Name: a neonatal mouse spinal cord compression injury model
Uploaded: 2016-03-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 31 s
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This work has been supported by grants from the South-Eastern Norway Regional Health Authority (JLB, 2014119; JCG, project numbers 2015045 and 2012065), by the Norwegian Research Council (JCG, project number 23 00 00) and the University of Oslo.

Este protocolo experimental foi aprovado pela Autoridade Nacional de Pesquisa Animal da Noruega (Forsøksdyrutvalget, número local experimental aprovação 12,4591) em conformidade com os regulamentos da União Europeia de cuidados de animais (Associação Ciência Animal Federação Laboratório Europeu). Foram feitos esforços para minimizar o número de animais utilizados e seu sofrimento. Neste artigo, o procedimento utilizado em pós-natal (P) dia 1 de tipo selvagem ICR (imprinting Região de Controle) ratinhos (Jackson, EUA) é descrito mas a mesma abordagem pode também ser utilizado em fases posteriores. 1. Construção de um sistema de anestesia de gás para ratos Neonatal (Figura 1) <ol><li> Construir um nariz-máscara a partir da ponta de uma seringa. Conecte-o ao 3-way válvula com tubo de plástico (Figura 1 - tubo vermelho e Figura 2A1). </li><li> Perfurar um pequeno furo no lado da máscara nariz e ligar esta para tubos de plástico para remover o excesso de gás a partir damáscara. Terminar a tubagem, quer a uma bomba de vácuo ajustado para uma pressão ligeiramente negativa, ou numa hotte (Figura 1 - tubo verde-claro). </li><li> Realizar uma câmara de anestesia de um x 25 mm de plástico de Petri 150 mm (Figura 2A2). <ol><li> De um lado, fazer um buraco grande o suficiente para acomodar a cabeça do rato ea máscara nariz. </li><li> No lado oposto, faça dois furos menores por meio do qual os tubos de plástico de e para a máscara do nariz podem ser inseridos (figura 1 - tubulação vermelho e verde brilhante, respectivamente). </li><li> Adicione um terceiro orifício na parte superior da tampa e se ligar a este um terceiro tubo de plástico que termina na bomba de vácuo (Figura 1 - tubo verde-escuro). O objectivo deste terceiro tubo é para assegurar que qualquer excesso de gás, que não foi captada pela saída do nariz máscara é removida. </li></ol></li><li> Criar uma câmara de sono, fazendo um buraco no fundo de qualquer tipo de prato de laboratório que é suficientemente grande para Contain o rato e tem uma borda lisa e uniforme (na abertura do prato deve estar nivelada com a tabela para evitar fugas de gás). Ligue o orifício na câmara até a torneira de 3 vias com tubo de plástico (Figura 1 - tubo castanho). Coloque a câmara de dormir sob uma coifa. </li><li> Conectar uma torneira de passagem de 3 vias para o tubo de saída do vaporizador (Figura 1 - tubo amarelo e Figura 2A3). </li><li> Ligue a entrada do vaporizador para o fornecimento de oxigénio (Figura 1 - tubo azul). </li></ol> 2. A modificação de um Yasargil temporária Aneurysm Mini-clip para criar a ferramenta de compressão (Figura 2 e Tabela 1) <ol><li> Apor o clipe firmemente a um carrinho com uma braçadeira. Usando uma lupa binocular para controle visual, arquivo para baixo da superfície exterior da ponta de cada lâmina de clipe para uma espessura final de cerca de 150 um, utilizando uma pedra de afiar montado sobre uma broca (Figura 2B e C). </li&gt; <li> Adicione uma rolha para o clipe por corte de um curto troço de tubo de polietileno capilar (Tabela 1) sob um estereomicroscópio usando um micro-faca (Tabela 1), e colocar este em uma das lâminas (Figura 2A4 e as Figuras 2B e C). Isso impede o fechamento completo do clipe e cria dimensões compressão padronizados. Quando o clipe estiver fechou a distância interblade é de cerca de 230 um. Fazer uma nova rolha para cada experiência como o material de polietileno pode comprimir durante a sua utilização, o que alteraria o espaço interblade. Nota: A tensão da mola de aperto diminui ao longo do tempo tais que, após cerca de 80 compressões o clipe não fecha totalmente a rolha e necessita de ser substituída. </li></ol> 3. Preparação antes da cirurgia <ol><li> Colocar o rato na câmara de sono (Figura 1) e iniciar a anestesia com isoflurano a 4% (Figura 2A5 </strong&gt;) Vaporizado em oxigénio puro, usando um vaporizador (Figura 2A3 e Tabela 1). </li><li> Teste o reflexo de retirada do mouse por beliscar suavemente a web de pele entre os dedos dos pés com uma fina pinça de plástico. Faça isso com cuidado como ratos recém-nascidos são facilmente feridos. Beliscar resultados muito duras em hematomas imediata. Se efectuar este ensaio, no início da sedação desencadeia o reflexo e fornece uma boa indicação da quantidade de força necessária. </li><li> Uma vez que o reflexo é abolido, remova o mouse da câmara de sono e colocá-lo em uma posição propensa na mesa de operação com o focinho inserido no nariz máscara que proporciona um fornecimento contínuo de 4% de isoflurano misturado com oxigênio puro (Figura 1). Certifique-se de que a almofada de aquecimento está ligado e definido para 37-38 ° C como hipotermia durante a cirurgia pode ser fatal. </li><li> Para obter analgesia completa, injectar por via subcutânea de 50 uL de anestésico local bupivacaína (2,5 mg / ml, <strong&gt; Figura 2A6) no local da cirurgia (nas experiências relatadas aqui, isto é ao nível torácico (T) 9-T11). Usar uma seringa de insulina (300 ul, 30 g, Figura 2A7 e Tabela 1) para executar a injecção. </li><li> Reduzir a concentração de isoflurano entregue ao nariz máscara para 1-2%. </li></ol> 4. Dorsal Laminectomy <ol><li> Realizar a cirurgia sob controle microscópico. </li><li> Depois de limpar a área de cirurgia com gluconato de clorexidina (Tabela 1 # 19) durante pelo menos 30 segundos, fazer um 1-2 mm incisão cutânea transversal em T9-T11 usando um microlanceta (Figura 2A8). Nota: Em ratinhos ICR neonatal a porção rostral do estômago, visível quando contém leite, está de frente para os níveis vertebrais T12-T13 (Figura 3). Outro marco é a parte rostral do agregado tecido adiposo subcutâneo torácica que termina em cerca de T8-9. Este marco é visível somente após incisão na pele. </li><li&gt; utilize uma pinça (Figura 2A9 e A10) para aumentar a abertura da pele numa direcção transversal para 8-9 mm, puxando a pele suavemente rostral e caudal (a pele rasga facilmente, criando uma ferida suave e linear). Isto proporciona acesso lateral suficiente para a coluna vertebral. </li><li> Retrair as bordas da incisão da pele a partir de estruturas subjacentes através da inserção de peças estéreis de esponja de gelatina hemostática (Figura 2A11 e Tabela 1) por via subcutânea rostral e caudal para a incisão. Isto aumenta a abertura e impede a pele de retracção e obscurecendo a área durante a cirurgia. A esponja de gelatina