We thank Dr. C. Geoffrey Burns for fish stock. The authors are grateful to UNC Flow Cytometry Core Facility, UNC-CGIBD AAC core for resources enabling this project, and the ZAC facility for animal care. L.S. is supported by NIH T32 grant HL069768-13 (PI, Nobuyo Maeda). N.F. is supported by NSF Graduate Research Fellowship NSF-DGE-1144081. This study was supported by NIH P30DK034987 grant (to UNC Advanced Analytics Core), American Heart Association Scientist Development Grant 13SDG17060010 and Ellison Medical Foundation New Scholar Grant AG-NS-1064-13 (to Dr. Qian), and NIH R00 HL109079 grant (to Dr. Liu).

Dieses Protokoll erfordert die Verwendung von lebenden, erwachsenen Zebrafischembryonen zu erzeugen. Die Embryonen werden für die Gewebesammlung geerntet. Es ist wichtig, die Genehmigung zuständigen Ethik Review Boards zu erhalten, dieses Experiment durchzuführen. 1. Besorgen Inszenierte Embry <ol><li> Am Tag vor dem Experiment, bereiten gesunde, erwachsene Zebrafisch für die Zucht. Setzen Sie ein Mann und eine Frau, die auf gegenüberliegenden Seiten eines klaren Teiler in einem Zuchtbecken. </li><li> Wiederholen 1.1 für so viele Zuchtbecken als notwendig für eine ausreichende Embryo Produktion für die nachgeschaltete Anwendung. Erhalten Embryonen von beiden Wildtyp-Fisch und transgene Fische, die fluoreszierende Proteine ​​in den Zelltyp von Interesse exprimieren. HINWEIS: Die Anzahl der Embryonen für die Downstream-Anwendungen in den Schritten 2-8 benötigt wird, hängt von der relativen Häufigkeit der Zellen von Interesse zu dem Zeitpunkt, von Interesse. Obwohl dies nach Zelltyp variieren kann, produzieren 200 Embryonen 2000-5000 sortierten Zellen, wenn die cells von Interesse repräsentieren &lt;1,0% der gesamten Zellen bei 24 HPF (Stunden nach der Befruchtung). </li><li> Am nächsten Morgen, ändern Sie das Wasser in der Panade Tank von Fisch zu einem frischen Zuchtbecken und entfernen Sie die Trennlinie zu übertragen. Kippen Sie den Tank in einem Winkel Zucht zu fördern. </li><li> Sammeln Sie inszeniert Embryonen. <ol><li> Alle 15 min, sammeln Embryonen, die durch die Erwachsenen zu einem frischen Zuchtbecken zu übertragen und die Eier vorbei, die hinten durch ein Teesieb gelassen werden. HINWEIS: Zebrabärbling-Embryonen synchron entwickeln, wenn bei vergleichbaren Dichten und Temperaturen gehalten. </li><li> Spülen Sie die Eier mit Ei Wasser (0,21 g / L Instant Ocean Salze in 1 l doppelt destilliertem Wasser) aufnehmen und in eine Petrischale. Übertragen Sie die Petrischale mit einem feuchten Inkubator bei 28,5 ° C mit Luftzirkulation. </li></ol></li><li> Zwei Stunden nach der letzten Erhebung, Art befruchtet, mehrzelligen Embryonen in 10 cm Petrischalen und reduzieren Dichte auf 50 Embryonen pro Schale. Wählen Embryonen aus einem einzigen, 15min Zeitfenster Sammlung für Downstream-Anwendung. Inkubieren Embryonen bei 28,5 ° C. HINWEIS: Zum Beispiel sammeln Embryonen bei 08.30, 08.45, 09.00, 09.15, 09.30, 09.45, 10.00 und 10.15 Uhr. Vergleicht man über Zeitpunkte, wenn die größte Zahl der befruchteten Embryonen aus den Klauen um 9:00 gesammelt sind, dann verwenden Sie nur diese Embryonen für die Downstream-Anwendungen. </li></ol> 2. für Einzel Zelldissoziationsmedium Set Up <ol><li> Etwa 30 Minuten vor dem Zeitpunkt der Umgebung (18 HPF) entfernen Embryonen aus ihrem Chorion manuell mit einer feinen Pinzette. </li><li> Sammeln und beschriften Sie die