We thank Dr. C. Geoffrey Burns for fish stock. The authors are grateful to UNC Flow Cytometry Core Facility, UNC-CGIBD AAC core for resources enabling this project, and the ZAC facility for animal care. L.S. is supported by NIH T32 grant HL069768-13 (PI, Nobuyo Maeda). N.F. is supported by NSF Graduate Research Fellowship NSF-DGE-1144081. This study was supported by NIH P30DK034987 grant (to UNC Advanced Analytics Core), American Heart Association Scientist Development Grant 13SDG17060010 and Ellison Medical Foundation New Scholar Grant AG-NS-1064-13 (to Dr. Qian), and NIH R00 HL109079 grant (to Dr. Liu).

이 프로토콜은 배아를 생산하는 라이브 성인 지브라 피쉬의 사용을 필요로한다. 배아는 조직 수집을 위해 수확. 이 실험을 수행하기 위해 적절한 윤리 리뷰 보드의 승인을 얻기 위해 필수적이다. 1. 단계적 배아를 구합니다 <ol><li> 실험 전날, 번식을위한 건강한 성인 제브라 피쉬를 준비합니다. 한 남자와 사육 탱크에 명확한 구분선의 반대편에 한 여자를 놓습니다. </li><li> 다운 스트림 응용 프로그램에 대한 충분한 배아 생산을 위해 필요한만큼 사육 탱크 1.1를 반복합니다. 관심의 세포 유형에 형광 단백질을 표현 야생 형 물고기와 형질 전환 어류 모두에서 배아를 가져옵니다. 주의 : 단계 2-8 하향 애플리케이션에 필요한 배아의 개수는 관심 시점에서 관심 셀의 상대적인 풍부함에 의존한다. 이 세포 유형에 따라 다를 수 있지만, 200 배아는 2,000-5,000 정렬 된 세포를 생성 할 때 C관심의 ELL 학생은 24 HPF (시간 후 수정)에서 &lt;전체 세포의 1.0 %를 나타냅니다. </li><li> 다음날 아침, 신선한 사육 탱크에 물고기를 전송하여 빵 가루 탱크에 물을 변경하고 분배기를 제거합니다. 사육을 장려하기 위해 각도로 탱크를 기울입니다. </li><li> 무대 배아를 수집합니다. <ol><li> 매 15 분, 신선한 사육 탱크에 성인을 전송하고 차 여과기를 통해 남아있는 계란을 전달하여 배아를 수집합니다. 참고 : 비교 밀도와 온도로 유지하면 Zebrafish의 배아 동 기적으로 개발할 수 있습니다. </li><li> (1 L 증류수에 0.21 g / L 인스턴트 오션 염) 계란 물과 계란을 씻어 배양 접시에 전송합니다. 공기 순환으로 28.5 ° C에서 습한 인​​큐베이터로 배양 접시를 전송합니다. </li></ol></li><li> 두 시간 마지막으로 수집 한 후, 정렬 10cm 배양 접시에, 다세포 배아를 수정 된과 접시 당 50 배아에 밀도를 줄일 수 있습니다. 하나, 15에서 선택 배아다운 스트림 응용 프로그램에 대한 수집 분 시간 창. 28.5 ° C에서 배아를 품어. 참고 : 예를 들어 8:30 8:45 9:00 9시 15 분 9:30 9:45 10:00 10:15 오전 배아를 수집합니다. 수정 된 배아의 최대 수는 9시에 수집 된 클러치의 경우 시점에서 비교, 다음, 다운 스트림 응용 프로그램 만이 배아를 사용합니다. </li></ol> 2. 단일 세포 해리에 대한 설정 <ol><li> 이전에 관심 (18 HPF)의 시점에 약 30 분 잘 집게로 수동으로 융모막에서 배아를 제거합니다. </li><li> 수집하고 각 조건에 대해 다음 라벨을 두 개의 2 ml의의 microcentrifuge 튜브, 한 40 μm의 셀 스트레이너, 하나의 35mm 세포 배양 접시, 그리고 35 μm의 셀 스트레이너 얹어 두 FACS 튜브. </li><li> 얼음에 다음과 같은 시약을 진정 : 계란 물 1L에 증류수를 0.21의 /의 L 인스턴트 오션 염을 함유 55 mM의 염화나트륨, 1.8 mM의 KCl을, 1.25 mM의 NaHCO3을 함유 버퍼 드 - yolking; 및 FACS 버퍼 라이 보 비츠의 L-15 5 % 열 - 불 활성화 소 태아 혈청을 포함하는 매체. </li><li> RT에 셀 해리 시약 1의 샘플 당 1 ml에 가져와. 얼음에 샘플 당 해동 1 ml의 세포 해리 시약 2. 사용 직전에 실온으로 가져옵니다. </li></ol> 3. 단일 세포 해리 <ol><li> 넓게 보아 유리 피펫을 사용하여, 달걀 물의 최소 부피 2 ml의 마이크로 원심 분리 튜브에 100-300 배아를 옮긴다. </li><li> 20 분 동안 얼음에 튜브를 1 ml의 얼음처럼 차가운 물과 계란 물을 1,8- 침지하여 배아를 안락사. 주의!이 (보조 안락사와 같은 세포 분리 한 다음 얼음에 재미)이 안락사 방법에 대한 적절한 제도적 동물 보호 감독위원회의 승인을 받아야하는 것이 중요합니다. 표준 안락사는 일반적으로 배아 그들이 생존 세포를 얻기에 적합하지 않은 냉동 후 표백된다 삼일에게 후 수정을 &lt;해야합니다. </li><li> 1 ml의 얼음처럼 차가운 달걀 물과 배아 두 번 씻으십시오. 세척, 달걀 물과 계란 물을 추가하는 P1000을 제거하기 위해 넓은 구멍 유리 피펫을 사용합니다. </li><li> P1000 팁으로 8 ~ 12 시간을 1 ml의 Deyolking 버퍼와 배아의 물을 교체하고 분쇄​​하여 의해 노른자를 제거하거나 노른자가 용해 될 때까지 태아의 몸은 볼 수 있습니다. </li><li> 1 분 300 XG에서 원심 분리하여 조직을 수집합니다. 부드럽게 조직 펠렛을 방해하지 않고 뜨는을 제거하기 위해 피펫을 사용합니다. 1 ml의 달걀 물에 다시 일시 중지합니다. </li><li> 반복 세 세척의 총 단계 3.5하지만, 최종 세척에, 1 ml의 RT 셀 해리 시약 (1)에 다시 일시 중지합니다. </li><li> 수평으로 배치 된 튜브 실온에서 10 분 동안 세포 해리 시약 1에 품어. 모든 2 ~ 3 분, 부드럽게 응집을 방지하기 위해 P1000 피펫으로 씹다. 참고 : 분쇄 단계 동안 부드럽게 샘플을 처리합니다. 언젠가 하나의 큰 덩어리는 배아 몸의 복잡하게 얽힌에서 튜브를 형성 할 것이다. 이 뜻부드러운 분쇄에 힘 입어 추가로 소화를 분산. VORTEX하지 않습니다. </li><li> 3 분 300 XG에서 원심 분리하여 조직을 수집합니다. 