlarını tüketen, geleneksel izofluran buharlaştırıcı izofluran 3.8 L, ya da on iki 250 ml&#39;lik şişe tüketecektir. aynı frekansta kullanılan düşük akımlı dijital buharlaştırıcı sadece 0.32 L, ya da iki 250 ml&#39;lik şişe tüketmek olacaktır. Kömür bidonu tüketimi de azalır. Her kutu yaşlandırma atık gazın 50 gr tutan varsayarsak, geleneksel buharlaştırıcı bir yıl boyunca yaklaşık 21 kömür kutuları dolduracaktır. Buna karşılık, düşük akımlı dijital buharlaştırıcı 6 veya daha az gerektirir. Geleneksel buharlaştırıcı 9500 L. dijital düşük akım buharlaştıcıların bazı modellerde mevcut iç hava pompası, kapasiteli yılda yaklaşık 5 büyük gaz tüpleri, her gerektirir, sıkıştırılmış gaz gereksinimini ortadan kaldırır. Sıkıştırılmış gaz kullanılacak olsaydı, sistem yıllık 1 başına sadece 1 silindir kullanmak istiyorsunuz. teknik ihtiyaca göre değiştirilebilir. Düşük akımlı dijital vaporizers kullanıcı hızlı ve hassas anestezi derinliğini ayarlamak için izin verir. anestetik derinliği artırılabilir veya azaltılabilir gerekiyorsa, kullanıcı sistemi üstündeki kadranı kullanarak% 0.1 artışlarla anestezik konsantrasyonunu artırabilir. işlem boyunca gerektiğinde akış oranı da ayarlanabilir. daha büyük bir şırınga boyutları daha uzun işlemler için uygun olmasına rağmen, bu protokol, 2 ml şırınga kullanmaktadır. İç hava pompası kullanıcılara sıkıştırılmış gaz kaynağı gerektirmeden hayvanları uyutmak için bir seçenek sunar. Sıkıştırılmış gaz veya oksijen desteği gerektiren işlemler için, kullanıcı yerine çevredeki havayı kullanarak daha düşük akış sistemi bir gaz kaynağı bağlamak için seçeneği vardır. kullanıcı işlem boyunca seçilen hava kaynağı sağlamak için devam edebilir, ya da iç pompa ve gerektiği gibi sıkıştırılmış bir gaz kaynağı arasında geçiş yapabilirsiniz. Örneğin, kullanıcı indüksiyon ve bakım sırasında iç pompa vasıtasıyla oda havasını sunmak için sistem kurulumu, ancak ek oksi teslim edebilirkurtarma sırasında gen. Düşük akımlı dijital buharlaştırıcı kullanmanın birçok avantajı olmasına rağmen, aynı zamanda sınırlamalar vardır. Bir vana dahil değildir, çünkü elle açmadan önce temiz hava odasına kızarma indüksiyon odasına temizlemek için tek yoldur. Bu sistem sadece düşük akış hızlarında çalışacak şekilde tasarlanmıştır ve geleneksel püskürteç 10 L / dk&#39;ya kadar akış hızlarında kullanılabilir 800 ml / dk, akış oranlarının üzerinde anestezi teslim etmez. Bu özel sistem bu nedenle küçük hayvan türleri için uygundur. Ayrıca, sistem geleneksel bir buharlaştırıcı ile karşılaştırıldığında daha az anestetik madde tutar. Şırınga bir prosedür sırasında yenilenmeleri gerekir durumlar olabilir. Ancak, dolum sırasında gecikmeler boş şırıngayı yerine yakın bir ikinci şırınga önceden doldurarak azaltılabilir. 10 ml kadar şırınga boyutları orta prosedür şırıngalar dolum ihtiyacını azaltmak için kullanılabilir. Son olarak, geleneksel bir buharlaştırıcı farklı olarak, düşük-fow dijital buharlaştırıcı elektrik gerektirir. elektrik kullanılamaz veya güç kesintisi durumunda olduğu Piller durumlarda kullanım için mevcuttur. Önceki çalışmalar, düşük akımlı dijital sistemler geleneksel anestezi sistemine 1,19,20 kıyasla daha az izofluran, taşıyıcı gaz ve kömür metal kapları tüketmek olduğunu göstermiştir. daha fazla çalışma bu alanlarda ihtiyaç duyulan olsa kirleticilerin alınmasına yönelik anestezik gaz azalma da, atık anestezik gaz bir azalma tespit olabilir. Kızılötesi gaz spektroskopisi atık izofluran üretimini izlemek için kullanılabilir, ve dozimetre rozetleri gelecek karşılaştırmalarda laboratuvar personeline izofluran maruz kalma ölçmek için kullanılabilir. Özetle, anestezi teslimat için bu teknik sayesinde geleneksel sistemler üzerinde geliştirilmiş güvenlik, etkinlik ve hassas kemirgen anestezi yapmadan gruplarına yararlı olacaktır.

