Name: use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats
Uploaded: 2016-09-07T13:00:00.000+00:00
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Alle Untersuchungen wurden in Übereinstimmung mit den regulatorischen und institutionellen Richtlinien abgeschlossen. Die Tier Aspekte dieser Studie wurden von der Kent Scientific Corporation Tier Use Program ausgewertet, von der Purdue Animal Care und Use Committee (PACUC) genehmigt, und in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren 22 durchgeführt. Hinweis: Das Low-Flow-Anästhesie digitale System in diesem Protokoll verwendet wird, mit einem integrierten Pulsoximeter ausgestattet. 1. Bis Stellen Sie den Low-Flow-Anästhesie-System mit integrierten Pulsoximeter <ol><li> Für Isofluran Lieferung <ol><li> Wählen Sie eine Trägergasquelle. Um die interne Luftpumpe verwenden, schrauben Inlet Anschluss auf der Rückseite, so dass die interne Pumpe Einlassraumluft. </li><li> Verbinden Kohlebehälter Port zu erschöpfen. </li><li> Schließen Sie Y-Adapter vor dem Low-Flow, digitale Anästhesiesystem. Verwenden Sie die farbcodierten Clips die weißen Zweige verbinden zu ter Bugnase und blau Zweige auf die Induktionskammer. </li><li> Schließen weißen Clip Schellen und offenen blauen Clip klemmt Luftstrom in die Kammer zu leiten. </li><li> Wählen Sie 2-ml-Spritze. </li></ol></li><li> Für Physiologische Überwachung, Verwendung des Pulse Oximeter Integrated <ol><li> Schließen Sie das Pulsoximeter paw Sensor-Anschluss auf der Rückseite des Low-Flow-Anästhesie-System, die mit &quot;AUX&quot;. </li></ol></li></ol> 2. Konfigurieren Sie die Einstellungen <ol><li> Für Anästhesie <ol><li> Schalten Sie das Anästhesiesystem, und rufen Sie das Einstellungsmenü. Drücken Sie Set Up für den Zugriff auf Hauptmenü&gt; Anästhesie&gt; Setup in rot. </li><li> Wählen Sie das Narkosemittel. Drücken Sie Set Up Typ Anest in rot zu markieren. Verwenden Sie die Aufwärts- und Abwärtspfeile Isofluran auszuwählen. </li><li> Stellen Sie die Spritzengröße. Drücken Sie Set Up Syr Größe zu markieren. Verwenden Sie die Auf- und Ab-Pfeile, um eine 2-ml-Spritze zu wählen. </li><li> Stellen Sie die Leerposition. Drücken Sie Set Bis highlight leeren Satz in rot. Sicherung leer, voll gedrückten Glasspritze in die Spritzenhalteblock, indem die Spritze platziert, so dass die Spritze Clamp auf dem Metallring der Spritze sitzt. Drücken Sie die Auf- oder Ab-Pfeile, um den Schubblock zu bewegen, so dass der Pusher-Block mit der Spitze des Spritzenkolben Licht in Berührung kommt. Drücken Sie wählen leere Position zu setzen. </li><li> Drücken Sie Set in rot entfernen zu markieren Up. Entfernen Sie die Spritze und füllen Sie die Spritze mit Isofluran die Flasche oben Adapter verwenden. </li><li> Schließen Sie die Spritze mit dem Anästhesiesystem. </li><li> Prime das Anästhetikum Förderschlauch. Drücken Sie Set Up Prime Rohr in rot zu markieren. Drücken Sie, bis die Betäubung bewegt sich durch die Spritze und in den schwarzen Anschluss an der Verdampferblock. </li><li> Aktivieren Anästhesie. Drücken Sie Set in rot aktivieren zu markieren Up. Verwenden Sie die Auf- und Ab - Pfeile , um Ja auszuwählen. Drücken Sie Run / Zurück zum Hauptmenü zurückzukehren. </li><li> Wählen Sie das einir Versorgung und Minutenvolumen. Drücken Sie Set Up Luftversorgung in rot zu markieren. Verwenden Sie die Aufwärts- und Abwärtspfeile Interne Pumpe zu wählen. Drücken Sie