folgende für jede Bedingung: zwei 2 ml Mikrozentrifugenröhrchen, ein 40 &amp; mgr; m Zelle Sieb, einer 35 mm Zellkulturschale und zwei FACS-Röhrchen mit einem Sieb 35 um Zelle gekrönt. </li><li> Kühlen Sie die folgenden Reagenzien auf Eis: Ei Wasser 0,21 g / L Instant Ocean Salze in 1 l doppelt destilliertem Wasser enthält; De-yolking Puffer enthaltend 55 mM NaCl, 1,8 mM KCl und 1,25 mM NaHCO 3; und FACS-Puffer enthält, Leibovitz L-15-Medium, supplementiert mit 5% hitzeinaktiviertem fötalem Rinderserum. </li><li> Bringt 1 ml pro Probe Zelldissoziationsmedium Reagenz 1 auf RT. Thaw 1 ml Zelldissoziationsmedium Reagenz 2 pro Probe auf Eis. Bringen Sie unmittelbar vor dem Gebrauch auf RT. </li></ol> 3. Single Zelldissoziationsmedium <ol><li> Unter Verwendung einer breiten Bohrungsglaspipette übertragen 100-300 Embryonen in ein 2 ml Mikrozentrifugenröhrchen in einem minimalen Volumen an Wasser Egg. </li><li> Euthanize Embryonen, die durch Wasser mit 1 ml eiskaltem Ei Wasser ersetzt und Untertauchen Rohr in Eis für 20 min. ACHTUNG! Es ist wichtig , die Zustimmung angemessenen institutionellen Tierpflege Aufsichtsgremium für diese Euthanasie Verfahren zu erhalten (auf Eis durch Zelldissoziationsmedium als sekundäre Euthanasie gefolgt Kühlen). Standard-Euthanasie erfordert in der Regel, dass Embryonen &lt;3 Tage nach der Befruchtung gebleicht werden, nachdem sie gekühlt werden, die für den Erhalt der lebenden Zellen nicht geeignet ist. </li><li> Waschen Sie die Embryonen zweimal mit 1 ml eiskaltem Wasser Ei. Zum Waschen verwenden, um eine breite Bohrung Glaspipette Ei Wasser und P1000 zu entfernen Egg Wasser hinzuzufügen. </li><li> Entfernen Sie das Eigelb durch den Embryo Wasser mit 1 ml Deyolking Buffer ersetzen und Verreiben 8-12 mal mit einer P1000 Spitze, oder bis das Eigelb gelöst und nur die Körper der Embryonen sind sichtbar. </li><li> Sammeln Sie das Gewebe durch Zentrifugation bei 300 g für 1 min. Verwenden Sie eine Pipette vorsichtig den Überstand zu entfernen, ohne das Gewebe Pellet zu stören. Re-suspend in 1 ml Wasser Ei. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 3.5 für insgesamt drei Waschungen, aber auf dem letzten Waschen resuspendieren in 1 ml RT Zelldissoziation Reagenz 1. </li><li> Inkubieren in Zelldissoziation Reagenz 1 10 min bei RT mit Rohren horizontal angeordnet. Alle 2-3 min, verreiben vorsichtig mit einem P1000 Pipette Verklumpen zu verhindern. Hinweis: Behandeln Proben sanft während Verreiben Schritten. Irgendwann eine einzige, werden große Klumpen aus einem Gewirr von Embryo Körper in der Röhre bilden. Dieser Willezerstreuen mit zusätzlichen Verdauung durch vorsichtiges Zerreiben unterstützt. NICHT VORTEX. </li><li> Sammeln Sie Gewebe durch Zentrifugation bei 300 g für 3 min. Überstand entfernen und resuspendieren in 1 ml Zelldissoziationsmedium Reagenz 2. </li><li> Inkubieren für 5-15 min bei RT. Die Röhrchen horizontal. Alle 2-3 min, verreiben sanft Verklumpen zu verhindern. Alle 5 min, zu bewerten Verdauung Fortschritt. <ol><li> Zur Beurteilung der Verdauung Fortschritt, verdünnen 2 ul Überstand in 18 &amp; mgr; l FACS-Puffer und Pipette als ein Tröpfchen auf einer Zellkulturschale. </li><li> Legen Sie ein Deckglas über die Probe und beobachten unter einer Gewebekultur Mikroskop bei 10X und 20X Vergrößerung. HINWEIS: Die Zubereitung als eine Mischung aus einzelnen Zellen, kleine Cluster, große Cluster erscheinen soll, und