The Authors would first like to acknowledge all students from the freshman Biology 121- Ecology Module lab at Juniata College for their help in generating data used in this study. We would also like to thank Dr. Randy Bennett, Chris Walls, Sherry Isenberg, and Taylor Cox for their assistance in acquiring materials necessary to develop this methodology. Additionally, we would like to thank Dr. Norris Muth and Dr. John Unger for their advice on methodological development and Dr. Jill Keeney and the Biology department for their support of this endeavor. We would also like to thank the anonymous reviewers that have helped to shape and focus this manuscript.&#160; Last but not least, I&#39;d like to thank Hudson Grant for his help with the initial stonefly collection for use in development of this technique

Hinweis: Dieses Experiment nicht Wirbeltiere verwendet haben und deshalb keine Genehmigung erforderlich war von Juniata College Institut für Animal Care und Verwenden Committee. Doch für den Einzelnen diese Methode für die Verwendung mit Wirbeltiere Anpassung sollte IACUC Genehmigung beantragt werden. 1. Gebiet Probenentnahme <ol><li> Ermittlung und Bewertung von Potentialfeldstellen für die Fähigkeit, zu speichern zu sammeln und Transport Steinfliegen schnell mit einer maximal empfohlenen Zeit bei dem Transport von 1 Stunde Zeit bei dem Transport zu minimieren. </li><li> Führen Sie Kick-net Sampling auf dem ausgewählten Feld Website folgende Standard Kick-net Verfahren genug mal 12 mindestens 35 Steinfliegen zu sammeln. </li><li> Sammeln Sie 50 l Strom Wasser und Felsen mit einem maximalen Durchmesser von 2 cm aus Strömen. </li><li> Platzieren Sie Aquarien in einem Kühlschrank auf die Temperatur des Stroms Website eingestellt. Verteilen Sie an den Strom-Site in Aquarien und füllen mit 4 l Strom Wasser pro Aquarium gesammelt Felsen. Platzieren Sie 20-30 Gesammelt Steinfliegen pro Aquarium und legen Sie einen sprudelnden Stein in ein Aquarium Sprudler in jedem Tank angebracht und schalten Sie bubblers kontinuierlich an das Wasser Raumluft hinzuzufügen. </li><li> Lassen Sie die Steinfliegen an die neue Umgebung in den Aquarien für eine 48 Stunden-Zeitraum einzustellen. </li></ol><img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54430/54430fig1.jpg" /> Abbildung 1 für gelösten Sauerstoff Manipulation ein. (A) 1) Montage für Kupferrohr zu männlichen -Schlaucholive 2) Position der Stopper Dichtung zu prüfen , um sicherzustellen , gut Dichtkolben. (B) 1) 2 L Seitearm Kolben mit 1,9 l Wasser 2) Gasrohr und Luftsprudler (blau) für den Einsatz in Einblasen von Stickstoff und Raumluft sprudelnden gefüllt bzw. 3) Stickstofftank und geeicht Werte 4) 2 - l - Kolben gefüllt mit 0,4 l Wasser mit Vakuumröhre unter Wasser 5) Oxi - Meter. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54430/54430fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54430/54430fig1large.jpg" target="_blank">um</a> diesehen eine größere Version dieser Figur. 2. Versuchsanordnung <ol><li> Auf einer Tischplatte, eine Verbindung zu dem Seitenarm eines 2 L Seitearm Kolben mit einem Standard - walled Vakuumröhre als (1 in Abbildung 1B) dargestellt ist. </li><li> Füllen Sie den Kolben, der mit 1,9 l von Strom Wasser aus 3 l Kunststoff-Behältnissen mit einem gesammelten Strom Wasser im Kühlschrank bis 12 ° C eingestellt. </li><li> Der Kolben und Schläuche auf einem Tablett groß genug, um ein Eisbad um den Seitenarm-Kolben zu halten, ohne den Blick auf den Kolben Innen verdunkeln und das Tablett mit Eis füllen. </li><li> Bohren zwei 3 mm Löcher mit einem Durchmesser in einem Gummistopfen den Durchgang von 1) ein Kupferrohr zu ermöglichen , das Gas in das Gefäß und 2) die Sonde eines DO - Meter in das 2 L Seitenarm-Kolben (1 in Figur 1B zu liefern) . </li><li> Bilden einen seitlichen Einschnitt von der Kante des Stopfens zu einem der Löcher Aufsitzen des Drahts der DO-Sonde in den Stopfen zu erlauben. </li><li> Schließen Sie einen Koppler mit einem 3 mm männlichen Schlauchbarb zu einem Stück von 2 mm Durchmesser Kupferrohr (1 in 1A). Sicherzustellen, dass dieses Rohr lang genug ist, innerhalb von 10 cm von dem Boden des Kolbens zu erreichen, um, während sie durch den Anschlag erreicht. </li><li> Setzen Sie das Rohr mit Kupplers obwohl das zweite Loch in dem Stopfen, bis die Länge von der Unterseite des Stopfens genug ist, zu erreichen, um innerhalb von 10 cm von dem Boden des Kolbens. </li><li> Schließen Sie eine 0,75 m Länge, dünnwandige Polyethylen Gasrohr mit einem Durchmesser von 3 mm an den Koppler auf dem Rohr. </li><li> Schieben Sie sowohl die DO-Sonde und Kupferrohr in den Kolben und Dichtung den Kolben mit dem Stopfen. </li><li> Check für eine sichere Abdichtung zwischen dem Stopfen und dem Kolben sowie eine eng anliegende Passung zwischen dem Rohr und dem Sondendraht innerhalb des Stopfens. </li><li> Füllen Sie einen 1-Liter-Kolben mit 0,4 