Name: calibrated forceps model of spinal cord compression injury
Uploaded: 2015-04-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 41 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury at JoVE.com

Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

يجب الموافقة على جميع الإجراءات الحيوانية وطرق رعاية الحيوان من قبل لجنة رعاية الحيوان المؤسسية واستخدام المؤسسة (IACUC). 1. إعداد الجراحي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع كل الأدوات والكواشف الجراحية الضرورية: ملقط، مقص فانا، roungeurs، ضام، المشارط، مقص، الغرز، والدبابيس الجلد، Q-نصائح، ملحي معقم، والإسفنج الجراحية، والأيزوفلورين. إعداد والأوتوكلاف حزمة كاملة من الأدوات الجراحية قبل الجراحة. إذا كان أداء العمليات الجراحية على الماوس أكثر من واحد، إعداد والأوتوكلاف حزمة واحدة من الأدوات لكل حيوان، أو الأوتوكلاف حزمة واحدة من الأدوات الجراحية وتعقيم للتعقيم أداة في بين العمليات الجراحية. عموما، حزمة واحدة من أدوات معقمة يمكن استخدامها على ما يصل إلى 5 الفئران إذا تم استخدام الزجاج حبة أداة terilizer لتنظيف أدوات في الفترات الفاصلة بين العمليات الجراحية (بعد 5 الحيوانات الأدوات يجب إعادة تنظيفها وتعقيمها قبل استخدامها). يرجى تحقق مع مسؤول IACUC المحلي لinstitutiعلى مبادئ توجيهية محددة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم الجراحي الميداني مع 70٪ مناديل ايزوبروبيل. إعداد الستائر الجراحية لضمان الحفاظ على مجال معقم أثناء الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وزن كل فأر قبل الجراحة. إدارة جرعة من 0.05 ملغ / كغ من وزن الجسم من البوبرينورفين، تحت الجلد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوان قبل إدارة الأيزوفلورين بجرعة 4٪ في غرفة تحريض الجهاز الأيزوفلورين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة يتم تخدير الحيوان، وتطبيق مرهم للعين لمنع الجفاف، ووضع الحيوان على وسادة التدفئة على 37 درجة مئوية، والتأكد من أن رئيس الماوس، يقع بشكل صحيح في مخروط التخدير. (ملاحظة: استخدام مصدر التدفئة التي لن تسبب الحروق الحرارية، أي بطانية المياه المنتشرة، زجاجة الماء الساخن، أو ما يعادلها..) وعند هذه النقطة تدير جرعة من 2٪ الأيزوفلورين للحيوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق السطح الظهري من الفأرة، حوالي 1 سم حول موقع شق المقصود. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطهير الصورة شقالفنار بغسل مع 70٪ مناديل ايزوبروبيل، ثم مع محلول اليود (10٪ بوفيدون اليود، 1٪ اليود متوفرة). كرر 3 مرات. </li></ol> 2. الظهرية استئصال الصفيحه <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل اتخاذ شق، تأكد من أن الحيوان هو تخدير بشكل صحيح عن طريق التحقق من ردود الفعل باستخدام إصبع أو الذيل طريقة قرصة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء شق على طول العمود الفقري الظهري مع مشرط وشفرة، ومن ثم التحقق من وجود ردود الفعل مرة أخرى. قوس ظهره للمساعدة بشكل صحيح تصور المعالم، مثل الحدود بين الفقرات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع طريق الجلد. إدراج ضام لعقد الجلد وفآسيا الخلفي من الحبل الشوكي. مسح الأنسجة على جانبي الحبل الشوكي للكشف عن العضلات التي تغطي العمود الفقري. ملاحظة: يجب أن يكون الجراح على دراية المعالم التشريحية. على سبيل المثال، الزاوية السفلية من لوح الكتف يتوافق مع T7. الجزء العلوي من منحنى الطبيعي من العمود الفقري الماوس، هو T12 ويمكن استخدامه كنقطة مرجعية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع عالإضاءة روبر، وتحديد المسافة بين الفقرات. العثور على نهاية الخلفي من T10 وقطع العضلات وفآسيا عمودي على مساحة القرص الفقرية. قطع فقط ما يكفي لفضح العملية والخلفية الشائكة الصفيحة من T10. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام زوج من الرؤوس غرامة دومون # 5 ملقط، إزالة بعض الأنسجة من الصفيحة والعملية الشائكة لفضح شريحة صغيرة من الحبل الشوكي. عند الضرورة، استخدم ملقط الأنسجة لتحقيق الاستقرار في العمود الفقري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نفذ الثقب عن طريق إدراج جانب واحد من زوج من مقص فانا صغيرة على طول الجانب ظهراني من فقرة وفقط تحت الصفيحة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل، القصاصات متأنية صغيرة لقطع طريق الجانب الوحشي من الصفيحة الفقرية. ضمان عدم الضغط يتم تطبيقها على الحبل الشوكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر على الجانب الآخر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق ضغط لطيف لوقف النزيف عند الضرورة مع طرف Q أو الإسفنج الجراحية، مع الحرص على عدم ممارسة الضغط على الحبل الشوكي. ملاحظة: إعداد الرغوة هلامغارقة في المياه المالحة عقيمة في حال احتياجات ينزف حتى يمكن السيطرة عليها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وقد تم إجراء شقوق، رفع قبالة الجانب الظهري للفقرة واضحة بلطف أي مرفقات الأنسجة. استخدام الوسائل المناسبة للسيطرة على النزيف إذا لزم الأمر. </li></ol></li></ol> 3. ضغط الحبل الشوكي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام roungeurs أو ملقط استئصال الصفيحة الفقرية، وضمان أن الجانبين الجانبية للنخاع الشوكي خالية من العظم الفقري بحيث ملقط معايرة للإصابة ضغط يمكن وضعه على جانبي الحبل الشوكي. يجب أن يكون أحضان ملقط قادرة على أن توضع داخل الفضاء فوق الجافية على الجانبين المجاورة من الحبل الشوكي ونصائح من ملقط يجب أن تكون قادرة للوصول إلى أرضية قناة العمود الفقري. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن الرؤية من الحبل الشوكي هو جيد. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضعه على معايرة دومون # 5 ملقط تقريبا في منتصف الجزء الظاهر من الحبل الشوكي. يذكر أن سلاح القوةيجب وضع ملاحظة في الفضاء فوق الجافية على الجانبين المجاورة ويجب على نصائح تلامس الأرض من قناة العمود الفقري لتوليد إصابات استنساخه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضغط بعناية الحبل الشوكي حتى ربط الفواصل. عقد في مكان لمدة 15 ثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف الافراج عن قوة الضغط وإزالة ملقط معايرة من الحبل الشوكي. وينبغي أن تستخدم المياه المالحة عقيمة لاستعادة التوازن قبل إغلاق الجرح. </li></ol> 4. الجرح الإنتهاء <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة بعناية طبقة العضلات على الحبل الشوكي، مع الحرص على عدم تعطيل أو ممارسة الضغط على الحبل الشوكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام أي خيوط أو الدبابيس لإغلاق الجلد على الجرح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حالة استخدام مخدر الغاز، والبدء في تفتق / إيقاف مخدر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة 0.1 مل من قارعو الأجراس أفرز اللبن لكل 10 غرام من وزن الجسم للمساعدة على حساب الجفاف أثناء الجراحة وبعد الجراحة عند الحيوان هو السبات العميق، ويتعافى من الإصابة. وينبغي أن يكون الحل WARMEd لدرجة حرارة الجسم قبل الحقن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في قفص خالية من الفراش. يجب أن يبني القفص على رأس وسادة التدفئة (كما هو موضح في 1.1.5) بطريقة تسمح للنصف مساحة القفص لتكون على لوحة، في حين أن النصف الآخر يستريح على عداد RT، وذلك لإعطاء الماوس الخيارات المناخ مرة واحدة فمن المتنقلة. احرص على التأكد من أن &quot;قفص الانتعاش&quot; يقع في بيئة هادئة. عن كثب مراقبة الحيوانات حتى استعاد وعيه أنه، في الوقت الذي الماوس يمكن نقلها إلى قفص منتظم مع الفراش. </li></ol> العناية 5. بعد المنطوق <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الجراحة، وإدارة جرعة من 0.05 ملغ / كغ من وزن الجسم البوبرينورفين تحت الجلد كل 12 ساعة لمدة 3 أيام الأولى بعد الجراحة، وبعد ذلك حسب الحاجة لإدارة أعراض الألم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة جرعة من قارعو الأجراس أفرز اللبن (0.1 مل لكل 10 غرام من وزن الجسم تحت الجلد) لأول 3-5 أيام بعد الجراحة. إعطاء هذه الجرعة إذا / عندما يكون لIMAL تبدأ تظهر علامات الجفاف خارج هذه الفترة الزمنية الأولية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التعبير عن المثانة من الحيوانات باستخدام مناورة Crede مرتين يوميا يدويا. جس البطن برفق الحيوان لتحديد موقع المثانة، ومن ثم الضغط النزولي لطيف حتى المثانة فارغة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا لم المثانة فارغة أو البول هي دموية أو غائم وإدارة 50 ملغم / كغم من وزن الجسم من Baytril للحيوان عن طريق حقن interperitoneal لمدة 10 يوما. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة الحيوانات بحثا عن علامات على الالتهام الذاتي، والجفاف، وفقدان الوزن المفرطة (أكبر من 20٪ من وزن الجسم). إذا حيوان تجارب أي من هذه الأعراض يرجى استشارة الطبيب البيطري فورا فيما يتعلق خيارات العلاج، أو الموت ببطء الحيوان بطريقة إنسانية التالية مبادئ توجيهية IACUC. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وبالنظر إلى أن التنقل قد تكون محدودة الحق بعد الجراحة، واتخاذ الخطوات اللازمة لجعل الحيوانات على يقين من الحصول على الغذاء والماء. قبل تعبئتها الغذاء الرطب، وكذلك لالصورة هيدروجيل، يمكن أن تتاح للحيوانات في هذه الحالات. </li></ol></li></ol> 6. تقييم الأنسجة الضرر الناجم عن الإصابات ضغط <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الحيوانات كما هو موضح في الخطوات 1.4 و 1.5. تحقق من عمق التخدير عن طريق قرصة أخمص القدمين، ورصد ردود الفعل طرفة القرنية. عند الحيوان غير حساس للمؤثرات، انتقل إلى الخطوة 6.2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء نضح intracardial 10. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فضح تجويف الصدر وادخال ابرة في البطين الأيسر. طرد السوائل الموجودة مع 20 - 30 مل الفوسفات الجليد الباردة مخزنة المالحة (PBS)، يليه 15-25 مل من الجليد الباردة بارافورمالدهيد 4٪ (PFA). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الحبل الشوكي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع ظهري الجلد إلى الحبل الشوكي وازالة أي نوع من الأنسجة الزائدة المحيطة طول العمود الفقري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع المكوس العمود الفقري وبعيدا أي نوع من الأنسجة المتبقية. المستوى الفعلي للالثقب وأناويمكن التأكد من njury عن طريق عد الأضلاع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مقص فانا وملقط لتهجير أجزاء صغيرة من العمود الفقري في اتجاه الذيلية-لمنقاري. مواصلة خفض حتى ما يتعرض له الحبل كافيا للسماح إزالة آمنة. التصور من موقع القطع وعملية يمكن تسهيل من خلال استخدام المجسام. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع أنسجة الحبل الشوكي في 4٪ PFA. تسمح الأنسجة لمرحلة ما بعد الإصلاح في هذا الحل لمدة 24 ساعة في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الأنسجة Cryoprotect التي تفرخ في 30٪ سكروز لمدة 24 ساعة في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضمين الأنسجة في أكتوبر لفترة وجيزة، واتخاذ الأنسجة من الحضانة السكروز 30٪ وإزالة أي حل الزائد. وضع الأنسجة في cryomold مليئة أكتوبر واحتضان لمدة 1 ساعة على 4 درجات مئوية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة العفن من 4 ° C، تأكيد التوجه اتجاهي للأنسجة، ووضع القالب في طبق ضحل من 2-methylbutane (قبل المبردة لمدة 1 ساعة على الجليد الجاف) والسماح أكتوبر لترسيخ تماما. الحفاظ على الجليد الجاف في حالة استخدام فورا أو ستوإعادة -80 ° C. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الأنسجة إلى 20 ميكرون أقسام السهمي باستخدام ناظم البرد. جبل الأنسجة مباشرة على الشرائح. تخزين في -20 درجة مئوية حتى الاستخدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء الهيماتوكسيلين ويوزين (H &amp; E) وصمة عار. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفترة وجيزة، ترطيب الأنسجة (5 دقائق، 2 مرات)، وصمة عار مع الهيماتوكسيلين (2.5 دقيقة)، ويغسل بالماء (1 دقيقة، 2 مرات). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان الأنسجة في 50٪ ثم 70٪ من الإيثانول (3 دقائق لكل منهما)، وصمة عار مع يوزين (45 ثانية)، ويذوى من قبل حضانة في 90٪ (5 ثانية)، 95٪ (5 ثانية)، الإيثانول بنسبة 100٪ (2 دقيقة) والأيزوبروبانول (2 دقيقة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> واضح مع الزيلين (5 دقائق، 3 مرات). ملاحظة: سوف H &amp; E تلطيخ تختلف مع سمك الأنسجة محددة والظروف. لذلك، لا بد من توحيد قبل الشروع في الأنسجة التجريبية العينات. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية الأنسجة مع شريط رفيع من Permount (~ 100 ميكرون)، وساترة. اضغط لأسفل على جميع الاطراف من ساترة لضمان التوزيع السليم من السوائل. السماح الشرائح تجف O / N. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فيماualize أقسام الأنسجة باستخدام المجهر والتقاط الصور الرقمية باستخدام البرنامج المرافق. </li></ol>