hemostática não necessita de ser embebido em solução salina, antes da utilização. </li><li> Para expor a coluna vertebral, dissecar os músculos paravertebrais, usando tesouras finas (Figura 2A12, e Tabela 1). Corte os anexos dos músculos para a coluna vertebral e expor a lâmina (Figura 4A). Nãoe também que, nesta fase do processo espinhal é subdesenvolvido. </li><li> Identificar a linha média e cortar transversalmente entre as duas lâminas (que, nesta fase, é cartilaginoso) com tesouras finas (Figura 4B). Coloque cuidadosamente uma lâmina de uma fina fórceps entre a lâmina e a dura-máter (Figura 4C), segure a lâmina com a pinça e levante-o cuidadosamente até um pedaço quebra, deixando a dura-máter intacta (Figura 4D). Repita este procedimento 2-3 vezes para obter um longo laminectomia 1-2 segmento. </li><li> Usando fórceps finos como fórceps, remover partes das articulações bilateralmente para ganhar espaço suficiente para colocar o clipe dentro do canal vertebral. Limpar a área cirúrgica e controlar o sangramento com pequenos pedaços de esponja de gelatina hemostática. </li></ol> 5. Spinal Cord Injury Compression <ol><li> Abra o aneurisma mini-clipe modificado no suporte do clipe (Figura 2A13 e Figura 2B) e local the lâminas em cada lado da medula espinal, nos espaços entre a faceta junções e o cabo. Certifique-se de que as lâminas são inseridas profundamente o suficiente para afectar a parte ventral da medula espinal. Se isso não for possível, remova mais das articulações. </li><li> Solte o mini-clipe rapidamente, segurando-o no lugar com o suporte do grampo para evitar que ele caia. Manter a compressão por 15 s. </li><li> Abra o mini-clip rápida e removê-lo. Para alcançar uma compressão simétrica, inverter a orientação do mini-grampo, e usando a marca facilmente visto feito pelo edema hemorrágica da primeira compressão como um guia, reposicionar o clipe na orientação inversa, para uma segunda compressão de 15 seg (prévia experiência mostrou que isso gera déficits histológicas e fisiológicas simétricas, enquanto as compressões individuais não 1). A dura-máter não devem ser danificados pela compressão. </li><li> Limpar a área e manter a hemostasia com pedaços de esponja de gelatina hemostática.</li><li> Remover os pedaços de esponja de gelatina hemostática que foram colocados sob as bordas da incisão da pele no início da cirurgia e fechar a incisão na pele com estéril 6,0 sutura e um suporte de agulha (Figura 2A14 e 15). </li><li> Injectar por via subcutânea 0,75 mg / kg de peso corporal de Buprenorfina (Figura 2A16) diluída em PBS estéril usando uma seringa de insulina (300 ul, 30 g). </li></ol> 6. Cuidados no pós-operatório <ol><li> Remover o rato da máscara do nariz e colocá-lo em um conjunto de câmara com temperatura controlada a 30 ° C até que a anestesia desgasta fora eo mouse torna-se alerta (1-3 hr é tipicamente suficiente). </li><li> Injectar Diazepam (Figura 2B17) intraperitonealmente para a matriz (8 g / kg de peso corporal). Isto cria um torpor que diminui o risco de canibalismo durante a primeira noite, quando este risco é mais elevado. </li><li> Retornar o mouse operado para a maca. </li><li> Se o lixo é large (&gt; 12 filhotes), remova alguns dos filhotes não operados, preferencialmente os animais maiores se eles diferem em tamanho, para reduzir a competição para o leite. cuidados maternos dos filhotes operados há de melhor na linha de ICR se o tamanho da ninhada é de cerca de 9 filhotes. </li><li> Para a gestão da dor, administrar buprenorfina (0,75 mg / kg de peso corporal) por via subcutânea uma vez por dia durante os primeiros dias após a cirurgia, utilizando uma seringa de insulina (300 ul, 30 g). Um volume apropriado para a injecção subcutânea é de 30-50 ul. Em vocalização ratos neonatal e agitação são bons indicadores de dor. </li><li> Realizar um exame diário dos ratinhos lesionados usando uma folha de pontuação para avaliar a nutrição, o peso corporal, desidratação, dor, cicatrização de feridas, a retenção de urina e estado da infecção. De acordo com a pontuação obtida, fornecer cuidados especiais, tais como injeções de uma solução estéril pediátrica nutrição (Tabela 1 # 18) em caso de alimentação anormal. A folha de pontuação também0; define critérios endpoint humanas. Uma mãe que não rejeita os filhotes feridos é o melhor cuidador. </li><li> No caso incomum de disfunção da bexiga, realizar massagem de bexiga duas vezes por dia até que a função é restaurada. Isso é feito colocando o rato em decúbito dorsal em uma mão e massagear o abdômen inferior delicadamente em um sentido rostro-caudal usando a ponta dos dedos. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Neste artigo são descritos os procedimentos para uma lesão SCC gerado-clip em ratos P1. Os mesmos procedimentos, também pode ser realizada em fases posteriores. Lesões de compressão foram realizados com êxito em P5, P7, P9 e P12 (Züchner, et ai., Manuscrito em preparação). Em todas as fases pós-natal, a anestesia geral é obtida com isoflurano vaporizado com oxigênio puro, mas o resultado anestésico depende muito da idade. Em tentativas iniciais de P1-P4, antes da anestesia local, foi introduzido no protocolo, foi difícil obter uma sedação profunda e prolongada devido a uma janela estreita de dose-efeito entre a sedação e sobredosagem insuficiente. Além disso, as preocupações relacionadas com um efeito neurotóxico de isoflurano em animais recém-nascidos foram levantadas 27-30. Uma combinação de isoflurano e os resultados anestésico bupivacaína locais em uma anestesia mais profunda e mais estável para permitir uma redução da dose de isoflurano por um factor de 2-3. Diferentes tipos de anestesiaSIA foram descritas para roedores neonatais, incluindo Crioanestesia 31,32, mas um inconveniente potencial de Crioanestesia é o seu efeito neuroprotector (revisto por 33,34), o que pode complicar a geração de uma lesão reprodutível e eficiente. Anestesia-barbitúrico com base é considerada para ter uma eficiência mais baixa, em ratos neonatais devido aos níveis mais baixos de albumina do soro e de gordura corporal do que em adultos 35,36. Embora bastante invasiva e traumática, uma vez que o procedimento é estabelecido a taxa de mortalidade durante a cirurgia é baixa. No entanto, há passos críticos durante o procedimento que requerem uma atenção especial para melhorar a recuperação e sobrevivência dos ratinhos operados. Uma questão importante é selecionar filhotes que terão a melhor chance de sobreviver à cirurgia. Quando o lixo é grande o estado nutricional dos filhotes individuais varia. Além do sangramento inevitável que ocorre durante a cirurgia, os filhotes operados passar horas longe da mãe, e muitas vezes eles não bebem leite antes da manhã seguinte. É assim uma vantagem para seleccionar crias que já possuem uma