The Authors would first like to acknowledge all students from the freshman Biology 121- Ecology Module lab at Juniata College for their help in generating data used in this study. We would also like to thank Dr. Randy Bennett, Chris Walls, Sherry Isenberg, and Taylor Cox for their assistance in acquiring materials necessary to develop this methodology. Additionally, we would like to thank Dr. Norris Muth and Dr. John Unger for their advice on methodological development and Dr. Jill Keeney and the Biology department for their support of this endeavor. We would also like to thank the anonymous reviewers that have helped to shape and focus this manuscript.&#160; Last but not least, I&#39;d like to thank Hudson Grant for his help with the initial stonefly collection for use in development of this technique

Not: Bu deney Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi Juniata Koleji Enstitüsü tarafından onaylanması gerek yoktu, bu nedenle omurgalıların kullanmak ve vermedi. Ancak omurgalılar ile kullanmak için bu yöntemi adapte bireyler için, IACUC onayı aranmalıdır. 1. Alan Örnek Toplama <ol><li> Belirleyin ve toplama, saklama yeteneği için potansiyel alan siteleri değerlendirmek ve ulaşım stoneflies hızla 1 saat transit önerilen maksimum süre ile transit süresini en aza indirmek için. </li><li> En az 35 stoneflies 12 toplamak için standart tekme-net prosedürleri izleyerek seçilen alan yerinde yeterli kez tekme-net örnekleme gerçekleştirin. </li><li> derelerden 2 cm maksimum çapı ile dere suyu ve kayaların 50 L toplayın. </li><li> dere sitenin sıcaklığa ayarlanmış bir buzdolabında akvaryumlar yerleştirin. akvaryumlar içine dere yerinde toplanan kayalar dağıtın ve akvaryum başına dere su 4 L ile doldurun. 20 koyunakvaryum başına -30 toplanan stoneflies ve her tanka bir akvaryum kabarcık bağlı bir köpürme taş yerleştirmek ve sürekli suya oda havasını eklemek için kabarcık açın. </li><li> stoneflies 48 saat süreyle akvaryumlarda yeni ortama uyum için izin ver. </li></ol><img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/54430/54430fig1.jpg" /> Şekil 1. çözünmüş oksijen manipülasyon için ayarlayın. (A) 1) erkek hortum barb 2) durdurucu mühür Location bakır boru için takılması iyi sağlanması şişeyi sızdırmazlık incelemek için. (B) 1) yan kol şişeye 1.9 su 2) Gaz borusu sırasıyla azot kabarcıklandırması oda hava baloncuğu kullanılmak üzere hava kabarcık (mavi), 3), azot tankı L ve teraziye değerleri 4) 2 L&#39;lik bir şişeye doldurulur 2L vakum tüpü 5 batık) Çözünmüş oksijen metre ile su 0.4 L ile dolu. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54430/54430fig1large.jpg" target="_blank">için tıklayınız</a>Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek. 2. Deney Seti yukarı <ol><li> (Şekil 1B 1) gösterildiği gibi bir tezgah üstünde, 2 L yan kol şişenin yan koluna bir standart duvarlı vakum tüpü bağlayın. </li><li> 12 ° C&#39;ye kadar set buzdolabında toplanan dere su tutma 3 litrelik plastik kaplardan dere suyu 1.9 L şişesi doldurun. </li><li> Şişe, iç görünümü engel olmadan yan kol şişesi etrafında bir buz banyosu tutun ve buz ile tepsiyi dolduracak kadar büyük bir tepsiye şişesi ve tüp yerleştirin. </li><li> Kabına gazını ve 1), bir bakır boru geçişine izin vermek için bir lastik tıpa iki 3 mm çapında delik delin 2) Şekil 1B 2L yan kol şişeye DO metre prob (1) . </li><li> stoper içine DO probunun telin oturma izin deliklerden birine stoper kenarından yanal kesi yapmak. </li><li> 3 mm erkek hortum ile bağlayıcı bağlayındiken (Şekil 1A 1) 2 mm çapında bakır bir boru parçasına. Bu boru tıpa ile ulaşırken şişenin dibine 10 cm içinde ulaşmak için yeterli uzunlukta olduğundan emin olun. </li><li> stoper altından uzunluğu kadar stoper ikinci delik şişenin dibine 10 cm içinde ulaşmak için yeterli olsa bağlayıcı ile boru yerleştirin. </li><li> boru üzerinde birleştiriciye 3 mm bir çapı olan bir 0.75 metre uzunlukta ince duvarlı Gaz polietilen tüp bağlayın. </li><li> balona DO probu ve bakır boru hem kaydırın ve tapa ile şişeyi mühür. </li><li> tıpa ve şişe, hem de boru ve durdurucu olan prob tel