gelegentlich meist intakten Embryo Körper. </li><li> Visuell beurteilen, um den Anteil der Zubereitung, die einzelne Zellen und kleine Cluster ist. HINWEIS: Über Verdauung Lebensfähigkeit zu reduzieren; Unter Verdauung wird einzelne Zellausbeute zu reduzieren. &lt;/ Li&gt; </ol></li><li> Sammeln der Zellpräparation durch Zentrifugation bei 300 xg für 5 min. Überstand verwerfen und erneut zu suspendieren in 1 ml kaltem FACS-Puffer. </li><li> Befeuchten Sie ein 40 &amp; mgr; m Zellsieb mit FACS-Puffer. Übergeben Sie die Zellsuspension durch die 40 &amp; mgr; m Zelle Sieb auf eine 35 mm-Zellkulturschale. Waschen Sie die Zelle Sieb einmal mit 1 ml FACS Sortierpuffer. </li><li> Übertragung der Durchfluss in ein 2 ml-Mikrozentrifugenröhrchen. Sammle die Zellen durch Zentrifugation bei 300 xg für 5 Minuten und Resuspendieren in 100 &amp; mgr; l FACS-Puffer. </li><li> Graf Zellausbeute unter Verwendung einer Zählkammer. Verdünnen Weitere Proben bis 5x10 6 Zellen pro ml oder optimale Konzentration für die FACS - Maschine der Wahl empfohlen. Optional Wenn diese der Hemocytometer, Gegenfärbung toten Zellen mit Trypanblau Zellausbeute zählen Lebensfähigkeit der Zellpräparation Sortierung vor der FACS zu bestätigen. HINWEIS: Die Vorbereitungen, die zu verdünnen sind, werden überschüssige Menge an Zeit in Anspruch nehmen zu sortieren. Die Vorbereitungen, die zu sind concentrated neigen zu Multimeren zu verklumpen und sind suboptimal für eine reine Population zu sortieren. </li><li> Reserve 10-20% jeder Probe als ungefärbten Kontrollen. Für restlichen Proben, Flecken tote Zellen durch Zugabe eines fluoreszierenden Live / Dead (L / D) Diskriminierung in jeder Probe zu färben. Nicht waschen. Hinweis: alle Fluoreszenzfarbstoff, der Zellen mit beeinträchtigter Zellmembranen und Flecken Nukleinsäuren durchdringt, kann als L / D-Farbstoff verwendet werden, vorausgesetzt, dass die Fluoreszenzspektren mit der FACS-Maschine der Wahl und des Fluorophors Kennzeichnungs Zellen von Interesse vereinbar ist. <ol><li> Nicht waschen die Herstellung nach den Farbstoff Zugabe, da einige Zellen im Transitverkehr zu FACS Reinigung sterben werden und sollte aus der sortierten Population ausgeschlossen werden. </li></ol></li><li> Befeuchten Sie die 35 &amp; mgr; m Zellsieb capped FACS-Röhrchen mit 20 &amp; mgr; l FACS-Puffer. In Zellen mit dem Sieb und sammeln durch die Schwerkraft. Lagern auf Eis. </li></ol> 4. FACS Anreicherung <ol><li> Verwenden Sie FACS für einzelne zu bereichern, Lebende Zellen, die fluoreszierende Marker exprimieren. <ol><li> Stellen Sie eine Gate-Zellen, die aus Trümmern in einem Streudiagramm der Vorwärtsstreuung (FSC-A) Amplitude vs Seitenstreuamplitude (SSC-A), die beide mit linearer Skalierung zu unterscheiden. Achtung! Zebrabärbling - Zellen sind typischerweise kleiner als Maus oder menschliche Zellen. Dies ist in einem unteren basal Trennung zwischen den Zellen und Debris reflektiert. </li><li> Vom Tor in 4.1.1 festgelegt, setzen Sie ein Tor für einzelne Zellen zu bereichern und Multimere mit einem Streudiagramm Vorwärtsstreuung Höhe (FSC-H) und Low-Side-Streuhöhe (SSC-H), die beide mit linearer Skalierung auszuschließen. Hinweis: Zellen mit überproportional hohen FSC-H und niedrigen SSC-H sind wahrscheinlich Multimere und werden von der Sortierung ausgeschlossen. </li><li> Vom Tor Satz in 4.1.2, mit einzelnen Farbsteuerung, setzen Sie ein Tor nur lebende