l Leitungswasser und setzen neben dem Tablett mit dem Eisbad und Vakuumflasche. </li><li> Tauchen Sie die Polyethylenrohr aus dem großen Vakuumflasche in das Wasser des Kolbens 1 L kommt. Sichern Sie dieRohr mit einem Band, so dass es durch das Experiment untergetaucht bleiben. </li><li> Schließen Sie den 3 mm Durchmesser Gasleitung von der Vakuumflasche in ein Aquarium Raum-Luftsprudler. Beginnen Sie mit dem Wasser in der 2-Liter-Kolben auf Blase, die durch im Aquarium Sprudler Verstopfung, die Raumluft und Sauerstoff zum Wasser führt. </li><li> Überwachen Sie die DO-Konzentration und Temperatur des Wassers mit dem DO-Meter für 5 Minuten oder bis ein Gleichgewicht von DO ist innerhalb der Kammer so eingestellt, dass eine geringe Änderung in DO auftritt. </li></ol> 3. Prüfung der Stabilität des Versuchsanordnung <ol><li> Testen Sie jede Einrichtung für DO Stabilität vor der Zugabe von Steinfliegen. </li><li> In drei oder vier Steine ​​in die 2-Liter-Kolben, so dass Steinfliegen Substrat für pushups förderlich sind. </li><li> Beginnen Sie eine Probe Manipulation von DO durch das Gasrohr aus Wäscher zu trennen und es an das Stickstoffgasleitung anzubringen. </li><li> Beginnen Stickstoff bei 20 Kubikfuß pro Stunde sprudeln (CFH) für etwa 40sec bis 1 min. </li><li> Sobald die DO innerhalb von 0,5 mg / L der Zielkonzentration abgesunken ist, reduzieren die Strömung zu 15 CFH und damit die Konzentration auf das Ziel zu verringern. </li><li> Cease Stickstoffstrom, sobald die Zielkonzentration erreicht ist. </li><li> Verwenden Sie das Aquarium Raum-Luftsprudler, die Konzentration auf die Zielkonzentration zurückzukehren, wenn die DO unter dem Ziel ab. </li><li> Wenn die DO während der Prüfung eines Set-up dann prüfen, das Wasservolumen noch bei 1,9 L und kein Wasser hat sprudelte heraus, Wassertemperatur stabil ist und sich nicht ändert, und Dichtungen an allen Armaturen zu sein scheinen, dicht und verschlossen instabil ist. </li><li> Sobald drei Versuche durchgeführt wurden, und der Experimentator hat das Vertrauen in die Fähigkeit DO zu kontrollieren, heften sich an der Sprudler und Blase die Gasleitung wieder ins Gleichgewicht. </li><li> Blase zum Gleichgewicht durch die 3 mm Durchmesser Gasleitung in das Aquarium Bubbler Anbringen und Starten der Zugabe von Raumluft, um das Wasser, bis die Konzentration vonSauerstoff im Wasser nicht erhöht oder nicht für 3 Minuten ändern. </li><li> Einmal im Gleichgewicht zu stoppen sprudeln und die Kolben entsiegeln. </li></ol> 4. Stonefly Push-up-Experiment <ol><li> Teilen die Gesamtzahl der Steinfliegen durch die Anzahl der Beobachter die Anzahl der Versuche zu bestimmen, durchzuführen. </li><li> Bestimmen verschiedene DO Niveaus zwischen 2 und 10 mg / L der Verhaltensreaktion von Steinfliegen (Anzahl der pushups) zu bewerten. </li><li> Richten Sie einen Kolben pro Versuch und fügen Sie eine gleiche Anzahl von Steinfliegen, da es Beobachter in den Kolben (4 Steinfliegen in diesem Entwurf), legen Sie die Sonde und Rohr zurück in den Kolben, dann wieder verschließen die Flasche mit dem Gummistopfen. Hinweis: Eine anfängliche Sauerstoffkonzentration von 10 mg / l wurde als der erste Beobachtungspunkt gewählt, da es die DO-Konzentration des Stromes aus war, wo die Steinfliegen abgetastet wurden. </li><li> Sobald das Wasser bei 10 mg / l ist durch folgende Schritte sprudelnden 2,10-2,11, notieren Sie die Startwassertemperatur und damit dieSteinfliegen zum Gesteinssubstrat in dem Kolben zu befestigen. </li><li> Stellen Sie immer nur ein Beobachter einen einzelnen stonefly zu sehen genaues Zählen von Push-up-Verhalten zu gewährleisten, die die Auf- und Abwärtskörperbewegung durch die stonefly ausgestellt ist. </li><li> Zählen und notieren Sie die Anzahl der Push-ups beobachtet über den Verlauf einer 3-minütigen Beobachtungsperiode. </li><li> Manipulieren auf die nächste experimentelle DO Ebene DO und wiederholen 3 min Beobachtungszeitraum für die zusätzlichen experimentellen Ebenen. Hinweis: In diesem experimentellen Design wurden drei verschiedene DO Stufen bewertet. </li></ol> 5. Statistische Analyse <ol><li> Verwendung der statistischen Analyse durchschnittliche Anzahl der Push-ups über die vier Steinfliegen über eine Gruppe für eine bestimmte DO-Studie durchzuführen. </li><li> Nutzen Sie die kostenlose R statistische Berechnungen Software 12 eine Varianzanalyse (ANOVA) auf die Anzahl der Push-ups und die DO - Konzentrationen mit der Reihenfolge der einzelnen Versuchs auszuführen (DO - Ebene) und Temperatur als covariates. Analysiert DO als diskrete Pegel eines einzelnen Faktors. </li><li> Verwenden Sie einen Anderson-Darling - Normalitätstest auf Residuen für 13 Normalität zu überprüfen. </li><li> Führen Sie eine lineare Regression auf die Daten, die durch die mittlere Anzahl von Push-ups gegen DO-Konzentrationen aufgetragen. </li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