certa quantidade de leite no estômago. Isto é facilmente visível através da pele abdominal de P0 a P7. Durante a primeira noite o filhote operado está em grande risco de ser canibalizados pela mãe. Durante o desenvolvimento inicial do presente modelo de mais de metade dos ratos operados estavam em falta na manhã seguinte, com sinais claros de sangue na gaiola. Necrophagy, canibalismo e infanticídio em roedores têm sido estudados há décadas 37-40. Neste estudo, o canibalismo só foi testemunhado uma vez, mas foi considerado uma explicação mais provável do que necrofagia porque os filhotes que foram devolvidos para a jaula eram tipicamente em tão boa forma que a morte por causas naturais durante a noite parecia improvável. Isto levou a idéia de usar um agente farmacológico reversível tais como Diazepam para reduzir a ansiedade e agressividade in a mãe (revisado por 41). A injecção intraperitoneal de Diazepam melhorou muito a situação, soltando a mortalidade durante a primeira noite de mais de 60% para menos de 20%. Reduzir o tamanho da leitegada através do abate e perturbando o lixo tão pouco quanto possível após o retorno pós-operatório são elementos adicionais que podem beneficiar os animais operados. No entanto, deixando filhotes única operados com a mãe não é benéfico. O melhor equilíbrio entre operados / filhotes não operados podem variar de acordo com a linha, mas para ICR e SCID-ICR ratos que saem 4-5 filhotes operados (lesão ou simulada) em conjunto com 3-4 filhotes não operados deu os melhores resultados. De um modo geral, a principal limitação deste modelo SCI neonatal é que a medula espinhal neonatal difere em muitos aspectos da medula espinal adulta, e, assim, pode não fornecer resultados experimentais, que são comparáveis ​​aos obtidos a partir de modelos SCI adultos. Essas diferenças incluem o tamanho total evolume da medula espinal, o número de células, a sub-representação de tipos de células específicos, tais como oligodendrócitos, respostas imunes imaturos e circuitos neuronais imaturas. As conclusões extraídas dos experimentos neste modelo deve, portanto, ser considerado com cuidado. Por outro lado, o modelo é relevante para o cenário relativamente menos investigados de SCI pediátrica. Além disso, a fraqueza aparente no que diz respeito aos modelos SCI adultos também uma força potencial, uma vez que pode permitir que a elucidação dos mecanismos de plasticidade que, embora minimamente existentes na medula espinal adulta, podem representar um substrato terapêutico se restabelecido. É concebível que a reintegração de condições neonatais ou mesmo embrionárias poderia ser implementado através da implantação de células ou tecidos menos desenvolvidos ou por tratamento com reagentes que geram o tecido adulto com características de desenvolvimento anteriores. Usando enzimas para eliminar redes perineurais é um exemplo da última abordagem 42,43. <p class=&quot;Jove_content&quot;&gt; Uma questão importante ao estabelecer um modelo animal para SCI é a obtenção de uma lesão padronizada. Este é um aspecto importante que tem sido abordada em vários modelos SCI, por exemplo, o corte transversal, hemissecção, pêndulos, compressão por balão, esmagamento fórceps, compressão de peso estático, etc. Com relação ao impacto dispositivos, os esforços neste sentido resultaram em modelos SCI em roedores adultos, onde vários parâmetros de impacto, como velocidade, força e duração podem ser manipuladas (revisto em 44). Outra abordagem, envolvendo menos equipamento, emprega uma modificação do grampo de aneurisma Kerr-Lougheed 45,46. Estes 2 abordagens são complementares como o pêndulo imita uma lesão contusão enquanto os imita clipe de uma lesão de compressão com algum grau de isquemia concorrente. Devido às restrições de tamanho substancial e uma maior vulnerabilidade dos ratinhos neonatais, a maior mortalidade associada com cirurgias maiores, bem como os custos de desenvolver equipamento escala menor, que foi escolhida para desenvolver uma compressão gerada pelo clipe em vez de uma abordagem contusão gerado pelo pêndulo. Isto foi realizado por adaptação de um aneurisma mini-grampo disponíveis comercialmente para acomodar o tamanho da coluna vertebral de ratos neonatais 1. Adicionando uma rolha garante uma largura de compressão padronizada, e desde que a tensão do clipe comprime ao limite da rolha, a força de compressão durante a fase estática a largura mínima deve variar pouco. O que não é normalizada é a velocidade da compressão, durante a sua fase dinâmica, uma vez que este variará em função da evolução da tensão de grampo sobre a sua vida útil. À medida que a fase estática da compressão dura muito mais tempo do que a fase dinâmica, e há pouco para sugerir que o tecido da medula espinhal exerce tanto de uma força contrária contra as lâminas mini-grampo, é provável que a gravidade da lesão é mais dependente a fase estática. Isto, no entanto, continua a ser testado. Prejuízoseveridade é provável que dependem de múltiplos factores, incluindo a força de compressão estática e a duração, a velocidade de compressão e descompressão, a posição do mini-grampo, e o número de compressões executadas no mesmo local. Assim, a variação combinatória nestes parâmetros poderia resultar na geração de um espectro de severidade de lesões de fraca a grave. Apesar do potencial de variabilidade, em nosso estudo publicado anteriormente 1 obtivemos resultados consistentes no histológica, níveis fisiológicos e comportamentais, por isso há pouco para sugerir que a normalização aceitável é difícil de alcançar. Notamos que, nesse estudo, utilizamos vários métodos de validação em cada nível, incluindo os testes comportamentais, tais como ar-stepping como mostrado na Figura 5. Neste modelo SCI neonatal a lesão poupa uma certa proporção de axônios e, assim, proporciona uma situação favorável para induzir plasticidade adaptativa por meio da re-modeling de conexões poupado e a formação de novos circuitos. Além disso, desde o rato neonatal é bem adequado para investigação por muitos métodos experimentais, é possível usar este modelo para estudar a recuperação funcional e plasticidade adaptativa com uma abordagem integrativa, incluindo testes comportamentais, traçado axonal retrógrado e anterógrado, imuno-histoquímica, eletrofisiologia e alta de gravação óptica -throughput 1. Como exemplo, aproveitamos esta abordagem integrativa para demonstrar re-modelagem de rede ao nível das entradas descendentes específicos usando imagem de cálcio de alto rendimento em ex vivo preparações wholemount do tronco cerebral e medula espinhal feridos 1. Isso pode ser empurrado ainda mais usando ferramentas de neuro-optogenética e farmacologia optogenética para avaliar a remodelação de conexões sinápticas entre as populações específicas de neurônios espinhais.