Zellen enthalten ein Streudiagramm von FSA-A mit linearer Skalierung und Amplitude des Kanals verwendet, um L / D Fleck mit log Skalierung zu erkennen. Fügen L / D-negativen Zellen. </li><li> Vondas Tor in 4.1.3 festgelegt, einzelne Farbsteuerung verwenden, stellen eine Gate nur lebende Zellen mit positiven Fluoreszenz unter Verwendung eines Streudiagramm von FSA-A mit linearer Skalierung und Amplitude des Kanals verwendet werden, zu fluoreszierendes Protein Zellmarker mit Log-Skalierung zu erkennen . Fügen Sie positive Zellen. </li><li> Gesetzt keine Kompensationssteuerungen, falls erforderlich, für eine Interferenz zwischen dem L / D-Färbung und fluoreszierendes Protein Spektren zu berücksichtigen. </li></ol></li><li> Set Art Logik-Zellen, die in alle Tore in Schritt 4.1 gesetzt fallen. <ol><li> Mit Doppel-Zellen markiert, überprüfen Sie für Zellsortierung Gating. HINWEIS: Die Zellen für die Sortierung werden die Zellen statt Schutt, einzelner Zellen anstatt Multimere, L / D-negativ und Fluoreszenz-positiven Zellen sein. </li></ol></li><li> Sortieren 2.000-4.000 Zellen aus der Population von Interesse in 5 ul kaltem FACS-Puffer in einem Mikrozentrifugenröhrchen auf Eis. Um Scher und Belastung auf Zellen während des Sortierens, verwenden Sie die niedrigsten Drücken möglich, dass die Zelle zu minimierenSorter. HINWEIS: Die 5 ul Tröpfchen FACS Puffer dient als Puffer für Zellen die FACS-Maschine verlassen. 2.000-4.000 Zellen Sammeln direkt in FACS-Puffer beseitigt die Notwendigkeit für die Zentrifugation vor auf die IFC-Chips zu laden. Diese Strategie wird empfohlen, weil der Zentrifugation zur Bildung von Multimeren führen kann, wenn die Zellen miteinander in dem Pellet anhaften. </li><li> Beurteilen Sie die Post-Sortiertragfähigkeitsanalyse. <ol><li> Übertragung 1 &amp; mgr; l Zellen in ein frisches FACS-Röhrchen sortiert mit 100 ul FACS Sortierpuffer und 1: 1000 Verdünnung von L / D-Fleck. Führen Sie die Zellen durch die FACS-Sorter mit der Gating-Strategie in Schritt 4.1. Verwenden Sie den Anteil von L / D negativ auf positiv Lebensfähigkeit von sortierten Zellen abzuschätzen. </li></ol></li></ol> 5. Wägezellen auf Mikrofluidik-Chip <ol><li> Mit Hilfe einer Zählkammer, messen sowohl die Konzentration und Größe der sortierten Zellen. <ol><li> Verdünnte sortierten Zellen auf mindestens 10 &amp; mgr; l. Einen aliquoten von 5 μ; L Zellen mit 5 ul Trypanblau. Legen Sie auf Hämozytometer und anwenden Deck. </li><li> Sammeln Hellfeldbilder aller Zellen in 4 x 4 Gitter von Hemocytometer. Zählen Sie die Anzahl der lebenden Zellen und berechnen lebenden Zellen / ml. Lebende Zellen nehmen nicht Trypan blau. HINWEIS: Verwenden Sie eine beliebige Standard-Bildanalyse-Software, den Durchmesser aller lebenden Zellen zu messen. Berechnen Sie den Mittelwert und Standardabweichung der Zellengröße, und wählen Sie von Interesse, eine IFC Platte geeignet für die Zellgrößenbereich. Wenn Zellgrößenbereich eine IFC Plattenzellgrößenbereich spreizt, verwenden Sie mehrere Platten, die das gesamte Spektrum von Zellen von Interesse zu erfassen. </li></ol></li><li> Wägezellen auf IFC Platte den Anweisungen des Herstellers nach (siehe Materialien). <ol><li> Verdünnte Zellen bis 1x10 6 Zellen / ml und Auftrieb Optimierung durchführen als den Anweisungen des Herstellers. HINWEIS: weder Buoyancy Optimierung sorgt dafür, dass die Zellen auf den Boden sinken, noch schweben an die Spitze