0.5-10 L / dk 2 akış oranları arasında yapmaktadır veteriner kullanımı için uygun bir çok hassas vaporizörler vardır. aralık kendi küçük solunum dakika hacmi ile karşılaştırıldığında yüksek olduğu gibi bu debileri, kemirgenler için ideal değildir. Yüksek debi nedeniyle hipotermi ve solunum yolu 3,4 kurutulması kendi tanıtımına veteriner pratikte tavsiye edilmez. Ayrıca, pek çok ortak veteriner buharlaştırıcı üretici kılavuzları yüksek akış oranları karşı basınç dalgalanmaları meydana artışa neden olabileceğini uyarısında bulunuyor. Aynı zamanda, pek çok standart püskürteç 500 ml / dakika akış hızları aşağıda doğru hale olduğu gösterilmiştir ve bu oran, veterinerlik alanında 5-7 küçük bir akış oranı olarak kabul edilir. Bir hayvan, bir T-parçası devresi üzerinde bulunan veya 1.5-2.2 katı hayvanın dakika hacmi 8-10 kadar düşük bir akış oranı kullanılarak, Bain devre değiştirilebilir. Bu akış oranları sufficien kabul edilirt süresi dolmuş gazların geri solunumunu engeller ve kan karbondioksit konsantrasyonları 8 artış önlemek için. Bu akış hızı tavsiye kullanarak, 30 g fare 52 ml kadar düşük bir akış oranında muhafaza edilebilir / dakika, geleneksel bir buharlaştırıcı kabul 500 ml / dakika minimum göre yaklaşık on kat daha az. Geleneksel buharlaştırıcı gaz akışı ve pasif anestezik buharlaşma için atmosferik basınç bağlı iken, direkt enjeksiyonlu buharlaştırıcı toplam taze gaz akışını ölçer ve gaz akımına 2 doğrudan buhar enjekte eder. Bazı direkt enjeksiyon püskürteç gaz akımına anestezi yönetmek için bir şırınga pompası kullanmaktadır. Bilgisayarlı kontroller bu sistemler otomatik olarak anestezik istenen konsantrasyona ulaşmak için gerekli olan sıvı maddenin hacmini enjekte şırınga pompası hızını ayarlamak için izin verir. Şırınga tahrik püskürteç mevcut klinik ve pediatrik kullanım için onaylanmış ve birçok benzer yapılandırmaları bir olarak kabul edilirestetik klinik pratikte 11-16 cihazları koruyucu. Kısa bir süre onaylandıktan sonra, şırınga pompası vaporizers ile anestezik olan koruyucu cihazlar hayvan çalışmalarında 8,17,18 kullanılmak üzere adapte edilmiştir. Geleneksel bir buharlaştırıcı farklı olarak, bir şırınga pompası kullanılarak, bir doğrudan enjeksiyon sistemi doğruluğunu sağlamak için, küçük bir akış oranı ile sınırlı değildir. Bu nedenle, bu teknoloji, kemirgen anestezi ve düşük akış oranları gerekli olan diğer durumlarda kullanım için idealdir. Bu buharlaştırıcı tasarımı ile bağlantılı faydalar ve potansiyel maliyet tasarrufu kemirgenler 1,19,20 için özel olarak tasarlanmış yeni anestezi sistemlerinin geliştirilmesi ilham kaynağı oldu. Bu yeni sistem, aynı zamanda içeren dahili bir hava pompası, kullanıcı bir sıkıştırılmış gaz kaynağı gerektirmeden anestezi yönetmek için izin. Ek bir fayda olarak, sistem önceden kalibre edilmiş izofluran ve sevofluran hem kullanım içindir. laboratuar hayvanları alanında bu buharlaştırıcı teknolojisinin başlamasıyla, bent sıkıştırılmış gaz için gerek kalmadan yakın önerilen düzeylere akış hızlarında küçük laboratuar hayvanları uyutmak için artık mümkün.