Set Up zu Minute Vol in rot markieren. Durchflussrate einstellen auf 250 ml / min. </li></ol></li><li> Für Physiologische Überwachung <ol><li> Stellen Sie die minimale erfassten Herzfrequenz-Maus (240). Drücken Sie auf Hauptmenü auf&gt; MouseStat. Verwenden Sie nach oben und unten Pfeile Mindestherzfrequenz einzustellen. </li></ol></li></ol> 3. Beginnen Sie Anästhesie-Versorgung <ol><li> Induzieren die Maus <ol><li> Drücken Sie Run / Back zweimal Run-Modus zu wechseln und den Luftstrom zu beginnen. </li><li> Platzieren Sie die Maus in der Induktionskammer, den Deckel schließen fest. Stellen Sie die Narkosemittelkonzentration Knopf bis 3%. </li><li> Überwachen Sie bis der Maus auf die gewünschte Ebene der Anästhesie erreicht, bestimmt durch den Verlust der Reflex aufrichtenden. Stellen Sie die Narkosemittelkonzentration nach Bedarf. </li><li> Sobald das Tier verliert eine seiner aufrichtenden Reflexnd ausreichend betäubt ist, schalten Sie die Anesthesia Konzentration Wahl auf 0%. Die Autoren haben zuvor festgestellt , dass der Luftstrom so dass die Induktionskammer zu spülen 30-60 sec ausreicht, um die Kammer zu reinigen , ohne die Narkosetiefe 1 umgekehrt wird . </li><li> Schnell öffnen Sie die weißen Klammern die Luft zum facemask zu lenken, und schließen Sie die blauen Klemmen der Induktionskammer führt. </li><li> Öffnen Sie die Kammer vom Forscher, entfernen Sie die Maus, und sofort passen die Bugspitze. </li><li> Zentrieren Sie das Tier auf einer Infrarot-Wärmekissen, auf Körpertemperatur bei 37 ° C über eine rektale Sonde auf einer Rückkopplungsschleife aufrechtzuerhalten. </li><li> Wenn die Maus auf dem Nasenkonus stabil ist, auf 1,5%, die Konzentration von Isofluran einzustellen oder als für die Wartung benötigt, indem die Anästhetikum-Konzentration Drehen. </li><li> Reduzieren Sie das Minutenvolumen für die Wartung. Die Mindestdurchflussrate, das Tier zu unterstützen, ist gleich 1,5 bis 2,2-fache des Minutenvolumens des Tieres (für eine 30 g-Maus,ein Minimum von 52 ml / min). Wenden Sie sich an die Anweisungen des Herstellers für einen empfohlenen Durchflussrate auf die Bugnase Stil Festlegung spezifischer und ggf. einstellen. Drücken Sie Einrichten des Hauptmenü zu gelangen, und drücken Sie dann, bis die Einstellung Minute Vol rot markiert ist. Verwenden Sie die Aufwärts- und Abwärtspfeile Zielfluss anzupassen. Drücken Sie Run / Zurück zum Hauptbildschirm zurückzukehren. </li><li> Bestätigen Narkosetiefe durch einen Mangel an Rückzugsreflex während einer interdigitalen Prise bestimmt. Anwenden Augensalbe für die Augen Trockenheit während der Anästhesie zu verhindern. </li></ol></li></ol> 4. Beginnen Sie Physiologische Überwachung <ol><li> Sensor wieder über Pad Hinterpfote. Positionieren Sie den Sensor so, dass das rote Licht unter der Pfote ist und beleuchtet die Pfote. Mit den Auf- und Ab-Pfeile auf dem Bildschirm, um die oxiwave anzuzeigen. Das Tier wird nun anästhesiert sicher einen geringen Strömungs, Spritze gesteuerte, digitale Verdampfer verwendet wird. </li></ol> 5. Nehmen Sie das Tier <ol><li> AusschaltenAnästhesie-Versorgung. <ol><li> Um die Lieferung von Narkose stoppen, drehen Konzentration Betäubungsmittel-Agent Regler auf Min (oder 0%) und entfernen Tier aus facemask. </li><li> Überwachen Sie die Maus während der Narkose Erholung. Sobald die Maus vollständig ambulante geworden ist, schicken Sie es an den Käfig. </li></ol></li></ol>

