Einseitiges Harnleiterobstruktionsmodell zur Untersuchung der interstitiellen Nierenfibrose

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur Induktion einer einseitigen Harnleiterobstruktion (UUO) bei Mäusen, um das Fortschreiten der Gewebefibrose bei obstruktiver Nephropathie zu untersuchen. Es umfasst chirurgische Eingriffe, postoperative Pflege und Methoden zur Beurteilung der Fibrose.

Die Nierenfibrose ist das pathologische Endergebnis der fortschreitenden chronischen Nierenerkrankung (CKD). Das Modell der unilateralen Harnleiterobstruktion (UUO) wird häufig verwendet, um die molekularen und zellulären Mechanismen aufzuklären, die der interstitiellen Nierenfibrose zugrunde liegen, und um potenzielle therapeutische Ziele zu identifizieren. Dieses Modell wird bei Mäusen durch chirurgische Ligatur eines einseitigen Harnleiters etabliert, ein Verfahren, das relativ einfach und einfach durchzuführen ist. Es ist jedoch bekannt, dass das UUO-Mausmodell eine signifikante Variabilität und Inkonsistenz aufweist, die von Faktoren wie Mausstamm, Alter, Geschlecht, Anästhesietyp, Dauer der Operation, Körpertemperatur während des Eingriffs, den chirurgischen Fähigkeiten des Bedieners, den Fütterungsbedingungen und dem allgemeinen Gesundheitszustand der Mäuse beeinflusst wird. Unterschiede in den Operationstechniken, der Nahtplatzierung und der Dauer der Obstruktion tragen zur Variabilität der Ergebnisse bei. Darüber hinaus erhöht die inkonsistente Probenahme verstopfter Nieren die Variabilität bei der Beurteilung der Nierenfibrose weiter. Diese Studie skizziert den Prozess der Entwicklung des UUO-Mausmodells und der Bewertung der interstitiellen Fibrose, diskutiert die technischen Herausforderungen, die zur Unvorhersehbarkeit des Modells beitragen, und schlägt mögliche Lösungen vor. Diese Erkenntnisse zielen darauf ab, einen standardisierten und universell anwendbaren Ansatz für die Untersuchung von Nierenfibrose zu etablieren.

Chronische Nierenerkrankungen (CKD) betreffen über 10 % der Weltbevölkerung, und ihre Prävalenz nimmt zu¹. Verschiedene Erkrankungen der Harnwege, darunter angeborene anatomische Anomalien, Nephrolithiasis, Prostatahyperplasie und Blasentumoren, können zu einer Harnleiterobstruktion führen². Daher ist das Mausmodell der unilateralen Harnleiterobstruktion (UUO) ein wichtiges Instrument zur Identifizierung neuer Mechanismen der interstitiellen Nierenfibrose, zum Verständnis des Krankheitsverlaufs und zur Bewertung potenzieller Behandlungsstrategien. Es wurde häufig verwendet, um den Ursprung von Myofibroblasten, (Myo)Fibroblasten-Subclustern, den tubulären Zellstoffwechsel und den Zellzyklusarrest, den partiellen epithelial-mesenchymalen Übergang und andere verwandte Prozesse zu untersuchen 3,4,5,6,7,8.

Neben der UUO-induzierten interstitiellen Nierenfibrose gehören zu den häufig verwendeten Nagetiermodellen der interstitiellen Nierenfibrose toxininduzierte Modelle, wie z. B. Modelle mit Aristolochiasäure, Folsäure und Adenin, sowie chirurgisch induzierte Modelle wie die 5/6-Nephrektomie und die Ischämie-Reperfusions-Schädigung (IRI). Das UUO-Modell bietet mehrere Vorteile gegenüber alternativen Nierenfibrose-Modellen. Zum Beispiel erfordert die toxininduzierte Nierenfibrose einen relativ langen Modellierungszeitraum (ca. 1-2 Monate), und ihre toxischen Nebenwirkungen auf andere Organe können die Untersuchung der Fibrosemechanismen erschweren ^9,10,11. Chirurgisch induzierte Modelle, wie z. B. die 5/6-Nephrektomie, können zu erheblichen Nierenblutungen und Infektionen führen, was das Risiko einer postoperativen Mortalität erhöht. Darüber hinaus korreliert das Ausmaß der induzierten interstitiellen Fibrose direkt mit dem Volumen des resezierten Nierengewebes, was es schwierig macht, bei jeder Maus konsistent den gleichen Grad an Fibrose zu reproduzieren¹².