1 ml의 세포 해리 시약 2 상층 액과에 resuspend를 제거합니다. </li><li> 실온에서 5 ~ 15 분 동안 품어. 수평 튜브를 놓습니다. 모든 2 ~ 3 분, 부드럽게 응집을 방지하기 위해 씹다. 매 5 분, 소화의 진행 상황을 평가합니다. <ol><li> 소화의 진행 상황을 평가 세포 배양 접시 위에 방울로 18 μL FACS 버퍼 및 피펫으로 2 μl의 상층 액을 희석합니다. </li><li> 샘플을 통해 커버 슬립을 놓고 10 배와 20 배 배율에서 조직 문화 현미경으로 관찰한다. 주 : 준비 단일 세포, 작은 클러스터, 대형 클러스터 및 가끔 대부분-그대로 배아 체의 혼합으로 표시됩니다. </li><li> 시각적으로 단일 세포와 작은 클러스터 인 준비의 비율을 평가합니다. 주 : 오버 소화가 생존 능력을 감소; 아래 - 소화 단일 세포 수율을 감소시킬 것이다. &lt;/ 리&gt; </ol></li><li> 5 분 300 XG에서 원심 분리하여 세포의 준비를 수집합니다. 뜨는을 취소하고 차가운 FACS 버퍼 1 ㎖에 다시 일시 중지합니다. </li><li> FACS 버퍼와 40 μm의 셀 스트레이너를 묻 힙니다. 35mm 세포 배양 접시에 40 μm의 셀 스트레이너를 통해 세포 현탁액을 통과한다. 버퍼를 정렬 한 ML의 FACS로 셀 스트레이너를 한 번 씻으십시오. </li><li> 이 용액에 마이크로 원심 튜브에 관류 이동. 5 분 동안 300 XG에 원심 분리하여 세포를 수집하고 100 ㎕의 FACS 버퍼에 다시 일시 중지합니다. </li><li> 혈구를 사용하여 세포 수율을 계산합니다. 또한 선택의 FACS 기계 권장 ml의 또는 최적의 농도 당 5 × 6 세포 샘플을 희석. 혈구에 세포 수율을 계산하면 선택적, 트리 판 블루 Counterstain과 죽은 세포를 FACS 정렬하기 전에 셀 준비의 가능성을 확인합니다. 참고 : 너무 정렬 시간을 초과하는 금액을 취할 것 희석되는 물질. 너무 C 있습니다 준비oncentrated이 다량으로 응집하는 경향이 순수한 인구를 정​​렬 최적입니다. </li><li> 예약은 각 샘플의 ~ 20 %는 흠없는 컨트롤을 사용합니다. 추가하여 나머지 샘플, 얼룩 죽은 세포에 대한 형광 라이브 / 죽은 (L / D) 차별은 각 샘플에 염료. 세척하지 마십시오. 참고 핵산은 L / D 염료로서 사용될 수있다 손상된 세포막 얼룩 세포 침투 상관 형광 염료, 형광 스펙트럼의 관심 선택과 형광 표지 세포의 FACS 시스템과 호환 한한다. <ol><li> 일부 세포가 FACS 정화에 운송 죽을와 정렬 된 인구에서 제외해야로서 염료를 추가 한 후 준비를 세척하지 마십시오. </li></ol></li><li> 20 μL FACS 완충액으로 FACS 튜브 덮인 35 μm의 셀 스트레이너를 묻 힙니다. 스트레이너에 셀을 추가하고 중력에 의해 수집합니다. 얼음에 보관하십시오. </li></ol> 4. FACS 농축 <ol><li> 하나의 위해 풍부하게 FACS를 사용하여형광 마커를 발현하는 살아있는 세포. <ol><li> 측면 산란 진폭 (SSC-A) 대 앞으로 분산 형 (FSC-A) 진폭의 산포도에 파편으로부터 세포를 구분하는 게이트를 설정, 모두 선형 스케일링. 주의! Zebrafish의 세포는 일반적으로 마우스 나 인간의 세포보다 작습니다. 이것은 세포와 파편 사이의 낮은 기저 분리에 반영됩니다. </li><li> 4.1.1에서 설정 한 문에서 하나의 셀에 대한 풍부하고 앞으로 분산 높이 (FSC-H) 및 로우 사이드 분산 높이 (SSC-H)의 산포도를 사용하여 다량, 선형 스케일링을 모두 제외 게이트를 설정합니다. 참고 : 불균형 높은 FSC-H 낮은 SSC-H와 세포 가능성이 다량하고 분류에서 제외됩니다. </li><li> 단색 제어를 사용 4.1.2 게이트 집합, 선형 스케일링 및 채널의 진폭 FSA-A의 산점도만을 사용 생균을 포함하는 게이트를 설정 로그 스케일링 L / D 얼룩을 검출하기 위해 사용된다. L / D 음성 세포를 포함합니다. </li><li> 에서게이트는 단일 색상 제어를 이용하여 4.1.3 설정 로그 스케일링 형광 단백질 세포 마커를 검출하기 위해 사용되는 채널의 선형 스케일링 및 진폭 FSA-A의 산포도를 이용한 포지티브 형광 만 생균을 포함하는 게이트를 설정할 . 양성 세포를 포함합니다. </li><li> 필요한 경우 L / D 염색 및 형광 단백질의 스펙트럼 사이의 간섭을 고려하여, 어떤 보상 컨트롤을 설정합니다. </li></ol></li><li> 단계 4.1에서 설정 한 게이트 모두에 해당 셀에 설정 정렬 논리. <ol><li> 이중 라벨 세포를 이용한 세포 분류를위한 게이팅 확인합니다. 참고 : 세포보다는 파편, 단일 세포보다는 다량, L / D 부정과 형광 양성 세포 수 있습니다 정렬 세포. </li></ol></li><li> 얼음에 microcentrifuge 관에서 차가운 FACS 버퍼의 5 μL에 관심있는 인구에서 정렬 2,000-4,000 세포. 휴대가 가능한 최저 압력을 사용하여 정렬하는 동안 세포에 전단과 부담을 최소화하기 위해다소. 참고 : FACS 버퍼의 5 μl의 방울은 FACS 기계를 종료 세포에 대한 쿠션 역할을한다. 직접 FACS 버퍼 2,000-4,000 세포를 수집하기 전에 IFC 칩 상에 로딩 원심 분리의 필요성을 제거한다. 세포 펠렛에서 서로을 준수 할 경우 원심 분리가 다량의 형성으로 이어질 수 있기 때문에이 전략을 권장합니다. </li><li> 후 정렬 생존 분석을 평가합니다. <ol><li> L / D 얼룩 1,000 희석 전송 1 μL 버퍼 1 정렬 100 ㎕의 FACS와 신선한 FACS 튜브에 세포를 분류. 단계 4.1의 게이팅 전략 FACS 분류기를 통해 세포를 전달합니다. L의 비율을 사용하여 / 긍정적 인 부정적인 D는 정렬 된 세포의 생존 능력을 평가합니다. </li></ol></li></ol> 미세 유체 칩에 5.로드 셀 <ol><li> 혈구를 사용하여, 농도와 정렬 셀 크기 모두를 측정한다. <ol><li> 적어도 10 μL로 정렬 된 세포를 희석. 5 μ의 나누어지는을 희석5 ㎕의 트리 판 블루 L 세포. 혈구에로드 커버 슬립을 적용합니다. </li><li> 혈구의 4 × 4 격자의 모든 세포의 명 시야 이미지를 수집합니다. 생균들의 수를 카운트하고 살아있는 세포 / ml을 계산한다. 라이브 세포는 트리 판 블루를 차지하지 않습니다. 주 : 모든 살아있는 세포의 직경을 측정하기 위해 표준 이미지 분석 소프트웨어를 사용한다. 