During the last decade, increasing evidence obtained from different spinal cord injury (SCI) models has shown that spinal networks can reorganize spontaneously to contribute to functional recovery1-9. Adaptive plasticity has as a consequence become an important topic in SCI research. It has been shown that plasticity encompasses regrowth of spared axons, sprouting of new axon collaterals and the formation of novel synaptic connections. Much of this knowledge has been obtained from behavioral or anatomical studies in adult animals. An important limitation of adult spinal cord studies is the difficulty of performing high-throughput physiological assessment, which is easier in neonatal preparations1. One major difference is that wholemount ex vivo preparations of the adult brainstem and spinal cord have low viability. Another is that adult spinal tissue is more opaque to light because it is thicker and myelinated. Although recent advances in in vivo imaging (see for example, 10-12) may partially overcome these problems, the possibility of performing high throughput imaging at any desired dorsoventral depth at multiple sites along a given brainstem-spinal cord preparation is currently only feasible in neonates. The immature state of axon myelination in the neonatal spinal cord facilitates high-throughput ex vivo optical recording, thus permitting a dynamic assessment of functional synaptic connections13-17. Combined with genetically encoded calcium reporters and optogenetic stimulation and pharmacology tools, optical approaches can contribute to a deeper understanding of the mechanisms underlying adaptive plasticity.
It is estimated that between 1-10% of all spinal cord injuries affect infants and children18-22. In contrast to adult SCI the pathogenesis and potential for spontaneous recovery in pediatric SCI is less studied. Using a neonatal SCI model can therefore provide more insight into pediatric SCI and contribute to a better understanding of the pathogenetic and recovery mechanisms involved. Moreover, post-SCI plasticity supporting functional recovery in the adult spinal cord is believed to involve at least in part the same mechanisms that govern the development of the central nervous system such as axon growth, branching and formation of new synapses23-26. Thus, using a neonatal SCI model could provide important insights into mechanisms that are also operative in the adult spinal cord, or that could potentially be reinstated in the adult spinal cord (for example by implantation of fetal cells or tissue or of tissue constructed de novo from pluripotent stem cells) to facilitate recovery.
The neonatal mouse thus provides a platform for an integrative, multi-methodological approach to investigating adaptive plasticity following spinal cord injury, in which a combination of behavioral, physiological, anatomical, molecular and genetic methods can be readily employed. Establishing standardized neonatal injury models is an important step in implementing such studies.

