Name: calibrated forceps model of spinal cord compression injury
Uploaded: 2015-04-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 41 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury at JoVE.com

Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

Todos os procedimentos com animais e métodos de cuidados de animais deve ser aprovado pela Institutional Animal Care e Uso Comitê da instituição (IACUC). 1. Preparação Cirúrgica <ol><li> Montar todos os instrumentos cirúrgicos necessários e reagentes: fórceps, tesouras vana, roungeurs, afastador, bisturis, tesouras, suturas, grampos de pele, cotonetes, soro fisiológico estéril, esponjas cirúrgicas, e isoflurano. Preparar e autoclave um pacote completo de ferramentas cirúrgicas antes da cirurgia. Se a realização de cirurgias em mais de um rato, preparar e autoclave de um pacote de ferramentas por animal, ou autoclave de um pacote de instrumentos cirúrgicos e esterilizar com um esterilizador ferramenta entre cirurgias. Geralmente, um pacote de ferramentas esterilizadas podem ser utilizadas em até 5 ratinhos se uma ferramenta terilizer esferas de vidro é usado para limpar as ferramentas no meio cirurgias (5 animais após as ferramentas devem ser re-limpos e esterilizados antes da utilização). Por favor, verifique com o administrador IACUC local para INSTITUTIsobre as orientações específicas. </li><li> Esterilizar o campo cirúrgico com 70% de algodão embebido em álcool isopropílico. Configurar campos cirúrgicos para garantir um campo estéril é mantida durante a cirurgia. </li><li> Pesar cada rato antes da cirurgia. Administrar uma dose de 0,05 mg / kg de peso corporal de buprenorfina, por via subcutânea. </li><li> Anestesiar o animal através da administração de isoflurano a uma dose de 4% na câmara de indução da máquina de isoflurano. </li><li> Uma vez que o animal é anestesiado, aplicar pomada para os olhos para impedir a desidratação, definir o animal numa almofada de aquecimento a 37 ° C, e assegurar que a cabeça do rato está adequadamente situado no cone de anestesia. (Nota: Utilizar uma fonte de aquecimento que não irá causar queimaduras térmicas, ou seja, uma manta de circulação de água, a garrafa de água quente, ou equivalente..) Neste ponto de administrar uma dose de 2% de isoflurano para o animal. </li><li> Raspar a superfície dorsal do rato, aproximadamente 1 cm ao redor do local da incisão que se destina. </li><li> Desinfetar a incisão site por lavagem com 70% de toalhetes de álcool isopropílico, em seguida, com uma solução de iodo (10% Povidona-iodo, 1% de iodo disponível). Repita 3 vezes. </li></ol> 2. Dorsal Laminectomy <ol><li> Antes de fazer uma incisão, garantir que o animal está devidamente anestesiados, verificando reflexos usando o método pitada toe ou cauda. </li><li> Faça uma incisão ao longo da espinha dorsal com bisturi e lâmina, e, em seguida, verificar se há reflexos novamente. Arquear as costas para ajudar a visualizar correctamente pontos de referência, como as fronteiras entre as vértebras. </li><li> Corte através da pele. Insira afastador para manter a pele e fáscia de volta da medula espinhal. Limpar o tecido em ambos os lados da medula espinal para expor os músculos que cobrem a espinha. NOTA: O cirurgião deve estar familiarizado com os marcos anatômicos. Por exemplo, o ângulo inferior da escápula corresponde com T7. A parte superior da curva natural da medula do rato é T12 e pode ser utilizado como um ponto de referência. </li><li> Com piluminação Roper, determinar o espaço entre as vértebras. Encontre a extremidade posterior do T10 e cortar músculos e fáscia perpendicular ao espaço em disco intervertebral. Corte apenas o suficiente para expor o processo e posterior lamina espinhoso de T10. </li><li> Utilizando um par de ponta fina Dumont # 5 fórceps, remover uma parte do tecido da lâmina e processo espinhoso para expor uma pequena porção da medula espinhal. Quando necessário, utilizar uma pinça para estabilizar a coluna vertebral. </li><li> Realizar a