arasında tatlı sıkı oturması arasında güvenli bir conta için kontrol edin. </li><li> Musluk suyu 0.4 L bir 1 L şişe doldurun ve buz banyosu ve vakum şişesi ile tepsi bitişik yerleştirin. </li><li> 1 L&#39;lik şişenin suya büyük termos gelen polietilen tüp daldırın. güvenlibu deney yoluyla sular altında kalacağı şekilde bant ile tüp. </li><li> Bir akvaryum odası hava kabarcığı için termos 3 mm çaplı gaz hattını bağlayın. Su oda havası ve oksijeni tanıttı akvaryum bubbler, takarak kabarcık 2 L balonuna su başlayın. </li><li> 5 dakika boyunca DO metre ile DO konsantrasyon ve su sıcaklığını izlemek veya DO denge DO çok az değişiklik oluştuğunu şekilde bölme içinde kurulana kadar. </li></ol> 3. Test Deney Seti Up kararlılığı <ol><li> stoneflies eklenmesinden önce DO istikrar için her kurulum test edin. </li><li> stoneflies itmek için elverişli substrat olması için 2 L&#39;lik bir şişe, üç ya da dört kayalar ekleyin. </li><li> kabarcık gaz tüpü çıkarmadan ve nitrojen gazı hattına takarak DO deneme manipülasyon başlayın. </li><li> Yaklaşık 40 saat (CFH) başına 20 kübik feet azot köpüren başlayın1 dakika sn. </li><li> DO 0.5 mg hedef konsantrasyon / L içinde düştü sonra, 15 CFH akışını azaltmak ve konsantrasyon hedefe azaltmak için izin verir. </li><li> Hedef konsantrasyonu ulaşıldığında hemen azot akışını kesmeye. </li><li> DO hedefin altında düşerse hedef konsantrasyonu konsantrasyonu dönmek için akvaryum odası hava bubbler kullanın. </li><li> DO bir set-up testi sırasında kararsız ise, su sıcaklığı istikrarlı ve değişen değil, su hacmi 1.9 L hala ve su dışarı kabarmış olan kontrol ve tüm parçaları üzerinde mühürler sıkı ve sızdırmaz olduğu görülmektedir. </li><li> Üç deneme yapılmış ve deneyci DO kontrol etme yeteneği güven vardır edildiğinde, kabarcık ve kabarcık gaz hattı tekrar denge ekleyin. </li><li> Akvaryum kabarcık 3 mm çaplı gaz hattını bağlama ve konsantrasyonu kadar suya oda havası eklenmesini başlatarak denge BubbleSu içindeki oksijen geliştirmek ya da 3 dakika boyunca değişmez. </li><li> Bir kez dengede, köpüren durdurmak ve şişeyi açmak. </li></ol> 4. Stonefly Push-up Deney <ol><li> gerçekleştirmek için çalışmaların sayısını belirlemek için gözlemci sayısına göre stoneflies toplam sayısını bölün. </li><li> stoneflies davranış tepkisini (itmek sayısı) değerlendirmek için 2 ve 10 mg / L arasında farklı DO seviyelerini belirlemek. </li><li> lastik tıpa ile şişesi yeniden mühürlemek sonra, deneme başına bir şişeyi kurmak ve balona gözlemciler (bu tasarım içinde 4 stoneflies) olduğu gibi stoneflies eşit sayıda eklemek geri balona sonda ve boru yerleştirin. Not: stoneflies örneklenmiş burada akışın DO konsantrasyonu nedeniyle belirgin bir 10 mg konsantrasyonun / L ilk gözlem noktası olarak seçilmiştir. </li><li> Su şu 2.10-2.11 adımları köpüren 10 mg / L olduğunda, başlangıç ​​su sıcaklığını kaydetmek ve izinstoneflies şişede taş alt tabakanın takmak için. </li><li> Stonefly tarafından sergilenen yukarı ve aşağı vücut hareketidir push-up davranış, doğru sayılmasını sağlamak için tek bir Stonefly izlemek için sadece bir gözlemci atayın. </li><li> Kont ve 3 dk gözlem süresi boyunca gözlemlenen şınav sayısını kaydedin. </li><li> Bir sonraki deneysel DO seviyeye DO işleyin ve ek deneysel seviyeleri için 3 dk gözlem dönemi tekrarlayın. Not: Bu deneysel tasarım içinde, üç farklı DO düzeyleri değerlendirildi. </li></ol> 5. İstatistiksel Analiz <ol><li> Belirli bir DO deneme için bir grup genelinde dört stoneflies arasında şınav istatistiksel analizi kullanımının ortalama sayısı gerçekleştirmek için. </li><li> Şınav ve her deneysel deneme sırasını kullanarak DO konsantrasyonları sayısına Varyans (ANOVA) bir analizi gerçekleştirmek için ücretsiz R istatistiksel hesaplama yazılımı 12 kullanın (düzeyi DO) ve cov olarak sıcaklıkariates. Tek bir faktörün ayrı düzeyleri gibi DO analiz edilmiştir. </li><li> Normallik 13 kontrol etmek için artıkların bir Anderson-Darling normallik testi kullanın. </li><li> DO konsantrasyonlarına karşı şınav ortalama sayısını çizerek veriler üzerinde bir lineer regresyon gerçekleştirin. </li></ol>