<table><tbody><tr><td>Plastic syringe (30 or 50&amp;nbsp;ml)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic Petri dish (150 x 25&amp;nbsp;mm)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fortec isoflurane vaporizer</td><td>Cyprane</td><td></td><td>We use and old device out of production, check the link for newer device</td></tr><tr><td>Yasargil temporary aneurysm mini-clip</td><td>&amp;AElig;sculap</td><td>FE681K</td><td></td></tr><tr><td>Fine-Bore Polyethylene tubing ID 0.58&amp;nbsp;mm, OD 0.96&amp;nbsp;mm</td><td>Smiths Medical</td><td>800/100/200</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (Forene)</td><td>Abbott GmbH &amp;amp; Co. KG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Marcain (Bupivacain)</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Insuline seyringe 0.3&amp;nbsp;ml 30&amp;nbsp;G x 8&amp;nbsp;mm</td><td>VWR</td><td>80086-442</td><td></td></tr><tr><td>Ultra Fine Micro Knife 5&amp;nbsp;mm cutting edge</td><td>Fine Science Tools</td><td>10315-12</td><td></td></tr><tr><td>Extra Fine Graefe Forceps &amp;ndash; 0.5&amp;nbsp;mm Tip</td><td>Fine Science Tools</td><td>1153-10</td><td>Not really necessary, often the teeth are too large</td></tr><tr><td>Forceps SuperGrip Straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>00632-11</td><td>Two forceps are necessary</td></tr><tr><td>Spongostan Special 70 x 50 x 1&amp;nbsp;mm</td><td>Ferrosan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vannas Spring Scissors &amp;ndash; 2&amp;nbsp;mm Blades Straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Vario Clip Applying Forceps</td><td>Aesculap</td><td>FE502T</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 6&amp;ndash;0 (Ethicon)</td><td>Johnson and Johnson</td><td>J105G</td><td></td></tr><tr><td>Diethrich micro needle holder</td><td></td><td>11-510-20</td><td></td></tr><tr><td>Temgesic (buprenorphine)</td><td>Schering-Plough</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stesolid (diazepam)</td><td>Actavis</td><td></td><td>Also known as Valium</td></tr><tr><td>Pedamix</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klorhexidinsprit (chlorhexidine gluconate)</td><td>Fresenius Kabi</td><td>D08A C02</td><td></td></tr></tbody></table>