laminectomia, inserindo um lado de um par de tesouras pequenas vana ao longo do lado dorsolateral da vértebra e logo abaixo da lâmina. <ol><li> Faça pequenas, snips cuidadosas para cortar a lateral da lâmina vertebral. Assegure-se que não é aplicada pressão para a medula espinhal. </li><li> Repita no outro lado. </li><li> Aplique uma leve pressão para parar o sangramento, se necessário com um Q-tip ou esponja cirúrgica, tendo o cuidado de não aplicar pressão sobre a medula espinhal. Nota: Preparar espuma gelembebido em solução salina estéril no caso em que as necessidades de sangramento a ser controlada. </li><li> Uma vez que as incisões foram feitas, retire o aspecto dorsal da vértebra e limpar suavemente quaisquer acessórios de tecido. Utilize os meios adequados para controlar o sangramento, se necessário. </li></ol></li></ol> 3. compressão da medula espinhal <ol><li> Usando fórceps ou roungeurs laminectomia, assegurar que os lados laterais da medula espinal são livres de osso vertebral, de modo que a pinça calibrada para a lesão por compressão pode situar em ambos os lados da medula espinal. Os braços da pinça deve ser capaz de ser colocado no interior do espaço epidural em lados adjacentes da espinal medula e as pontas das pinças tem de ser capaz de atingir o chão do canal vertebral. <ol><li> Certifique-se de que a visibilidade da medula espinhal é bom. </li></ol></li><li> Situar o calibrado Dumont # 5 fórceps aproximadamente no meio do segmento exposto da espinal-medula. Recorde-se que os braços da forçaps deve ser colocada dentro do espaço epidural em lados adjacentes e as pontas deve tocar o solo do canal vertebral para gerar lesões reprodutíveis. </li><li> Comprimir cuidadosamente a medula espinal até que os espaçadores ligar. Mantenha no lugar por 15 segundos. </li><li> Suavemente libertar a força de compressão e remover as pinças calibrados a partir da medula espinal. Salina estéril deve ser usada para recuperar antes da homeostase ferida é fechada. </li></ol> 4. Wound Encerramento <ol><li> Suturar com cuidado a camada muscular ao longo da medula espinal, tendo o cuidado de não perturbar ou aplicar pressão para a medula espinhal. </li><li> Utilize qualquer suturas ou grampos para fechar a pele sobre a ferida. </li><li> Se estiver usando gás anestésico, começam a afunilar / desligar o anestésico. </li><li> Administrar 0,1 ml de Ringer com lactato por 10 g de peso corporal para ajudar a conta para a desidratação durante a cirurgia e após a cirurgia quando o animal está letárgico e se recuperando da lesão. A solução deve ser warmed a temperatura do corpo antes da injecção. </li><li> Posicione o mouse em uma gaiola sem roupa de cama. A gaiola deveria assentar no topo de uma almofada de aquecimento (conforme descrito em 1.1.5) de uma maneira que permite que metade da superfície da gaiola estar na almofada, enquanto a outra metade está apoiada sobre um contador de RT, a fim de dar a opções de clima do mouse uma vez que é ambulatorial. Tome cuidado para garantir que a &quot;gaiola de recuperação&quot; está localizado em um ambiente silencioso. Acompanhar de perto o animal até que ele recuperou a consciência, momento em que o rato pode ser transferido para uma gaiola regular com roupa de cama. </li></ol> Cuidados 5. Pós-operatório <ol><li> Após a cirurgia, administrar uma dose de 0,05 mg / kg de peso corporal de buprenorfina por via subcutânea a cada 12 horas durante os primeiros 3 dias após a cirurgia, e em seguida, conforme necessário para controlar os sintomas de dor. </li><li> Administrar uma dose de Ringer com lactato (0,1 ml por 10 g de peso corporal por via subcutânea) para os primeiros 3-5 dias após a cirurgia. Dê esta dose se / quando a umimal começa a exibir sinais de desidratação fora deste período de tempo inicial. </li><li> Expressar manualmente a bexiga dos animais utilizando a manobra Crede duas vezes por dia. Gentilmente apalpar o abdômen do animal para localizar a bexiga, e em seguida, aplicar uma pressão descendente suave até