<ol>
	<li>Hoback, W., Stanley, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insects+in+hypoxia.">Insects in hypoxia.</a> J. Insect Physiol. 47 (6), 533-542 (2001).</li><li>Craig, J., Crowder, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoxia-induced+habitat+shifts+and+energetic+consequences+in+Atlantic+croaker+and+brown+shrimp+on+the+Gulf+of+Mexico+shelf.">Hypoxia-induced habitat shifts and energetic consequences in Atlantic croaker and brown shrimp on the Gulf of Mexico shelf.</a> Mar Ecol-Prog Ser. 294, 79-94 (2005).</li><li>Gaulke, G., Wolfe, J., Bradley, D., Moskus, P., Wahl, D., Suski, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+and+Physiological+Responses+of+Largemouth+Bass+to+Rain-Induced+Reductions+in+Dissolved+Oxygen+in+an+Urban+System.">Behavioral and Physiological Responses of Largemouth Bass to Rain-Induced Reductions in Dissolved Oxygen in an Urban System.</a> T Am Fish Soc. 144 (5), 927-941 (2015).</li><li>Genkai-Kato, M., Nozaki, K., Mitsuhashi, H., Kohmatsu, Y., Miyasaka, H., Nakanishi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Push-up+response+of+stonefly+larvae+in+low-oxygen+conditions.">Push-up response of stonefly larvae in low-oxygen conditions.</a> Ecol Res. 15 (2), 175-179 (2000).</li><li>McCafferty, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Aquatic Entomology: The Fishermen's and Ecologists' Illustrated Guide to Insects and Their Relatives. , (1983).</li><li>Chapman, L., Schneider, K., Apodaca, C., Chapman, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+ecology+of+macroinvertebrates+in+a+swamp-river+system+of+east+Africa.">Respiratory ecology of macroinvertebrates in a swamp-river system of east Africa.</a> Biotropica. 36 (4), 572-585 (2004).</li><li>Suski, C., Killen, S., Kieffer, J., Tufts, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+environmental+temperature+and+oxygen+concentration+on+the+recovery+of+largemouth+bass+from+exercise+implications+for+live+-+release+angling+tournaments.">The influence of environmental temperature and oxygen concentration on the recovery of largemouth bass from exercise implications for live - release angling tournaments.</a> J Fish Biol. 68, 120-136 (2006).</li><li>Abdallah, S., Thomas, B., Jonz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aquatic+surface+respiration+and+swimming+behaviour+in+adult+and+developing+zebrafish+exposed+to+hypoxia.">Aquatic surface respiration and swimming behaviour in adult and developing zebrafish exposed to hypoxia.</a> J Exp Biol. 218 (11), 1777-1786 (2015).</li><li>Gassmann, H., Chen, C., Vermot, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+and+apparatus+for+degassing+viscous+liquids+and+removing+gas+bubbles+suspended+therein.">Method and apparatus for degassing viscous liquids and removing gas bubbles suspended therein.</a> US patent. , (1974).</li><li>Berndt, M., Schomburg, W., Rummler, Z., Peters, R., Hempel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Apparatus+for+degassing+liquids.">Apparatus for degassing liquids.</a> US patent. , (2001).</li><li>Sims, C., Gerner, Y., Hamberg, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vacuum+degassing.">Vacuum degassing.</a> US patent. , (2002).</li><li>Barbour, M., Gerritsen, J., Snyder, B., Stribling, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Report+number+EPA+841-B-99-002.">Report number EPA 841-B-99-002.</a> Rapid bioassessment protocols for use in streams and wadeable rivers. , (1999).</li><li>Anderson, T., Darling, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Test+of+Goodness+of+Fit.">A Test of Goodness of Fit.</a> J Am Stat Assoc. 49 (268), 765-769 (1954).</li><li>Rounds, S., Wilde, F., Ritz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+A6+Field+Measurements.+Section+6.2+DISSOLVED+OXYGEN.">Chapter A6 Field Measurements. Section 6.2 DISSOLVED OXYGEN.</a> National Field Manual for the Collection of Water-Quality Data. , (2013).</li><li>Hem, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Study and Interpretation of the Chemical Characteristics of Natural. , (1985).</li><li>Burggren, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=34;Air+Gulping&amp;#34;+Improves+Blood+Oxygen+Transport+during+Aquatic+Hypoxia+in+the+Goldfish+Carassius+auratus.">34;Air Gulping&amp;#34; Improves Blood Oxygen Transport during Aquatic Hypoxia in the Goldfish Carassius auratus.</a> Physiol Zool. 55 (4), 327-334 (2015).</li><li>Frederic, H., Mathieu, J., Garlin, D., Freminet, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral,+Ventilatory,+and+Metabolic+Responses+to+Severe+Hypoxia+and+Subsequent+Recovery+of+the+Hypogean+Niphargus+rhenorhodanensis+and+the+Epigean+Gammarus+fossarum+(Crustacea:+Amphipoda).">Behavioral, Ventilatory, and Metabolic Responses to Severe Hypoxia and Subsequent Recovery of the Hypogean Niphargus rhenorhodanensis and the Epigean Gammarus fossarum (Crustacea: Amphipoda).</a> Physiol Zool. 68 (2), 223-244 (2015).</li><li>Ultsch, G., Duke, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gas+Exchange+and+Habitat+Selection+in+the+Aquatic+Salamanders+Necturus+maculosus+and+Cryptobranchus+alleganiensis.">Gas Exchange and Habitat Selection in the Aquatic Salamanders Necturus maculosus and Cryptobranchus alleganiensis.</a> Oecologia. 83 (2), 250-258 (1990).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