Das renale IRI-Modell ist eine primäre Methode zur Induktion einer akuten Nierenschädigung bei CKD und hat eine signifikante klinische Relevanz. Der Schweregrad der Fibrose kann durch Anpassen der ischämischen Zeit und der Körpertemperatur moduliert werden. Im Vergleich zum UUO-Modell ist sie jedoch chirurgisch komplexer, und die Induktion der interstitiellen Fibrose erfordert eine längere Dauer¹³. Im Vergleich zu diesen Modellen hat das UUO-Modell mehrere Vorteile, darunter eine kurze Modellierungsdauer, minimale Variabilität, Wiederholbarkeit und ein relativ einfaches chirurgisches Verfahren. Das UUO-Mausmodell, das keine Toxine enthält, wird durch Liligation eines Harnleiters hergestellt, was innerhalb von zwei Wochen zu einer obstruktiven Nephropathie führt. Dies führt zu Hydronephrose, tubulärer Dilatation und interstitieller Fibrose, die dem pathologischen Prozess, der beim Menschen beobachtet wird, sehr ähnlich^{sind 14}. Der Schweregrad der Fibrose - leicht, mittelschwer oder schwer - kann durch Anpassung der Versuchsdauer kontrolliert werden.

Obwohl das UUO-Mausmodell einfacher durchzuführen ist als andere Insult-induzierte Modelle zur Untersuchung von CKD, können mehrere Faktoren seine Stabilität erheblich beeinflussen. Zu diesen Faktoren gehören der Stamm der Maus, das Alter, das Geschlecht, die Art der Anästhesie, die Operationsdauer, die Körpertemperatur während der Operation, die chirurgischen Fähigkeiten des Bedieners sowie die Fütterungsbedingungen und der Gesundheitszustand der Mäuse^15,16.

Die Minimierung von chirurgischem Stress und Infektionen bei gleichzeitiger gleichmäßiger und organisierter Durchführung des Eingriffs unter Narkose ist für die Erstellung eines reproduzierbaren UUO-Mausmodells unerlässlich. Darüber hinaus kann die Erforschung der Mechanismen und potenziellen therapeutischen Ziele von CKD durch unerfahrene Bediener beeinträchtigt werden, was zu einem erhöhten Mausverlust und einer größeren Heterogenität der Modelle führt. Um diesen Herausforderungen zu begegnen, werden wichtige technische Aspekte des chirurgischen Prozesses – vor, während und nach dem Eingriff – skizziert und kritische Aspekte hervorgehoben, die Aufmerksamkeit erfordern. Darüber hinaus wird die Bewertungsmethodik für das UUO-Mausmodell detailliert beschrieben, um den Forschern einen konsistenten und zuverlässigen Ansatz zu bieten.

Alle Tierversuche werden in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Behörde durchgeführt und von der Institutionellen Tierethikkommission der Nanjing Medical University genehmigt. Um Unterschiede zwischen Geschlecht und Stamm auszuschließen und die Vergleichbarkeit der Ergebnisse zu gewährleisten, werden nur männliche CD1-Mäuse im Alter von 8-10 Wochen mit einem Gewicht von 22-25 g verwendet. Die Einzelheiten zu den in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung von Tieren und Instrumenten

1. Autoklavieren Sie alle chirurgischen Instrumente vor der Operation.
2. Wiegen und betäuben Sie die Mäuse (nach institutionell anerkannten Protokollen). Schließen Sie das Inhalationsanästhesiegerät ordnungsgemäß an und legen Sie die Mäuse in die Induktionskammer mit 2% Isofluran, gemischt mit Sauerstoff bei 1-2 l/min. Setzen Sie dann die Mausnase mit konstanter Betäubung in den Nasenkonus ein. Bestätigen Sie den angemessenen Grad der Sedierung, indem Sie das Fehlen einer Reaktion auf ein Zehenklemmen beurteilen.
   HINWEIS: Überprüfen Sie regelmäßig die Atemfrequenz und beurteilen Sie den Grad der Anästhesie anhand des Pedalreflexes der Mäuse. Passen Sie das Isofluran entsprechend an.
3. Legen Sie die Maus in Rückenlage auf ein elektronisches Heizkissen, wobei Kopf und Hals ausgestreckt sind, um die Atemwege offen zu halten. Sichern Sie die Pfoten mit wenig Klebeband.
4. Verwenden Sie ein Thermometer, um die Umgebungstemperatur zu überwachen und auf 37-38 °C zu halten. Führen Sie eine rektale Sonde ein und halten Sie die Körperkerntemperatur der Mäuse während des Eingriffs bei etwa 36,5-37 °C.
5. Tragen Sie Augensalbe auf die Augen auf, um Verletzungen der Hornhautxerose zu vermeiden.
6. Rasieren Sie das Haar über dem Operationsbereich mit Haarentfernungscreme und desinfizieren Sie es dreimal mit Betadinlösung.