a bexiga está vazia. <ol><li> Se a bexiga não se esvazia ou a urina é sangue ou nublado, administrar 50 mg / kg por peso corporal de Baytril para o animal, por injecção intraperitoneal, durante 10 dias. </li></ol></li><li> Monitorizar os animais quanto a sinais de autofagia, desidratação e perda excessiva de peso (superior a 20% do peso corporal). Se um animal experimenta algum destes sintomas, consulte um veterinário imediatamente com relação a opções de tratamento, ou a eutanásia do animal de forma humana seguindo orientações IACUC. <ol><li> Dado que a mobilidade pode ser limitado logo após a cirurgia, tomar as medidas necessárias para garantir que os animais têm acesso a comida e água. Pré-embalados alimentos úmidos, bem como umas hidrogel, pode ser disponibilizado para animais nestes casos. </li></ol></li></ol> 6. Avaliar os danos do tecido resultante da lesão Compression <ol><li> Anestesiar animal, tal como descrito nas etapas 1.4 e 1.5. Verifique a profundidade da anestesia, pela pitada toe e monitoramento dos reflexos de pestanejar córnea. Quando o animal é insensível aos estímulos, vá para o passo 6.2. </li><li> Executar uma perfusão intracardíaca 10. <ol><li> Expor a cavidade torácica e inserir uma agulha no interior do ventrículo esquerdo. Lave fluidos existentes com 20 - 30 ml de fosfato gelada solução salina tamponada (PBS) seguida de 15 - 25 ml de gelado a 4% de paraformaldeído (PFA). </li></ol></li><li> Remover a medula espinhal. <ol><li> Cortar a pele dorsal da medula espinal e limpar qualquer excesso de tecido em torno do comprimento da coluna vertebral. </li><li> Excise coluna vertebral e cortar qualquer tecido remanescente. O nível real da laminectomia e injury pode ser confirmada pela contagem costelas. </li><li> Use tesouras e pinças vanna para deslocar pequenas seções da coluna vertebral em uma direção caudal-to-rostral. Continuar a cortar até que o cabo está exposto o suficiente para permitir a remoção segura. A visualização do local de corte e processo pode ser facilitado através da utilização de um estereoscópio. </li></ol></li><li> Coloque tecido da medula espinhal em 4% PFA. Permitir que o tecido para pós-fix nesta solução por 24 horas a 4 ° C. </li><li> Cryoprotect tecido, por incubação em sacarose a 30% durante 24 horas a 4 ° C. </li><li> Tecido Incorporar em outubro Resumidamente, o tecido de tomar a incubação de sacarose a 30% e remover qualquer excesso de solução. Colocar o tecido em um cryomold preenchido com outubro e incubar durante 1 hora a 4 ° C. <ol><li> Retirar o molde de 4 ° C, confirmar a orientação direccional do tecido, colocar o molde num prato raso de 2-metilbutano (pré-arrefecido durante 1 hora em gelo seco) e permitir OCT para solidificar completamente. Manter em gelo seco se usar imediatamente ou store-se a -80 ° C. </li></ol></li><li> Cortar o tecido em 20 mm sagitais utilizando um criostato. Mount tecido diretamente sobre slides. Armazenar a -20 ° C até o uso. </li><li> Execute Hematoxilina e Eosina (H &amp; E) mancha. <ol><li> Resumidamente, re-hidratar o tecido (5 minutos, 2 vezes), mancha com hematoxilina (2,5 min), e lava-se com água (1 min, 2 vezes). </li><li> Incubar o tecido em 50% e em seguida de etanol a 70% (3 min cada), com mancha de eosina (45 seg), e desidratar por incubação em 90% (5 segundos), 95% (5 segundos), etanol a 100% (2 min) , e isopropanol (2 min). </li><li> Limpar com xileno (5 min, 3 vezes). NOTA: H &amp; E coloração varia em função da espessura e das condições de tecido específico. Portanto, a padronização é necessária antes de prosseguir com amostras de tecidos experimentais. </li></ol></li><li> Cobrir o tecido com uma fina tira de Permount (~ 100 mm) e lamela. Pressionar para baixo em todos os lados da lamela para assegurar a distribuição apropriada do fluido. Deixe secar lâminas O / N. </li><li> Visualize cortes de tecido usando um microscópio e de captura de imagens digitais usando o software que o acompanha. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