kritik adımlar Bu prosedür Suda yaşayan organizmalar üzerinde davranışsal çalışmalar gerçekleştirmek için laboratuar ortamında DO işlemek için basit ve etkili bir yol sağlar. Biz doğrudan doğruya sonuçlarla ilgili bu deneyi gerçekleştirirken dikkat edilmesi gereken birkaç kritik adımlar / öğeleri orada buldum. Bir deneme içinde, su üstünde gazların kısmi basıncı değişiklikleri önlemek için hazne basıncını korumak için kritik öneme sahiptir ve sonraki dalgalanmalar DO. prot...

Çözünmüş oksijen (DO) sucul ekosistemlerde içinde biyolojik ve ekolojik süreçlerin bir dizi aracılık önemli bir anahtar fizikokimyasal parametredir. Akut ve kronik alt öldürücü hipoksi pozlama bazı sucul böceklerin büyüme oranlarını azaltmak ve 1 maruz böceklerin hayatta azaltır. Bu protokol, hayvan davranışları üzerindeki etkilerini gözlemlemek için akarsuda DO düzeylerini işlemek için kontrollü bir yöntem sağlamak için geliştirilmiştir. tüm aerobik su organizmaların hayatta kalma yaşaması ve çoğalması için oksijen konsantrasyonuna bağlı olduğundan, DO konsantrasyonundaki değişiklikler sıklıkla organizmalar tarafından davranışsal değişiklikler yansıtılır. Daha hareketli su omurgasızları ve balık yüksek DO 2,3 ile yerellerde arayan düşük oksijen konsantrasyonu (hipoksik) yanıt vermek için gözlenmiştir. daha az hareketli Sudaki organizmalar için davranışsal uyarlamalar tek uygun seçenek olabilir DO alımını artırmak için. Signatürü sucul makroinvertebrat sırası6 - OPTera (stonefly) harici solungaçları 4 genelinde, oksijen suyun akışını ve alımını artırmak için &quot;push-up&quot; hareketleri gerçekleştirmek için not edilmiştir. Bu adaptif davranışlar doğal ortamlarında ve laboratuvar deneylerinde gözlenmiştir. Suda DO Laboratuvar manipülasyon hayvan davranışı çalışmaları için önemli fırsatlar açılır, ancak metodolojik dağıtım konusunda önemli eksiklikler bulunmaktadır. Örneğin, bir çalışma azot ile gazla Aşağıdaki hipoksik ortamlarına ağızlı levrek fizyolojik tepki süresi (Micropterus salmoides) değerlendirmek için, büyük akvaryumları kullanılır, ancak yetersiz detay yöntemi 7 verilir. Zebra balığı (Danio rerio) üzerinde yapılan bir başka çalışmada su gazı teslim ve su 8 DO azaltmak için azot gazı ve gözenekli taş kullanarak nitelendirdi. kimya-tabanlı uygulamalar için, çözücülerin gazdan arındırma yöntemleri uzman kullanmakCihaz 9-11 çözücülerden oksijeni uzaklaştırmak üzere, hayvansal davranışı çalışmalar için uygun olmaz. Bu çalışmalar, su oksijeni uzaklaştırmak için yöntemler kullanır iken, hiçbir açıklayıcı bir yöntem değişiklikleri DO cevaben hayvan davranışlarının değerlendirilmesi için izin vereceğini tespit edilememiştir. ilerde anlatılacak Bu yöntem tamamen azot gazı kullanılarak suyun DO manipülasyonu için bir protokol tanımlamak için bir girişimdir. Dahası, bu yöntem stonefly davranışı (itmek) arasındaki ilişkileri gözlemlemek yönelik geliştirilen ve bir birinci sınıf öğrencisi düzeyinde biyoloji laboratuarında kullanılmıştır DO edildi. Bu yöntemin önemli avantajlarından biri kolayca ortak cam ve çoğu orta ve yüksek öğretim kurumlarına erişilebilir malzemeler ile bir laboratuvar içinde yapılabilir olmasıdır. protokol bireylerin araştırma veya öğretim uygulamaları için belirtilen hedefleri karşılamak için prosedürü ölçek için izin de kolayca uyarlanabilir. </p&gt;

<table><tbody><tr><td>Filter flask 2 L</td><td>Pyrex</td><td>5340</td><td></td></tr><tr><td>Rubber Stopper size 6</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z164534</td><td></td></tr><tr><td>Nalgene 180 Clear Plastic Tubing</td><td>Thermo Scienfitic</td><td>8001-1216</td><td></td></tr><tr><td>Whisper 60 air pump</td><td>Tetra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard flexible Air line tubing</td><td>Penn Plax</td><td>ST25</td><td></td></tr><tr><td>0.25 inch Copper tubing</td><td>Lowes Home Improvement</td><td>23050</td><td></td></tr><tr><td>Male hose barb</td><td>Grainger</td><td>5LWH1</td><td></td></tr><tr><td>Female Connector</td><td>Grainger</td><td>20YZ22</td><td></td></tr><tr><td>Heavy Duty Dissolved Oxygen Meter</td><td>Extech</td><td>407510</td><td></td></tr><tr><td>Nitrogen gas</td><td>Matheson TRIGAS</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Radnor AF150-580 Regulator</td><td>Airgas</td><td>RAD64003036</td><td></td></tr></tbody></table>

a simple approach to manipulate dissolved oxygen for animal behavior observations