<ol>
	<li>McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+proliferation+after+SCI+in+animal+models.">Endogenous proliferation after SCI in animal models.</a> Stem Cells Int. 2012, 387513 (2012).</li><li>Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+models+of+traumatic+SCI+to+assess+motor+recovery.">Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery.</a> ILAR J. 48 (4), 385-395 (2007).</li><li>Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+on+the+pathology+of+human+SCI.+A+review+and+classification+of+22+new+cases+with+details+from+a+case+of+chronic+cord+compression+with+extensive+focal+demyelination.">Observations on the pathology of human SCI. A review and classification of 22 new cases with details from a case of chronic cord compression with extensive focal demyelination.</a> Adv Neurol. 59, 75-89 (1993).</li><li>Beattie, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+repair+after+spinal+cord+contusion+injuries+in+the+rat.">Endogenous repair after spinal cord contusion injuries in the rat.</a> Exp Neurol. 148 (2), 453-463 (1997).</li><li>Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Graded+histological+and+locomotor+outcomes+after+spinal+cord+contusion+using+the+NYU+weight-drop+device+versus+transection.">Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection.</a> Experimental Neurology. 139 (2), 244-256 (1996).</li><li>Krishna, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+contusion+model+of+severe+SCI+in+rats.">A contusion model of severe SCI in rats.</a> J Vis Exp. 78, (2013).</li><li>Plemel, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+graded+forceps+crush+SCI+model+in+mice.">A graded forceps crush SCI model in mice.</a> J Neurotrauma. 25 (4), 350-370 (2008).</li><li>Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increase+of+NG2-positive+cells+associated+with+radial+glia+following+traumatic+SCI+in+adult+rats.">Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats.</a> J Neurocytol. 34 (6), 459-469 (2005).</li><li>Namiki, J., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+proliferation+and+nestin+expression+in+the+ependyma+of+the+adult+rat+spinal+cord+after+injury.">Cell proliferation and nestin expression in the ependyma of the adult rat spinal cord after injury.</a> Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 58 (5), 489-498 (1999).</li><li>Teletin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histopathology+in+Mouse+Metabolic+Investigations.">Histopathology in Mouse Metabolic Investigations.</a> Current Protocols in Molecular Biology. 29, (2007).</li><li>McDonough, A., Hoang, A. N., Monterrubio, A. M., Greenhalgh, S., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compression+injury+in+the+mouse+spinal+cord+elicits+a+specific+proliferative+response+and+distinct+cell+fate+acquisition+along+rostro-caudal+and+dorso-ventral+axes.">Compression injury in the mouse spinal cord elicits a specific proliferative response and distinct cell fate acquisition along rostro-caudal and dorso-ventral axes.</a> Neuroscience. 254, 1-17 (2013).</li><li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+SCI+in+five+common+mouse+strains.">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after SCI in five common mouse strains.</a> J Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li><li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