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Dieses Projekt wurde mit Ausrüstung und Finanzierung von Kent Scientific Corporation, der American Heart Association zu CJ Goergen (SDG18220010) und der Purdue University unterstützt. Die Autoren Krista Bigiarelli und Irina Toore sind Mitarbeiter von Kent Scientific Corporation, die Ausrüstung in diesem Artikel verwendet produziert. Open Access Veröffentlichung dieses Artikels wird von Kent Scientific Corporation gesponsert.

Der digitale Low-Flow-Anästhesie-System ermöglicht es dem Benutzer effektiv Mäuse anästhesieren bei sehr niedrigen Strömungsgeschwindigkeiten ohne die Verwendung irgendeines komprimiertes Gas. Dies unterscheidet sich stark von der Standard passive Verdampfern, von denen die meisten von etwa 500 ml / min bei minimalen Strömungsgeschwindigkeiten eine Druckgasquelle erforderlich ist. Standard-Verdampfern verwenden wählt, die Präzision zwischen Abstufungen fehlt, und sie müssen jährlich die Genauigkeit zu erhalten gewartet werden. Eine Spritze getrieben Narkosesystem kann bei der eingestellten Strömungsgeschwindigkeit eine bestimmte Konzentration des Anästhetikums liefern die genaue notwendige Geschwindigkeit der Spritzenpumpe zu berechnen. Routine-Kalibrierungen sind nicht erforderlich, was zu zusätzlichen Kosten und Zeitersparnis. Die empfohlene Mindestdurchflussmenge ein Tier auf einem Nicht-Rückatmungskreislauf aufrecht zu erhalten ist 1,5-2,2 mal das Minutenvolumen des Tieres. Die Strömungsgeschwindigkeit von 100 ml / min in dieser Studie verwendet Überschreiten dieser Mindest ausreichend Anästhetikum an die Tiere zu liefern. Die Strömungsgeschwindigkeit settings sind für dieses Anästhetikum Abgabetechnik kritisch, da die Strömungsrate direkt mit der Menge von Isofluran für einen bestimmten Zeitraum verwendet zusammenhängt. Bei niedrigen Strömungsgeschwindigkeiten verwendet wird , kann diese Technik stark die Menge des während des Gebrauchs erforderlich Isofluran zu reduzieren, während das Tier noch wirkungs 1,19-21 anästhesiert wird. Neue Ausrüstungskosten zwischen traditionellen Verdampfern und Low-Flow-digital Verdampfern sind vergleichbar. Jedoch hat das digitale Low-Flow-Anästhesie System die Fähigkeit entweder Isofluran oder Sevofluran zu liefern. Dadurch entfällt die Notwendigkeit für bestimmte Isofluran und Sevofluran Präzision Verdampfern, die Verringerung der Erstausrüstung Kosten für Gruppen beide Anästhetika verwenden. Kürzlich veröffentlichte Vergleiche zwischen Verdampfer Technologien haben Kosteneinsparungen im Laufe der Zeit vorgeschlagen , wenn ein Low-Flow - Digital - Verdampfer 1,19,20 verwenden. Die Ergebnisse dieser Vergleiche verwendet werden könnten potentielle Kosteneinsparungen im Laufe eines Jahres zu approximieren. WieSuming ausgeführt typische Nutzungseinstellungen in 2 Stunden-Schritten, 5 Tage pro Woche für 52 Wochen ein traditionelles Verdampfer Isofluran wird 3,8 l von Isofluran oder zwölf 250-ml-Flaschen verbrauchen. Ein Low-Flow-digital Verdampfer bei der gleichen Frequenz verwendet würde nur 0,32 L, oder zwei 250 ml-Flaschen verbrauchen. Kohlebehälter Verbrauch wird ebenfalls reduziert. Unter der Annahme, dass jeder Kanister 50 g gespülten Abgas hält, wird eine traditionelle Verdampfer etwa 21 Kohlekanister im Laufe eines Jahres zu füllen. Im Vergleich dazu wird ein Low-Flow-Digital-Verdampfer 6 oder weniger benötigen. Ein traditionelles Verdampfer etwa 5 große Gasflaschen pro Jahr erfordern würde, die jeweils mit einer Kapazität von 9.500 L. Die interne