셀 크기의 평균치와 표준 편차를 산출하고, 관심있는 셀 크기 범위에 대한 적절한 IFC 판을 선택한다. 셀 크기 범위 IFC 플레이트 셀 크기 범위에 걸쳐있는 경우, 관심있는 셀의 전체 범위를 캡쳐하기 위해 여러 판을 사용한다. </li></ol></li><li> 제조업체의 지침에 따라 IFC 플레이트에로드 셀 (자료 참조). <ol><li> 1 × 106 세포 / ㎖로 세포를 희석하고 제조업체의 지침에 따라 부력 최적화를 수행합니다. 주 : 부력 최적화 셀 아래쪽 싱크하지도 로딩 아의 상단에 떠있는 것을 보장하지도IFC 칩 상에 최적의 로딩 리터. 세포에 버퍼의 비율은 세포 유형에 따라 다를 수 있지만, 일반적으로 6 범위 수 있습니다 4-7 : 세포의 3 : 버퍼를. </li><li> 프라임 - IFC 접시에 세포를 추가합니다. 로드 호환 유체 기계로 판 및 마이크로 유체 회로를 통해 캡처 차선으로 세포를 밀어 셀 로딩 스크립트를 실행합니다. </li></ol></li><li> 세포가 IFC 접시에 캡처 사이트에 박혀 있는지 확인합니다. <ol><li> 유체 기계에서 IFC 플레이트를 제거합니다. 플레이트 어댑터가 장착 된 현미경에 IFC 플레이트를 탑재합니다. </li><li> 10 배 배율에서 각 캡처 사이트에 대한 밝은 필드 및 형광의 스냅 샷을 수집합니다. 참고 : 브라이트 캡처 시간은 램프의 강도에 따라 10 ~ 50 밀리의 범위 일 수있다. 형광 촬영 시간은 형광 휘도에 따라 250-750 MS 범위 일 수있다. 광 손상을 방지하기 위해 세포의 과도한 노출을 피하십시오. </li></ol></li></ol> 6. cDNA를 합성 <ol><li> I에 따라 현장에서 세포 용해를 수행FC 플레이트 제조업체의 지침. <ol><li> IFC 플레이트에 웰에 용해 버퍼를 추가합니다. 제조업체의 지침에 따라 호환되는 유체 기계 및 실행 세포 용해 스크립트 상에로드 플레이트. </li></ol></li><li> IFC 플레이트 제조업체의 지침에 따라 역전사를 수행합니다. <ol><li> IFC 판에 역전사 시약을 추가합니다. 호환되는 유체 기계 상에로드 플레이트. 역전사 스크립트를 실행합니다. 샘플 사이클링 조건 : 5 분 85 ° C에서 다음 1주기를 10 분 동안 25 ° C에서 1주기, 1 시간 동안 42 ° C에서 1주기. </li></ol></li><li> IFC 플레이트 제조업체의 지침에 따라 유전자 특이 적 프로브를 미리 증폭을 수행합니다. 참고 : 낮은 복사 번호와 자신의 큰 특이성으로 인해, 인터 ​​칼 염료와 함께 사용하기에 최적화 된 형광 표지 된 프로브가 아닌 프로브를 사용합니다. <ol><li> 풀 프라이머 및 최종 180 nM의 각각에 희석. IFC 판에 풀 프라이머를 추가합니다. 호환 fluidi 상에로드 플레이트CS 기계. 실행 프리 앰프 스크립트. </li></ol></li><li> 다음 사이클의 조건으로 미리 증폭을 수행 한 사이클을 95 ° C에서 10 분 동안, 그 다음 18주기를 4 분 동안 60 ° C에서 15 초 후, 95 ℃에서 어닐링과 연장 변성. 상점은 수확 할 때까지 4 ° C에서의 cDNA를 미리 증폭. 사용할 때까지 -20˚C에서 제조업체의 지침 및 저장에 따른 미세 유체 플레이트에서 수확 된 cDNA. </li></ol> 단일 대상 QRT-PCR을위한 단일 세포에서 7. cDNA를 <ol><li> 제조업체의 지침에 따라 25 μl를 희석 시약에서 cDNA를 희석. 참고 : 대략적인 최종 수율은 셀 당 사전 증폭 된 cDNA를 28 μL이다. QRT-PCR에서 노 템플릿 컨트롤로 사용하기 위해 희석제의 분취 량을 보유하고 있습니다. <ol><li> 시야 단계 5.3.2에 기록 된 형광 이미지를 참조하면, 각 캡처 사이트를 점수. 수동 계산 세포의 수를 기록한다. 평가하고 각 셀 독감인지 기록orescent. 주 : 각 개별 사이트가 포함될 수 있습니다 0&gt; 1 셀이 여러 셀 및 / 또는 식별 할 수없는 파편을 포함 캡처 사이트를 포함 하나, 또는&gt; 1 전지. 이미지가 충분한 품질 인 경우, 화소 값은 형광 신호의 강도를 정량화하는 데 할당 될 수있다. </li></ol></li><li> QRT-PCR 분석을위한 샘플을 선택합니다. <ol><li> 긍정적 인 형광과 정확한 1 셀을 포함하는 단계 7.2에서 식별 된 캡처 사이트에서의 cDNA 샘플을 선택합니다. 각 샘플에서의 cDNA의 풀 1 μL 씩. 주 :이 관심 유전자가 선택된 셀의 모든 표현되는지 여부를 결정하는 데 사용되는 &quot;풀&quot;양성 대조군이다. </li><li> 음성 대조군과 정확히 0 셀이 적어도 하나의 캡처 사이트에서의 cDNA를 선택합니다. 노 템플릿 제어와 같은 단계 7.1.2에서 희석제를 사용합니다. </li></ol></li><li> QRT-PCR 분석을 실행합니다. <ol><li> 단계 6.4.1에서 미리 증폭에 사용되는 전용 프로브를 사용합니다. triplicat의 모든 샘플을로드이자형. 1주기 50 ° C 2 분, 1 사이클 10 분, 1, 60 ° C에서 다음 95 ° C 15 초에서 소둔 및 확장을 변성 40주기 95 ° C : 384 웰 플레이트에 10 ㎕의 반응 사이클링 조건 분. </li></ol></li></ol> 8. 데이터 분석 <ol><li> 표준 겔 전기 영동에 의해 QRT-PCR 제품을 확인합니다. 제품을 확인하는 것은 예상 분자량에서 단일 밴드 (각 프로브에 따라 다릅니다). 참고 : 프로브 부적절한 크기로 다중 대역 또는 단일 밴드를 생성하는 경우, 특이도는 의문이며,이 분석에서 유전자를 제외합니다. </li><li> 어떤 이상 (14)에 대한 모든 증폭 곡선과 계정을 검사합니다. 각 샘플 / 유전자의 조합 (15)에 대한 평균 CT 값을 계산한다. 참고 : 긍정적 인 컨트롤에 대한 CT 값은 일반적으로 10-30까지 다양합니다. 음성 대조군에 대한 CT 값은 일반적으로 35 ~ 40 (더 증폭)에 이르기까지 다양. CT 값은 30 ~ 35은 매우 낮은 표현으로 간주됩니다및주의 14 해석되어야한다. </li><li> 보고서 데이터 <ol><li> 샘플 CT = 10 ~ 30에 빠질 경우, 데이터는 제어 샘플 성적 증명서 풍부 상대의 배의 변화로보고 할 수있다. 참고 : (- ΔΔCT) 변화를 접어은 2 ^ 동일 ΔCT가 하우스 키핑 유전자로부터 샘플의 평균 CT를 빼서 하우스 키핑 유전자에 상대적이며 ΔΔCT 샘플 및 양성 대조군 (15) 사이의 ΔCT의 차이입니다. </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