اختيار نموذج SCI مهم في تصميم التجارب لتحديد مدى فعالية من العلاجات للحالات الإنسانية لاصابات النخاع الشوكي. مثل هذه التجارب تتطلب نموذج حيواني هذا هو تكرار للغاية للحد من التقلبات التي قد تؤدي إلى البيانات غير حاسمة. كما ينبغي لها أن تكون ذات أهمية سريرية لتقييم دقيق لحالة الإنسان أنهم النمذجة. تحقيقا لهذه الغاية، واختيار من اصابة في الضغط أو contusive أكثر من transection هو أكثر ملاءمة 3 سريريا. ومع ذلك، الرواطم والأجهزة انخفاض الوزن عن إصابات كدمة تتطلب استخدام معدات مكلفة ومعقدة. في المقابل، ملقط نموذج معايرة من SCI يستخدم تعديل ملقط التي هي سهلة لتجميع من المواد المختبرية الشائعة، ويتطلب عملية جراحية واحدة فقط خطوة إضافية بعد الظهرية الثقب القياسية لفضح الحبل الشوكي. ومع ذلك، عيب واحد من استخدام هذا الأسلوب هو أن قوة الضغط يطبق دائما أفقيا بدلا من ظهريا، كماوغالبا ما ينظر إليها في الحالات السريرية البشرية من SCI 9، والإصابات الناتجة الضغط باستخدام طريقة تؤثر على أكبر-منقاري الذيلية مدى الأنسجة من النماذج كدمة 1،2. وقد تجلى هذا النموذج من قبل منشئي هذه التقنية، ولنا، لتوليد استنساخه SCI 7،11، ومناسب تماما لحجم الفئران. وعلاوة على ذلك، وهذا النموذج إصابة يسمح للحيوانات التي يتم تقييمها بعد العلاج الجراحة والعلاج باستخدام العديد من الاختبارات السلوكية، مثل باسو ماوس مقياس للتنقل واختبار الشعر فراي فون، للتحقق من أن لفيف من الحيوانات تشترك في نفس شدة الإصابة والعجز العصبية 7،11-13. ويمكن أيضا أن هذه التقنيات نفسها أن تستخدم لتقييم فعالية من العلاجات التي تعطى للحيوانات خلال الدراسات الاستقصائية، والوفاء المعايير العامة لالنماذج الحيوانية المستخدمة لتقييم العلاجات لاصابات النخاع الشوكي 2،7. طريقة إنتاج forcep معايرةالصورة لنموذج إصابة بسيطة ويمكن تحقيق ذلك مع مجموعة متنوعة من أساليب مختلفة. وقد استخدمنا طريقة فاصل 11، والتي نشرتها Plemel 7، وعدلت أيضا ملقط باستخدام برغي صغير، والذي لا يوفر فقط أسهل طريقة لإنشاء جهاز ضغط، ولكن يسمح أيضا لبراعة في تعديل ضغط العرض النهائي، ل الاستفادة للدراسات المقارنة. مجموعة من الخيارات في خلق ملقط غير محدود تقريبا ما دامت هل (ق) توفر وسيلة مستقرة إغلاق دائما ملقط لنفس المسافة ويمكن أن تصمد أمام التعقيم والتعقيم. الأساليب الجراحية وصفها في هذا الفيديو هي استنساخه للغاية عبر المستخدمين، ولكن من الضروري توخي الحذر عند إجراء الثقب وخياطة الحيوان بعد أن تم تنفيذ الإجراء بحيث لا يعاني الحبل الشوكي أي قوات ضغطي الإضافية التي قد تزيد شدة الإصابة وخلطا بين التجارب المستقبلية. </p&gt; مع التدريب والممارسة السليم، ملقط نموذج معايرة للإصابة ضغط مناسب تماما لأداء SCI في الفئران التي تحاكي الحالات السريرية التي لوحظت في البشر 2،3،7. نظرا لسهولة خلق ملقط، وتنتج الفئران من درجات متفاوتة من شدة الإصابة يمكن القيام به بسهولة. هذا وسوف تكون ذات فائدة كبيرة لرصد التأثيرات الجينية على SCI من بدرجات متفاوتة من الشدة في الفئران المعدلة وراثيا وكذلك تقييم فعالية زرع الخلايا الجذعية في الفئران. وقد أجريت غالبية الدراسات في الأدب على الفئران بسبب حجمها، الأمر الذي يجعل عملية جراحية عموما أسهل لأداء. لكن الطريقة التي نشرتها Plemel وآخرون. (7) والتي وصفها لنا في هذا الفيديو يجب أن تمكن SCI التي يتعين القيام بها على الفئران مع سهولة كبيرة والتكاثر.