Luftpumpe, bei einigen Modellen verfügbar digitaler Low-Flow-Verdampfern, entfällt die Notwendigkeit für komprimiertes Gas. Wenn komprimiertes Gas verwendet werden, so würde das System nur ein Zylinder pro Jahr 1 verwenden. Die Technik kann je nach Bedarf modifiziert werden. Low-Flow digital vaporizers ermöglichen es dem Benutzer Narkosetiefe schnell und präzise einzustellen. Wenn der Narkosetiefe erhöht werden muss, oder verringert wird, kann der Benutzer die Anästhetikum-Konzentration in Schritten von 0,1% erhöhen die Wählscheibe auf der Oberseite des Systems verwendet wird. Die Strömungsgeschwindigkeit kann auch während des Verfahrens je nach Bedarf eingestellt werden. Dieses Protokoll verwendet eine 2-ml-Spritze, obwohl größere Spritzengrößen für längere Verfahren zur Verfügung stehen. Die interne Luftpumpe bietet dem Anwender die Möglichkeit, Tiere zu betäuben, ohne eine Druckgasquelle erforderlich ist. Verfahren für komprimiertes Gas oder zusätzlichen Sauerstoff erfordern, hat der Benutzer die Möglichkeit, eine Gasquelle an den Low-Flow-System zu verbinden, anstatt Umgebungsluft. Der Benutzer kann weiterhin die ausgewählte Luftquelle während des gesamten Verfahrens zu liefern oder zwischen der internen Pumpe und einer Druckgasquelle wie benötigt umschalten kann. Zum Beispiel kann der Benutzer das System so einstellen Raumluft über die interne Pumpe während der Induktion und Wartung zu liefern, sondern liefern zusätzliche Oxygen während der Genesung. Zwar gibt es auch viele Vorteile sind ein Low-Flow-Digital-Verdampfer, dort mit Einschränkungen. Da ein Spülventil nicht enthalten ist, manuell in die Kammer mit sauberer Luft vor dem Öffnen Spülung ist der einzige Weg, um die Induktionskammer zu spülen. Dieses System ist nur bei niedrigen Strömungsgeschwindigkeiten zu betreiben und liefert keine Anästhesie über Flussraten von 800 ml / min, in denen traditionelle Vaporizer kann bis zu 10 l / min mit Flussraten verwendet werden. Dieses spezielle System eignet sich daher nur für kleine Tierarten. Darüber hinaus hält das System weniger Anästhetikum im Vergleich zu einem herkömmlichen Verdampfer. Es kann Situationen geben, in denen die Spritze während eines Verfahrens nachgefüllt werden muss. Um jedoch die leere Spritze zu ersetzen Verzögerungen beim Nachfüllen können in der Nähe von Vorfüllung eine zweite Spritze reduziert werden. Spritzengrößen von bis zu 10 ml sind verfügbar, um die Notwendigkeit zu reduzieren Spritzen Mitte Verfahren zum Nachfüllen. Schließlich, im Gegensatz zu einem herkömmlichen Verdampfer der Nieder flow digitalen Verdampfer erfordert Strom. Batterien sind für die Verwendung in Fällen verfügbar, wo elektrische Leistung nicht verfügbar ist oder für den Fall eines Stromausfalls. Frühere Studien haben gezeigt , dass Low-Flow - Digitalsysteme verbrauchen weniger Isofluran, Trägergas und Kohle - Kanister im Vergleich zu einem herkömmlichen Anästhesiesystem 1,19,20. Die Reduktion der gespülten Narkosegas auch eine Verringerung der Abfallnarkosegas identifizieren konnte, obwohl die weitere Arbeit in diesen Bereichen erforderlich ist. Infrarot-Gasspektroskopie kann verwendet werden, um Abfall Isofluran Produktion überwachen und Dosimeter Abzeichen kann verwendet werden, Isofluran Exposition für das Laborpersonal in Zukunft Vergleiche zu quantifizieren. Zusammengefasst wird diese Technik für Betäubungsmittel Lieferung an Gruppen, die in Nagetieren Anästhesie durch verbesserte Sicherheit, Wirksamkeit und Präzision gegenüber herkömmlichen Systemen von Vorteil sein.