2. Chirurgischer Eingriff

HINWEIS: Sobald sich die Körpertemperatur auf dem Sollwert stabilisiert hat und der Zehenquetschreflex nicht mehr vorhanden ist, leiten Sie die folgenden chirurgischen Eingriffe ein.

1. Verwenden Sie eine chirurgische Klinge, um einen vertikalen chirurgischen Schnitt von etwa 1 bis 1,5 Zentimetern von der Blase bis zum unteren linken Rand der Rippen zu machen, um die Bauchhöhle freizulegen.
2. Bewegen Sie den Darm mit einem Wattestäbchen, das mit steriler Kochsalzlösung angefeuchtet ist, auf die rechte Seite der Bauchhöhle, um die linke Niere freizulegen, die sich unterhalb der Milzrückseite und neben der Wirbelsäule befindet.
3. Verwenden Sie eine gebogene Iriszange, um das Fett und das Bindegewebe um den linken Harnleiter herum zu reinigen. Nach der sanften Isolierung wird der linke Harnleiter in der Nähe des unteren Pols der Niere mit einer 3/0-Seidenflechtnaht ligiert. Führen Sie eine zweite Ligatur des linken Harnleiters zwischen der ersten Ligatur und der Blase durch.
   HINWEIS: Um die Variabilität zwischen den Mäusen zu minimieren, stellen Sie sicher, dass die Ligaturposition bei allen Probanden konsistent bleibt. Mit der linken Pinzette wird die Naht in die Spitzen der rechten Pinzette eingeführt und die Naht wieder unter den Harnleiter¹⁷ geschoben. Vermeiden Sie es, überschüssiges Fett und Bindegewebe in die Ligatur aufzunehmen, da dies zu einer unvollständigen Nierenobstruktion führen kann. Erreichen Sie dies, indem Sie den Harnleiter sanft mit trockenen Wattestäbchen streicheln.
4. Positionieren Sie den Darm vorsichtig wieder in die Bauchhöhle. Vernähen Sie die Muskel- und Hautschichten separat mit einer 3/0 Seidenflochnäht.
   HINWEIS: Das Zusammennähen von Haut und Muskelschichten kann zu Nahtwundenrissen und Schäden an den Baucheingeweiden führen.
5. Wenn Sie an mehreren Mäusen operieren, reinigen Sie die chirurgischen Instrumente mit fließendem Wasser und 75 % Ethanol, bevor Sie zur nächsten Maus übergehen.

3. Nachsorge und Überwachung

1. Injizieren Sie intraperitoneal 0,5 ml warme normale Kochsalzlösung, um eine Dehydrierung zu verhindern.
2. Setze die Mäuse zurück in einen sauberen Käfig, bis sie wieder bei vollem Bewusstsein sind.
3. Verabreichen Sie Buprenorphin (50 μg/kg) durch subkutane Injektion für 3 Tage. Überwachen Sie die Mäuse täglich auf Anzeichen von mangelnder Pflege, vermindertem Fressen und abnormaler Körperhaltung.