본원에 기재된 방법은 하나의 심장 유전자 집합의 발현을 평가하기 위해 마이크로 유체 보조 된 단일 셀 캡쳐 시스템에서 사용하기 위해 제브라 배아 심장 선조 세포 집단을 풍부하게하는 세포 형 특이 적 프로모터의 제어하에 형광 단백질의 발현을 사용하여 세포. FACS 레이저 여기 및 발광 기능은 원하는 형광 물질 (들)과 호환되는지 다만,이 방법은 형광 리포터 라인에 대해 사용될 수있다. 많은 제브라 리포터 라인 이미 존재하며, 신규 한 기자 반송 형질 전환 어류는 적은 3 개월에서 생성 될 수있다. 또한 본 작업 플로우는 단일 세포 RN​​A 서열에 대한 전체 사체로부터 cDNA를 생산하는 데에 적합 할 수있다. 이를 위해 5-7 RNA 서열 분석에 적합한 라이브러리를 생성하는 cDNA를 제조하기위한 최적의 화학 반응에 사용하기 위해 약간 수정 될 필요가 단계. 그러나 인구의 이질성을 확인하는 것이 좋습니다높은 처리량 시퀀싱 애플리케이션을 추구해하기 전에 여기에 설명 된 방법을 이용하여. 또한 상술 한 방법에 대한 일부 제한이 있다는 것을 주목하는 것이 중요하다. 첫째, 통합 마이크로 유체 회로 (IFC) 판의 사용은 전문, 비용이 많이 드는 장비를 필요로한다. 그러나, 마이크로 유체 칩은 기존의 96 웰 및 단일 세포를 분석하는 384 웰 플레이트 형식을 통해 상당한 이점을 제공합니다. 마이크로 미터 규모의 차선을 통해 세포 및 시약을 흐르게함으로써, 하나의 세포가 직접 그들이 좋은 건강에서 단일 세포임을 확인 관찰 할 수있는 하나의 캡처 사이트에 위치한다. RNA 추출 및 cDNA 합성은 각 셀에 대해 매우 낮은 볼륨을 사용 IFC 칩 상에 동일계에서 발생한다. 통합 유체 칩은,이 글을 쓰는 시점에서, 하나의 소스를 통해 시판되고있다. 비상업적 제조가 여러 그룹에 의해 수행 하였지만, 대부분의 실험실 용량 벗어난다. 5월 5일부터 7일까지 단계날조 다른 회사 또는 자체 생산 플랫폼에 맞게 수정 될 필요가있다. 시중에서 판매하는 IFC 판 96 유전자까지 수용 할 수 있지만 둘째, 선택된 유전자는 제브라 피쉬에 사용하기 위해 검증 된 형광 표지 유전자 프로브의 가용성에 의해 제한됩니다. 셋째, 제브라 피쉬 세포는 포유 동물 세포보다 작은 일반적이며,이 작은 크기는 처리 샘플 과제를 제시한다. 셀 직경의 작은 변화가 가능한 재료를 줄이고 낮은 검출 유전자 발현의 가능성을 감소시키는, 세포 부피에 큰 변화로 변환한다. 이 프로토콜에 대한 몇 가지 추가 고려 사항이 있습니다. 단계 1에서, 짧은 시간 기간 내에 수정 된 배아만을 사용하는 것이 중요하다. 일정한 산소 조건을 제한하지 않고 온도를 유지, 제브라 피쉬 배아 동기 개발한다. 이 프로토콜의 궁극적 판독 (단일 세포에서 상대 유전자 발현은) heteroge의 원인을 판별 할 수 없습니다개별 셀 사이의 neity. 이 때문에, 세포 간 이질성의 해석은 신중하게 개최 배아 동기 개발에 의존하고있다. 단계 2-3에서 해리과 생존 사이의 트레이드 오프가있다. 4 단계는 가능한 세포에 대한 선택하고, 3 단계는 다량을 제외 도움이되는 몇 가지 필터링 단계가 포함되어 있지만, 과도하게 소화 FACS에 사용할 수있는 가능한 물질을 감소시키고 잠재적으로 정렬 된 세포 수율을 감소시킬 것이다. 단계 낮은 생존율은 소화 시간을 단축 분쇄 강도를 감소시키고 출발 물질에서 배아의 개수를 포함하는 최적화 문제를 해결하는 방법. 이자 (단계 4)의 세포 집단의 FACS 농축 틀림이 프로토콜에서 가장 중요한 단계이다. 엄격한 정렬 기준에만 관심 형광 단백질을 발현하는 세포를 함유하는 살 단일 세포 제제를 생성하는 것이 필수적이다. 다른 집단에서 세포를 오염하는 세포 간 이질성의 잘못된 표현으로 발생할 수 있습니다. 특히,관심의 인구의 FACS 농축이 프로토콜에 표시된 두 가지 색상의 전략에 한정되지 않는다. 더 복잡한 전략은 더 정제 된 세포 집단을 생성 원리 연구의 증거에보고 된 방법론을 확장 할 수있는 빠른 방법입니다 수 있습니다. 5 단계에서, 세포는 세포를 직접 캡쳐 셀 상태 및 형광 단백질의 발현의 전화 번호를 확인하는 것으로 관찰 될 수있다. 하지만, 셀의 크기 및 밝기에 따라 관심 형광 시각적 검출되지 및 신뢰성없는 판독 할 수있다. 단계 6-8의 성공적인 완료는 제조 업체의 프로토콜에주의 준수해야합니다. 원리의 증거로 알려진 심장 마커의 부분 집합의 발현 수준이 이전에 설명 BAC 형질 전환 제브라 피쉬 라인 nkx2.5에서 파생 된 하나에서 평가했다 : ZsY 개별 nkx2.5의 심장 분화 마커를 조사하기 : ZsY 양성 세포 18 시간의 게시물 수정 (HPF). heterogenei를 탐색하려면캡처 nkx2.5로 표현 분화 마커의 타이 : 유전자의 제품군은 하우스 키핑 유전자 (ef1a, GAPDH), 초기 심장 사양 (gata4, nkx2.5)에서 온 것으로 알려진 전사 인자를 포함하여 분석 하였다 ZsY 발현하는 세포, 두 번째 심장 필드 전구 마커 (isl1) 및 알려진 유전자는 나중에 심장 분화 (myl7, vmhc) 동안 켤 수 있습니다. 각 유전자의 상대적인 존재 량 사이클 역치 (CT)를 계산하여 QRT-PCR에 의해 측정 하였다. 계산 낮은 CT 값은 17.9 였고 높은 증폭은 (표 1)를 나타내는 없다 40이었다. &gt; 35.0의 CT 값이 검출 이하로 간주되었다. 데이터 세트 (46)의 셀, 6 인한 실패 유전자 증폭 제외 하였다. 나머지 세포는 gata4, nkx2.5, myl7 및 vmhc 및 WER의 발현에 따라 5 가지로 세포를 하위 분류했다전자는 그룹 내 ef1a 값으로 분류. GAPDH는 원래 가능한 하우스 키핑 유전자에 포함되었지만, 표현식은 하우스 키핑 유전자로는 적합하지 않다, 세포에 걸쳐 매우 다양했다. GAPDH 발현 가능성이 더 나은이 세포 유형에 심장 분화와 관련된 에너지 대사에 변화를 나타냅니다. 흥미롭게도, (gata1 세포 26)가 ef1a이 취소 검출되었다하는 하나의 셀했지만 다른 유전자를 검출했다. 이 ef1a은 일반적으로 성공 및 실패 단일 셀 역 전사 반응을 구별 할 수있는 충분한 하우스 키핑 유전자 동안, 그것은 모든 응용 프로그램에 적합하지 않을 수 있음을 시사한다. 셀 (26)의 ef1a 식의 부족은 단일 셀 전사 역 동성으로 인해 수 있습니다. 최근 단일 세포 연구는 유전자 전사가 신속하고 무시할 전사 활성을 26 단계 사이의 교류, 근본적으로 확률 있음을 보여줍니다. 티그의 전사의 붕괴 모델은 하나의 셀 사이의 정량적 인 비교를 위해 하우스 키핑 유전자의 사용이 모두 부적절 할 수 있음을 시사한다. 유형 1 군에서 ef1a이 검출 유일한 유전자이다. 이 전지는 nkx2.5를 포함 할 수있다 : ZsY에게 부정적인 세포 또는 세포를 관심의 다른 유전자의 매우 낮은 표정으로. 셀 (26)을 제외하고,이 세포를 입력, 이들 유전자의 상대적인 발현 수준과 상관없이 모두 ef1a 및 gata4 표현. 특히, 제 1 형 및 제 2 형 세포에서 발현 nkx2.5 때문에 차선 FACS 엄격, 전사 파열, 트랜스 leakiness 또는 하위 임계 수준으로 발현 될 수있다. 유형 3 세포 ef1a, gata4 및 nkx-2.5의 검출 수준을 나타냈다. 이러한 세포 가능성이 심장 전구 세포이며, 심방 심근 차별화 포함 할 수있다. 유형 4 셀 ef1a, gata4, nkx2.5, myl7 &lt;의 검출 수준을 표현/ EM&gt;와 vmhc과 심실의 심근 세포로 분화 가능성 세포이다. 유형 5 세포 ef1a, gata4, nkx2.5, myl7, vmhc 및 GAPDH를 표명했다. GAPDH의 검출 가능한 수준의 첨가는 이들 세포는 분화 된 심근 세포에서 발견 향상 당분 해 대사 능력을 가지고 있음을 시사한다. 그것은 Tg가에서 ZsYellow 양성 세포에 대한 분류에도 불구하고, 그 흥미로운했다. (nkx2.5 : ZsYellow), 배아, 40분의 21 세포는 우리의 QRT-PCR 분석 nkx2.5의 하위 임계 값 수준이 전사 파열로 인해 수 있었다 또는 내생 nkx2.5 및 ZsYellow 사이의 성적 처리의 차이를 반영 할 수있다. 중요한 것은, 두 번째 심장 필드 마커 isl1 모든 세포에서 검출되지 않았거나 cDNA를 우리의 캡처 모든 사이트에서 풀링. 요약하면, 샘플에 걸쳐 비교, 상당한 이질성이 제안, 단일 세포 수준에서 분명했다 그 18 HPF에서, nkx2.5 : ZsY + CELLS는 분화의 다양한 단계에서 심장 조상과 자손을 포함한다.