Kritische Schritte Dieses Verfahren stellt eine einfache und effiziente Art und Weise müssen in einer Laborumgebung zu manipulieren Verhaltensstudien auf Wasserorganismen durchzuführen. Wir fanden es mehrere wichtige Schritte / Positionen zu sein, bewusst zu sein, wenn dieses Experiment durchführen, die auf die Ergebnisse in direktem Zusammenhang. In einem Versuch, ist es entscheidend, den Kammerdruck zu vermeiden Änderungen des Partialdruckes von Gasen über dem Wasser, und anschließende DO Schwankungen auf...

Gelöster Sauerstoff (DO) ist ein wichtiger physikalisch-chemischen Parameter wichtig, in eine Reihe von biologischen und ökologischen Prozesse in aquatischen Ökosystemen zu vermitteln. Exposures zu akuten und chronischen subletalen Hypoxie Wachstumsraten in bestimmten im Wasser lebenden Insekten zu verringern und das Überleben der Insekten reduzieren 1 ausgesetzt. Dieses Protokoll wurde entwickelt, um eine kontrollierte Verfahren zu schaffen, DO Ebenen im Strom Wasser zu beobachten, die Auswirkungen auf das Verhalten der Tiere zu manipulieren. Da alle aeroben Wasserorganismen &quot;Überleben auf der Sauerstoffkonzentration reflektiert, um zu leben und zu reproduzieren abhängt, sind Veränderungen in der Konzentration von DO oft in Verhaltensänderungen von Organismen. Mehr mobilen wirbellosen Wassertieren und Fischen beobachtet wurden zu niedrige Sauerstoffkonzentrationen (Hypoxie) von der Suche nach Schauplätzen mit höheren DO 2,3 zu reagieren. Für weniger mobile Wasserorganismen, zu Verhaltensanpassungen Aufnahme von DO erhöhen die einzig gangbare Option sein. Die Wasser Makroinvertebraten Reihenfolge der PlecOPTera (stonefly) wurde festgestellt , &quot;Push-up&quot; Bewegungen auszuführen , um die Strömung des Wassers zu erhöhen, und die Aufnahme von Sauerstoff, über ihre äußere Kiemen 4 - 6. Diese adaptive Verhalten wurden in natürlichen Umgebungen und in Laborexperimenten beobachtet. Labor Manipulation von DO in Wasser eröffnet bedeutende Möglichkeiten für Tierverhaltensstudien, aber erhebliche Lücken in methodischen Einsatz existieren. Zum Beispiel verwendet eine Studie große Aquarien , die physiologische Reaktionszeit von Forellenbarsch (Micropterus salmoides) zu hypoxischen Umgebungen mit Stickstoff folgende Vergasung zu bewerten, aber kaum Detail ist für die Methodik 7 gegeben. Eine weitere Studie durchgeführt , auf Zebrafisch (Danio rerio) beschrieben Stickstoffgas und einen porösen Stein Gas zu Wasser zu liefern und die DO des Wassers 8 zu reduzieren. Für die Chemie-basierte Anwendungen, Verfahren zur Entgasung von Lösungsmitteln verwenden spezialisierteGerät 9. - 11. Sauerstoff aus Lösungsmittel zu entfernen, würde aber für den tierischen Verhaltensforschung nicht geeignet sein. Während diese Studien Methoden verwenden Sauerstoff aus Wasser zu entfernen, konnte keine beschreibenden Verfahren identifiziert werden, die für die Beurteilung des Verhaltens von Tieren in Reaktion erlauben würde, Veränderungen zu tun. Dieses Verfahren im folgenden beschrieben ist der Versuch, vollständig ein Protokoll für die Manipulation von DO Wasser beschreiben durch Stickstoffgas. Ferner