a neonatal mouse spinal cord compression injury model

lesão da medula espinal (SCI) normalmente provoca déficits neurológicos devastadores, nomeadamente através danos às fibras que descem do cérebro para a medula espinhal. Uma grande área atual da pesquisa é focada sobre os mecanismos de plasticidade adaptativa que fundamentam a recuperação funcional espontânea ou induzida a seguir a SCI. recuperação funcional espontânea é relatado para ser maior no início da vida, levantando questões interessantes sobre como adaptativa alterações de plasticidade como a medula espinhal se desenvolve. Para facilitar a investigação dessa dinâmica, temos desenvolvido um modelo SCI no ratinho neonatal. O modelo tem relevância para SCI pediátrica, o que é muito pouco estudada. Porque plasticidade neural no adulto envolve alguns dos mesmos mecanismos como plasticidade neural no início da vida 1, este modelo pode, potencialmente, ter alguma relevância também para adultos SCI. Aqui nós descrevemos todo o procedimento para a geração de uma lesão reprodutível compressão da medula espinhal (SCC) no ratinho neonataltão cedo quanto pós-natal (P) dia 1. SCC é conseguido através da realização de uma laminectomia para um dado nível espinal (aqui descrita em níveis torácicos 9-11) e, em seguida, utilizando um mini-Yasargil aneurisma grampo modificado para comprimir e descomprimir rapidamente a medula espinhal . Como descrito anteriormente, os ratos neonatais ferido pode ser testado para os défices comportamentais ou sacrificados para análise ex vivo fisiológica de conectividade sináptica usando técnicas de gravação óptica electrofisiológicos e alto rendimento 1. Anteriores e em curso estudos com avaliação comportamental e fisiológica demonstraram uma dramática deterioração aguda da motilidade dos membros posteriores seguido por uma recuperação funcional completa dentro de 2 semanas, e a primeira evidência de mudanças no circuito funcional ao nível da identificadas descendente conexões sinápticas 1.