Bir laboratuvar ortamında çözünmüş oksijen (DO) manipüle etme yeteneği, ekolojik ve organizma davranış bir dizi soru araştırmak için önemli bir uygulama alanına sahiptir. Burada açıklanan protokol hipoksik ve anoksik koşullardan kaynaklanan Sudaki organizmalar davranışsal tepkiyi incelemek için DO işlemek için basit, tekrarlanabilir ve kontrollü bir yöntem sağlar. Azot genellikle laboratuvar ortamlarında kullanılan suyun gazdan arındırmayı yerine getirirken, ekolojik (su) uygulaması için hiçbir açık yöntem literatürde var ve bu protokol organizma yanıtı gözlemlemek için su Gazın için bir protokol tanımlamak için ilk. Bu teknik ve protokol su macroinvertebrates için doğrudan uygulama için geliştirilmiş; Ancak, küçük balık, amfibi ve suda yaşayan diğer omurgalılar kolayca ikame edilebilir. Bu, 2 mg / L&#39;den 11 mg / kararlılık ile L arasında değişen DO seviyeleri kolayca müdahale edilebilmesini sağlar, 5 dakika hayvan gözlem süresi kadar.5 dk gözlem süresi dışında suyu sıcaklıkları yükselmeye başladı ve 10 dakika DO de seviyeleri korumak için çok kararsız hale geldi. protokol tanıtıcı öğretim laboratuarları ve üst düzey araştırma uygulamalarına hızlı uygulanması için izin, çalışma organizma ölçeklenebilir, tekrarlanabilir ve güvenilir. Bu tekniğin beklenen sonuçları organizmaların davranışsal tepkilerin oksijen değişiklikleri çözünmüş ilgili olmalıdır.

<html> açıklanan kurulum altı denemeleri stoneflies suda farklı DO konsantrasyonuna yanıt olarak gerçekleştirmek şınav sayısını ölçmek için bir öğretim laboratuar ortamında 24 birinci sınıf lisans öğrencileri tarafından gerçekleştirildi. DO seviye içinde ve her deneme içinde gerçekleştirilen şınav ortalama sayısı Şekil 2&#39;de DO seviyesine karşı şınav çizmek için toplanmış oldu. Bir ANOVA yanı sıra, DO konsantrasyon, çalışm...

Watch this Scientific Journal Video about A Simple Approach to Manipulate Dissolved Oxygen for Animal Behavior Observations at JoVE.com

A Simple Approach to Manipulate Dissolved Oxygen for Animal Behavior Observations

Bu makalede, bir hayvan davranış çalışmaları için laboratuvar ortamında çözünmüş oksijen koşullarını işlemek için basit ve tekrarlanabilir bir protokol açıklamaktadır. Bu protokol çözünmüş oksijen konsantrasyonu değişikliklere macroinvertebrates, balıklar, ya da Amfibilerin organizma yanıtı değerlendirmek için hem eğitim ve araştırma laboratuvar ortamlarında kullanılabilir.

Basit Yaklaşım Hayvan Davranışı Gözlemleri Çözünmüş Oksijen işlemek için

The ability to manipulate dissolved oxygen (DO) in a laboratory setting has significant application to investigate a number of ecological and organismal ...

a-simple-approach-to-manipulate-dissolved-oxygen-for-animal-behavior

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Environment

9.2K Görüntüleme.  Juniata College.  Bu makalede, bir hayvan davranış çalışmaları için laboratuvar ortamında çözünmüş oksijen koşullarını işlemek için basit ve tekrarlanabilir bir protokol açıklamaktadır. Bu protokol çözünmüş oksijen konsantrasyonu değişikliklere macroinvertebrates, balıklar, ya da Amfibilerin organizma yanıtı değerlendirmek için hem eğitim ve araştırma laboratuvar ortamlarında kullanılabilir. 

Video: A Simple Approach to Manipulate Dissolved Oxygen for Animal Behavior Observations

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in nutrient and gas cycles. After cores with intact sediment-water interfaces are collected, they are submerged in incubation tanks and kept under aerobic conditions at in situ temperatures. To initiate a time course of overlying water chemistry, cores are sealed without bubbles using a top cap with a suspended stirrer. Time courses of 4-7 sample points are used to determine the rate of sediment water exchange. Artificial illumination simulates day-time conditions for shallow photosynthetic sediments, and in conjunction with dark incubations can provide net exchanges on a daily basis. The net measurement of N2 is made possible by sampling a time course of dissolved gas concentrations, with high precision mass spectrometric analysis of N2:Ar ratios providing a means to measure N2 concentrations. We have successfully applied this approach to lakes, reservoirs, estuaries, wetlands and storm water ponds, and with care, this approach provides valuable information on biogeochemical balances in aquatic ecosystems.

