Микрокапли с фазовым переходом в оболочке диметилдиоктадециламмония как перспективная система доставки лекарств: результаты на 3D-сфероидах опухолевых клеток млекопитающих

Микрокапли декафторпентана, разработанные с оболочкой из бромида диметилдиоктадециламмония, продемонстрировали исключительную коллоидную стабильность и актрактивный биоинтерфейс. ДДАБ-МД оказались эффективными лекарственными резервуарами, характеризующимися высоким сродством к плазматическим мембранам в сочетании с повышенным поглощением и противоопухолевой активностью доксорубицина в отношении трижды негативного рака молочной железы человека (MDA-MB-231) 3D-модель.

Значительное улучшение микрокапель перфторуглеродов (МД) с фазовым переходом в обширном тераностическом сценарии происходит за счет оптимизации состава МД с точки зрения эффективности синтеза, стабильности и возможности доставки лекарств. С этой целью были разработаны декафторпентановые (ДФП) МД, стабилизированные оболочкой из катионного поверхностно-активного вещества диметилдиоктадециламмония бромида (ДДАБ). Высокая концентрация DDAB-MD была легко получена в течение нескольких секунд с помощью импульсного мощного инсонирования, что привело к образованию капель с низкой полидисперсностью размером 1 мкм. Высокий положительный потенциал ζ вместе с длинными насыщенными углеводородными цепочками оболочки DDAB являются ключевыми факторами стабилизации капли и содержащегося в ней фармацевтического груза. Высокое сродство оболочки DDAB с клеточной плазматической мембраной позволяет осуществлять локализованную химиотерапию за счет увеличения концентрации препарата на границе опухолевых клеток и усиления поглощения. Это превратит DDAB-MD в релевантный инструмент доставки лекарств, проявляющий высокую противоопухолевую активность при очень низких дозах препарата.

В данной работе показано, что эффективность такого подхода значительно улучшает действие доксорубицина в отношении 3D-сфероидов опухолевых клеток млекопитающих, MDA-MB-231. Использование трехмерных (3D) клеточных культур, разработанных в виде многоклеточных опухолевых сфероидов (т.е. плотно упакованных клеток сферической формы), имеет множество преимуществ по сравнению с 2D-культурами клеток: в дополнение к потенциалу преодоления разрыва между традиционными исследованиями in vitro и испытаниями на животных, это улучшит способность выполнять более прогностические исследования in vitro скрининговые анализы для доклинической разработки лекарственных препаратов или оценки потенциала препаратов офф-лейбл и новых стратегий совместного таргетирования.

Векторы доставки лекарств, способные обеспечить высокую противоопухолевую эффективность и уменьшить побочные эффекты, являются основными целями, оставаясь при этом серьезной химико-фармацевтической проблемой ^1,2. На сегодняшний день их прогресс ограничен на первых порах контрастом между недостаточным высвобождением препарата in situ и критическим уровнем неспецифической токсичности ^3,4,5. В последние годы было внедрено несколько систем доставки лекарств для улучшения введения противоопухолевых агентов, включая липосомы, полимерные мицеллы, полимерсомы 6,7,8,9,10. Эти системы демонстрируют потенциал в увеличении времени циркуляции и селективности лекарственных препаратов, одновременно уменьшая их распределение и накопление в здоровых органах и тканях. В любом случае, инкапсулированные составы противоопухолевых химиотерапевтических препаратов, таких как антрациклины, привели к значительному снижению эффективности интернализации лекарств. В последнее время микронные и субмикронные носители, реагирующие на стимулы, такие как микропузырьки¹¹, микрокапли, гибридные наночастицы золота¹², наногидрогели¹³, скаффолды PLGA и мезопористые платформы¹⁴, завоевывают фармакологический интерес благодаря своей высокой универсальности в нацеливании и оказании ингибиторных эффектов опухоли с использованием доксорубицина (Dox) и доцетаксела. Новаторские эксперименты по превращению этих носителей в эффективных противораковых солдат для мультимодальных задач (т.е. химиотерапевтических, фототермических и генно-синергетических подходов) и молекулярной^{визуализации15} проложили путь к персонализированной тераностиической наномедицине.