Es gibt viele Präzision Verdampfern für veterinärmedizinische Zwecke zur Verfügung , die 2 zwischen Flussraten von 0,5 bis 10 l / min betrieben werden . Diese Flussraten sind nicht ideal für Nager, da der Bereich hoch ist im Vergleich zu ihren kleinen Atemminutenvolumen. Hohe Strömungsgeschwindigkeiten sind nicht in der veterinärmedizinischen Praxis aufgrund ihrer Förderung der Hypothermie und Trocknen des Respirationstraktes 3,4 empfohlen. viele gemeinsame Veterinär Verdampfer Hersteller Handbücher warnen, dass hohe Durchflussraten führen kann eine Erhöhung des Auftretens von Rückstauschwankungen Ferner. Es hat sich auch gezeigt , dass viele Standard - Verdampfern unter Flussraten von 500 ml / min ungenau werden, und diese Rate als Mindestdurchflussmenge im Veterinärbereich 5-7 angesehen wird. Ein Tier kann auf einem T-Stück Schaltung oder modifizierte bain Schaltung mit einer Flussrate so günstig wie 1,5-2,2 mal das Minutenvolumen 8-10 des Tieres gehalten werden. Diese Strömungsraten gelten als sufficient Rückatmungs abgelaufener Gasen zu verhindern , und eine Erhöhung des Blutkohlendioxidkonzentrationen 8 verhindern. Mit dieser Flussrate Empfehlung, eine 30 g-Maus mit einer Fließgeschwindigkeit so günstig wie 52 ml / min, fast zehnmal kleiner als die angenommen 500 ml / min mindestens einem traditionellen Verdampfer aufrecht erhalten werden konnte. Während einer traditionellen Verdampfer auf Gasstrom und Atmosphärendruck für passive Anästhetikum Verdampfung abhängt, misst eine direkte Injektion Verdampfer den gesamten Frischgasstrom und spritzt den Dampf direkt in den Gasstrom 2. Einige direkte Injektion Verdampfern verwenden eine Spritzenpumpe Anästhetikums in den Gasstrom zu verabreichen. Computerized Kontrollen erlauben diese Systeme automatisch die Spritzenpumpe Geschwindigkeit justieren das Volumen der flüssigen Mittel zu injizieren erforderlich, um die gewünschte Konzentration des Anästhetikums zu erreichen. Spritze angetrieben Verdampfern zur Verfügung stehen und für die klinische und pädiatrische Verwendung zugelassen und viele ähnliche Konfigurationen werden als angesehenästhetischen Konservierungsanlagen in der klinischen Praxis 16.11. Kurz nach ihrer Genehmigung Betäubungsmittel erhaltend Geräte mit Spritzenpumpe Verdampfern wurden 8,17,18 zur Verwendung in Tierstudien angepasst. Im Gegensatz zu einem herkömmlichen Verdampfer, ein Direkteinspritzsystem einer Spritzenpumpe verwendet wird durch eine Mindestdurchflussmenge, um die Genauigkeit zu erhalten beschränkt. Aus diesem Grund ist diese Technologie ideal für den Einsatz in rodent Anästhesie und andere Fälle, in denen geringe Strömungsgeschwindigkeiten notwendig sind. Die Vorteile und das Potenzial mit diesem Verdampfer Design damit verbundenen Kosteneinsparungen inspiriert die Entwicklung neuer Anästhesiesysteme speziell für Nager 1,19,20. Dieses neue System enthält auch einen eingebauten Luftpumpe, sodass der Benutzer Anästhesie zu verabreichen, ohne eine Druckgasquelle erforderlich ist. Als zusätzlicher Vorteil ist das System vorkalibriert zur Verwendung sowohl mit Isofluran und Sevofluran. Mit der Einführung dieser Verdampfertechnologie im Labortier Feld it ist jetzt möglich, kleine Labortiere bei Durchflussraten näher empfohlenen Werte für komprimiertes Gas ohne die Notwendigkeit zu betäuben.