A escolha de um modelo SCI é importante na concepção de experiências para determinar a eficácia de tratamentos para os casos humanos de LM. Tais experiências requerem um modelo animal que é altamente reprodutível para limitar a variabilidade que pode resultar em dados inconclusivos. Eles também devem ser de relevância clínica para avaliar com precisão a condição humana que está modelando. Para esse efeito, a escolha de uma lesão ou de compressão ao longo de um transecção contundente é mais clinicamente relevante 3. No entanto, pêndulos e aparelhos de queda de peso para os ferimentos contusos requerem o uso de maquinaria cara e complicada. Em contraste, o modelo da SCI pinça calibrada utiliza uma pinça, que são fáceis de montar a partir de materiais comuns de laboratório modificada, e a cirurgia exige apenas uma etapa adicional após a laminectomia dorsal padrão para expor a medula espinhal. No entanto, uma desvantagem da utilização deste método é que a força de compressão deve ser sempre aplicada lateralmente e não dorsalmente, comoé mais freqüentemente vista em casos clínicos humanos da SCI 9, e lesões de compressão gerados usando o método afeta em maior medida rostral-caudal de tecido do que os modelos contusão 1,2. Este modelo tem sido demonstrado pelos criadores da técnica, e nós, para gerar reprodutível SCI 7,11, e é bem adequado para o tamanho de ratos. Além disso, este modelo de lesão permite aos animais a serem avaliadas após cirurgia e tratamentos terapêuticos usando uma multiplicidade de testes comportamentais, tais como a Escala de Basso rato para locomoção e o teste de cabelo de von Frey, para verificar que um grupo de animais partilham a mesma gravidade de lesão e déficits neurológicos 7,11-13. Estas mesmas técnicas também podem ser usadas para avaliar a eficácia dos tratamentos administrados aos animais durante os estudos de investigação, que preencham os critérios gerais para os modelos animais utilizados para avaliar as terapias para a SCI 2,7. O método de produção da pinça calibradas para o modelo de lesão é simples e pode ser realizado com uma variedade de métodos diferentes. Temos utilizado o método espaçador 11, conforme publicado pela Plemel 7, e também modificado fórceps usando um pequeno parafuso, o que não só proporciona um método mais fácil para a criação do dispositivo de compressão, mas também permite a versatilidade em ajustar a largura de compressão final, de benefício para estudos comparativos. A gama de opções na criação da pinça é praticamente ilimitado, desde que o espaçador (s) fornecer um meio estáveis ​​de fechar a pinça sempre à mesma distância e pode suportar tratamento em autoclave e esterilização. Os métodos cirúrgicos descritos neste vídeo são altamente reprodutível entre os usuários, no entanto, é necessário ter o cuidado ao realizar a laminectomia e suturar o animal após o procedimento foi realizado para que a medula espinhal não sofre quaisquer forças de compressão adicionais que podem aumentar a gravidade da lesão e confundir experimentos futuros. </p&gt; Com treino e prática adequada, o modelo de lesão de compressão pinça calibrada é bem adequado para a realização de SCI em ratos que imitam casos clínicos observados em humanos 2,3,7. Devido à facilidade de criação de uma pinça, produzindo camundongos de diferentes graus de gravidade da lesão pode ser feito facilmente. Isto será de grande benefício para a observação de efeitos genéticos em SCI de diferentes graus de severidade em camundongos transgênicos, bem como a avaliação da eficácia dos transplantes de células-tronco em camundongos. A maioria dos estudos na literatura foram realizados em ratos, devido ao seu tamanho, o que geralmente faz cirurgias mais fácil de executar. No entanto, o método publicado por Plemel et al. 7 e descrito por nós neste vídeo deve permitir SCI para ser realizado em ratinhos com grande facilidade e reprodutibilidade.