В этом сценарии перфторуглеродные микрокапли (МД) с фазовым переходом были оценены через ключевая возможность, которую они предлагают для сопряжения с высокой нагрузкой на лекарственные препараты, химическая универсальность оболочки МД, направленная на преодоление биологических барьеров, коллоидная стабильность и эффективность синтеза^11,12. В качестве дополнительного преимущества, эхогенность МД, обеспечиваемая акустической или оптической испарением ядра перфторуглерода (ПФУ), позволяет получить визуализацию in situ и многообещающую терапевтическую эффективность. Кроме того, испарение ядра МД, полученное за счет высвобождения энергии пучков ионизирующих частиц, может быть использовано для слежения за пучком и дозиметрии облучения.

Целью настоящего исследования является разработка микрокапель декафторпентана (ДФП), стабилизированных многократно используемой оболочкой катионного поверхностно-активного вещества диметилдиоктадециламмония бромида (ДДАБ). Скорлупчатые MD DDAB отвечают как физико-химическим, так и биологическим ожиданиям. Было продемонстрировано, что микрокапли на основе DFP являются ценными контрастными агентами с фазовым переходом для получения биосовместимых и стабильных перфторуглеродных MD¹⁶. Кристаллический гель DDAB насыщает длинные цепи при физиологической температуре, глубоко проникая в гидрофобное ядро, стабилизируя каплю и находящийся в ней груз препарата. Кроме того, высокий положительный потенциал ζ на границе раздела воды повышает коллоидную стабильность МД. Биологическая привлекательность поверхности оболочки DDAB заключается в способности вызывать гибель бактерий и грибов в концентрациях, которые практически не влияют на клетки млекопитающих, а также связывать плазматические мембраны, отрицательно заряженные антигенные белки, нуклеотиды, ДНК или наночастицы. Вышеупомянутые особенности могут быть использованы для получения замечательного иммуноадъювантного, генной терапии и противоопухолевого действия^{в клетках} млекопитающих.

Описанные в настоящем документе DDAB-MDs (Dox@DDAB-MDs), загруженные Dox, способствуют высвобождению препарата против высокоагрессивных, инвазивных и низкодифференцированных клеток тройного негативного рака молочной железы. Ниже описан простой и быстрый протокол, основанный на мощном зондовом созвучии, для получения стабильных DDAB-MD с высокой плотностью и узким распределением по размерам с высокой эффективностью загрузки Dox в одноступенчатой формуле. Такие характеристики конкурентоспособны даже для других методов приготовления, таких как микрофлюидные устройства и гомогенизаторы с большими сдвиговыми^{усилиями16}.

Другой важный ограничивающий вопрос при проектировании эффективных векторов доставки лекарственного средства заключается в том, что активность лекарственного препарата является функцией различных параметров (например, абсорбции, распределения, концентраций), получаемых в реальной биологической мишени, которые не могут быть учтены с помощью моделей монослойных клеток¹⁸. По этой причине история разработки новых противоопухолевых препаратов изобилует исследованиями in vitro, которые, к сожалению, оказались неэффективными уже на уровне доклинических моделей на животных^.

В частности, необходимость перехода от клеточных культур к более сложной и надежной системе, чем исследования in vivo и ex vivo, связана с присущими фармакологическим исследованиям 2D-культур ограничениями. В этом контексте включены 3D-системы in vitro, такие как сфероиды, органоиды, органоиды-на-чипе, которые моделируют морфологию, активность и физиологическую реакцию более сложных структур, чем двумерные монослои²⁰. С доклинической точки зрения, 3D-модели клеток, имитирующие клеточное микроокружение, дают возможность лучше понять сложную биологию в физиологически более актуальных рамках, в которых традиционные монослойные культуры^{неэффективны.}

После доказательства того, что DDAB-MDs могут взаимодействовать с клеточной мембраной клеток рака молочной железы человека, способствуя интернализации препарата и гибели клеток при очень низкой (наномолярной) концентрации Dox, была проверена эффективность такой методики в отношении 3D-сфероидов опухолевых клеток млекопитающих, MDA-MB-231.

ПРИМЕЧАНИЕ: Все реагенты и инструменты перечислены в Таблице материалов.