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems.

O Bentik Değişim<sub&gt; 2</sub&gt; K<sub&gt; 2</subKüçük Çekirdek KUluçkalar Kullanma&gt; ve Çözünmüş Besinler

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

Çevre

A Strain Gauge Monitor (SGM) for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH

An inexpensive, laboratory-based, strain gauge valve gape monitor (SGM) was developed to monitor the valve gape behavior of bivalve molluscs in response to diel-cycling hypoxia. A Wheatstone bridge was connected to strain gauges that were attached to the shells of oysters (Crassostrea virginica). The recorded signals allowed for the opening and closing of the bivalves to be recorded continuously over two-day periods of experimentally-induced diel-cycling hypoxia and diel-cycling changes in pH. Here, we describe a protocol for developing an inexpensive strain gauge monitor and describe, in an example laboratory experiment, how we used it to measure the valve gape behavior of Eastern oysters (C. virginica), in response to diel-cycling hypoxia and cyclical changes in pH. Valve gape was measured on oysters subjected to cyclical severe hypoxic (0.6 mg/L) dissolved oxygen conditions with and without cyclical changes in pH, cyclical mild hypoxic (1.7 mg/L) conditions and normoxic (7.3 mg/L) conditions. We demonstrate that when oysters encounter repeated diel cycles, they rapidly close their shells in response to severe hypoxia and close with a time lag to mild hypoxia. When normoxia is restored, they rapidly open again. Oysters did not respond to cyclical pH conditions superimposed on diel cycling severe hypoxia. At reduced oxygen conditions, more than one third of the oysters closed simultaneously. We demonstrate that oysters respond to diel-cycling hypoxia, which must be considered when assessing the behavior of bivalves to dissolved oxygen. The valve SGM can be used to assess responses of bivalve molluscs to changes in dissolved oxygen or contaminants. Sealing techniques to better seal the valve gape strain gauges from sea water need further improvement to increase the longevity of the sensors.

A Strain Gauge Monitor SGM for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH

Understanding the behavioral responses of bivalve suspension-feeders to environmental variables, such as dissolved oxygen, can explain some ecosystem processes. We have developed an inexpensive, laboratory-based, strain gauge monitor (SGM) to measure valve gape responses of oysters, Crassostrea virginica, to diel-cycling hypoxia and cyclical pH.

Sürekli Vana Gape ölçümlerde Toxinler yumuşakçalar laboratuvar indüklenen Diel Bisiklete binme hipoksi ve pH yanıt için Ağırlık ölçme esneklik detektörler monitör (SGM)

An inexpensive, laboratory-based, strain gauge valve gape monitor (SGM) was developed to monitor the valve gape behavior of bivalve molluscs in response ...

Quantitative and Temporal Control of Oxygen Microenvironment at the Single Islet Level

Simultaneous oxygenation and monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors in a single technique is critical for modeling pathophysiological states of islet hypoxia, especially in transplant environments. Standard hypoxic chamber techniques cannot modulate both stimulations at the same time nor provide real-time monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors. To address these difficulties, we applied a multilayered microfluidic technique to integrate both aqueous and gas phase modulations via a diffusion membrane. This creates a stimulation sandwich around the microscaled islets within the transparent polydimethylsiloxane (PDMS) device, enabling monitoring of the aforementioned coupling factors via fluorescence microscopy. Additionally, the gas input is controlled by a pair of microdispensers, providing quantitative, sub-minute modulations of oxygen between 0-21%. This intermittent hypoxia is applied to investigate a new phenomenon of islet preconditioning. Moreover, armed with multimodal microscopy, we were able to look at detailed calcium and KATP channel dynamics during these hypoxic events. We envision microfluidic hypoxia, especially this simultaneous dual phase technique, as a valuable tool in studying islets as well as many ex vivo tissues.

Microfluidic oxygen control confers more than just convenience and speed over hypoxic chambers for biological experiments. Especially when implemented via diffusion through a membrane, microfluidic oxygen can provide simultaneous liquid and gas phase modulations at the microscale-level. This technique enables dynamic multi-parametric experiments critical for studying islet pathophysiology.

Tek Adacık Düzeyde Oksijen mikroçevresinin Nicel ve Geçici Kontrol

Simultaneous oxygenation and monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors in a single technique is critical for modeling pathophysiological ...

Biyomühendislik

Anaerobic Protein Purification and Kinetic Analysis via Oxygen Electrode for Studying DesB Dioxygenase Activity and Inhibition

Oxygen-sensitive proteins, including those enzymes which utilize oxygen as a substrate, can have reduced stability when purified using traditional aerobic purification methods. This manuscript illustrates the technical details involved in the anaerobic purification process, including the preparation of buffers and reagents, the methods for column chromatography in a glove box, and the desalting of the protein prior to kinetics. Also described are the methods for preparing and using an oxygen electrode to perform kinetic characterization of an oxygen-utilizing enzyme. These methods are illustrated using the dioxygenase enzyme DesB, a gallate dioxygenase from the bacterium Sphingobium sp. strain SYK-6.