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Equipment&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter &amp;amp; Heart Rate Monitor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-MSTAT-Module</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-MSE</td><td></td></tr><tr><td>2 ml Glass Syringe</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>Low Profile Facemask, x-small</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Animal Warming&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Agents&lt;br/&gt; and Medications&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (250 ml bottle)</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puralube Opthalmic Ointment</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Hayvanlar 3 yetişkin C57 / BL6NTac dişi fareler (Taconic, yaş 6-7 hafta; ağırlık 15 +/- 1 gr) anestezi ve kalp hızı, oksijen doygunluğu, ve solunum hızı izlendi ise 1.3-1.5% izofluran ile korundu. tesise gelmeden önce rutin satıcı testi ile belirlenen tüm fareler Fare Patojen Free idi. Hayvanlar grubu yerleştirilmiş microisolation kafes ve şişe standart kemirgen yemi ve su serbest erişim sağlanmıştır. İsofluranın Kullanımı düşük akımlı anestezi sistemi kullanım sırasında şırınga kalan anestezik madde miktarını ölçer. Anestezi sistemi ile ölçülmüş hayvan bakım döneminin sonunda tekrar burun konisi aktarılmış ve gibi şırıngaya hacmi, not edilmiştir. Nihai hacim Bbaşlangıç ​​hacminin çıkarılır şekilde idame periyodu (Şekil 1) sırasında tüketilen anestezi miktarını belirlemek için. fizyolojik Parametreler Kalp hızı, SpO 2, ve solunum hızı pulse oksimetre (- 4 Şekil 2) üzerinden bakım sırasında izlendi. Vücut sıcaklığı, bir kızıl ötesi ısıtma yastığı ile 37.5 ° C &#39;de muhafaza edilmiştir. Bir interdijital tutam gelen geri çekme refleksi eksikliği ile tespit edilen her bir fare başarıyla 60 dakika boyunca anestezi cerrahi düzlemi altında oda hava / dakika, 100 ml, düşük akış hızlarında tutuldu. Fare uyanık vermedi ya da bakım döneminde aralıklı olarak uygulanan birlisme tutam yanıt. Hayvanların kalp hızları (Şekil 2), kan oksijen (Şekil 3) ve solunum sayısı (Şekil 4) relat kalmıştırÇalışma boyunca ively istikrarlı. Nedeniyle hayvan ve sensör konumlandırma, Fare 1 ve fare 3 den solunum hızı sinyali aralıklı ve ölçüm kesildi. Hayvanın konumlandırma ayarlandı, sinyal geliştirilmiş ve ölçülen solunum oranı benzer zaman noktalarında başkalarına karşılaştırılabilir. Düşük akımlı bir dijital anestezi cihazı idame periyodu (Şekil 1), 60 dakika boyunca izofluran 0.63 ml&#39;lik bir ortalama kullanılmıştır. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> Şekil 1:.. İsofluranın Kullanımı dijital düşük akımlı anestezi sistemi kullanılarak anestezi bakım 1 saat boyunca üç farklı fareler için ml kullanılan izofluran miktarı <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> Şekil 2:.. Nabız dakika (bpm) dijital düşük akımlı anestezi sistemi ile ilk anestezi indüksiyon sonrası 5-60 dk başına atım üç farelerin kalp hızı <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> Şekil 3:.. Oksijen Doygunluk üç fareler dijital düşük akımlı anestezi sistemi ile ilk anestezi indüksiyon sonrası 5-60 dk kan oksijen doygunluğu seviyesi (%) <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> Şekil 4:.. Solunum Hızı min (bpm) dijital düşük akımlı anestezi sistemi ile ilk anestezi indüksiyon sonrası 5-60 dk başına nefes üç farelerin solunum hızı <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats at JoVE.com