1. Изготовление и определение характеристик микрокапель

1. Подготовка DDAB-MD с докс-загрузкой
   1. Растворите порошок DDAB в этаноле до получения конечной концентрации 10 мМ и конечного объема 1 мл. Приготовьте 1 мл стокового раствора Dox, растворив в этаноле 2 мг порошка Dox.
      ВНИМАНИЕ: Известно, что Dox обладает острой пероральной токсичностью, категория 4 и канцерогенностью, категория 1B. Используйте только под вытяжным шкафом в перчатках и маске здоровья.
   2. Добавьте 250 мкл DFP в 300 мкл раствора DDAB (масляная фаза) в пластиковую градуированную центрифужную пробирку объемом 15 мл.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Чистота DFP составляет 60% (GC), плотность 1,6 г/мл (20 °C), температура кипения 55 °C. Чистота Dox составляет 98,0-102,0% (ВЭЖХ). Чистота DDAB составляет ≥98% (TLC). Чистота этанола составляет 97%.
   3. Аккуратно добавьте 2,15 мл деионизированной воды в масляную фазу, в результате чего получится двухфазная смесь воды и масла. Осторожно введите 10 мкл раствора Dox непосредственно в масляную фазу непосредственно перед инсонацией, чтобы избежать разделения значительного количества Dox в водной фазе.
   4. Эмульгирование двухфазной смеси путем зондовой инсонации (с титановым коническим микронаконечником 1/8 дюйма) с помощью высокоинтенсивной ультразвуковой жидкостной процессорной аппаратуры в импульсном режиме (0,7 с Вкл и 0,3 с Выкл) при частоте 20 кГц, 100 Вт в течение 10 с. Немедленно разбавьте свежеприготовленные МД ультрафильтрованной, деионизированной водой (например, MilliQ) в 1,8 раза.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Коэффициент разбавления является ориентировочным, выбранным опытным путем. Раствор MDs можно разбавлять больше, если при последующих центрифугировании будет получено достаточное количество гранул.
   5. Возьмите 1 мл полученной суспензии и центрифугируйте 3х, повторно суспендируя в ультрафильтрованной, деионизированной воде (например, MilliQ) для удаления избытка Dox и этанола. Первое центрифугирование проводят при 25 °C, 360 x g в течение 3 минут, а второе и третье — при 280 x g при той же температуре и времени.
   6. После последней промывки удалить надосадочную жидкость и набрать 5 мкл гранул и диспергировать их в 2 мл среды для обработки клеток, получив эквивалентную концентрацию Dox 10 нМ. Протокольные этапы синтеза Dox@DDAB-МД показаны на рисунке 1.
      Примечание: Эквивалентная концентрация Dox определяется как количество свободного Dox, содержащееся в том же объеме суспензии Dox@DDAB-MD.
2. Определение характеристик DDAB-MD, загруженных Dox
   1. Измерьте распределение по размерам с помощью фотометра с динамическим рассеянием света (DLS) и проанализируйте полученные коррелограммы с помощью алгоритма CONTIN, чтобы экстраполировать связанные с этим времена распада. Затем используйте время распада для определения распределения коэффициентов диффузии частиц (D) и преобразуйте их в распределение гидродинамических диаметров (2R_H) с использованием соотношения Стокса-Эйнштейна R_H = k_{B T}/6πηD, где k_BT — тепловая энергия системы, а η вязкость растворителя.
   2. Проверьте размер и распределение по размерам также с помощью светлопольной микроскопии с программным обеспечением для анализа изображений (например, Image J), измеряя размер не менее 100 капель на кадр (для 3 или 4 кадров), получая среднее значение и стандартное отклонение.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для измерений DLS разбавляйте раствор MDs в ультрафильтрованной, деионизированной воде (например, MilliQ), PBS и в среде для клеточных культур, чтобы избежать обратного рассеяния до фиксированной концентрации 1,5 x 10⁸ MDs/мл. Для ультрафильтрованной, деионизированной воды и PBS в среде для культивирования клеток получены средние значения размеров 1,1 ± 0,1 мкм, 1,1 ± 0,25 мкм и 1,2 ± 0,2 мкм соответственно. МД, извлеченные из гранул, после центрифугирования не показывают никаких изменений в размерах в пределах погрешностей.
   3. Используйте предметное стекло камеры для подсчета клеток для микроскопии, чтобы оценить концентрацию МД. Камера состоит из двух различных счетных зон толщиной 0,10 мм. Поместите 10 μл суспензии MDs над камерой. Подсчитайте MD внутри камеры 0,25 x 0,25 нм² квадрата с помощью оптического микроскопа с объективом с 40-кратным расстоянием и проанализируйте с помощью бесплатного программного обеспечения для анализа изображений.
   4. Рассчитаем концентрацию МД, выраженную в количестве МД/мл, по формуле:
      