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Equipment&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter &amp;amp; Heart Rate Monitor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-MSTAT-Module</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-MSE</td><td></td></tr><tr><td>2 ml Glass Syringe</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>Low Profile Facemask, x-small</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Animal Warming&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Agents&lt;br/&gt; and Medications&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (250 ml bottle)</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puralube Opthalmic Ointment</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Tiere 3 erwachsenen C57 / BL6NTac weibliche Mäuse (Taconic, Alter 6-7 Wochen, Gewicht 15 +/- 1 g) wurden betäubt und mit 1,3-1,5% Isofluran während Herzfrequenz, Sauerstoffsättigung und Atemfrequenz überwacht wurden beibehalten. Alle Mäuse waren Murine Pathogen Frei wie durch Routine Anbieter Tests vor der Ankunft in der Anlage bestimmt. Die Tiere waren in Gruppen gehalten in microisolation Caging und Frei Zugang zu Standard-Nagetierfutter und Wasser-Flasche zur Verfügung gestellt. Isofluran Usage Das Low-Flow-Anästhesie System misst die Menge an Anästhetikum restlichen in der Spritze während des Gebrauchs. Das Volumen in der Spritze, wie sie in der Anästhesiesystem gemessen, wurde festgestellt, als das Tier auf den Nasenkonus übertragen wurde, und wieder am Ende des Wartungszeitraums. Das Endvolumen wwie aus dem Anfangsvolumen abgezogen , um die Menge des Anästhetikums während der Wartungsperiode (Abbildung 1) verbraucht wird, zu quantifizieren. Physiologische Parameter Herzfrequenz, SpO 2 und Atemfrequenz wurden während der Wartung über die Pulsoximetrie (- 4 Figuren 2) überwacht. Die Körpertemperatur wurde bei 37,5 ° C über eine Infrarot-Erwärmung pad gehalten. Jede Maus wurde erfolgreich bei niedrigen Strömungsraten von 100 ml / min von Raumluft unter einem Operationsebene Anästhesie gehalten für 60 min, wie durch einen Mangel an Entzugs reflex aus einer interdigitalen pinch bestimmt. Die Maus erwachte nicht oder zu interdigitalen kneift intermittierend während der Wartungsperiode angewendet reagieren. Das Tierherzfrequenz (Abbildung 2), Blut Sauerstoff (Abbildung 3) und Atemfrequenz (Abbildung 4) blieb relathungsweise stabil während der gesamten Studie. Auf Grund der Tier und Sensorpositionierung wurde die Atemfrequenz-Signal von Maus 1 und Maus 3 war intermittierend und die Messung unterbrochen. Wenn die Positionierung des Tieres angepasst wurde, verbessert das Signal und die gemessene Atemfrequenz zu ähnlichen Zeitpunkten zu anderen vergleichbar. Das Low-Flow - Anästhesie digitalen System verwendet , um einen Durchschnitt von 0,63 ml Isofluran während der 60 min der Wartungsperiode (Abbildung 1). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> Abbildung 1:.. Isofluran Verwendung Die Menge von Isofluran in ml verwendet für drei verschiedene Mäuse über 1 h Anästhesie Wartung des digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Abbildung 2:.. Herzfrequenz Die Herzfrequenz von drei Mäusen in Schlägen pro Minute (bpm) 5-60 Minuten nach der anfänglichen Narkoseeinleitung mit dem digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> Abbildung 3:.. Sauerstoffsättigung des Blutsauerstoffsättigungswerte (%) von drei Mäusen 5-60 min nach dem anfänglichen Narkoseeinleitung mit dem digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Abbildung 4:.. Respiration Rate Die Atmungsrate von drei Mäusen in Atemzügen pro Minute (bpm) 5-60 Minuten nach der anfänglichen Narkoseeinleitung mit dem digitalen Low-Flow - Anästhesie - System <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