Lesão compressão da medula espinhal e perda de função Tal como descrito anteriormente, através da optimização dos processos de pré-operatório, cirurgia e pós-operatórias, um modelo reprodutível SCI compressão no rato neonatal pode ser obtido um. A rolha de polietileno colocado sobre uma lâmina do clipe (Figura 2B e C) impede o fecho completo do grampo e mantém a distância entre a lâmina de forma consistente a cerca de 230 um. Invertendo a orientação do clipe entre os dois resultados compressões em uma lesão simétrica, tal como avaliado por sequelas histológico (Figura 5A e 1). Imediatamente após a remoção mini-clip, o tecido da medula espinhal comprimido torna-se mais escura, devido à contusão hemorrágica e edema. Observação de cortes seriados da medula lesionada coradas para Eosina e Hematoxilina já um dia porlesão epois revela deterioração gradual do tecido quando se aproxima o epicentro da lesão (Figura 5A). A presença de cavidades intra-espinal ou sangue na lesão não é incomum. Avaliação comportamental, por exemplo, rastreando trajectórias dos membros posteriores em condições de ausência de peso condições de rolamento de algumas horas após a cirurgia, mostra uma insuficiência dramáticos da motilidade dos membros posteriores em murganhos SCC lesionado em comparação com ratinhos de controlo placebo, em que apenas uma laminectomia é realizado (Figura 5B e 1) . Este teste pode ser repetido até que o rato é capaz de executar outros testes comportamentais de rolamento que exigem o seu próprio peso 1. Mortalidade e de recuperação após a cirurgia a mortalidade intra-operatória é principalmente devido à apnéia e parada cardíaca causada pela alta concentração de isoflurano necessária para alcançar anesthesi suficienteuma. Introduzindo o anestésico local para Bupivacaína o protocolo cirúrgico permite a redução da concentração de isoflurano e, assim, diminui significativamente a taxa de mortalidade. Em uma série experimental recente, incluindo mais de 20 animais, a mortalidade intra-operatória foi nula. Em contraste, a sobrevivência pós-operatório é influenciada principalmente pela aceitação dos ratos operados por sua mãe. Uma melhoria significativa ocorreu quando a ansiedade e a agressividade foi reduzida através da apresentação de uma única injecção de diazepam (ip 8 g / kg de peso corporal) para a mãe antes de devolver os ratos operados para o maca 1. A aceitação e a recuperação pós-operatório dos ratos operados podem ser monitorizadas pela presença do leite no estômago. O estômago de um rato P1-P7, que tem o leite de embriaguez é claramente branco e visível através da pele abdominal (Figura 3). Comparação de alimentação em funcionamento, controle de farsa e camundongos não operados é útil para avaliar o estado nutricional de ferird ratinhos. Avaliação do crescimento de operado face a ratinhos não operado mostra que, apesar de uma pequena perda de peso durante o primeiro dia pós-operatório, a curva de crescimento de ratos operados normaliza rapidamente depois disso (Figura 6). A mortalidade relacionada à disfunção da bexiga ou infecção não foi observada mesmo em camundongos estudados por até sete semanas. <table border="1"><tbody><tr><td> Número na Fig. 2 </td><td> Nome </td><td> Fabricante / Fornecedor </td><td> referência # </td><td colspan="3"> Ligação </td><td> Comente </td></tr><tr><td> 1 </td><td> seringa de plástico (30 ou 50 ml) </td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td> Placa de Petri de plástico (150 x 25 mm) </td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td> vaporizador de isoflurano Fortec </td><td> Cyprane </td><td></td><td colspan="3"> http://www.mssmedical.co.uk/products/new-vaporisers/ </td><td> Usamos e dispositivo antigo fora de produção, consulte o link para o dispositivo mais recente </td></tr><tr><td> 4a </td><td> Yasargil aneurisma temporária mini-clipe </td><td> Aesculap </td><td> FE681K </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td> 4b </td><td> Belas furo polietileno capilar tubos ID 0,58 mm, OD 0.96 mm </td><td> Smiths Medical </td><td> 800/100/200 </td><td colspan="3"> http://www.smiths-medical.com/industrialproducts/8/39/ </td><td></td></tr><tr><td> 5 </td><td> O isoflurano (Forene) </td><td> Abbott GmbH &amp; Co. KG </td><td></td><td colspan="3"> http://www.life-sciences-europe.com/product/forene-abbott-gmbh-wiesbaden-group-narcotic-germany-west-2001-1858.html </td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td> Marcain (bupivacaína) </td><td> AstraZeneca </td><td></td><td colspan="3"> http://www.astrazeneca.co.uk/medicines01/neuroscience/Product/marcaine </td><td></td></tr><tr><td> 7 </td><td> Insuline seringa de 0,3 ml de 30 G x 8 milímetros </td><td> VWR </td><td> 80086-442 </td><td colspan="3"> https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?product_id=4646138 </td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td> Belas Micro faca de ponta Ultra 5 milímetros </td><td> Ferramentas Ciência Belas </td><td> 10315-12 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0019900000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td> Extras pinça fina Graefe - 0,5 milímetros Tip </td><td> Ferramentas Ciência Belas </td><td> 1153-1110 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0055700000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td> Não é realmente necessário, muitas vezes, os dentes são muito grandes </td></tr><tr> &lt;td&gt; 10 </td><td> Fórceps SuperGrip Hetero </td><td> Ferramentas Ciência Belas </td><td> 00632-11 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0053500000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td> Duas pinças são necessárias </td></tr><tr><td> 11 </td><td> Spongostan especial de 70 x 50 x 1mm </td><td> Ferrosan </td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 12 </td><td> Vannas Primavera Scissors - 2 lâminas mm Hetero </td><td> Ferramentas Ciência Belas </td><td> 15000-03 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0012800000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> 13 </td><td> Vario clipe Aplicando Fórceps </td><td> Aesculap </td><td> FE502T </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td> 14 </td><td> Vicryl 6-; 0 (Ethicon) </td><td> Johnson e Johnson </td><td> J105G </td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 15 </td><td> suporte de agulha micro Diethrich </td><td></td><td> 11-510-20 </td><td colspan="3"> http://trimed-ltd.com/Products/Suture-Instruments/Micro-Needle-Holders-With-Tungsten-Carbide-Inserts/Ref-11-29.html </td><td></td></tr><tr><td> 16 </td><td> Temgesic (buprenorfina) </td><td> Schering-Plough </td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 17 </td><td> Stesolid (diazepam) </td><td> Actavis </td><td></td><td colspan="3"></td><td> Também conhecido como Valium </td></tr><tr><td> 18 </td><td> Pedamix </td><td> Fresenius Kabi </td><td></td><td colspan="3"> http://www.helsebiblioteket.no/retningslinjer/pediatri/mage-tarm-lever-ern%C3%A6ring/parenteral-ern%C3%A6ring </td><td></td></tr><tr><td> 19 </td><td> Klorhexidinsprit (gluconato de clorexidina) </td><td> Fresenius Kabi </td><td> D08A C02 </td><td colspan="3"> http://www.felleskatalogen.no/medisin/klorhexidinsprit-fresenius-kabi-klorhexidinsprit-farget-fresenius-kabi-fresenius-kabi-560639 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabela 1. Lista de ferramentas e equipamentos para a geração de uma lesão compressão da medula espinhal impulsionado-clip em um rato neonatal. <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig1.jpg" /> Figura 1. Esquema de configuração anestesia. Este esquema apresenta a configuração anestesia projetado para o rato neonatal, com uma câmara de sono para anestesia inicial e um dispositivo de máscara nariz para anestesia continuado durante a cirurgia. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig2.jpg" /> Figura 2. ferramentas principais e clipe de compressão. (A) As ferramentas usadas durante o procedimento. Os números correspondem à anotação utilizado na Tabela 1. (B e C) Um aneurisma temporária mini-Yasargil grampo com a ponta de cada lâmina cortada manualmente para baixo para cerca de 150 um de espessura. Uma rolha feita de um pedaço de tubo de polietileno (Tabela 1) é colocada sobre uma das lâminas para evitar o encerramento completo do grampo. Barra de escala: 2 mm. App: aplicador de clipe (# 12 em A); St:. Stopper <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53498/53498fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig3.jpg" /> Figura 3. Landmark para a avaliação pré-operatória de nível espinhal em camundongos ICR neonatal. (A) Vista lateral de um rato P1 ICR com leite branco nos s<html> tomach. A parte rostral do estômago corresponde ao nível da coluna vertebral T12-T13. (B) de rato P1 ICR sob anestesia em uma posição propensa. Apesar de ser mais difícil de visualizar que em (A), o estômago cheio de leite é reconhecível. A parte rostral do estômago indica o nível da coluna vertebral T12-T13. Barras de escala: 0,5 cm. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig4.jpg" /> Figura 4. Dorsal laminectomia. (A) Dissecção da musculatura paravertebral. Note-se que nesta idade o processo espinhal é subdesenvolvido. (B) de corte transversal da lâmina com uma tesoura fina. (C) A introdução de uma lâmina de uma pinça fina entre a lâmina e a dura-máter. O ponto de entrada é mostrado pela seta. (D) A remoção da lâmina. Barra de escala: 2 mm. files / ftp_upload / 53498 / 53498fig5.jpg &quot;/&gt; Figura 5. histológica e os resultados comportamentais após a lesão compressão da medula espinhal em P1. (A) eosina e hematoxilina em secções da espinal medula de um rato ferido (1 dia após a lesão) em diferentes distâncias do epicentro lesão. (B) os traços representativos de membros anteriores e dos membros posteriores trajetórias observada 6 horas após a lesão ou após uma laminectomia controlo simulado. Traços na parte superior representam trajetórias vistos de uma vista lateral do animal. Traços na parte inferior representam trajetórias vistos do aspecto ventral do animal. Ver também uma. Barra de escala: 250? m. DH: corno dorsal; G, para a esquerda; R: right; SCC: compressão da medula espinhal; VH:. Corno anterior <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53498/53498fig5large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt = &quot;Figura 6&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 53498 / 53498fig6.jpg&quot; /&gt; Figura 6. curvas de crescimento comparativos. Histograma mostrando o ganho de peso de ratos feridos não-operado e SCC do dia pós-natal 1 ao dia pós-parto 9.