النماذج الحيوانية من اصابات النخاع الشوكي هي أدوات قيمة لتقييم فعالية نماذج علاجية تهدف للحد من الضرر نتيجة لصدمة إلى الحبل الشوكي. بدافع الضرورة التجريبية، يجب أن توفر هذه النماذج العجز استنساخه في الحركي والسلوكيات الحسية، يكون قابل للتعديل لإنتاج إصابات مختلفة الشدة، وتثبت أن شدة الإصابة يرتبط مع درجة العجز العصبية الملاحظة. هناك ثلاثة أنواع رئيسية من SCI مع ميزات متميزة من الإصابة: transection، كدمة، وضغط 1. لفترة وجيزة، وإصابة transection هو تهتك في النخاع الشوكي، وتنشأ الإصابة كدمة من قوة محورية وجيزة تطبيقها على الحبل الشوكي الظهري، ويحدث بسبب اصابة في ضغط عندما يتم تطبيق قوة الضارة إلى الحبل الشوكي، ويمكن أن تكون أيضا يشار إلى إصابة سحق 2. إصابات transection كاملة نادرة سريريا في البشر 3، في حين كدمة علىإصابات د ضغط هي أكثر شيوعا. إصابة ضغط تنتج هذه النتيجة مشابهة لما هو موجود في SCI البشرية التي تسببها، على سبيل المثال، وضغط الورم أو غيرها من القوات ضغطي الضارة، ويمكن القيام بها باستخدام مجموعة بسيطة من الأدوات. إصابات كدمة وضغط متشابهة في ان كل من هم قوة ضاغطة وكلاهما ميزات المرضية المشابهة، مثل الفوضى التهندس الخلوي، وتثير ردود الذاتية مماثلة لإصابة 1،4. نموذج إصابة كدمة عادة تنطبق عليها هذه القوة إلى الحبل الشوكي الظهري باستخدام جهاز خاص بطريقة مشابهة لحالات الإصابة البشرية SCI الناتجة عن الانحشار من العمود الفقري 2،5،6. في المقابل، يمكن أن تتولد إصابات ضغط من قبل مجموعة متنوعة من أساليب استخدام القوة ظهريا أو أفقيا. وتشمل أساليب اصابة ضغط ملقط 7، مقاطع تمدد الأوعية الدموية معايرة 2، أو وضع الوزن مباشرة على الحبل الشوكي 8. ميزة للمقاطع تمدد الأوعية الدموية هي أنها قادرة على توفير كميات مختلفة من القوة 9. طريقة إضافة الأوزان إلى السطح الظهري للحبل الشوكي مباشرة 8 يتطلب الوزن ليكون في مكان لمدة 10 دقيقة، تزيد بشكل كبير من طول الجراحة ويؤدي إلى التضارب بسبب وضع الوزن والحركة بسبب التنفس من الحيوانات. نظرا لصغر حجم الفئران، والوقع الحيوانات في الأجهزة المتخصصة المصممة للاستخدام في الفئران، مثل الرواطم لإصابات كدمة، قد يكون من الصعب أو تؤدي إلى إصابات لا تتفق 7. ومع ذلك، تتوفر في مجموعة واسعة من السلالات المعدلة وراثيا، على عكس الحيوانات الكبيرة مثل الفئران أو الأرانب التي هي مفيدة جدا للبحث SCI الفئران. طريقة Plemel استخدام ملقط معايرة لضغط الحبل الشوكي يولد SCI استنساخه مع وجود درجة عالية من الارتباط بين شدة الإصابة والعجز العصبي 7. هذا النموذج SCI الجراحيةتم إنشاؤها باستخدام زوج من رقم 5 ملقط دومون تعديل الذي سيعقد بعيدا على مسافة محددة من قبل أي من الايبوكسي المعدن أو بعض عرقلة أخرى لمنع الإغلاق التام. يضمن هذا التباعد هندسيا أن ملقط سوف دائما قريبة من عرض معين في جراحات متعددة ومختلفة من قبل المستخدمين. الاستفادة من طريقة Plemel هي أن المواد اللازمة لإنتاج ملقط معايرة يمكن شراؤها بسهولة وتجميعها في المختبر دون الحاجة إلى معدات متخصصة. ويمكن لهذه ملقط تحمل جولات متعددة من التعقيم والتعقيم، وعدم وجود والأجهزة الضخمة منفصل يبسط عملية جراحية. في هذا الفيديو نظهر استخدام الجراحي من زوج من ملقط معايرة على الحبل الشوكي الماوس لتوليد ضغط إصابة. نعالج أيضا المخاوف المتعلقة فريدة لرعاية الحبل الشوكي المصاب الحيوانات المختبرية لتحسين نوعية حياتهم بعد العملية والحد من وفيات.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane machine</td><td>Smiths Medical PM, Inc</td><td>VCT302</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Phoenix Pharmaceutical</td><td>NDC: 66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting Scope</td><td>Seiler Precision Microscopes</td><td>SSI 202/402</td><td></td></tr><tr><td>Germinator-500 (tool sterilizer)</td><td>Thomas Scientific</td><td>3885A20</td><td></td></tr><tr><td>Puralube (eye ointment)</td><td>Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel handle (#3)</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blade (#11)</td><td>Fisher Scientific</td><td>&amp;nbsp;08-914B</td><td></td></tr><tr><td>Retractor (Colibri)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-03</td><td></td></tr><tr><td>Friedman Pearson roungeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td></td></tr><tr><td>Vanna (Castroviejo) scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-5658</td><td></td></tr><tr><td>Tissue forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11029-14</td><td></td></tr><tr><td>Laminectomy forceps (Dumont #2)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Stapler</td><td>Fine Science Tools</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>Staples (wound clips)</td><td>Reflex7</td><td>203-1000</td><td></td></tr><tr><td>Sutures</td><td>Henry Schein</td><td>101-2636</td><td></td></tr><tr><td>Needles (30 G x &amp;frac12;)</td><td>BD Biomedical</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Syringe (1 ml)</td><td>BD Biomedical</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Baytril (enrofloxacin)</td><td>Bayer</td><td>NADA 140-913</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex (buprenorphine)</td><td>Cardinal Health</td><td>NDC 12496-0757-1</td><td></td></tr></tbody></table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