wurde diese Methode zu beobachten Beziehungen zwischen stonefly Verhalten (pushups) entwickelt und tun, dass in Freshman-Ebene biologischen Labor eingesetzt wurde. Einer der wichtigsten Vorteile dieser Methode ist, dass es leicht in einem Labor mit gemeinsamen Glaswaren und Materialien zugänglich für die meisten sekundären und Hochschulen durchgeführt werden kann. Das Protokoll ist auch leicht anpassbar, so dass für den Einzelnen, das Verfahren zu skalieren, die Ziele für die Forschung oder Lehre Anwendungen dargelegt zu erfüllen. </p&gt;

<table><tbody><tr><td>Filter flask 2 L</td><td>Pyrex</td><td>5340</td><td></td></tr><tr><td>Rubber Stopper size 6</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z164534</td><td></td></tr><tr><td>Nalgene 180 Clear Plastic Tubing</td><td>Thermo Scienfitic</td><td>8001-1216</td><td></td></tr><tr><td>Whisper 60 air pump</td><td>Tetra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard flexible Air line tubing</td><td>Penn Plax</td><td>ST25</td><td></td></tr><tr><td>0.25 inch Copper tubing</td><td>Lowes Home Improvement</td><td>23050</td><td></td></tr><tr><td>Male hose barb</td><td>Grainger</td><td>5LWH1</td><td></td></tr><tr><td>Female Connector</td><td>Grainger</td><td>20YZ22</td><td></td></tr><tr><td>Heavy Duty Dissolved Oxygen Meter</td><td>Extech</td><td>407510</td><td></td></tr><tr><td>Nitrogen gas</td><td>Matheson TRIGAS</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Radnor AF150-580 Regulator</td><td>Airgas</td><td>RAD64003036</td><td></td></tr></tbody></table>

a simple approach to manipulate dissolved oxygen for animal behavior observations

Die Fähigkeit, gelösten Sauerstoff zu manipulieren (DO) in einer Laborumgebung hat bedeutende Anwendung eine Reihe von ökologischen und organismischen Verhalten Fragen zu untersuchen. Das hier beschriebene Protokoll bietet eine einfache, reproduzierbare und kontrollierte Methode zur Manipulation Verhaltensreaktion in Wasserorganismen zu untersuchen DO aus hypoxischen und anoxischen Bedingungen. Während Entgasung von Wasser durchführt mit Stickstoff häufig in Laborumgebungen, keine explizite Methode für ökologische (Wasser) Anwendung besteht in der Literatur verwendet wird, und dieses Protokoll ist das erste, ein Protokoll zu entgasen Wasser zu beobachten organismal Antwort zu beschreiben. Diese Technik und das Protokoll wurden für die direkte Anwendung für Wasser macroinvertebrates entwickelt; jedoch, kleine Fische, Amphibien und andere im Wasser lebende Wirbel leicht ersetzt werden könnte. Es ermöglicht die einfache Handhabung der Ebenen DO im Bereich von 2 mg / L bis 11 mg / L mit Stabilität für bis zu 5 min Tierbeobachtungszeitraum.Neben einer 5-minütigen Beobachtungsperiode begann Wassertemperaturen steigen und bei 10 min Ebenen zu instabil DO wurde zu halten. Das Protokoll ist skalierbar auf die Studie Organismus, reproduzierbar und zuverlässig, so dass für eine schnelle Umsetzung in Einführungslehrlabors und High-Level-Forschungsanwendungen. Die zu erwartenden Ergebnisse dieser Technik sollte Sauerstoff Änderungen Verhaltensreaktionen von Organismen betreffen, gelöst.