   5. Проверьте интернализованные изображения Dox с помощью конфокального лазерного сканирующего микроскопа (CLSM), использующие автофлуоресценцию Dox на длине волны 590 нм. Измерьте содержание Dox с помощью флуориметрического анализа, диспергируя частицы в ультрафильтрованной, деионизированной воде или PBS, центрифугируя их при 25 °C, 360 x g в течение 3 мин, а затем определяя количество свободного лекарственного средства путем оценки флуоресценции надосадочной жидкости при 590 нм с калибровочной кривой (диапазон линейности для концентрации Dox: 2-20 моль/мл, R² = 0,99).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Вычтите полученное значение из общей концентрации Dox для получения инкапсулированного количества Dox. Проведите эксперимент в трех экземплярах. Эффективность инкапсуляции Dox составляет 28% ± 2%, рассчитанная путем деления количества препарата Dox в MD на общее содержание используемого Dox.
   6. Проведите эксперименты по высвобождению Dox с течением времени, центрифугируя и повторяя процедуру в соответствии с шагом 1.2.3 , чтобы получить процентное содержание Dox, высвобождаемого в надосадочной жидкости, по отношению к числу инкапсулированных. После первого определения повторите процедуру, уменьшив скорость центрифугирования до 280 x g , чтобы избежать разрушения MD. Постройте кривую высвобождения с течением времени. Убедитесь, что концентрация Dox, выделяемого в течение 24 ч в надосадочной жидкости, достигает максимума 20%.
   7. Измерьте потенциал ζ при 37 °C с помощью специального прибора (например, NanoZetaSizer) и убедитесь, что полученные значения составляют около 90-100 мВ.

2. Изготовление сфероидов в микроформованных неадгезивных подложках

1. Литье микроформ
   1. Поместите небольшие 3D формочки и 1 г чистого агарозного порошка в емкости, пригодные для стерилизации. Автоклавируйте их в течение 30 минут в сухом режиме (121 °C).
   2. В шкафу для биобезопасности добавьте 50 мл 0,9% солевого раствора (NaCl) в стеклянную бутылку, содержащую стерилизованную агарозу, и поместите ее в микроволновую печь для кипячения и растворения порошка. Дайте расплавленной агарозе остыть до 60 °C и добавьте 500 μL в каждую микроформу, избегая образования пузырьков при пипетировании.
      ПРЕДУПРЕЖДЕНИЕ: Расплавленная агароза может вызвать серьезные ожоги кожи. Необходимы соответствующие средства индивидуальной защиты.
   3. Удалите гелеобразную агарозу, осторожно согнув форму и удалив вновь образовавшуюся подложку. Выложите субстраты в 12-луночный планшет и добавьте 2 мл свежей питательной среды на лунку. Инкубируйте не менее 15 минут, чтобы сбалансировать каждый субстрат.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Заранее подготовьте питательную среду и пропустите ее через фильтр 0,22 мкм для удаления возможных частиц или загрязняющих веществ.
2. Затравка клеток
   1. Культивирование клеток MDA-MB 231 с полной средой (DMEM с добавлением 1% Pen/Strep, 10% FBS и 1% L-Glu) в инкубаторе для клеточных культур при 37 °C, 5% CO₂. Когда клетки достигнут примерно 80% слияния в колбе T75, выбросьте среду, промойте 4 мл DPBS и добавьте 3 мл трипсина/ЭДТА. Поместите колбу в инкубатор и дождитесь отделения ячеек. Осматривайте отслоение под инвертированным микроскопом (при 20-кратном увеличении) каждые 5 минут.
   2. Соберите отделенные клетки с 3 мл DPBS с 10% FBS в пробирку объемом 15 мл и центрифугируйте при 235 x g в течение 10 минут. Выбросьте надосадочную жидкость, содержащую как DPBS, так и трипсин/ЭДТА, и повторно суспендируйте клеточные гранулы в 3 мл свежей среды. Пипетируйте 10 мкл клеточной суспензии с 10 мкл трипансиня и подсчитайте клетки с помощью камеры Нейбауэра.
      ПРИМЕЧАНИЕ: При заборе клеток нейтрализуйте трипсин/ЭДТА с помощью DPBS, содержащего 10% FBS, чтобы предотвратить повреждение клеток трипсином на этапе центрифугирования.
   3. Чтобы получить номинальный диаметр сфероида 50 мкм (~15 клеток/сфероид), разбавьте клеточную суспензию до конечной концентрации 3840 клеток/190 мкл, в результате чего в малой форме образуется 256 сфероидов. В качестве альтернативы, для диаметра сфероида 200 мкм (~ 1 000 клеток/сфероид) разбавьте до конечной концентрации 81 000 клеток/190 мкл, в результате чего в большой форме образуется 81 сфероид, в соответствии с инструкциями производителя.
   4. Извлеките питательную среду из 12-луночного планшета и наклоните субстрат, чтобы осторожно извлечь среду из камеры посева клеток. Добавьте по 190 мкл клеточной суспензии в каждый субстрат (по каплям) и подождите, пока клетки осядут в течение 10 минут в инкубаторе для тканевых культур.
   5. Добавьте 2 мл окружающей среды в лунку и поместите мультилунку обратно в инкубатор. Проверяйте образование сфероидов каждые 24 часа. При необходимости замените на свежий носитель.
3. Заготовка и переработка сфероидов
   1. Поместите в инкубатор чашку Петри диаметром 35 мм, содержащую 2 мл свежей среды, для равновесия на 10-15 минут.
   2. Удалите среду для культивирования клеток, окружающую субстрат. Стерильным пинцетом извлеките субстрат из лунки и переверните его в чашке Петри. Аккуратно постучите по дну субстрата, чтобы сфероиды упали под действием силы тяжести.
   3. Поместите чашку Петри, содержащую сфероиды, обратно в инкубатор для дальнейшей обработки. Протокольные этапы изготовления сфероидов показаны на рисунке 2.