إصابات ضغط من الحبل الشوكي الفئران هي نماذج حيوانية قيمة لدراسة إصابة الحبل الشوكي (النخاع الشوكي) والعلاج التجديدي الشوكي. ملقط نموذج معايرة للإصابة ضغط غير مريحة، منخفضة التكلفة، ونموذج حيواني استنساخه جدا لاصابات النخاع الشوكي. كنا زوج من ملقط المعدلة وفقا للطريقة التي نشرتها Plemel وآخرون (2008) لضغط أفقيا الحبل الشوكي لمسافة 0.35 مم. في هذا الفيديو، ونحن سوف يبرهن على وجود الثقب الظهرية لفضح الحبل الشوكي، تليها ضغط على الحبل الشوكي مع ملقط المعدلة. في الفيديو، ونحن سوف تتناول أيضا القضايا المتعلقة رعاية الحيوانات المختبرية مشلول. هذا النموذج إصابة تنتج الفئران التي تظهر ضعف في الإحساس، وكذلك اختلال وظائف hindlimb الحركي. وعلاوة على ذلك، وهذه الطريقة من الإصابة ينتج الانحرافات متسقة في علم الأمراض من SCI، على النحو الذي تحدده أساليب المناعى. بعد مشاهدة هذا فيدEO، يجب أن تكون قادرا على تحديد الإمدادات والأساليب اللازمة لإنتاج SCI من مختلف الشدة في الماوس للدراسات عن اصابات النخاع الشوكي و / أو العلاجات تهدف للحد من الانخفاض بعد إصابة المشاهدين.