Here we present a protocol for anaerobic protein purification, anaerobic protein concentration, and subsequent kinetic characterization using an oxygen electrode system. The method is illustrated using the enzyme DesB, a dioxygenase enzyme which is more stable and active when purified and stored in an anaerobic environment.

Anaerobik Protein Saflaştırma ve DesB Dioxygenase etkinliği ve inhibisyon çalışmak için oksijen elektrodu ile kinetik Analizi

Oxygen-sensitive proteins, including those enzymes which utilize oxygen as a substrate, can have reduced stability when purified using traditional aerobic ...

Biyokimya

Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system comprises a chamber featuring a simple setup that is nevertheless robust to induce and maintain a specific oxygen concentration and temperature in any experimental solution of choice. The presented system is very cost-effective but highly functional, it allows induction and sustainment of hypoxia for direct experiments in vivo and for various time periods up to 48 h.
To monitor and study the effects of hypoxia, we have employed two methods - measurement of levels of hypoxia-inducible factor 1alpha (HIF-1&#945;) in whole embryos or specific tissues and determination of retinal stem cell proliferation by 5-ethynyl-2&#8242;-deoxyuridine (EdU) incorporation into the DNA. HIF-1&#945; levels can serve as a general hypoxia marker in the whole embryo or tissue of choice, here embryonic retina. EdU incorporation into the proliferating cells of embryonic retina is a specific output of hypoxia induction. Thus, we have shown that hypoxic embryonic retinal progenitors decrease proliferation within 1 h of incubation under 5% oxygen of both frog and zebrafish embryos.
Once mastered, our setup can be employed for use with small aquatic model organisms, for direct in vivo experiments, any given time period and under normal, hypoxic or hyperoxic oxygen concentration or under any other given gas mixture.

We introduce a novel hypoxic chamber system for use with aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system is simple, robust, cost-effective and allows the induction and sustainment of hypoxia in vivo and for up to 48 h. We present 2 reproducible methods to monitor the effectiveness of hypoxia.

Kurbağa ve Zebra balığı Embriyolarında Hipoksinin İndüklenmesi

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and ...

Gelişim Biyolojisi

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers (mainly phosphorus concentration and light intensity) and species composition on primary productivity. Primary productivity is mainly driven by light intensity, temperature, availability of nutrients, and distribution of the ionic species of the carbonate system in the respective depths of the euphotic zone. It is a complex system that is very difficult to simulate in the laboratory. This cheap, transportable, and easy-to-build floating barge allows measuring the primary productivity accurately-directly under the actual natural conditions. The methodology is based on measuring the primary productivity in real time using noninvasive oxygen sensors integrated into tightly sealed glass jars, enabling online oxygen flux monitoring and providing new insights into metabolic activities. Detailed seasonal in situ measurements of gross primary productivity of microbial mats (or other benthic organisms) can improve current knowledge of the processes controlling primary productivity dynamics in lentic waters.

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Presented here is a cost-effective and transportable method/facility for measuring the primary productivity of microbial mats under actual in situ environmental temperature and light conditions. The experimental setup is based on widely available materials and can be used under various conditions while offering the advantages of laboratory-based models.

Lentik Suların Perifiton Topluluklarının In Situ Birincil Verimliliğini Ölçmenin Düşük Maliyetli Bir Yöntemi

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

Davranış

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, normal development or changes in environmental conditions2-5. Understanding the cellular signaling pathways that are involved in the response to hypoxia could provide new insight into treatment strategies for diverse human pathologies, from stroke to cancer. This goal has been impeded, at least in part, by technical difficulties associated with controlled hypoxic exposure in genetically amenable model organisms.
The nematode Caenorhabditis elegans is ideally suited as a model organism for the study of hypoxic response, as it is easy to culture and genetically manipulate. Moreover, it is possible to study cellular responses to specific hypoxic O2 concentrations without confounding effects since C. elegans obtain O2 (and other gasses) by diffusion, as opposed to a facilitated respiratory system6. Factors known to be involved in the response to hypoxia are conserved in C. elegans. The actual response to hypoxia depends on the specific concentration of O2 that is available. In C. elegans, exposure to moderate hypoxia elicits a transcriptional response mediated largely by hif-1, the highly-conserved hypoxia-inducible transcription factor6-9. C .elegans embryos require hif-1 to survive in 5,000-20,000 ppm O27,10. Hypoxia is a general term for "less than normal O2". Normoxia (normal O2) can also be difficult to define. We generally consider room air, which is 210,000 ppm O2 to be normoxia. However, it has been shown that C. elegans has a behavioral preference for O2 concentrations from 5-12% (50,000-120,000 ppm O2)11. In larvae and adults, hif-1 acts to prevent hypoxia-induced diapause in 5,000 ppm O212. However, hif-1 does not play a role in the response to lower concentrations of O2 (anoxia, operational definition &lt;10 ppm O2)13. In anoxia, C. elegans enters into a reversible state of suspended animation in which all microscopically observable activity ceases10. The fact that different physiological responses occur in different conditions highlights the importance of having experimental control over the hypoxic concentration of O2.
Here, we present a method for the construction and implementation of environmental chambers that produce reliable and reproducible hypoxic conditions with defined concentrations of O2. The continual flow method ensures rapid equilibration of the chamber and increases the stability of the system. Additionally, the transparency and accessibility of the chambers allow for direct visualization of animals being exposed to hypoxia. We further demonstrate an effective method of harvesting C. elegans samples rapidly after exposure to hypoxia, which is necessary to observe many of the rapidly-reversed changes that occur in hypoxia10,14. This method provides a basic foundation that can be easily modified for individual laboratory needs, including different model systems and a variety of gasses.