3. Сфероидальная обработка

1. Извлеките надосадочную жидкость из формы и замените ее 200 мкл дисперсии Dox@DDAB-MDs, приготовленной, как описано в пункте 1.1.6.
2. Через 5 минут добавьте 2 мл окружающей среды для балансировки. По истечении желаемого времени обработки приступайте к выполнению шага 2.1.

4. Характеристика размеров и морфологии сфероидов

1. Проверьте размер сфероида после желаемого времени инкубации с помощью объектива с 40-кратным увеличением в сочетании с программным обеспечением для обработки изображений микроскопа.
2. Измерьте размер не менее 10 сфероидов, чтобы собрать достаточно данных для подходящей статистики и проанализировать их объемы, как указано на шаге 7.

5. Анализ пролиферации/жизнеспособности: флуоресцентная микроскопия с окрашиванием живых клеток

ПРИМЕЧАНИЕ: Следуйте инструкциям по изготовлению сфероида до шага 2.2.5.

1. Извлеките надосадочную жидкость из формы и замените ее 200 мкл кальцеина-AM 4 мкМ в PBS и инкубируйте в течение 3 ч при комнатной температуре в темноте. В течение последних 20 минут инкубации добавьте 10 мкг/мл йодида пропидия для окрашивания мертвых клеток.
2. Соберите сфероиды, инвертировав субстрат в чашку Петри в соответствии с шагом 2.3.2.
3. Визуализируйте сфероиды в окрашивающем растворе с помощью CLSM с объективами 40x/60x и лазером Ar+, устанавливая усиление и отверстие соответствующим образом для получения сфокусированных изображений.