4. Postoperative Untersuchungen

1. Histologie
   1. Die Mäuse werden mit einer Überdosis Isofluran eingeschläfert (nach institutionell anerkannten Protokollen). Entnahme der verstopften und kontralateralen nicht verstopften Nieren¹⁸ nach der Euthanasie.
   2. Verwenden Sie für die histologische Untersuchung die größte Schnittfläche des Nierenschnitts.
   3. Fixieren Sie das Nierengewebe in 4% Paraformaldehyd und schneiden Sie die erhaltenen Proben in 4 μm große Abschnitte.
   4. Färben Sie Nierenschnitte mit periodischer Säure-Schiff (PAS), Masson-Trichrom-Färbung (MTS) oder Sirius-Rot-Färbung, um Nierentubulusschäden und Nierenfibrose zu erkennen.
   5. Wählen Sie zehn zufällige Felder der Nierenschnitte unter einem Lichtmikroskop bei einer Vergrößerung von 200× aus.
   6. Berechnen Sie den Anteil der kollagenpositiven blauen Fläche mit der ImageJ-Software.
2. Western-Blot
   1. Extrahieren Sie etwa 20 mg Nierengewebe aus demselben Pol der UUO-Nieren unter Verwendung des Radioimmunpräzipitationsassays (RIPA) Puffer¹⁸.
   2. Die Proteinkonzentration wird mit Hilfe eines Bicinchoninsäure-Assays¹⁹ quantifiziert.
   3. Laden Sie gleiche Mengen an Proteinproben für die Elektrophorese auf 4%-10%ige Bis-Tris-Gele und übertragen Sie sie auf Polyvinylidendifluorid (PVDF)-Membranen.
   4. Blockieren Sie die PVDF-Membranen mit 5% Milch in Tris-Buffered Saline Tween (TBST) und inkubieren Sie sie über Nacht bei 4 °C mit Primärantikörpern.
   5. Waschen Sie die PVDF-Membranen mit TBST und inkubieren Sie sie mit Sekundärantikörpern bei Raumtemperatur für 1 h.
   6. Ermitteln Sie den Proteingehalt mit einer ECL-Methode (Enhanced Chemilumineszenz) und analysieren Sie sie mit der ImageJ-Software, wobei die Glycerinaldehyd-3-Phosphat-Dehydrogenase (GAPDH) als Belastungskontrolle dient.
3. Nierenfunktion
   1. Betäuben Sie die Mäuse mit inhalativem Isofluran (siehe Schritt 1.2).
   2. Entnahme von Blutproben retroorbital nach der Anästhesie.
   3. Zentrifugieren Sie Blutproben bei 3.000 x g für 15 min bei Raumtemperatur.
   4. Messen Sie das Serumkreatinin und den Blutharnstoffstickstoff (BUN) mit einem automatischen trockenchemischen Analysator zur Überwachung der Nierenfunktion.

Histologie
Die periodische Säure-Schiff (PAS)-Färbung zeigte eine tubuläre Dilatation, einen Verlust der Bürstenränder, eine Gipsbildung und eine röhrenförmige Epithelschwellung. Die Trichrom- und Sirius-Rotfärbung nach Masson zeigte eine interstitielle Fibrose nach UUO, im Gegensatz zu den normalen kompakten Tubuli mit erkennbaren Lumen, die in der Scheingruppe beobachtet wurden. Der Grad der interstitiellen Nierenfibrose, der in der Masson-Trichrom-Färbung durch blaue Bereiche und in der Sirius-Rot-Färbung durch rote Bereiche gekennzeichnet ist, nahm zeitabhängig zu (Abbildung 1A).

Western-Blot
Fibronektin (FN), Kollagen I (Col-1) und Aktin der α-glatten Muskulatur (α-SMA) sind häufig verwendete Marker zur Beurteilung der Nierenfibrose. Im Vergleich zur Scheingruppe waren die Expressionsniveaus dieser fibrotischen Proteine nach UUO signifikant erhöht und korrelierten positiv mit der Dauer der Obstruktion (Abbildung 1B).

Echtzeit-PCR
Im Vergleich zur Scheingruppe waren die mRNA-Spiegel von fibrotischen Markern (FN, Col-1a1, α-SMA und transformierender Wachstumsfaktor-β1 (TGF-β1)) zusammen mit inflammatorischen Zytokinen wie dem Monozyten-Chemoattractant-Protein-1 (MCP-1), dem Tumornekrosefaktor-α (TNF-α) und dem C-X-C-Motiv-Chemokin-Liganden 1 (CXCL-1) in der UUO-Gruppe signifikant erhöht (Abbildung 1C).