أجرينا الثقب في 12 الفئران (25 - 30 غرام) كما هو موضح أعلاه، تليها الضغط على الحبل الشوكي عند 0.25 ملم (ن = 4)، 0.35 ملم (ن = 4) و 0.55 ملم (ن = 4). نحن ضحى الحيوانات في ثلاث (ن = 6) وسبع (ن = 6) إصابة يوما آخر من قبل نضح داخل القلب. تمت إزالة الحبل الشوكي من العمود الفقري، وأعد الأنسجة ومعالجتها كما هو موضح أعلاه. واتخذت صورة من الحبل الشوكي كامل مع المجهر الرقمي لايكا EZ4 والبرنامج المرافق. واتخذت صورة من أقسام الحبل الشوكي في 2X التكبير باستخدام مجهر رقمي أوليمبوس والمرافق البرمجيات. وجدنا أن انضغاط الحبل الشوكي تنتج إصابة وكان مركزه في الموقع من ضغط (الشكل 1). الآثار المترتبة على الإصابة تمتد عدة مليمترات في الاتجاهات منقاري والذيلية. زادت خطورة الاصابة والمسافة بين الفواصل انخفضت (0.25 ملم&gt; 0.35 مم&gt;0.55 مم، الشكل 2). بعد ثلاثة أيام من ضغط كانت هناك دماء في بؤرة الإصابة والمناطق المحيطة بها التي لم تقدم 7 أيام بعد الإصابة. 0.25 ملم و 0.35 ملم الضغط أنتجت تجويف، ولكن ليس النموذج 0.55 ملم. بعد 7 أيام، والظهرية والمادة البيضاء بطني انخفض إلى حد كبير في الحجم في مركز الزلزال، تم مشوهة للغاية تنظيم المادة الرمادية، وكان التجويف المستمر. وتترجم هذه التعديلات cytoarchitectonical في المحرك والتعديلات الحسية في سلوك الحيوان تقييمها باستخدام الاختبارات المناسبة مثل باسو ماوس مقياس لالحركي وظيفة والشعر وكلوريد الإيثيل الاختبارات فون فراي عن وظيفة الحسية كما أثبتنا في المنشورات السابقة 8. <img alt="الشكل (1)" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> الشكل 1. صور الممثل من الحبل الشوكي سليمة قبل وبالعربية على حد سواءإصابة ثالثا. (A) الحبل الشوكي سليمة. (B) الحبل الشوكي بعد 0.35 مم الضغط. تشير الأسهم الحدود من الاصابة. النجمة indentifies بؤرة الإصابة. D = ظهري، L = الجانبي. شريط مقياس: 0.50 ملم <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> الشكل 2. صور الممثل من الماوس الحبل الشوكي قبل وبعد الإصابة ضغط في متفاوتة بعرض الضغط. (A) قسم سهمي السيطرة الحبل الشوكي. (B) القسم الاكليل في مركزه من 0.35 ملم SCI 7 أيام إصابة ضغط آخر (نقطة في البوصة). (C، E، G) أقسام السهمي من النخاع الشوكي 3 نقطة في البوصة إلى عرض 0.25 ، 0.35 أو 0.55 ملم. (D، F، H) أقسام السهمي من H &amp; E الملون الحبل الشوكيالصورة 7 نقطة في البوصة إلى عرض من 0.25، 0.35 أو 0.55 ملم. النجمة indentifies بؤرة الإصابة. جميع أقسام ملطخة H &amp; E. D = ظهري، L = الجانبي. شريط مقياس: 1.25 ملم <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury at JoVE.com