Die Verwendung eines Low-Flow-Digital-Anästhesiesystem für Mäuse und Ratten

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K Aufrufe.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

Serie: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Direkt Intraventrikuläre Abgabe von Arzneimitteln an die Nager Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Forschung

Neurowissenschaften

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high resolutions in live animal models. This allows for repeated imaging of the same rodent over time. This feature not only reduces the total number of rodents required in an experimental design and thereby reduces the inter-subject variation that can arise, but also allows researchers to assess longitudinal or life-long responses to an intervention. To acquire high quality images that can be processed and analyzed to more accurately quantify outcomes of bone micro-architecture, users of in vivo &#181;CT scanners must properly anesthetize the rat, and position and restrain the hind limb. To do this, it is imperative that the rat be anesthetized to a level of complete relaxation, and that pedal reflexes are lost. These guidelines may be modified for each individual rat, as the rate of isoflurane metabolism can vary depending on strain and body size. Proper technique for in vivo &#181;CT image acquisition enables accurate and consistent measurement of bone micro-architecture within and across studies.

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

This paper instructs users of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) scanners how to anesthetize, correctly position and restrain the hind limb of a rat for minimal movement during high-resolution imaging of the tibia. The result is high quality images that can be processed to accurately quantify bone micro-architecture.

Die richtige Positionierung und Zurückhaltung einer Ratte Hind Extremität für fokussierte hochauflösende Bildgebung von Knochen-Mikroarchitektur mit In Vivo Mikro-Computertomographie

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high ...

Biotechnik

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

Nicht beschränkende EEG Radiotelemetrie: epidurale und Deep Intrazerebrale Stereotaktische EEG Elektrodenplatzierung

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for erectile dysfunction. However, the methods used vary between laboratories, and pitfalls still exist. The goal of this study was to describe a surgical technique that would provide a reliable and reproducible model. By exposing the ischiocavernosus muscle at its point of insertion on the ischial tuberosity, the penile crus could be cannulated with minimal dissection and injury to the structures involved in erectile function. Repeated stimulation of the CN, without the need for lifting and drying, was achieved by using a 125 &#181;m bipolar silver electrode and biocompatible silicon glue to isolate the electrode-nerve complex. This method prevents neuropraxia by reducing stretching and drying the nerve and provides complete isolation of the nerve, negating electrical leakage and preventing stimulation of alternative pathways.

This study describes a simplified surgical procedure and technique for performing cavernous nerve stimulation with the isolation of the nerve-electrode complex using silicone glue and intracavernous pressure measurement.

Cavernosus Nervenstimulation und Aufzeichnung der Intrakavernose Druck in eine Ratte

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Medizin

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

Laminektomie und Rückenmarksfenster-Implantation in der Maus

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Direkte intrabronchiale Verabreichung zur Verbesserung der selektiven Agentenablagerung innerhalb der Mauslunge

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

In vivo Calcium Imaging in Maus Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

Einsatz eines integrierten Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator und Physiologisches Überwachungssystem für Nagetiere

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Intracerebroventricular Delivery of Gut-Derived Microbial Metabolites in Freely Moving Mice

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have revealed that gut microbiota-derived metabolites modulate brain-mediated physiological functions through intricate gut-brain pathways in the host. Short-chain fatty acids (SCFAs) are the major bacteria-derived metabolites produced during dietary fiber fermentation by the gut microbiome. Secreted SCFAs from the gut can act at multiple sites in the periphery, affecting the immune, endocrine, and neural responses due to the vast distribution of SCFAs receptors. Therefore, it is challenging to differentiate the central and peripheral effects of SCFAs through oral and intraperitoneal administration of SCFAs. This paper presents a video-based method to interrogate the functional role of SCFAs in the brain via a guide cannula in freely moving mice. The amount and type of SCFAs in the brain can be adjusted by controlling the infusion volume and rate. This method can provide scientists with a way to appreciate the role of gut-derived metabolites in the brain.

Gut-derived microbial metabolites have multifaceted effects leading to complex behavior in animals. We aim to provide a step-by-step method to delineate the effects of gut-derived microbial metabolites in the brain via intracerebroventricular delivery via a guide cannula.

Intracerebroventrikuläre Abgabe von mikrobiellen Metaboliten aus dem Darm in frei beweglichen Mäusen

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

Mess Druck Volumen Loops in der Maus

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...