des Lade well für optimale Beladung auf IFC Chip. Das Verhältnis von Puffer zu Zellen, die durch Zelltyp kann variieren, aber liegt typischerweise im Bereich 6: 4-7: 3 von Zellen: Puffer. </li><li> In Zellen auf grundierte-IFC-Platte. Lastplatte in kompatible Fluidik-Maschine, und führen Sie Skript, um eine Zelle Ladezellen durch Mikrofluidik Schaltung zu schieben und in Capture-Bahnen. </li></ol></li><li> Bestätigen Sie, dass Zellen in Fangstellen auf IFC Platte eingelegt werden. <ol><li> Entfernen IFC Platte von Fluidik-Maschine. Montieren Sie die IFC Platte auf einem Mikroskop mit einem Plattenadapter ausgestattet. </li><li> Sammeln Sie Schnappschüsse von Hellfeld und Fluoreszenz für jede Einfangstelle bei 10-facher Vergrößerung. HINWEIS: Hell Capture Zeiten können von 10 bis 50 ms liegen, je nach Lampenintensität. Die Fluoreszenz-Capture-Zeiten können 250 bis 750 ms liegen, abhängig von Fluorophor Helligkeit. Vermeiden Zellen überzubelichten Lichtschäden zu verhindern. </li></ol></li></ol> 6. cDNA Synthesis <ol><li> Führen Zelllyse in situ gemäß IFC Platte Anweisungen des Herstellers. <ol><li> In Lysepuffern in die Vertiefungen auf IFC Platte. Lastplatte auf kompatible Fluidik-Maschine und Lauf Zelllyse Skript als den Anweisungen des Herstellers. </li></ol></li><li> Führen Sie die reverse Transkription nach IFC Platte Anweisungen des Herstellers. <ol><li> In der reversen Transkription Reagenzien IFC Platte. Lastplatte auf kompatible Fluidik-Maschine. Führen Sie die reverse Transkription-Skript. Probenzyklusbedingungen: 1 Zyklus bei 25 ° C für 10 min, 1 Zyklus bei 42 ° C für 1 h, dann 1 Zyklus bei 85 ° C für 5 min. </li></ol></li><li> Führen Sie Vorverstärkung mit Gen-spezifischen Sonden nach IFC Platte Anweisungen des Herstellers. HINWEIS: Aufgrund ihrer höheren Spezifität bei niedriger Kopienzahlen verwenden fluorogenen-markierten Sonden anstatt für den Einsatz optimierte Sonden mit Interkalator Farbstoffen. <ol><li> Pool-Primer und verdünnt auf endgültige 180 nM jeder. In gepoolten Primer an IFC Platte. Lastplatte auf kompatible FLUIDIcs Maschine. Führen Sie Vorverstärkung Skript. </li></ol></li><li> Führen Vorverstärkung mit den folgenden Zyklusbedingungen: 1 Zyklus bei 95 ° C für 10 min, dann 18 Zyklen mit 15 sec bei 95 ° C denaturieren dann Tempern und Verlängerung bei 60 ° C für 4 min. Store cDNA bei 4 ° C bis zur Ernte vorge amplifiziert. Ernte-cDNA aus mikrofluidischen Platte gemäß den Anweisungen des Herstellers und lagern bei -20 ° C bis zur Verwendung. </li></ol> 7. Wählen Sie cDNA von Einzelzellen für Einzelziel qRT-PCR <ol><li> Verdünnte cDNA in 25 &amp; mgr; l Verdünnungs Reagens nach den Anweisungen des Herstellers. HINWEIS: Die ungefähre endgültige Ausbeute beträgt 28 &amp; mgr; l von vorverstärkten cDNA pro Zelle. Reservieren Sie einen aliquoten Teil des Verdünnungsmittels für die Verwendung als nicht-Template Kontrolle in qRT-PCR. <ol><li> Mit Bezug auf Hellfeld und Fluoreszenz-in-Schritt aufgezeichneten Bilder 5.3.2, Score jede Einfangstelle. Manuell zu zählen und die Anzahl der Zellen aufzuzeichnen. Beurteilen und notieren, ob jede Zelle Grippeorescent. HINWEIS: Jede einzelne Website enthalten 0, 1 oder&gt; 1 Zelle, wo&gt; 1 Zelleinfang Websites umfasst, die mehrere Zellen und / oder nicht identifizierbare Trümmer enthalten. Wenn die Bilder ausreichender Qualität, ein Pixelwert sind auch zugeordnet werden können, um die Intensität