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A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

A Neonatal do rato Spinal Cord Injury Compression Modelo

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

12.4K visualizações.  Oslo University Hospital. This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery. 

Vídeo: A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Stem Cell Transplantation em Experimental contusão Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Medicina

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrado Fórceps Modelo de Lesão Medular Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

Um Modelo de Lesão Medular Contusiva Baseado em Cilindrada de Tecidos em Ratos

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

Indução da lesão da medula espinhal tipo transssecção completa em camundongos

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Neurociência

A Neuronal Apoptosis Model induced by Spinal Cord Compression in Rat

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, motor or sensory dysfunction, and a high risk of spinal cord injury and acroparalysis. Thus, therapeutic strategies that promote efficient spinal cord regeneration in this chronic and progressive disease are urgently needed. Effective and reproducible animal spinal cord compression models are required to understand the complex biological mechanism underlying CSM. Most spinal cord injury models reflect acute and structural destructive conditions, whereas animal models of CSM present a chronic compression in the spinal cord. This paper presents a protocol to generate a rat spinal cord compression model, which was further evaluated by assessing the behavioral score and observing the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability, including joint movements, stepping ability, coordination, trunk stability, and limb muscle strength. Hematoxylin and eosin (H&#38;E) staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

Here, we present a protocol to generate a rat spinal cord compression model, assess its behavioral score, and observe the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability. Hematoxylin and eosin staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, ...

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

Estabelecendo um Modelo de Lesão da Medula Espinhal por Contusão de Camundongo Baseado em uma Técnica Minimamente Invasiva

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

Estabelecimento do Modelo de Síndrome do Cordão Central em Camundongos C57BL/6J

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

Um dispositivo de contusão de lesão medular para modelos precisos de mouse

Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of contusion models of spinal cord injury by impacting the spinal cord results in similar pathologies to most spinal cord injuries in clinical practice. Accurate, reproducible, and convenient animal models of spinal cord injury are essential for studying spinal cord injury. We present a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, the Guangzhou Jinan University smart spinal cord injury system, that can produce spinal cord injury contusion models with accuracy, reproducibility, and convenience. The system accurately produces models of varying degrees of spinal cord injury via laser distance sensors combined with an automated mobile platform and advanced software. We used this system to create three levels of spinal cord injury mice models, determined their Basso mouse scale (BMS) scores, and performed behavioral as well as staining assays to demonstrate its accuracy and reproducibility. We show each step of the development of the injury models using this device, forming a standardized procedure. This method produces reproducible spinal cord injury contusion mice models and reduces human manipulation factors via convenient handling procedures. The developed animal model is reliable for studying spinal cord injury mechanisms and associated treatment approaches.

Autor em destaque: Insight sobre inovações na pesquisa de lesões na medula espinhal

Presented here is a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, which can accurately produce spinal cord injury contusion models with varying degrees.

Impactor Automatizado para Modelo de Lesão Medular Contusão em Camundongos

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of ...

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