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

Fare ve Sıçanlarda için düşük akış Dijital Anestezi Sistemi Kullanımı

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

use-of-a-low-flow-digital-anesthesia-system-for-mice-and-rats

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K Görüntüleme.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

Video: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Kemirgen Merkezi Sinir Sistemi İlaçların doğrudan Intraventriküler teslim

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Nörobilim

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high resolutions in live animal models. This allows for repeated imaging of the same rodent over time. This feature not only reduces the total number of rodents required in an experimental design and thereby reduces the inter-subject variation that can arise, but also allows researchers to assess longitudinal or life-long responses to an intervention. To acquire high quality images that can be processed and analyzed to more accurately quantify outcomes of bone micro-architecture, users of in vivo &#181;CT scanners must properly anesthetize the rat, and position and restrain the hind limb. To do this, it is imperative that the rat be anesthetized to a level of complete relaxation, and that pedal reflexes are lost. These guidelines may be modified for each individual rat, as the rate of isoflurane metabolism can vary depending on strain and body size. Proper technique for in vivo &#181;CT image acquisition enables accurate and consistent measurement of bone micro-architecture within and across studies.

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

This paper instructs users of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) scanners how to anesthetize, correctly position and restrain the hind limb of a rat for minimal movement during high-resolution imaging of the tibia. The result is high quality images that can be processed to accurately quantify bone micro-architecture.

Uygun konumlandırma ve sıçan Hind riske odaklı yüksek kararlılık düşsel ve kemik mikro mimarisi kullanarak Vivo içinde mikro Bilgisayarlı Tomografi için kısıtlama

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high ...

Biyomühendislik

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

Sigara frenleyici EEG Radiotelemetry: Epidural ve Derin İntraserebral Stereotaksik EEG Elektrot Yerleştirme

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for erectile dysfunction. However, the methods used vary between laboratories, and pitfalls still exist. The goal of this study was to describe a surgical technique that would provide a reliable and reproducible model. By exposing the ischiocavernosus muscle at its point of insertion on the ischial tuberosity, the penile crus could be cannulated with minimal dissection and injury to the structures involved in erectile function. Repeated stimulation of the CN, without the need for lifting and drying, was achieved by using a 125 &#181;m bipolar silver electrode and biocompatible silicon glue to isolate the electrode-nerve complex. This method prevents neuropraxia by reducing stretching and drying the nerve and provides complete isolation of the nerve, negating electrical leakage and preventing stimulation of alternative pathways.

This study describes a simplified surgical procedure and technique for performing cavernous nerve stimulation with the isolation of the nerve-electrode complex using silicone glue and intracavernous pressure measurement.

Kavernöz sinir stimülasyonu ve kayıt bir sıçan Intracavernous basınç

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Tıp

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

Farede Laminektomi ve Omurilik Penceresi İmplantasyonu

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Fare akciğer Içinde seçici Ajan biriktirme geliştirmek için doğrudan Intrabronchial yönetim

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

In vivo Fare Kalitesiz Zeytinde Kalsiyum Görüntüleme

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

Kemirgenler için Entegre Düşük Akışlı Anestezik Buharlaştırıcı, Ventilatör ve Fizyolojik İzleme Sisteminin Kullanımı

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Intracerebroventricular Delivery of Gut-Derived Microbial Metabolites in Freely Moving Mice

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have revealed that gut microbiota-derived metabolites modulate brain-mediated physiological functions through intricate gut-brain pathways in the host. Short-chain fatty acids (SCFAs) are the major bacteria-derived metabolites produced during dietary fiber fermentation by the gut microbiome. Secreted SCFAs from the gut can act at multiple sites in the periphery, affecting the immune, endocrine, and neural responses due to the vast distribution of SCFAs receptors. Therefore, it is challenging to differentiate the central and peripheral effects of SCFAs through oral and intraperitoneal administration of SCFAs. This paper presents a video-based method to interrogate the functional role of SCFAs in the brain via a guide cannula in freely moving mice. The amount and type of SCFAs in the brain can be adjusted by controlling the infusion volume and rate. This method can provide scientists with a way to appreciate the role of gut-derived metabolites in the brain.

Gut-derived microbial metabolites have multifaceted effects leading to complex behavior in animals. We aim to provide a step-by-step method to delineate the effects of gut-derived microbial metabolites in the brain via intracerebroventricular delivery via a guide cannula.

Serbestçe Hareket Eden Farelerde Bağırsak Kaynaklı Mikrobiyal Metabolitlerin İntraserebroventriküler Verilmesi

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

Fare Basınç Hacim Döngüler Ölçme

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...