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

معايرة الملقط نموذج من الحبل الشوكي ضغط الإصابات

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

calibrated-forceps-model-of-spinal-cord-compression-injury

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

18.4K Views.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Video: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

نموذج من جانب واحد راض عنق الرحم لاصابة النخاع الشوكي باستخدام المتصادم الأفق اللانهائي

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

نموذج كدمة شديدة اصابات الحبل الشوكي في الجرذان

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

رواية الفقري طريقة لتحقيق الاستقرار لإنتاج Contusive إصابة الحبل الشوكي

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

العصبية زرع الخلايا الجذعية في التجريبية Contusive نموذج من إصابة الحبل الشوكي

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

وحديثي الولادة ماوس الحبل الشوكي ضغط إصابة نموذج

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

A النزوح القائم على النزوح النخاع الشوكي نموذج إصابة في الفئران

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

A Neuronal Apoptosis Model induced by Spinal Cord Compression in Rat

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, motor or sensory dysfunction, and a high risk of spinal cord injury and acroparalysis. Thus, therapeutic strategies that promote efficient spinal cord regeneration in this chronic and progressive disease are urgently needed. Effective and reproducible animal spinal cord compression models are required to understand the complex biological mechanism underlying CSM. Most spinal cord injury models reflect acute and structural destructive conditions, whereas animal models of CSM present a chronic compression in the spinal cord. This paper presents a protocol to generate a rat spinal cord compression model, which was further evaluated by assessing the behavioral score and observing the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability, including joint movements, stepping ability, coordination, trunk stability, and limb muscle strength. Hematoxylin and eosin (H&#38;E) staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

Here, we present a protocol to generate a rat spinal cord compression model, assess its behavioral score, and observe the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability. Hematoxylin and eosin staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, ...

Neuroscience

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

إنشاء نموذج إصابة الحبل الشوكي لكدمة الفأر بناء على تقنية طفيفة التوغل

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

إنشاء نموذج متلازمة الحبل المركزي في الماوس C57BL / 6J

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

جهاز كدمة إصابة الحبل الشوكي لنماذج الماوس الدقيقة

Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of contusion models of spinal cord injury by impacting the spinal cord results in similar pathologies to most spinal cord injuries in clinical practice. Accurate, reproducible, and convenient animal models of spinal cord injury are essential for studying spinal cord injury. We present a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, the Guangzhou Jinan University smart spinal cord injury system, that can produce spinal cord injury contusion models with accuracy, reproducibility, and convenience. The system accurately produces models of varying degrees of spinal cord injury via laser distance sensors combined with an automated mobile platform and advanced software. We used this system to create three levels of spinal cord injury mice models, determined their Basso mouse scale (BMS) scores, and performed behavioral as well as staining assays to demonstrate its accuracy and reproducibility. We show each step of the development of the injury models using this device, forming a standardized procedure. This method produces reproducible spinal cord injury contusion mice models and reduces human manipulation factors via convenient handling procedures. The developed animal model is reliable for studying spinal cord injury mechanisms and associated treatment approaches.

تسليط الضوء على المؤلف: نظرة ثاقبة للابتكارات في أبحاث إصابات الحبل الشوكي

Presented here is a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, which can accurately produce spinal cord injury contusion models with varying degrees.

نموذج الصدمة الآلي لإصابة الحبل الشوكي الطارئ في الفئران

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of ...