세포 및 분자 생물학의 현재 대부분의 연구는 인구의 평균을 기준으로합니다. 작은 인구가 생물학적 과정과 질병의 결과에 중요한 역할을 할 수 있기 때문에, 중요한 생물학적 이벤트는 이러한 기존의 인구 기반의 분석에 의해 마스크 될 수있다. 단일 세포 수준에서 이질적인 집단에서 유전자 발현을 이해하는 것은 (그리고있다) 관련 생물학적 및 임상 통찰력 1,2로 이어질 수 있습니다. 배아 발달 과정에 관심 셀의 큰 모집단에서 전구 세포는 종종 소수가있는 도전 결국 세포의 운명 결정 (3)을 개시 유전자 발현의 미묘한 변화를 감지 할 수있다. 마찬가지로, 단일 셀 타입 미세 4에 응답하여 상이한 발현 프로파일을 가질 수있다. 예를 들어, (예., 대동맥 또는 신장) 같은 기관 또는 다른 기관에 거주 내피 세포는 일반적인 morp을 공유에도 불구하고 상당한 이질성을 전시hological 및 기능 기능 5. 또한, 동일한 종양 채우는 암세포는 단일 세포 수준에서 6 분 프로필 또는 돌연변이를 변화 할 수있다. 모델 시스템에서, 하나의 세포에서 transcriptomics 성공적으로 새로운 세포 집단을 식별 세포 분화 동안 발생하는 중간 상태를 특징으로하고, 7, 8, 9를 자극에 차등 세포 반응을 공개했다. 이러한 통찰력은 기존의 인구 기반 연구에서 마스크 된 것이다. 제브라 피쉬 배아 줄기, 전구의 대단히 과소 활용 소스, 그리고 개발 과정에서 단일 세포의 이질성 및 세포 정체성의 분자 규제의 질문을 탐험 세포를 분화. 그들의 매우 틀에 박힌, 생체 개발 및 유전자 조작의 용이성은 그들이 방법 10,11위한 훌륭한 모델 시스템합니다. 특히, 단일 세포 세대의 해석에 큰 제한E 발현 데이터는 개발 중에 신규 중간체 셀 상태의 신뢰성 식별 조직 수집 9 조심 타이밍을 필요로한다는 것이다. 이것은 캡처 세포 이질성 연령 의존적 세포 분화 제시 유전자 발현 한 시점에서 조직 내의 얼룩이보다 이질성을 나타낸다는 것을 보장 할 필요가있다. 마우스에 비해, 제브라 피쉬 배아 발달 정확하게 배아 (12)의 다수를 통해 동기화 될 수있다. 또한, 큰 크기의 클러치, 제브라 피쉬 배아 줄기 세포 및 선조 세포의 풍부한 공급원으로서 사용될 수있다. 이 프로토콜은 제브라 피쉬 배아 세포를 분리하고 QRT-PCR 유전자 발현 분석을위한 시판 통합 마이크로 유체 회로 (IFC) 칩 autoprep 시스템을 사용하여 단일 세포를 포착하는 방법을 설명한다. 이 프로토콜은 전체 처리량을 포함하는 임의의 다중 검정법 빠르게 양도 될 수있다휴대 이질성 (13)의보다 포괄적 인 분석이 가능 사체 서열. 또한, 기존의 유전자 발현 분석에 여러 가지 이점을 제공한다. 단일 세포 분리 프로토콜 하류 어플리케이션에 포함되어 손상된 세포의 비율을 FACS 감소 후 높은 생존율을 산출한다. IFC를 사용하여 캡처 된 세포를 직접 포획 율을 평가하고 세포 형태 학적 상태를 평가하는 것으로 관찰 될 수있다. 또한,이 프로토콜은 미세 유체 세포 캡처 기술 만 표시 형질 전환 어류 라인과 접근을 필요로 제브라 피쉬 연구 커뮤니티에 광범위하게 적용 할 수있다. 원리 증명으로, 심장 전구 세포로부터 유도 된 단일 세포를 격리시키고, IFC 칩 캡처하고 심장 분화 마커의 상대적인 존재 량 QRT-PCR에 의해 측정 하였다. 단일 세포 수준에서의 유전자 발현 분석은 심장 전구 세포가 differe 공존 것을 증명ntiating 자손. 심장 전구 세포의 단일 셀 프로파일에서 얻은 통찰력은 기존의 인구 기반의 분석에 마스크되었을 수 있습니다 척추 개발하는 동안 심장 전구 세포 간의 유전자 발현 패턴의 이질성에 광명을 비춰 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Supplies&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td>For removing the chorion from embryos</td></tr><tr><td>Microcentrifuge tube 2 ml</td><td>GeneMate</td><td>C-3261-1</td><td></td></tr><tr><td>40 um cell strainer</td><td>Biobasic</td><td>SP104151</td><td></td></tr><tr><td>35 mm culture dish</td><td>Falcon</td><td>351008</td><td></td></tr><tr><td>FACS tubes topped with 35 um cell strainer</td><td>Falcon</td><td>352235</td><td></td></tr><tr><td>P1000 and tips</td><td>Rainin</td><td>17005089</td><td></td></tr><tr><td>P20 and tips</td><td>Rainin</td><td>17005091</td><td></td></tr><tr><td>IFC chip manufacturer&#039;s protocol</td><td>Fluidigm</td><td>100-6117</td><td>Version 100-6117 E1 was used in representative experiment</td></tr><tr><td>Wide bore pastuer glass pippette</td><td>VWR</td><td>14673-010</td><td>For transferring embryos</td></tr><tr><td>Adult wild type zebrafish</td><td>N/A</td><td></td><td>We used AB line</td></tr><tr><td>Adult transgenic zebrafish</td><td>N/A</td><td></td><td>We used Tg(nkx2.5:ZsYellow)</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents for cell dissociation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Double distilled water</td><td>N/A</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Instant Ocean Sea Salt</td><td>Instant Ocean</td><td>SS15-10</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>FisherScientific</td><td>S271-3</td><td>make stock in water and use for de-yolking buffer</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5405</td><td>make stock in water and use for de-yolking buffer</td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S6014</td><td>make stock in water and use for de-yolking buffer</td></tr><tr><td>Leibovitz&#039;s L-15</td><td>Gibco</td><td>21083-027</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>FisherScientific</td><td>03-600-511</td><td>Heat inactivate; any brand of FBS should be fine</td></tr><tr><td>Cell Dissociation Reagent 1 -TrypLE</td><td>Life Technologies</td><td>12605-010</td><td>Store at room temperature.</td></tr><tr><td>Cell Dissociation Reagent 2 - FACSmax</td><td>Genlantis</td><td>T200100</td><td>Store -20; thaw on ice; bring to room temp before use</td></tr><tr><td>pronase (optional)</td><td>Sigma</td><td>P5147</td><td></td></tr><tr><td>L/D Dye - Sytox Blue</td><td>Life Technologies</td><td>S34857</td><td>Any live/dead stain suitable for flow cytometry will work</td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Gibco</td><td>15250-061</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents for IFC plate use and qRT-PCR&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gene-specific probes</td><td></td><td></td><td>Probes will vary by experiment</td></tr><tr><td>TaqMan Probe ef1a</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03432748_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Probe gata4</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03443262_g1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Probe nk2-5</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03074126_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Probe myl7</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03105700_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Probe vmhc</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03431136_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Probe isl1</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03425734_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Gene Expression Master Mix</td><td>Life Technologies</td><td>4369016</td><td></td></tr><tr><td>Reagents listed in IFC manufacturer&#039;s protocol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>C1 Reagent Kit</td><td>Fluidigm</td><td>100-5319</td><td>Reagents for loading cells onto IFC plate</td></tr><tr><td>Ambion Single Cell-to-CT&lt;sup&gt;TM&lt;/sup&gt;</td><td>Life Technologies</td><td>4458237</td><td>Reagents for reverse transcription and pre-amplification steps</td></tr><tr><td>Molecular Biology Quality Water</td><td>Corning</td><td>46-000CM</td><td></td></tr><tr><td>C1 IFC for PreAmp (5-10 um)</td><td>Fluidigm</td><td>100-5757</td><td>IFC plate for small cells</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>C1 AutoPrep machine</td><td>Fluidigm</td><td>100-5477</td><td>For IFC plate use</td></tr><tr><td>Hemocytometer&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z359629</td><td>For counting cells and assessing cell size</td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td></td><td></td><td>For removing embryos from chorion</td></tr><tr><td>Tissue culture microscope</td><td></td><td></td><td>For assessing single cell digestion</td></tr><tr><td>FACS machine</td><td></td><td></td><td>For isolating cells of interest</td></tr></tbody></table>