Einfluss biologischer und chirurgischer Faktoren auf die UUO-Outcomes
Der Stamm, das Alter und das Geschlecht von Mäusen beeinflussen die Ergebnisse in UUO-Studien erheblich. In einer Studie wurde ein reversibles UUO-Mausmodell etabliert, das aus sechs Tagen Obstruktion und sieben Tagen Umkehrung bestand. Während BALB/c-Mäuse eine nahezu vollständige Wiederherstellung der Nierenfunktion auf ein Niveau zeigten, das mit scheinoperierten Kontrollen vergleichbar war, kam es bei C57BL/6-Mäusen zu einem irreversiblen Verlust der Nierenfunktion. Weitere Einzelheiten zur Nierenfunktion finden Sie unter Puri et ^al.20.

Geschlechtsunterschiede spielen auch eine entscheidende Rolle in UUO-Modellen. In einem Vergleich von männlichen und weiblichen C57BL/6J-Mäusen nach zweiwöchiger UUO zeigten die Männchen signifikant höhere Niveaus an interstitieller Nierenfibrose und eine erhöhte Kollagen-IV-Proteinablagerung im tubulären Interstitium. Das Alter ist ein weiterer Schlüsselfaktor, der die interstitielle Schädigung nach einer Obstruktion beeinflusst. Ältere Mäuse (50 Wochen) zeigten im Vergleich zu jüngeren Artgenossen (16 Wochen) eine schwerere tubuläre Dilatation und Atrophie21.

Neben den biologischen Variationen bei Mäusen beeinflussen auch chirurgische Parameter die UUO-Ergebnisse. Bemerkenswert ist, dass die Expression des TGF-β1-Proteins und der mRNA bei Mäusen, die mit Propofol anästhesiert wurden, im Vergleich zu Mäusen, die während des UUO-Verfahrens Sevofluran erhielten, signifikant unterdrückt wurden²². Darüber hinaus korreliert die Dauer der Obstruktion direkt mit dem Rückgang der Nierenfunktion. Mäuse, die ein bis zwei Tage lang einer UUO unterzogen wurden, erholten sich nach Entfernung der Obstruktion vollständig, während diejenigen, die drei Tage oder länger obstruktiv waren, ein zeitabhängiges Nierenversagen entwickelten²⁰.

Abbildung 1: Interstitielle Nierenfibrose, induziert durch einseitige Harnleiterobstruktion (UUO) an den Tagen 3, 7 und 14. (A) Periodische Säure-Schiff (PAS), Masson-Trichrom-Färbung (MTS) und Sirius-Rot-Färbung von Nierenschnitten aus Schein- und UUO-Nieren. Maßstabsbalken = 100 μm. (B) Western-Blot-Analyse von Fibronektin (FN), Kollagen I (Col-1) und α-Aktin der glatten Muskulatur (α-SMA) in Schein- und UUO-Nieren. (C) Echtzeit-PCR-Analyse von Fibrose-bezogenen Markern und inflammatorischen Zytokinen in Schein- und UUO-Nieren. Die Daten werden als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts (SEM) dargestellt. Die statistische Analyse wurde unter Verwendung einer unidirektionalen ANOVA und des t-Tests des Studenten durchgeführt. Die statistische Signifikanz wird wie folgt angegeben: *P < 0,05, **P < 0,01, ****P < 0,001, ****P < 0,0001. Abkürzungen: UUO, einseitige Harnleiterobstruktion; PAS, periodische Säure-Schiff; MTS, Massons Trichrom-Färbung; FN, Fibronektin; Col-1, Kollagen I; α-SMA, α-glatte Muskelaktin; GAPDH, Glycerinaldehyd-3-phosphat-Dehydrogenase; TGF-β1, transformierender Wachstumsfaktor-β1; MCP-1, Monozyten-Chemoattraktor-Protein-1; TNF-α, Tumornekrosefaktor-α; CXCL-1, C-X-C-Motiv Chemokin-Ligand 1. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Es wird ein umfassendes Verfahren zur Etablierung des UUO-Modells, einem weit verbreiteten Ansatz zur Untersuchung der interstitiellen Nierenfibrose, vorgestellt. Darüber hinaus wird die Identifizierung und Bewertung des Modells, einschließlich der Bewertung der Nierenfunktion und histologischer Veränderungen, demonstriert. Es werden die Variablen, die zur Heterogenität des Modells beitragen, und die veränderbaren technischen Faktoren diskutiert.