<html> Sechs Versuche der beschriebenen Einrichtung wurden von 24 Studenten im ersten Jahr Studenten in einem Lehrlaborbedingungen ausgeführt, um die Anzahl der Push-ups Steinfliegen in Reaktion auf unterschiedliche Sauerstoffkonzentration in Wasser durchführen zu quantifizieren. Die durchschnittliche Anzahl der Push-ups innerhalb einer DO - Ebene durchgeführt und innerhalb jeder Studie wurde gepoolt plotten Push-ups gegen den DO - Ebene in Abbildung 2. Eine ANOVA wurd...

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A Simple Approach to Manipulate Dissolved Oxygen for Animal Behavior Observations

Dieser Artikel beschreibt eine einfache und reproduzierbare Protokoll gelösten Sauerstoffbedingungen im Labor für Tierverhaltensstudien zu manipulieren. Dieses Protokoll kann in Lehre und Forschung Labor-Einstellungen verwendet werden, um organismal Antwort von Makrozoobenthos, Fische oder Amphibien zu Veränderungen in der Konzentration des gelösten Sauerstoffs zu bewerten.

Ein einfacher Ansatz zur Manipulation von gelöstem Sauerstoff für Tierverhaltensbeobachtungen

The ability to manipulate dissolved oxygen (DO) in a laboratory setting has significant application to investigate a number of ecological and organismal ...

a-simple-approach-to-manipulate-dissolved-oxygen-for-animal-behavior

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Environment

9.2K Aufrufe.  Juniata College.  Dieser Artikel beschreibt eine einfache und reproduzierbare Protokoll gelösten Sauerstoffbedingungen im Labor für Tierverhaltensstudien zu manipulieren. Dieses Protokoll kann in Lehre und Forschung Labor-Einstellungen verwendet werden, um organismal Antwort von Makrozoobenthos, Fische oder Amphibien zu Veränderungen in der Konzentration des gelösten Sauerstoffs zu bewerten. 

Serie: A Simple Approach to Manipulate Dissolved Oxygen for Animal Behavior Observations

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in nutrient and gas cycles. After cores with intact sediment-water interfaces are collected, they are submerged in incubation tanks and kept under aerobic conditions at in situ temperatures. To initiate a time course of overlying water chemistry, cores are sealed without bubbles using a top cap with a suspended stirrer. Time courses of 4-7 sample points are used to determine the rate of sediment water exchange. Artificial illumination simulates day-time conditions for shallow photosynthetic sediments, and in conjunction with dark incubations can provide net exchanges on a daily basis. The net measurement of N2 is made possible by sampling a time course of dissolved gas concentrations, with high precision mass spectrometric analysis of N2:Ar ratios providing a means to measure N2 concentrations. We have successfully applied this approach to lakes, reservoirs, estuaries, wetlands and storm water ponds, and with care, this approach provides valuable information on biogeochemical balances in aquatic ecosystems.

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems.

Die Benthic Austausch von O<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; Und gelöste Nährstoffe mit kleinen Kern Inkubationen

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

Forschung

Umwelt

A Strain Gauge Monitor (SGM) for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH

An inexpensive, laboratory-based, strain gauge valve gape monitor (SGM) was developed to monitor the valve gape behavior of bivalve molluscs in response to diel-cycling hypoxia. A Wheatstone bridge was connected to strain gauges that were attached to the shells of oysters (Crassostrea virginica). The recorded signals allowed for the opening and closing of the bivalves to be recorded continuously over two-day periods of experimentally-induced diel-cycling hypoxia and diel-cycling changes in pH. Here, we describe a protocol for developing an inexpensive strain gauge monitor and describe, in an example laboratory experiment, how we used it to measure the valve gape behavior of Eastern oysters (C. virginica), in response to diel-cycling hypoxia and cyclical changes in pH. Valve gape was measured on oysters subjected to cyclical severe hypoxic (0.6 mg/L) dissolved oxygen conditions with and without cyclical changes in pH, cyclical mild hypoxic (1.7 mg/L) conditions and normoxic (7.3 mg/L) conditions. We demonstrate that when oysters encounter repeated diel cycles, they rapidly close their shells in response to severe hypoxia and close with a time lag to mild hypoxia. When normoxia is restored, they rapidly open again. Oysters did not respond to cyclical pH conditions superimposed on diel cycling severe hypoxia. At reduced oxygen conditions, more than one third of the oysters closed simultaneously. We demonstrate that oysters respond to diel-cycling hypoxia, which must be considered when assessing the behavior of bivalves to dissolved oxygen. The valve SGM can be used to assess responses of bivalve molluscs to changes in dissolved oxygen or contaminants. Sealing techniques to better seal the valve gape strain gauges from sea water need further improvement to increase the longevity of the sensors.