des Fluoreszenzsignals quantitativ zu bestimmen. </li></ol></li><li> Ausgewählte Proben für qRT-PCR-Analyse. <ol><li> Wählen Sie cDNA-Proben von Fangstellen identifiziert in Schritt 7.2, die genau 1 Zelle mit positiven Fluoreszenz enthalten. Pool 1 &amp; mgr; l Aliquots von cDNA aus jeder Probe. ANMERKUNG: Dies ist der &quot;Pool&quot; positive Kontrolle verwendet, um zu bestimmen, ob die Gene von Interesse in einer der ausgewählten Zellen exprimiert werden. </li><li> Wählen Sie cDNA aus mindestens einer Fangstelle, die genau 0-Zellen als negative Kontrolle enthält. Verwenden Sie Verdünnungsmittel aus Schritt 7.1.2 als No-Template-Steuerung. </li></ol></li><li> Führen Sie qRT-PCR-Assays. <ol><li> Verwenden Sie nur Sonden verwendet für die Prä-Amplifikation in Schritt 6.4.1. Laden Sie alle Proben in triplicate. Zyklusbedingungen für eine 10 &amp; mgr; l-Reaktion auf einer 384-Well-Platte: 1 Zyklus 50 ° C 2 min, 1 Zyklus 95 ° C für 10 min, 40 Zyklen mit 95 ° C 15 sec Denaturierung dann Annealing und Extension bei 60 ° C für 1 Minute </li></ol></li></ol> 8. Datenanalyse <ol><li> Validieren qRT-PCR-Produkte von Standard-Gelelektrophorese. Bestätigen Produkt eine einzelne Bande bei einem erwarteten Molekulargewicht (variiert für jede Sonde). HINWEIS: Wenn eine Sonde mehrere Bänder oder eine einzelne Bande bei einem ungeeigneten Größe erzeugt, dann Spezifität ist fraglich, und das schließt das Gen aus der Analyse. </li><li> Überprüfen Sie alle Amplifikationskurven und Konto für alle Anomalien 14. Berechnen Sie den Mittelwert CT - Wert für jede Probe / Gen - Kombination 15. HINWEIS: CT-Werte für positive Kontrollen liegen typischerweise im Bereich von 10 bis 30. CT-Werte für negative Kontrollen liegen typischerweise im Bereich von 35 bis 40 (ohne Verstärkung). CT-Werte von 30 bis 35 sind sehr niedrig Ausdruck betrachtetund sollten mit Vorsicht interpretiert werden 14. </li><li> Report-Daten <ol><li> Wenn Proben in der CT fallen = 10-30, Daten auch als fache Veränderung der Transkript Fülle relativ zu einer Kontrollprobe gemeldet werden kann. HINWEIS: Falten Änderung gleich 2 ^ (- ΔΔCT) , wo ACt zu einem Housekeeping - Gen relativ ist , indem die durchschnittliche CT der Probe aus dem Housekeeping - Gen subtrahiert und ΔΔCT ist die Unterschiede in ACt zwischen der Probe und einer positiven Kontrolle 15. </li></ol></li></ol>

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T., Callard, G. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+housekeeping+genes+in+zebrafish:+male-female+differences+and+effects+of+tissue+type,+developmental+stage+and+chemical+treatment.">Characterization of housekeeping genes in zebrafish: male-female differences and effects of tissue type, developmental stage and chemical treatment.</a> BMC molecular biology. 9, 102 (2008).</li><li>Tang, R., Dodd, A., Lai, D., McNabb, W. C., Love, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validation+of+zebrafish+(Danio+rerio)+reference+genes+for+quantitative+real-time+RT-PCR+normalization.">Validation of zebrafish (Danio rerio) reference genes for quantitative real-time RT-PCR normalization.</a> Acta biochimica et biophysica Sinica. 39, 384-390 (2007).</li><li>Serbedzija, G. N., Chen, J. N., Fishman, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+in+the+heart+field+of+zebrafish.">Regulation in the heart field of zebrafish.</a> Development. 125, 1095-1101 (1998).