isolation and characterization of single cells from zebrafish embryos

The zebrafish (Danio rerio) is a powerful model organism to study vertebrate development. Though many aspects of zebrafish embryonic development have been described at the morphological level, little is known about the molecular basis of cellular changes that occur as the organism develops. With recent advancements in microfluidics and multiplexing technologies, it is now possible to characterize gene expression in single cells. This allows for investigation of heterogeneity between individual cells of specific cell populations to identify and classify cell subtypes, characterize intermediate states that occur during cell differentiation, and explore differential cellular responses to stimuli. This study describes a protocol to isolate viable, single cells from zebrafish embryos for high throughput multiplexing assays. This method may be rapidly applied to any zebrafish embryonic cell type with fluorescent markers. An extension of this method may also be used in combination with high throughput sequencing technologies to fully characterize the transcriptome of single cells. As proof of principle, the relative abundance of cardiac differentiation markers was assessed in isolated, single cells derived from nkx2.5 positive cardiac progenitors. By evaluation of gene expression at the single cell level and at a single time point, the data support a model in which cardiac progenitors coexist with differentiating progeny. The method and work flow described here is broadly applicable to the zebrafish research community, requiring only a labeled transgenic fish line and access to microfluidics technologies.

원리의 증거로, 유전자 발현이 심장 개발하는 동안 차별화 역학을 탐구하는 평가 하였다. 제브라 피쉬, 심장 조상들은 선형 심장 튜브를 형성하도록 융합 전방 측 방향 플레이트 중배엽 마이그레이션 중배엽 세포 집단에서 발생한다. 융합에 앞서, 심장 선조 심장 선조 16,17의 초기 특정 마커 생각된다 전사 인자 nkx2.5 (NK2의 호 메오 5) 표현하기 시작한다. 여기서, 전술 한 바와 BAC 형질 전환 어류의 Tg (nkx2.5 : ZsYellow) 18 nkx2.5을 축약 : ZsY는 18 체절 단계, 18 시간 게시물 수정 (HPF) (12)에서 단일 세포에서 심장 분화 마커를 조사하기 위해 사용되었다. 이것은 ZsYellow 신호 시각적 검출되었을 때의 초기 시점이었다. 이전에이 유전자 변형 라인에서 기술 한 바와 같이, ZsYellow 같이, 심장 전구 세포를 라벨 우리28 HPF (19)의 인두 아치 내피 세포에 상승 줄 몇 가지 추가-심장 세포와 같은 LL (그림 1A-B를, 데이터는 도시하지 않음). 18 HPF에서 nkx2.5 : ZsY 배아는 죽은 세포를 제외 SYTOX 블루로 염색 단일 세포 현탁액으로 해리 하였다. 라이브, ZsYellow 긍정적 인, SYTOX 블루 음성 세포가 있었다 FACS는 100 μm의 노즐 (그림 1C-F)가 장착 된 MoFloXDP 또는 소니 SH800Z 분류기를 사용하여 분류. 정렬 인구 후 정렬 생존 순도를 평가하기 위해 분류 세포의 분취 SYTOX 블루로 염색하고 원래 배분 게이트 (도 1G-J) 내에 떨어 사건의 비율을 평가 하였다. 정렬 후, 세포를 제조자의 지시에 따라 미세 집적 회로 (IFC) 칩 작업 흐름 (도 2A)에 입력 하였다. 트리 판 블루 exclusio 결합 혈구,N은 기포 직경, 농도 및 생존을 측정 하였다 (도 2b를, 데이터는 도시하지 않음). (3.5 세포 : 6.5 완충액) 셀 부력 최적화 된 제조자의 지시에 따라, 세포는 5 내지 10 μm의 직경 세포를 포착 IFC 상에 로딩 하였다. 포집 효율, 형광 및 / 또는 모든 촬영 현장에서 이미지화 된 시야의 신호를 평가하기 위해, 피지 타일링 함수는 마이크로 유체 플레이트의 단일 포토 스티치 하였다. 각 포착 위치는 0, 1, 또는&gt; 1 개별 셀 (도 2C-F)를 함유 하였다. FACS 농축에서 예상대로 캡처 세포는 ZsYellow (그림 2G)를 표명했다. 포집 효율은 nkx2.5를 사용하여 5 개별 실험에서 90 % 초과 : ZsY 세포를 분류하고, 포획 사이트의 적어도 70 %가 단일 세포에 의해 점유 하였다 (데이터는 보이지 않음). 모든 세포를 제조자의 지시에 따라, 격리 된 RNA, cDNA의 합성 및 표적 유전자를 증폭하고, 용해시켰다. 상기 프로토콜에 기재된 바와 같이 세포 포획 사이트 서브셋 QRT-PCR 분석을 위해 선별 하였다. 구체적으로는, 연신 배율 1A (efl1a)는 20 글리 세르 알데히드 -3- 포스페이트 (GAPDH) (21)는 모든 세포에서 발현되는 것으로 예상 하우스 키핑 유전자로 분석 하였다; GATA 결합 단백질 4 (gata4) (22)와 NK2의 호 메오 박스 (5) (nkx2.5) 조기 심장 전구 마커; 두 번째 심장 필드 마커 (23, 24)로 ISL LIM 호 메오 박스 1 상자 1 (isl1); 과 미오신 경쇄 (myl7) 및 심실 마이 오신 중쇄 (vmhc) (25)는 심실 심근를 표시합니다. 유전자 특이 적 프로브는 48 HPF의 배아 (그림 3)에서의 cDNA를 사용하여 검증 하였다. QRT-PCR은 18 HPF 배아 무 템플릿 대조군에서 45 번의 세포에서 이들 유전자의 상대적인 유전자 발현을 평가하는데 사용하고, 풀링 인구 양성 대조군 containi시켰다모든 96 캡처 사이트에서 NG cDNA를. 40 대표 세포 컨트롤 원료 CT 값은 모두 유전자 발현 CT 값 CT = 35.0을 초과하여 조사 46 세포의 풀에서 6 세포 분석에서 제외하고, 특히 표 1에 도시되며, 이는 알려지지이 높은 CT 여부 값은 참 매우 낮은 발현 수준 또는 샘플 열화에 기인한다. 하우스 키핑 유전자, ef1a 용 CT 값의 범위에 있기 때문에, 샘플 사이의 유전자 발현을 비교하는 것은 너무 광범위이며, 많은 CT 값은 30, CT 값 열 맵 (도 3)로 시각화 하였다 넘었다. 샘플간에 비교 유전자 발현의 상당한 이질성을 관찰하고, 세포가 발현 패턴에 기초 타입 1-5 (도 3)와 같은 세포를 분류 하였다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/53877/53877fig1.jpg" /> 제브라 피쉬의 1. 단일 세포 격리 그림 <strong&gt; nkx2.5 : 18 HPF에서 ZsY 양성 세포 대표의 Tg (nkx2.5 : ZsYellow)의 전체 마운트 이미지. 배아를 혼자 (A) ZsYellow 형광 또는 (B) 18 HPF에서 밝은 필드 이미지와 병합. (CF) 대표 FACS 게이팅 전략 ZsYellow 긍정적 인 세포에 대한 풍부하게 (GJ) (C, G) FSC / SSC 크기 게이팅, (D, H) 이중 차별, (E, I) 라이브 / 죽은 게이팅과 포스트 정렬 분석 및 (F, J) 인구를 분류. 스케일 바는 100 μm의입니다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53877/53877fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/53877/53877fig2.jpg" /> 그림 2. 제브라 피쉬 nkx2.5의 단일 셀 캡처 : ZsY <str<html> 옹&gt; 양성 세포. (A) 작업 흐름. 18 HPF에서 고립 된 배아 : Tg는 (ZsYellow nkx2.5)에서 분류 세포 (B) 세포의 크기 분포. (C)가 비어 웰이다 (CF) IFC 접시 대표적인 셀 캡쳐 이벤트 (D)은 두 개의 셀 (E) &quot;채널 캡쳐&quot;및 (F)으로 유체 채널에 박혀 단일 셀을 갖고 포함 하나의 캡처 세포. 보라색 ​​상자는 캡처 사이트의 확대 된 뷰에 대한 인세 마르크. (G) 브라이트, ZsYellow 단일 셀 캡처 이미지를 합병했다. (CF) 화이트 스케일 바는 50 μm의입니다; 노란색 스케일 바는 10 μm의입니다. (G) 스케일 바는 10 μm의입니다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53877/53877fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> igure 3 &quot;SRC =&quot;/ 파일 / ftp_upload / 53877 / 53877fig3.jpg &quot;/&gt; 캡처 한 제브라 피쉬 nkx2.5 그림 3. 유전자 발현 분석 :. ZsY 양성 세포 양성 대조군에서 QRT-PCR에 의한 유전자 발현 (2 일-후 수정에서 배아, 단일 세포로부터의 cDNA를 풀링), 음성 대조군 (무 템플릿 없음 ) 40 단 전지 (셀 01-40). 키에 설명 된대로 원시 CT 값이 색상 코드를 기반으로했다. Ef1a = 신장 인자 1A, gata4 = GATA 결합 단백질 4, nkx2.5 = NK2의 호 메오 박스 (5), myl7 = 미오신 경쇄 (7), vmhc = 심실 마이 오신 중쇄, GAPDH = 글리 세르 알데히드 3 인산 및 isl1 = ISL LIM의 호 메오 박스 (1). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53877/53877fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <table border="1" fo:keep-together부근에 자리 잡고 페이지 = &quot;1&quot;FO : 유지 -에 - next.within 페이지 = &quot;항상&quot;&gt; <tbody><tr><td></td><td></td><td colspan="7"> 사이클 임계 값 (CT) </td></tr><tr><td></td><td></td><td> ef1a </td><td> gata4 </td><td> nkx25 </td><td> myl7 </td><td> vmhc </td><td> GAPDH </td><td> isl1 </td></tr><tr><td></td><td> 태아 </td><td> 20.69 </td><td> 20.92 </td><td> 28.59 </td><td> 32.87 </td><td> 26.30 </td><td> 27.00 </td><td> 33.57 </td></tr><tr><td></td><td> 풀 </td><td> 26.4 </td><td> 22.4 </td><td> 27.7 </td><td> 27.4 </td><td> 24.5 </td><td> 29.2 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td></td><td> NTC </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td rowspan="9"> 유형 1 </td><td> 셀-01 </td><td> 25.1 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀-02 </td><td> 25.4 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀-03 </td><td> 26.3 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀-04 </td><td> 27.4 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀-05 </td><td> 28.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀-06 </td><td> 28.2 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀-07 </td><td> 29.3 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> (40)0.0 </td></tr><tr><td> 셀-08 </td><td> 30.7 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀-09 </td><td> 34.3 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td rowspan="17"> 유형 2 </td><td> 셀 (10) </td><td> 23.5 </td><td> 28.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 26.3 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (11) </td><td> 23.5 </td><td> 27.2 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (12) </td><td> 23.7 </td><td> 17.9 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (13) </td><td> 24.1 </td><td> 32.4 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (14) </td><td> 24.9 </td><td> 27.5 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (15) </td><td> 25.9 </td><td> 28.6 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (16) </td><td> 26.0 </td><td> 28.1 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (17) </td><td> 27.0 </td><td> 27.7 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 38.5 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (18) </td><td> 27.0 </td><td> 27.4 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (19) </td><td> 27.0 </td><td> 30.2 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 38.2 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (20) </td><td> 27.0 </td><td> 28.2 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> (40)0.0 </td><td> 39.2 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (21) </td><td> 27.7 </td><td> 30.3 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 38.6 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (22) </td><td> 30.4 </td><td> 26.2 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 38.3 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (23) </td><td> 31.3 </td><td> 22.4 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 39.7 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (24) </td><td> 31.5 </td><td> 28.8 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 39.5 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (25) </td><td> 33.8 </td><td> 27.4 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 37.3 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (26) </td><td> 40.0 </td><td> 27.4 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 36.6 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td rowspan="9">유형 3 </td><td> 셀 (27) </td><td> 24.7 </td><td> 19.9 </td><td> 28.8 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (28) </td><td> 24.8 </td><td> 28.4 </td><td> 26.3 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (29) </td><td> 25.1 </td><td> 23.5 </td><td> 27.6 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 32.5 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (30) </td><td> 26.3 </td><td> 21.4 </td><td> 27.5 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 39.9 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (31) </td><td> 26.9 </td><td> 24.8 </td><td> 28.2 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (32) </td><td> 27.0 </td><td> 22.5 </td><td> 23.8 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (33) </td><td> 27.8 </td><td> 27.6 </td><td> 27.(7) </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (34) </td><td> 28.1 </td><td> 21.9 </td><td> 26.6 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 37.7 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (35) </td><td> 29.3 </td><td> 26.5 </td><td> 28.1 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td><td> 38.3 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td rowspan="2"> 유형 4 </td><td> 셀 (36) </td><td> 24.8 </td><td> 20.3 </td><td> 26.0 </td><td> 27.4 </td><td> 26.6 </td><td> 40.0 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (37) </td><td> 28.7 </td><td> 22.3 </td><td> 25.9 </td><td> 28.9 </td><td> 22.9 </td><td> 38.5 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td rowspan="3"> 유형 5 </td><td> 셀 (38) </td><td> 25.5 </td><td> 20.0 </td><td> 29.3 </td><td> 23.0 </td><td> 19.9 </td><td> 25.9 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (39) </td><td> 25.9 </td><td> 21.8 </td><td> 28.6 </td><td>25.1 </td><td> 21.7 </td><td> 25.7 </td><td> 40.0 </td></tr><tr><td> 셀 (40) </td><td> 28.9 </td><td> 22.0 </td><td> 27.0 </td><td> 23.0 </td><td> 21.3 </td><td> 27.6 </td><td> 40.0 </td></tr></tbody></table> 표 1. 원시 CT 값.