A Strain Gauge Monitor SGM for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH

Understanding the behavioral responses of bivalve suspension-feeders to environmental variables, such as dissolved oxygen, can explain some ecosystem processes. We have developed an inexpensive, laboratory-based, strain gauge monitor (SGM) to measure valve gape responses of oysters, Crassostrea virginica, to diel-cycling hypoxia and cyclical pH.

Ein DMS-Monitor (SGM) für Ventil klaffen Dauermessungen in Muscheln Muscheln als Reaktion auf Hypoxie Labor induzierte Diel-Radfahren und pH-Wert

An inexpensive, laboratory-based, strain gauge valve gape monitor (SGM) was developed to monitor the valve gape behavior of bivalve molluscs in response ...

Quantitative and Temporal Control of Oxygen Microenvironment at the Single Islet Level

Simultaneous oxygenation and monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors in a single technique is critical for modeling pathophysiological states of islet hypoxia, especially in transplant environments. Standard hypoxic chamber techniques cannot modulate both stimulations at the same time nor provide real-time monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors. To address these difficulties, we applied a multilayered microfluidic technique to integrate both aqueous and gas phase modulations via a diffusion membrane. This creates a stimulation sandwich around the microscaled islets within the transparent polydimethylsiloxane (PDMS) device, enabling monitoring of the aforementioned coupling factors via fluorescence microscopy. Additionally, the gas input is controlled by a pair of microdispensers, providing quantitative, sub-minute modulations of oxygen between 0-21%. This intermittent hypoxia is applied to investigate a new phenomenon of islet preconditioning. Moreover, armed with multimodal microscopy, we were able to look at detailed calcium and KATP channel dynamics during these hypoxic events. We envision microfluidic hypoxia, especially this simultaneous dual phase technique, as a valuable tool in studying islets as well as many ex vivo tissues.

Microfluidic oxygen control confers more than just convenience and speed over hypoxic chambers for biological experiments. Especially when implemented via diffusion through a membrane, microfluidic oxygen can provide simultaneous liquid and gas phase modulations at the microscale-level. This technique enables dynamic multi-parametric experiments critical for studying islet pathophysiology.

Quantitative und zeitliche Steuerung der Sauerstoff-Mikromilieu in der Einzel-Islet Niveau

Simultaneous oxygenation and monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors in a single technique is critical for modeling pathophysiological ...

Biotechnik

Anaerobic Protein Purification and Kinetic Analysis via Oxygen Electrode for Studying DesB Dioxygenase Activity and Inhibition

Oxygen-sensitive proteins, including those enzymes which utilize oxygen as a substrate, can have reduced stability when purified using traditional aerobic purification methods. This manuscript illustrates the technical details involved in the anaerobic purification process, including the preparation of buffers and reagents, the methods for column chromatography in a glove box, and the desalting of the protein prior to kinetics. Also described are the methods for preparing and using an oxygen electrode to perform kinetic characterization of an oxygen-utilizing enzyme. These methods are illustrated using the dioxygenase enzyme DesB, a gallate dioxygenase from the bacterium Sphingobium sp. strain SYK-6.

Here we present a protocol for anaerobic protein purification, anaerobic protein concentration, and subsequent kinetic characterization using an oxygen electrode system. The method is illustrated using the enzyme DesB, a dioxygenase enzyme which is more stable and active when purified and stored in an anaerobic environment.

Anaerobe Proteinreinigung und kinetische Analyse über Sauerstoff-Elektrode für das Studium DesB Dioxygenase Aktivität und Hemmung

Oxygen-sensitive proteins, including those enzymes which utilize oxygen as a substrate, can have reduced stability when purified using traditional aerobic ...