</li><li>de Pater, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+phases+of+cardiomyocyte+differentiation+regulate+growth+of+the+zebrafish+heart.">Distinct phases of cardiomyocyte differentiation regulate growth of the zebrafish heart.</a> Development. 136, 1633-1641 (2009).</li><li>Hami, D., Grimes, A. C., Tsai, H. J., Kirby, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+cardiac+development+requires+a+conserved+secondary+heart+field.">Zebrafish cardiac development requires a conserved secondary heart field.</a> Development. 138, 2389-2398 (2011).</li><li>Yelon, D., Horne, S. A., Stainier, D. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restricted+expression+of+cardiac+myosin+genes+reveals+regulated+aspects+of+heart+tube+assembly+in+zebrafish.">Restricted expression of cardiac myosin genes reveals regulated aspects of heart tube assembly in zebrafish.</a> Developmental biology. 214, 23-37 (1999).</li><li>Molina, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulus-induced+modulation+of+transcriptional+bursting+in+a+single+mammalian+gene.">Stimulus-induced modulation of transcriptional bursting in a single mammalian gene.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 20563-20568 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Das hier beschriebene Verfahren verwendet die Expression eines Fluoreszenzprotein unter der Kontrolle eines Zelltyp-spezifischen Promotor eine Population von Herzvorläuferzellen von Zebrabärbling-Embryonen in mikrofluidischen assistierten Einzelzellerfassungssystem zur Verwendung zur Anreicherung Expression einer Untergruppe von Herz Gene in einzelnen zu beurteilen Zellen. Vorausgesetzt, dass FACS Laseranregung und Emissionsfähigkeiten sind kompatibel mit dem Fluorophor (en) der Wahl kann dieses Verfahren für jeden ...

Die meisten aktuellen Studien der Zell- und Molekularbiologie sind auf Bevölkerungsdurchschnittswerten. Jedoch können wichtige biologische Ereignisse, die von diesen traditionellen populationsbasierten Analysen maskiert werden, da kleinere Populationen wichtige Rollen in biologischen Prozessen und Krankheitsverlauf spielen können. Genexpression in heterogenen Populationen auf Einzelzellebene zu verstehen , kann (und hat) führen zu relevanten biologischen und klinischen Erkenntnisse 1,2. Von Bedeutung für die embryonale Entwicklung Studien, in einer größeren Population von Zellen, sind Vorläuferzellen oft unterrepräsentiert, so dass es schwierig subtile Veränderungen in der Genexpression zu erkennen , die letztlich Entscheidungen Zellschicksal 3 einzuleiten. In ähnlicher Weise kann eine einzige Zelltyp unterschiedlich haben Expressionsprofile in Reaktion auf die Mikroumgebung 4. Zum Beispiel resident Endothelzellen im selben Organ oder in verschiedenen Organen (z. B. Aorta oder Niere) zeigen signifikante Heterogenität trotz teilen gemeinsame morp5 hological und funktionellen Eigenschaften. Darüber hinaus können die gleichen Tumor Bestücken Krebszellen haben auch molekularen Profile oder Mutationen auf Einzelzellebene 6 variiert. In Modellsystemen hat Transkriptomik in einzelnen Zellen erfolgreich neue Zellpopulationen identifiziert, charakterisiert Zwischenzustände , die während der Zelldifferenzierung auftreten, und offenbarte Differential zelluläre Reaktionen 7.8.9 auf Reize. Solche Einsichten hätte in herkömmlichen populationsbasierten Studien maskiert. Zebrabärbling-Embryonen sind eine enorm in