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Isolation and Characterization of Single Cells from Zebrafish Embryos

This protocol describes a method for isolating single cells from zebrafish embryos, enriching for cells of interest, capturing zebrafish cells in microfluidic based single cell multiplex systems, and assessing gene expression from single cells.

분리 및 Zebrafish의 배아에서 단일 세포의 특성

The zebrafish (Danio rerio) is a powerful model organism to study vertebrate development. Though many aspects of zebrafish embryonic development have been ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

14.4K 조회수.  University of North Carolina at Chapel Hill. This protocol describes a method for isolating single cells from zebrafish embryos, enriching for cells of interest, capturing zebrafish cells in microfluidic based single cell multiplex systems, and assessing gene expression from single cells. 

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Labeling and Imaging Cells in the Zebrafish Hindbrain

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early vertebrate embryo is the ability to image cells at high resolution. In zebrafish embryos, injection of plasmid DNA results in mosaic expression, allowing for the visualization of single cells or small clusters of cells 1 . We describe how injection of plasmid DNA encoding membrane-targeted Green Fluorescent Protein (mGFP) under the control of a ubiquitous promoter can be used for imaging cells undergoing neurulation. Central to this protocol is the methodology for imaging labeled cells at high resolution in sections and also in real time. This protocol entails the injection of mGFP DNA into young zebrafish embryos. Embryos are then processed for vibratome sectioning, antibody labeling and imaging with a confocal microscope. Alternatively, live embryos expressing mGFP can be imaged using time-lapse confocal microscopy. We have previously used this straightforward approach to analyze the cellular behaviors that drive neural tube formation in the hindbrain region of zebrafish embryos 2. The fixed preparations allowed for unprecedented visualization of cell shapes and organization in the neural tube while live imaging complemented this approach enabling a better understanding of the cellular dynamics that take place during neurulation.

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early embryo is the ability to image cells at high resolution. We describe here a technique for labeling single cells or small clusters of cells in whole zebrafish embryos with membrane-targeted Green Fluorescent Protein.

Zebrafish의 Hindbrain에 라벨 부착 및 이미징 셀

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early vertebrate embryo is the ability to image cells at high resolution. In zebrafish ...

연구

신경과학

Sample Preparation and Analysis of RNASeq-based Gene Expression Data from Zebrafish

The analysis of global gene expression changes is a valuable tool for identifying novel pathways underlying observed phenotypes. The zebrafish is an excellent model for rapid assessment of whole transcriptome from whole animal or individual cell populations due to the ease of isolation of RNA from large numbers of animals. Here a protocol for global gene expression analysis in zebrafish embryos using RNA sequencing (RNASeq) is presented. We describe preparation of RNA from whole embryos or from cell populations obtained using cell sorting in transgenic animals. We also describe an approach for analysis of RNASeq data to identify enriched pathways and Gene Ontology (GO) terms in global gene expression data sets. Finally, we provide a protocol for validation of gene expression changes using quantitative reverse transcriptase PCR (qRT-PCR). These protocols can be used for comparative analysis of control and experimental sets of zebrafish to identify novel gene expression changes, and provide molecular insight into phenotypes of interest.

This protocol presents an approach for whole transcriptome analysis from zebrafish embryos, larvae, or sorted cells. We include isolation of RNA, pathway analysis of RNASeq data, and qRT-PCR-based validation of gene expression changes.

샘플 준비 및 제 브라에서 RNASeq 기반 유전자 표현 데이터의 분석

The analysis of global gene expression changes is a valuable tool for identifying novel pathways underlying observed phenotypes. The zebrafish is an ...