6. Анализ и получение изображений

1. Просвечивающие и конфокальные 2D изображения
   1. Откройте конфокальную программу (Дополнительный файл А) и выберите объектив (60x, 40x и т.д.). На правой панели нажмите на кнопку Trans , чтобы выбрать канал передачи.
   2. Нажмите « Live», чтобы визуализировать изображение и найти оптимизированный фокус. Нажмите на кнопку «Одиночный », чтобы остановить захват.
   3. Для получения конфокальных изображений нажмите на красный или зеленый лазерные каналы в зависимости от используемого флуоресцентного красителя. В разделе обскуры выберите S-апертура в выпадающем меню и установите секцию усиления на 6,00 В.
   4. Нажмите на кнопку Live и установите отверстие для отверстия, диафрагму и усиление для оптимизации контраста. Нажмите на кнопку «Одиночный », чтобы остановить захват и сохранить изображение. Перекрывайте пропускающее и конфокальное изображение, выбрав правильный канал на верхней панели инструментов.
2. Конфокальные 3D изображения
   1. Нажмите на Z на правой панели (Дополнительный файл B). Нажмите на красную кнопку, чтобы сбросить настройки.
   2. Выберите раздел Ref , нажмите Live и найдите медианный план внутри объекта, перемещающего фокус. Выберите раздел « Верх» и перемещайте фокус вверх до тех пор, пока объект не выйдет из фокуса и не исчезнет.
   3. Повторите шаг 6.2.2 для нижней части, перемещаясь вниз по фокусу.
   4. Установите размер шага на 0,75 μм. Нажмите на Z-stack , а затем на Single, чтобы начать сканирование. Сохраните изображения в .ics формате.
3. Оптические изображения и анализ
   1. Откройте программное обеспечение оптического микроскопа, сделайте снимок с 40-кратным длинным фокусом или 20-кратным объективом, нажав кнопку воспроизведения на верхней панели инструментов. Нажмите Стоп и сохраните изображение.
   2. На верхней панели инструментов нажмите на Вид, Управление анализом, Аннотации и Измерения, открыв панель с различными опциями (Дополнительный файл C). На панели «Аннотации и измерения» выберите «Полуось» и нажмите «Эллипс».
   3. В окне «Поиск изображений» найдите ось, которая лучше всего соответствует форме объекта, и нажмите клавишу Enter на клавиатуре, чтобы перенести полученное значение на таблицу правой панели.
   4. Повторите шаг 6.3.3 не менее чем для 10 объектов, чтобы получить достаточные данные. Нажмите « Экспортировать в таблицу данных Excel », чтобы экспортировать данные и сохранить их.
4. Визуализация изображений 3D Z-Stack и численный расчет объема
   1. Откройте 3D-изображение, полученное с помощью конфокальной микроскопии в программном обеспечении оптического микроскопа (дополнительный файл D).
   2. Чтобы увидеть 3D-реконструкцию, нажмите на кнопку «Показать объемный вид » на панели инструментов изображения; Объект можно поворачивать в любом направлении, нажимая левую кнопку мыши. Чтобы выбрать часть громкости, продолжайте нажимать клавиши ctrl + левая кнопка мыши (Дополнительный файл E).
   3. Нажмите кнопку x на клавиатуре, чтобы сделать снимок 3D-изображения и сохранить его.
   4. Чтобы рассчитать объем объекта, нажмите на кнопку Измерить, 3D измерения объекта, открыв панель (Дополнительный файл, Изображение F). Нажмите на панель инструментов Define 3D threshold и установите оптимизированный порог, используя также плавные и чистые фильтры (Supplementary File, Image G). Нажмите на кнопку ОК, чтобы получить на панели измерений 3D объекта различные параметры, в том числе и объем.
   5. Нажмите « Экспорт в Excel », чтобы экспортировать данные и сохранить их.

7. Анализ данных сфероида

1. Для расчета объема сфероидов аппроксимируйте 3D-структуру с помощью вытянутого эллипсоида, оценивая большую и малую ось через 2D-проекцию, как показано на вставке на рисунке 3.
2. Проверьте приближение вытянутого эллипсоида путем сравнения объема, вычисленного численно, как показано на шаге 6.4 , и формулы вытянутого объема эллипсоида с b>a=c, где a, b и c — ось эллипсоида).
3. Рассчитайте средний объем не менее 10 сфероидов и соответствующие стандартные отклонения. Если объемное распределение сфероида нормальное, примените тест Диксона, чтобы определить и отклонить значение выброса. После этого рассчитайте объемное отношение между обработанным материалом и образцами вместе с распространением ошибок, как показано на рисунке 6A.

Dox@DDAB-MD были разработаны в соответствии с протоколом (раздел 1), схематически описанным на рисунке 1. Полученные МД изготовлены из монослоя DDAB, инкапсулирующего ядро DFP (рис. 1A). Катионный заряд DDAB и процедура ультразвуковой обраб?...

Для повышения эффективности антрациклинов в качестве противоопухолевых препаратов в данной работе представлено образование оболочечных капель ПФК DDAB, инкапсулирующих химиотерапевтический препарат доксорубицин (Dox), и эффект взаимодействия такой композиции с высо?...

Конфликт интересов: Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Права человека и животных: Эта статья не содержит никаких исследований с участием людей или животных, проведенных кем-либо из авторов.

Эта работа получила финансирование в рамках программы исследований и инноваций Европейского Союза «Горизонт 2020» в рамках грантового соглашения AMPHORA (766456).