Biochemie

Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system comprises a chamber featuring a simple setup that is nevertheless robust to induce and maintain a specific oxygen concentration and temperature in any experimental solution of choice. The presented system is very cost-effective but highly functional, it allows induction and sustainment of hypoxia for direct experiments in vivo and for various time periods up to 48 h.
To monitor and study the effects of hypoxia, we have employed two methods - measurement of levels of hypoxia-inducible factor 1alpha (HIF-1&#945;) in whole embryos or specific tissues and determination of retinal stem cell proliferation by 5-ethynyl-2&#8242;-deoxyuridine (EdU) incorporation into the DNA. HIF-1&#945; levels can serve as a general hypoxia marker in the whole embryo or tissue of choice, here embryonic retina. EdU incorporation into the proliferating cells of embryonic retina is a specific output of hypoxia induction. Thus, we have shown that hypoxic embryonic retinal progenitors decrease proliferation within 1 h of incubation under 5% oxygen of both frog and zebrafish embryos.
Once mastered, our setup can be employed for use with small aquatic model organisms, for direct in vivo experiments, any given time period and under normal, hypoxic or hyperoxic oxygen concentration or under any other given gas mixture.

We introduce a novel hypoxic chamber system for use with aquatic organisms such as frog and zebrafish embryos. Our system is simple, robust, cost-effective and allows the induction and sustainment of hypoxia in vivo and for up to 48 h. We present 2 reproducible methods to monitor the effectiveness of hypoxia.

Induktion von Hypoxie im lebenden Frosch und Zebrafisch Embryonen

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and ...

Entwicklungsbiologie

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers (mainly phosphorus concentration and light intensity) and species composition on primary productivity. Primary productivity is mainly driven by light intensity, temperature, availability of nutrients, and distribution of the ionic species of the carbonate system in the respective depths of the euphotic zone. It is a complex system that is very difficult to simulate in the laboratory. This cheap, transportable, and easy-to-build floating barge allows measuring the primary productivity accurately-directly under the actual natural conditions. The methodology is based on measuring the primary productivity in real time using noninvasive oxygen sensors integrated into tightly sealed glass jars, enabling online oxygen flux monitoring and providing new insights into metabolic activities. Detailed seasonal in situ measurements of gross primary productivity of microbial mats (or other benthic organisms) can improve current knowledge of the processes controlling primary productivity dynamics in lentic waters.

A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters

Presented here is a cost-effective and transportable method/facility for measuring the primary productivity of microbial mats under actual in situ environmental temperature and light conditions. The experimental setup is based on widely available materials and can be used under various conditions while offering the advantages of laboratory-based models.

Eine kostengünstige Methode zur Messung der In-situ-Primärproduktivität von Periphytongemeinschaften linsenförmiger Wässer

Measuring the in situ primary productivity of periphyton during the growing season gradient can elucidate the quantitative effect of environmental drivers ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

Verhalten

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, normal development or changes in environmental conditions2-5. Understanding the cellular signaling pathways that are involved in the response to hypoxia could provide new insight into treatment strategies for diverse human pathologies, from stroke to cancer. This goal has been impeded, at least in part, by technical difficulties associated with controlled hypoxic exposure in genetically amenable model organisms.
The nematode Caenorhabditis elegans is ideally suited as a model organism for the study of hypoxic response, as it is easy to culture and genetically manipulate. Moreover, it is possible to study cellular responses to specific hypoxic O2 concentrations without confounding effects since C. elegans obtain O2 (and other gasses) by diffusion, as opposed to a facilitated respiratory system6. Factors known to be involved in the response to hypoxia are conserved in C. elegans. The actual response to hypoxia depends on the specific concentration of O2 that is available. In C. elegans, exposure to moderate hypoxia elicits a transcriptional response mediated largely by hif-1, the highly-conserved hypoxia-inducible transcription factor6-9. C .elegans embryos require hif-1 to survive in 5,000-20,000 ppm O27,10. Hypoxia is a general term for "less than normal O2". Normoxia (normal O2) can also be difficult to define. We generally consider room air, which is 210,000 ppm O2 to be normoxia. However, it has been shown that C. elegans has a behavioral preference for O2 concentrations from 5-12% (50,000-120,000 ppm O2)11. In larvae and adults, hif-1 acts to prevent hypoxia-induced diapause in 5,000 ppm O212. However, hif-1 does not play a role in the response to lower concentrations of O2 (anoxia, operational definition &lt;10 ppm O2)13. In anoxia, C. elegans enters into a reversible state of suspended animation in which all microscopically observable activity ceases10. The fact that different physiological responses occur in different conditions highlights the importance of having experimental control over the hypoxic concentration of O2.
Here, we present a method for the construction and implementation of environmental chambers that produce reliable and reproducible hypoxic conditions with defined concentrations of O2. The continual flow method ensures rapid equilibration of the chamber and increases the stability of the system. Additionally, the transparency and accessibility of the chambers allow for direct visualization of animals being exposed to hypoxia. We further demonstrate an effective method of harvesting C. elegans samples rapidly after exposure to hypoxia, which is necessary to observe many of the rapidly-reversed changes that occur in hypoxia10,14. This method provides a basic foundation that can be easily modified for individual laboratory needs, including different model systems and a variety of gasses.