유전학

Profiling DNA Replication Timing Using Zebrafish as an In Vivo Model System

DNA replication timing is an important cellular characteristic, exhibiting significant relationships with chromatin structure, transcription, and DNA mutation rates. Changes in replication timing occur during development and in cancer, but the role replication timing plays in development and disease is not known. Zebrafish were recently established as an in vivo model system to study replication timing. Here is detailed the protocols for using the zebrafish to determine DNA replication timing. After sorting cells from embryos and adult zebrafish, high-resolution genome-wide DNA replication timing patterns can be constructed by determining changes in DNA copy number through analysis of next generation sequencing data. The zebrafish model system allows for evaluation of the replication timing changes that occur in vivo throughout development, and can also be used to assess changes in individual cell types, disease models, or mutant lines. These methods will enable studies investigating the mechanisms and determinants of replication timing establishment and maintenance during development, the role replication timing plays in mutations and tumorigenesis, and the effects of perturbing replication timing on development and disease.

Profiling DNA Replication Timing Using Zebrafish as an In Vivo Model System

Zebrafish were recently used as an in vivo model system to study DNA replication timing during development. Here is detailed the protocols for using zebrafish embryos to profile replication timing. This protocol can be easily adapted to study replication timing in mutants, individual cell types, disease models, and other species.

DNA 복제 타이밍 Zebrafish Vivo에서 모델 시스템으로 사용 하 여 프로 파일링

DNA replication timing is an important cellular characteristic, exhibiting significant relationships with chromatin structure, transcription, and DNA ...

Live Imaging of the Zebrafish Embryonic Brain by Confocal Microscopy

In this video, we demonstrate the method our lab has developed to analyze the cell shape changes and rearrangements required to bend and fold the developing zebrafish brain (Gutzman et al, 2008). Such analysis affords a new understanding of the underlying cell biology required for development of the 3D structure of the vertebrate brain, and significantly increases our ability to study neural tube morphogenesis. The embryonic zebrafish brain is shaped beginning at 18 hours post fertilization (hpf) as the ventricles within the neuroepithelium inflate. By 24 hpf, the initial steps of neural tube morphogenesis are complete. Using the method described here, embryos at the one cell stage are injected with mRNA encoding membrane-targeted green fluorescent protein (memGFP). After injection and incubation, the embryo, now between 18 and 24 hpf, is mounted, inverted, in agarose and imaged by confocal microscopy. Notably, the zebrafish embryo is transparent making it an ideal system for fluorescent imaging. While our analyses have focused on the midbrain-hindbrain boundary and the hindbrain, this method could be extended for analysis of any region in the zebrafish to a depth of 
80-100 &mu;m.

In this video, we demonstrate a method by which to analyze the developing vertebrate brain in live zebrafish embryos at single cell resolution by confocal microscopy. This includes the method by which we inject the single-cell zebrafish embryo and subsequently mount and image the developing brain.

공촛점 현미경으로 Zebrafish 배아 뇌 영상 라이브

In this video, we demonstrate the method our lab has developed to analyze the cell shape changes and rearrangements required to bend and fold the ...

생물학

Culture and Transfection of Zebrafish Primary Cells

Zebrafish embryos are transparent and develop rapidly outside the mother, thus allowing for excellent in vivo imaging of dynamic biological processes in an intact and developing vertebrate. However, the detailed imaging of the morphologies of distinct cell types and subcellular structures is limited in whole mounts. Therefore, we established an efficient and easy-to-use protocol to culture live primary cells from zebrafish embryos and adult tissue.
In brief, 2 dpf zebrafish embryos are dechorionated, deyolked, sterilized, and dissociated to single cells with collagenase. After a filtration step, primary cells are plated onto glass bottom dishes and cultivated for several days. Fresh cultures, as much as long term differenciated ones, can be used for high resolution confocal imaging studies. The culture contains different cell types, with striated myocytes and neurons being prominent on poly-L-lysine coating. To specifically label subcellular structures by fluorescent marker proteins, we also established an electroporation protocol which allows the transfection of plasmid DNA into different cell types, including neurons. Thus, in the presence of operator defined stimuli, complex cell behavior, and intracellular dynamics of primary zebrafish cells can be assessed with high spatial and temporal resolution. In addition, by using adult zebrafish brain, we demonstrate that the described dissociation technique, as well as the basic culturing conditions, also work for adult zebrafish tissue.

We present an efficient and easy-to-use protocol for preparing primary cell cultures of zebrafish embryos for transfection and live cell imaging as well as a protocol to prepare primary cells from adult zebrafish brain.

문화와 Zebrafish 기본 세포의 Transfection

Zebrafish embryos are transparent and develop rapidly outside the mother, thus allowing for excellent in vivo imaging of dynamic biological processes in ...

발생학

Preparation of Single-Somite Explants from Zebrafish Embryos

The body axis of vertebrate embryos is periodically subdivided into 3D multicellular units called somites. While genetic oscillations and molecular prepatterns determine the initial length-scale of somites, mechanical processes have been implicated in setting their final size and shape. To better understand the intrinsic material properties of somites, a method is developed to culture single-somite explant from zebrafish embryos. Single somites are isolated by first removing the skin of embryos, followed by yolk removal and sequential excision of neighboring tissues. Using transgenic embryos, the distribution of various sub-cellular structures can be observed by fluorescent time-lapse microscopy. Dynamics of explanted somites can be followed for several hours, thus providing an experimental framework for studying tissue-scale shape changes at single-cell resolution. This approach enables direct mechanical manipulation of somites, allowing for dissection of the material properties of the tissue. Finally, the technique outlined here can be readily extended for explanting other tissues such as the notochord, neural plate, and lateral plate mesoderm.

We present a protocol for isolating single somites from zebrafish embryos, the dynamics of which can be followed in culture for several hours by fluorescence time-lapse microscopy, thus providing a methodology to quantify tissue-scale shape changes at single-cell resolution.

The body axis of vertebrate embryos is periodically subdivided into 3D multicellular units called somites. While genetic oscillations and molecular ...

Single-Cell RNA 염기서열분석을 위한 Zebrafish 유충의 장세포 처리

Gut Isolation from Zebrafish Larvae for Single-cell RNA Sequencing

The gastrointestinal (GI) tract performs a range of functions essential for life. Congenital defects affecting its development can lead to enteric neuromuscular disorders, highlighting the importance to understand the molecular mechanisms underlying GI development and dysfunction. In this study, we present a method for gut isolation from zebrafish larvae at 5 days post fertilization to obtain live,&#160;viable cells which can be used for single-cell RNA sequencing (scRNA-seq) analysis. This protocol is based on the manual dissection of the zebrafish intestine, followed by enzymatic dissociation with papain. Subsequently, cells are submitted to fluorescence-activated cell sorting, and viable cells are collected for scRNA-seq. With this method, we were able to successfully identify different intestinal cell types, including epithelial, stromal, blood, muscle, and immune cells, as well as enteric neurons and glia. Therefore, we consider it to be a valuable resource for studying the composition of the GI tract in health and disease, using the zebrafish.

저자 스포트라이트: 위장 발달의 전사체학적 측면을 조사하기 위한 제브라피시 유충의 장 세포 분리 및 분석 

Here, we describe a method for gut isolation from zebrafish larvae at 5 days post fertilization, for single-cell RNA sequencing analysis.

Single-cell RNA 염기서열분석을 위한 Zebrafish 유충의 장 분리

The gastrointestinal (GI) tract performs a range of functions essential for life. Congenital defects affecting its development can lead to enteric ...

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression both in terms of tissue distribution and developmental stage. Protocols are described for the use of WISH of zebrafish embryos using antisense RNA probes labeled with digoxigenin. Probes are generated by incorporating digoxigenin-linked nucleotides through in vitro transcription of gene templates that have been cloned and linearized. The chorions of embryos harvested at defined developmental stages are removed before incubation with specific probes. Following a washing procedure to remove excess probe, embryos are incubated with anti-digoxigenin antibody conjugated with alkaline phosphatase. By employing a chromogenic substrate for alkaline phosphatase, specific gene expression can be assessed. Depending on the level of gene expression the entire procedure can be completed within 2-3 days.

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

The zebrafish, a small tropical fish, has become a popular model for studying gene function during vertebrate development and disease. The temporal and spatial expression of target genes can be determined by in situ hybridization. Our improved protocol allows for the detection of low abundant transcripts with low non-specific background signal.

높은 해상도 전체 마운트<em&gt; 제자리에서</em유전자 발현 및 기능을 연구하는 제브라 피쉬 배아에서&gt; 하이브리드

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression ...

분리 및 Zebrafish의 배아에서 단일 세포의 특성

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높은 해상도 전체 마운트