Modelos animais de SCI são ferramentas valiosas para avaliar a eficácia de paradigmas terapêuticas destinadas a mitigar os danos como conseqüência do trauma na medula espinhal. Em caso de necessidade experimental, estes modelos devem fornecer défices reprodutíveis no locomotora e os comportamentos sensoriais, ser ajustável para produzir lesões de gravidade diferente, e demonstrar que a gravidade da lesão correlaciona com o grau de déficit neurológico observado. Existem três tipos principais de SCI com características distintas de lesão: transection, contusão, e compressão 1. Resumidamente, uma lesão é uma laceração transecção da medula espinhal, uma contusão surge a partir de uma breve força, aplicada focal para a espinal medula dorsal, e uma lesão por compressão ocorre quando uma força é aplicada prejudicial para a medula espinhal, e pode também ser referido como uma lesão por esmagamento 2. Lesões transecção completa são clinicamente rara em seres humanos 3, enquanto uma contusãod lesões de compressão são mais comuns. A lesão de compressão produz um resultado semelhante ao que é encontrado em SCI humana causada por, por exemplo, por compressão do tumor ou outras forças compressivas prejudiciais, e pode ser realizada utilizando um simples conjunto de ferramentas. Ferimentos contusos e compressão são semelhantes em que ambos são uma força de compressão e ambos têm características patológicas semelhantes, como desorganização citoarquitetônicos, e evocam respostas endógenas semelhantes a lesão 1,4. O modelo de lesão por contusão geralmente aplica-se esta força com a medula espinal dorsal utilizando um aparelho especial de uma maneira semelhante aos casos humanos de LM resultantes de uma impacção da coluna vertebral 2,5,6. Em contraste, as lesões de compressão podem ser gerados por uma variedade de métodos de aplicação de força dorsalmente ou lateralmente. Métodos de uma lesão de compressão incluem pinças 7, clips de aneurisma calibrada 2, ou colocando um peso diretamente na medula espinhal 8. Uma vantagem doclips de aneurisma é que eles são capazes de fornecer quantidades diferentes de força 9. O método de adição de pesos para a superfície dorsal da medula espinhal directamente 8 requer o peso de estar no lugar durante 10 minutos, aumentando drasticamente o comprimento da cirurgia e resultando em inconsistências devido à colocação do peso e o movimento devido à respiração do animal. Devido ao tamanho pequeno dos ratos, situando animais em aparelhos especializados para a utilização em ratos, tais como pêndulos para lesões contusas, pode ser difícil ou causar ferimentos inconsistentes 7. No entanto, os ratinhos são disponíveis em uma ampla gama de estirpes transgénicas, ao contrário dos animais maiores tais como coelhos ou ratos que são muito úteis para a investigação SCI. O método Plemel de usar fórceps calibrados para comprimir a medula espinhal gera um SCI reprodutível com um elevado grau de correlação entre a gravidade da lesão e déficit neurológico 7. Este modelo SCI cirúrgico égerado usando um par de fórceps Dumont No. 5 adaptados para serem mantidas afastadas a uma distância definida por um epoxi de metal ou algum outro obstrução para impedir o fechamento completo. Este espaçamento engenharia garante que a pinça vai sempre perto de uma determinada largura de múltiplas cirurgias e por diferentes usuários. A vantagem do método é que Plemel os materiais para produzir as pinças calibrados podem ser facilmente adquiridos e montados no laboratório sem necessidade de equipamento especializado. Esta pinça pode suportar vários ciclos de tratamento em autoclave e esterilização, e pela falta de um aparelho separado, volumoso simplifica cirurgias. Neste vídeo demonstramos a utilização cirúrgica de um par de pinças calibrados na medula espinal do rato para gerar uma lesão por compressão. Nós também lidar com as preocupações originais relacionados ao cuidado de medula espinhal feridos animais de laboratório para melhorar a sua qualidade de vida no pós-operatório e reduzir a mortalidade.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane machine</td><td>Smiths Medical PM, Inc</td><td>VCT302</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Phoenix Pharmaceutical</td><td>NDC: 66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting Scope</td><td>Seiler Precision Microscopes</td><td>SSI 202/402</td><td></td></tr><tr><td>Germinator-500 (tool sterilizer)</td><td>Thomas Scientific</td><td>3885A20</td><td></td></tr><tr><td>Puralube (eye ointment)</td><td>Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel handle (#3)</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blade (#11)</td><td>Fisher Scientific</td><td>&amp;nbsp;08-914B</td><td></td></tr><tr><td>Retractor (Colibri)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-03</td><td></td></tr><tr><td>Friedman Pearson roungeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td></td></tr><tr><td>Vanna (Castroviejo) scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-5658</td><td></td></tr><tr><td>Tissue forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11029-14</td><td></td></tr><tr><td>Laminectomy forceps (Dumont #2)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Stapler</td><td>Fine Science Tools</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>Staples (wound clips)</td><td>Reflex7</td><td>203-1000</td><td></td></tr><tr><td>Sutures</td><td>Henry Schein</td><td>101-2636</td><td></td></tr><tr><td>Needles (30 G x &amp;frac12;)</td><td>BD Biomedical</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Syringe (1 ml)</td><td>BD Biomedical</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Baytril (enrofloxacin)</td><td>Bayer</td><td>NADA 140-913</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex (buprenorphine)</td><td>Cardinal Health</td><td>NDC 12496-0757-1</td><td></td></tr></tbody></table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