Die Anfälligkeit für UUO variiert je nach Alter, Geschlecht und Mausstamm erheblich. Im Vergleich zu C57BL/6-Mäusen sind BALB/c-Mäuse weniger anfällig oder sogar resistent gegen UUO²⁰. In Studien mit männlichen und weiblichen C57BL/6-Mäusen zeigten männliche Mäuse nach UUO²³ eine stärkere Masson-Trichrom-Färbung und -Bewertung sowie eine erhöhte Kollagen-IV-Expression. Darüber hinaus variieren die Auswirkungen von Geschlechtsunterschieden auf die Nierenfibrose bei UUO zwischen transgenen und Knockout-Mausmodellen²⁴. Das Alter ist ein weiterer kritischer Faktor, der die UUO-Ergebnisse beeinflusst. Ältere Mäuse (50 Wochen) zeigen eine schwerere tubulointerstitielle Atrophie als jüngere Mäuse (16 Wochen)²¹. Ähnliche altersbedingte Effekte auf die UUO-Ergebnisse wurden im Sprague-Dawley-Ratten-UUO-Modell^{beobachtet 25}.

Eine verlängerte Anästhesie während der Operation ist mit einer erhöhten Tiersterblichkeit verbunden²⁶. Eine schnelle Einleitung der chirurgischen Anästhesie wurde mit Isofluran, einem Inhalationsanästhetikum, erreicht, was zu einem Narkosebeginn innerhalb von 5-10 Minuten führte. Diese Methode ermöglicht es dem Chirurgen, die Anästhesie im Vergleich zur intraperitonealen Injektion von Natrium-Pentobarbital (100-200 mg/kg) leichter einzuleiten, aufrechtzuerhalten und zu beenden. Im UUO-Modell haben verschiedene Anästhetika unterschiedliche Auswirkungen auf den Schweregrad der Nierenfibrose. Zum Beispiel wurde gezeigt, dass Propofol eine schützende Wirkung gegen Nierenschäden ausübt, indem es die induzierbare Stickoxid-Synthase-Expression im UUO-Mausmodell^{herunterreguliert 22}; Daher sollte seine Verwendung bei der UUO-Modellierung vermieden werden.

Die Freilegung der Niere und des Harnleiters ist essentiell für den Erfolg des Experiments. Ein wichtiger Aspekt ist die Sicherstellung einer vollständigen Ligatur des Harnleiters. Ein entscheidender Aspekt dieses Schritts ist die sorgfältige Zerlegung des Fettgewebes, das den Nierenhilum umgibt. Die Auswahl von Mäusen mit geringerem Körpergewicht kann von Vorteil sein, da sie in der Regel weniger Fettgewebe um die Niere herum haben, was die Exposition der Niere und des Harnleiters erleichtert und gleichzeitig das Risiko eines Risses des umgebenden Gewebes minimiert. Dieser Ansatz verkürzt nicht nur die Dauer des Eingriffs, sondern reduziert auch den erforderlichen Anästhesieaufwand, wodurch Traumata und technische Schwierigkeiten verringert werden.

Während einer Nierenexposition kann die Verdunstung dazu führen, dass Blutgefäße an der chirurgischen Pinzette haften, was möglicherweise zu Harnleiterschäden oder sogar Harnleiterfisteln führen kann. Daher ist die Aufrechterhaltung eines feuchten Operationsfeldes durch kontinuierliche Anwendung von steriler normaler Kochsalzlösung unerlässlich. Um Unordnung zu minimieren, ist es ratsam, die Naht für die Ligatur vor dem Eingriff auf eine angemessene Länge (ca. 10 cm) zu schneiden, damit der Bediener die Enden effektiver behandeln kann¹⁴. Darüber hinaus sollte die zweite Ligatur nicht direkt auf die erste gelegt werden, da dies eine ausreichende Verstopfung des Harnleiters verhindern kann.