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

This paper details how to use continuous-flow hypoxia chambers to generate atmospheres with defined concentrations of O2 to understand biological responses to decreased O2. This system is easy to setup and maintain, and flexible enough to suit a wide range of O2 concentrations and model systems

Üzerine Hipoksi Etkileri Eğitim için tanımlı Gazlı ortamlar oluşturma<em&gt; C. elegans</em

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, ...

Biyoloji

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages as well as by the availability of genetic mutants and transgenic strains expressing a myriad of fusion proteins1-4. In addition, dynamic processes such as cell division can be viewed using fluorescently labeled reporter proteins. The study of mitosis can be facilitated through the use of time-lapse experiments in various systems including intact organisms; thus the early C. elegans embryo is well suited for this study. Presented here is a technique by which in vivo imaging of sub-cellular structures in response to anoxic (99.999% N2; &lt;2 ppm O2) stress is possible using a simple gas flow through setup on a high-powered microscope. A microincubation chamber is used in conjunction with nitrogen gas flow through and a spinning disc confocal microscope to create a controlled environment in which animals can be imaged in vivo. Using GFP-tagged gamma tubulin and histone, the dynamics and arrest of cell division can be monitored before, during and after exposure to an oxygen-deprived environment. The results of this technique are high resolution, detailed videos and images of cellular structures within blastomeres of embryos exposed to oxygen deprivation.

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Described here is an in vivo technique to image sub-cellular structures in animals exposed to anoxia using a gas flow through microincubation chamber in conjunction with a spinning disc confocal microscope. This method is straightforward and flexible enough to suit a variety of experimental parameters and model systems.

In Oksijen yetersizliği kaynaklı Asma Animasyon Visualize&#39;a Time Lapse Mikroskopi kullanın<em&gt; C. elegans</em&gt; Embriyolar

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages ...

Drosophila için Mikrorespirometrinin Uyarlanması - CASK Mutant Metabolizmasına İlişkin Görüşler

Measuring O2 Consumption in Drosophila melanogaster Using Coulometric Microrespirometry

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable environment. A coulometric microrespirometer consists of an airtight chamber in which O2 is consumed and the CO2 produced by the organism is removed by an absorbent medium. The resulting pressure decrease triggers electrolytic O2 production, and the amount of O2 produced is measured by recording the amount of charge used to generate it. In the present study, the method has been adapted to Drosophila melanogaster tested in small groups, with the sensitivity of the apparatus and the environmental conditions optimized for high stability. The amount of O2 consumed by wildtype flies in this apparatus is consistent with that measured by previous studies. Mass-specific O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and known to be less active, was not different from congenic controls. However, the small size of CASK mutants resulted in a significant reduction in O2 consumption on a per-fly basis. Therefore, the microrespirometer is capable of measuring O2 consumption in D. melanogaster, can distinguish modest differences between genotypes, and adds a versatile tool for measuring metabolic rates.

Yazar Spot Işığı: Sıcaklığın Drosophila melanogaster ve Çöle Adapte Böcekler Üzerindeki Etkisi 

Coulometric respirometry is ideal for measuring the metabolic rate of small organisms. When adapted for Drosophila melanogaster in the present study, measured O2 consumption was within the range reported for wildtype D. melanogaster by previous studies. Per-fly O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and less active, was significantly lower than the wildtype.

Kulometrik Mikrorespirometri Kullanılarak Drosophila melanogaster'de O2 Tüketiminin Ölçülmesi

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable ...

Basit Yaklaşım Hayvan Davranışı Gözlemleri Çözünmüş Oksijen işlemek için

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

O Bentik Değişim

Sürekli Vana Gape ölçümlerde Toxinler yumuşakçalar laboratuvar indüklenen Diel Bisiklete binme hipoksi ve pH yanıt için Ağırlık ölçme esneklik detektörler monitör (SGM)

Tek Adacık Düzeyde Oksijen mikroçevresinin Nicel ve Geçici Kontrol

Anaerobik Protein Saflaştırma ve DesB Dioxygenase etkinliği ve inhibisyon çalışmak için oksijen elektrodu ile kinetik Analizi

Kurbağa ve Zebra balığı Embriyolarında Hipoksinin İndüklenmesi

Lentik Suların Perifiton Topluluklarının In Situ Birincil Verimliliğini Ölçmenin Düşük Maliyetli Bir Yöntemi

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

Üzerine Hipoksi Etkileri Eğitim için tanımlı Gazlı ortamlar oluşturma

In Oksijen yetersizliği kaynaklı Asma Animasyon Visualize'a Time Lapse Mikroskopi kullanın

Kulometrik Mikrorespirometri Kullanılarak Drosophila melanogaster'de _O2 Tüketiminin Ölçülmesi