Lesões de compressão da medula espinhal murino são valiosos modelos animais para o estudo da lesão medular (SCI) e terapia regenerativa espinhal. O modelo de lesão compressão forceps calibrado é um conveniente, de baixo custo, e modelo animal muito reprodutível para SCI. Foi utilizado um par de fórceps modificados de acordo com o método publicado por Plemel et al. (2008), para comprimir lateralmente a medula espinal a uma distância de 0,35 mm. Neste vídeo, iremos demonstrar uma laminectomia dorsal para expor a medula espinhal, seguido de compressão da medula espinal com o fórceps modificados. No vídeo, vamos também abordar questões relacionadas com os cuidados de animais de laboratório paraplégicos. O modelo de lesão produz camundongos que apresentam prejuízo na sensação, assim como o comprometimento da função dos membros posteriores locomotor. Além disso, este método produz lesão de aberrações consistentes na patologia da SCI, conforme determinado por métodos imuno-histoquímicos. Depois de assistir a este video, os espectadores deve ser capaz de determinar as fontes e métodos necessários para a produção de várias gravidades SCI no rato para os estudos sobre a SCI e / ou tratamentos concebidos para mitigar prejuízo após a lesão.

Foi realizada uma laminectomia em 12 ratinhos (25 - 30 gramas), como descrito acima, seguidos por compressões medulares a 0,25 mm (n = 4), 0,35 mm (n = 4) e 0,55 mm (n = 4). Nós nos sacrificamos animais em três (n = 6) e sete (n = 6) dias após a lesão por perfusão intracardíaca. A medula foi retirada da coluna vertebral, e o tecido foi preparado e processado como descrito acima. Imagens da medula espinhal todo foram tiradas com um microscópio digital Leica EZ4 e software que o acompanha. Imagens de secções da espinal medula foram tiradas com uma ampliação de 2X usando um microscópio digital Olympus e software que o acompanha. Descobrimos que a compressão da medula espinal produz uma lesão com o epicentro no local da compressão (Figura 1). Os efeitos da lesão estender vários milímetros na direcção rostral e caudal. A gravidade da lesão como o aumento da distância entre os espaçadores diminuída (0,25 mm&gt; 0,35 milímetros&gt;0,55 milímetros, Figura 2). Três dias após a compressão havia sangue no epicentro da lesão e regiões vizinhas que não estava presente 7 dias após a lesão. As compressões de 0,25 milímetros e 0,35 milímetros produzida uma cavidade, mas não o modelo de 0,55 milímetros. Após 7 dias, a substância branca dorsal e ventral diminuiu largamente em tamanho no epicentro, a organização matéria cinzenta foi altamente distorcida, e cavitação foi persistente. Essas alterações cytoarchitectonical são traduzidos para limitações motoras e sensoriais em comportamento animal avaliado através de testes adequados, como o Basso Rato Scale for Locomotor Função e os cabelos e cloreto de etila testes de von Frey para a função sensorial como demonstramos em publicações anteriores 8. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> Figura 1. Imagens representativas da medula espinhal intacta antes e aflesão ter. (A) medula espinhal intacta. (B) da medula espinhal após a compressão 0,35 milímetros. As setas indicam a fronteira de lesão. Asterisk identifica epicentro da lesão. D = Dorsal, L = Lateral. Barra de escala:. 0,50 milímetros <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> Figura 2. Imagens representativas de rato medula espinhal antes e após a lesão de compressão em diferentes larguras de compressão. (A) Corte sagital de controle da medula espinhal. (B) Secção coronal no epicentro de um 0,35 milímetros SCI sete dias lesão compressão post (dpi). (C, E, G) seções sagital da medula espinhal 3 dpi para uma largura de 0,25 , 0,35 ou 0,55 milímetros. (D, F, H), sagitais de H &amp; E manchada medula espinhals 7 dpi para uma largura de 0,25, 0,35 ou 0,55 milímetros. Asterisk identifica epicentro da lesão. Todas as seções coradas com H &amp; E. D = Dorsal, L = Lateral. Barra de escala:. 1,25 milímetros <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrado Fórceps Modelo de Lesão Medular Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