Die Wiederherstellung der Nierenfunktion im UUO-Modell wird durch die Dauer der Obstruktion beeinflusst²⁷. Der Schweregrad der Fibrose korreliert direkt mit der Dauer der Obstruktion²⁸. In dem hier beschriebenen klassischen UUO-Modell sind die geeigneten Zeitpunkte für die Bewertung die Tage 3, 7 und 14¹⁵. An Tag 3 können frühe Veränderungen der zellulären Schädigung beobachtet werden, einschließlich einer erhöhten interstitiellen Makrophageninfiltration. Am 7. Tag eskaliert die Schädigung und zeigt ein differenzierteres Muster, das durch die ersten Anzeichen einer interstitiellen Fibrose und Bereiche mit tubulärer Atrophie gekennzeichnet ist. Tag 14 stellt den optimalen Zeitpunkt für die Beurteilung des vollständigen Phänotyps dar, der eine signifikante Hydronephrose und einen Verlust des Nierenparenchyms umfasst. Studien an Ratten haben gezeigt, dass nach 72 Stunden Obstruktion dauerhafte Schäden auftreten, während 24 h Obstruktion eine vollständige Wiederherstellung der glomerulären Filtrationsrate innerhalb von 14 Tagen nach Umkehrung der Obstruktion ermöglichen²⁷.

Die postoperative Versorgung ist entscheidend für die Minimierung von Tierverlusten. Unmittelbar nach der Operation wird warme normale Kochsalzlösung über intraperitoneale Injektion verabreicht, um eine Dehydration bei der Maus zu verhindern. Sobald die Maus in ihren Käfig zurückgebracht wird, ist die Bereitstellung von leicht zugänglichem Wasser und Futter unerlässlich. Der chirurgische Eingriff kann die Beweglichkeit des Tieres beeinträchtigen; Wenn Futter und Wasser an erhöhten Stellen platziert werden, sollte das pürierte Futter daher auf dem Boden des Käfigs aufbewahrt werden, um den Zugang zu erleichtern. Bei der Überwachung des postoperativen Zustands der Mäuse sollte die Dosierung von Analgetika bei Mäusen, die eine schlechte Pflege, eine verminderte Fütterung oder eine abnormale Körperhaltung aufweisen, angemessen erhöht werden.

Es sollten mehrere mögliche Einschränkungen des UUO-Modells beachtet werden. Erstens verfolgt dieses Modell Veränderungen der Nierenfunktion nicht genau. Endogene Filtrationsmarker wie Kreatinin und Blutharnstoffstickstoff werden häufig zur Beurteilung der Nierenfunktion verwendet. Ihre Werte bleiben jedoch oft stabil, da die nicht verstopfte Niere den Funktionsverlust der verstopften Niere ausgleicht. Zweitens ist das UUO-Modell ungeeignet für die Untersuchung der Zell- und Geweberegeneration sowie des anschließenden Gewebeumbaus nach der Aufhebung der Obstruktion, da keine tubuläre Reparatur stattfindet. Schließlich weist das UUO-Mausmodell Einschränkungen bei der Übertragung von Studienergebnissen vom Labor auf das Krankenbett auf, da die meisten klinischen Fälle von UUO eher eine partielle Obstruktion als eine vollständige Obstruktion beinhalten.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das UUO-Modell bei Mäusen in großem Umfang für die Erforschung der interstitiellen Nierenfibrose eingesetzt wird. Es hat potenzielle Anwendungen in Studien, die darauf abzielen, Marker für Nierenfibrose zu identifizieren und zu charakterisieren, pathogene Mechanismen zu untersuchen und potenzielle Behandlungsansätze für CKD zu erforschen. Obwohl die Variabilität im Mausmodell von zahlreichen Faktoren abhängen kann, kann das in dieser Studie beschriebene detaillierte Verfahren den Forschern bei der Entwicklung eines hochgradig reproduzierbaren UUO-Modells helfen. Daher kann ein kompetenter und geschickter Bediener ein konsistentes UUO-Modell erstellen, indem er sich an die beschriebenen Techniken hält und genau auf technische Details achtet.

Die Autoren erklären, dass kein Interessenkonflikt besteht.

Diese Arbeit wurde unterstützt durch die National Science Foundation of China Grants (82370686/2024YFA1107704), das Jiangsu Specially-Appointed Professor Grant, das Nanjing Science and Technology Innovation Project, das Jiangsu Province Hospital High-level Talent Cultivation Program (Phase I) (CZ0121002010037), die Natural Science Foundation der Provinz Jiangsu (BK20240055) und das Jiangsu Medical Innovation Team to JR; Jiangsu Province Hospital (das erste angeschlossene Krankenhaus der Nanjing Medical University) Projekt zur Verbesserung der klinischen Kapazität (JSPH-MA-2023-4), vorrangige akademische Programmentwicklung der Jiangsu Higher Education Institutions (China) und der National Natural Science Foundation of China (81970639/82151320) an HM.