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

This paper details how to use continuous-flow hypoxia chambers to generate atmospheres with defined concentrations of O2 to understand biological responses to decreased O2. This system is easy to setup and maintain, and flexible enough to suit a wide range of O2 concentrations and model systems

Erstellen Definierte gasförmigen Umgebungen, um die Auswirkungen von Hypoxie auf Studieren<em&gt; C elegans</em

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, ...

Biologie

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages as well as by the availability of genetic mutants and transgenic strains expressing a myriad of fusion proteins1-4. In addition, dynamic processes such as cell division can be viewed using fluorescently labeled reporter proteins. The study of mitosis can be facilitated through the use of time-lapse experiments in various systems including intact organisms; thus the early C. elegans embryo is well suited for this study. Presented here is a technique by which in vivo imaging of sub-cellular structures in response to anoxic (99.999% N2; &lt;2 ppm O2) stress is possible using a simple gas flow through setup on a high-powered microscope. A microincubation chamber is used in conjunction with nitrogen gas flow through and a spinning disc confocal microscope to create a controlled environment in which animals can be imaged in vivo. Using GFP-tagged gamma tubulin and histone, the dynamics and arrest of cell division can be monitored before, during and after exposure to an oxygen-deprived environment. The results of this technique are high resolution, detailed videos and images of cellular structures within blastomeres of embryos exposed to oxygen deprivation.

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Described here is an in vivo technique to image sub-cellular structures in animals exposed to anoxia using a gas flow through microincubation chamber in conjunction with a spinning disc confocal microscope. This method is straightforward and flexible enough to suit a variety of experimental parameters and model systems.

Verwendung von Zeitraffer-Mikroskopie zur Anoxie-induzierten Suspended Animation in Visualisieren<em&gt; C. elegans</em&gt; Embryonen

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages ...

Adaption der Mikrorespirometrie für Drosophila - Einblicke in den CASK-Mutantenstoffwechsel

Measuring O2 Consumption in Drosophila melanogaster Using Coulometric Microrespirometry

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable environment. A coulometric microrespirometer consists of an airtight chamber in which O2 is consumed and the CO2 produced by the organism is removed by an absorbent medium. The resulting pressure decrease triggers electrolytic O2 production, and the amount of O2 produced is measured by recording the amount of charge used to generate it. In the present study, the method has been adapted to Drosophila melanogaster tested in small groups, with the sensitivity of the apparatus and the environmental conditions optimized for high stability. The amount of O2 consumed by wildtype flies in this apparatus is consistent with that measured by previous studies. Mass-specific O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and known to be less active, was not different from congenic controls. However, the small size of CASK mutants resulted in a significant reduction in O2 consumption on a per-fly basis. Therefore, the microrespirometer is capable of measuring O2 consumption in D. melanogaster, can distinguish modest differences between genotypes, and adds a versatile tool for measuring metabolic rates.

Autor im Rampenlicht: Einfluss der Temperatur auf Drosophila melanogaster und wüstenangepasste Käfer 

Coulometric respirometry is ideal for measuring the metabolic rate of small organisms. When adapted for Drosophila melanogaster in the present study, measured O2 consumption was within the range reported for wildtype D. melanogaster by previous studies. Per-fly O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and less active, was significantly lower than the wildtype.

Messung desO2-Verbrauchs in Drosophila melanogaster mittels coulometrischer Mikrorespirometrie

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable ...

Ein einfacher Ansatz zur Manipulation von gelöstem Sauerstoff für Tierverhaltensbeobachtungen

Zusammenfassung

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Die Benthic Austausch von O

Ein DMS-Monitor (SGM) für Ventil klaffen Dauermessungen in Muscheln Muscheln als Reaktion auf Hypoxie Labor induzierte Diel-Radfahren und pH-Wert

Quantitative und zeitliche Steuerung der Sauerstoff-Mikromilieu in der Einzel-Islet Niveau

Anaerobe Proteinreinigung und kinetische Analyse über Sauerstoff-Elektrode für das Studium DesB Dioxygenase Aktivität und Hemmung

Induktion von Hypoxie im lebenden Frosch und Zebrafisch Embryonen

Eine kostengünstige Methode zur Messung der In-situ-Primärproduktivität von Periphytongemeinschaften linsenförmiger Wässer

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

Erstellen Definierte gasförmigen Umgebungen, um die Auswirkungen von Hypoxie auf Studieren

Verwendung von Zeitraffer-Mikroskopie zur Anoxie-induzierten Suspended Animation in Visualisieren

Messung des_{O2-Verbrauchs} in Drosophila melanogaster mittels coulometrischer Mikrorespirometrie