18.4K visualizações.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Vídeo: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Um Modelo contundente de lesão da medula espinhal cervical unilateral Usando o Impactor horizonte infinito

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Medicina

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Um modelo de contusão grave de lesão medular em ratos

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

Um método de estabilização Novel Vertebral para a Produção de contusão Lesão Medular

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Stem Cell Transplantation em Experimental contusão Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

A Neonatal do rato Spinal Cord Injury Compression Modelo

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

Um Modelo de Lesão Medular Contusiva Baseado em Cilindrada de Tecidos em Ratos

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

A Neuronal Apoptosis Model induced by Spinal Cord Compression in Rat

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, motor or sensory dysfunction, and a high risk of spinal cord injury and acroparalysis. Thus, therapeutic strategies that promote efficient spinal cord regeneration in this chronic and progressive disease are urgently needed. Effective and reproducible animal spinal cord compression models are required to understand the complex biological mechanism underlying CSM. Most spinal cord injury models reflect acute and structural destructive conditions, whereas animal models of CSM present a chronic compression in the spinal cord. This paper presents a protocol to generate a rat spinal cord compression model, which was further evaluated by assessing the behavioral score and observing the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability, including joint movements, stepping ability, coordination, trunk stability, and limb muscle strength. Hematoxylin and eosin (H&#38;E) staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

Here, we present a protocol to generate a rat spinal cord compression model, assess its behavioral score, and observe the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability. Hematoxylin and eosin staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, ...

Neurociência

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

Estabelecendo um Modelo de Lesão da Medula Espinhal por Contusão de Camundongo Baseado em uma Técnica Minimamente Invasiva

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

Estabelecimento do Modelo de Síndrome do Cordão Central em Camundongos C57BL/6J

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

Um dispositivo de contusão de lesão medular para modelos precisos de mouse

Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of contusion models of spinal cord injury by impacting the spinal cord results in similar pathologies to most spinal cord injuries in clinical practice. Accurate, reproducible, and convenient animal models of spinal cord injury are essential for studying spinal cord injury. We present a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, the Guangzhou Jinan University smart spinal cord injury system, that can produce spinal cord injury contusion models with accuracy, reproducibility, and convenience. The system accurately produces models of varying degrees of spinal cord injury via laser distance sensors combined with an automated mobile platform and advanced software. We used this system to create three levels of spinal cord injury mice models, determined their Basso mouse scale (BMS) scores, and performed behavioral as well as staining assays to demonstrate its accuracy and reproducibility. We show each step of the development of the injury models using this device, forming a standardized procedure. This method produces reproducible spinal cord injury contusion mice models and reduces human manipulation factors via convenient handling procedures. The developed animal model is reliable for studying spinal cord injury mechanisms and associated treatment approaches.

Autor em destaque: Insight sobre inovações na pesquisa de lesões na medula espinhal

Presented here is a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, which can accurately produce spinal cord injury contusion models with varying degrees.

Impactor Automatizado para Modelo de Lesão Medular Contusão em Camundongos

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of ...