Anspruch genommenen Quelle von Stammzellen, Vorläufer und differenzierenden Zellen für Fragen der einzelnen Zelle Heterogenität und molekulare Regulation von zellulären Identitäten während der Entwicklung zu erforschen. Ihre hoch schablonenhaft , ex vivo Entwicklung und einfache genetische Manipulation machen sie ein ausgezeichnetes Modellsystem für diesen Ansatz 10,11. Insbesondere wird eine große Einschränkung der Interpretation von einzelnen Zelle gene - Expressionsdaten ist , dass eine zuverlässige Identifizierung neuer Zwischenzellenzustände während der Entwicklung sehr sorgfältige Timing von Gewebe erfordert Sammlung 9. Dies ist notwendig, um sicherzustellen, dass die Heterogenität zwischen gefangenen Zellen Heterogenität innerhalb eines Gewebes an einem einzigen Zeitpunkt anstatt Heterogenität in der Genexpression stellt durch altersabhängige Zelldifferenzierung dargestellt. Im Vergleich zu Mäusen, Zebrabärbling Embryonalentwicklung genau über eine große Anzahl von Embryos 12 synchronisiert werden kann. Zusätzlich mit großer Gelegegrößen, Genaktivität kann als ergiebige Quelle für Stamm- und Vorläuferzellen verwendet werden. Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren, Zellen von Zebrafischembryos zu isolieren und Einzelzellen mit einem handelsüblichen integrierten Mikrofluidik Schaltung (IFC) Chip und Autoprep System für qRT-PCR Genexpressionsanalyse zu erfassen. Dieses Protokoll kann keinen hohen Durchsatz Multiplexassays einschließlich ganze schnell übertragbarTranskriptom - Sequenzierung , die 13 umfassendere Analyse der zellulären Heterogenität ermöglicht. Es bietet auch einige Vorteile zu herkömmlichen Genexpressionsassays. Die Einzelzellisolierung Protokoll ergibt eine hohe Lebensfähigkeit nach FACS, die den Anteil von kompromittierten Zellen verringert, die in Downstream-Anwendungen enthalten sind. Durch die Verwendung eines IFC kann gefangenen Zellen direkt Erfassungsraten beobachtet werden, um zu bewerten und Zellgesundheit morphologisch beurteilen. Darüber hinaus ist dieses Protokoll zu der Zebrabärbling Forschungsgemeinschaft breit anwendbar und erfordert nur einen markierten transgenen Fischen Linie und den Zugang zu mikrofluidischen Zellerfassungstechnologien. Als Beweis für das Prinzip, von Herz-Vorläufern abgeleitet Einzelzellen wurden auf einem IFC Chip isoliert und gefangen genommen und dann die relative Häufigkeit von Herz-Differenzierungsmarker wurde durch qRT-PCR gemessen. Genexpressionsanalyse auf Einzelzellebene zeigt, dass Herz-Vorläufern mit ihren differe koexistierenntiating Nachkommen. Die Einsicht von Single-Cell-Profilierung von Herz-Vorläufern gewonnen können unter Herzvorläuferzellen während der Entwicklung von Wirbeltieren Licht auf die Heterogenität in Genexpressionsmuster Schuppen, die in der traditionellen populationsbasierten Analysen maskiert wurden.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Supplies&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td>For removing the chorion from embryos</td></tr><tr><td>Microcentrifuge tube 2 ml</td><td>GeneMate</td><td>C-3261-1</td><td></td></tr><tr><td>40 um cell strainer</td><td>Biobasic</td><td>SP104151</td><td></td></tr><tr><td>35 mm culture dish</td><td>Falcon</td><td>351008</td><td></td></tr><tr><td>FACS tubes topped with 35 um cell strainer</td><td>Falcon</td><td>352235</td><td></td></tr><tr><td>P1000 and tips</td><td>Rainin</td><td>17005089</td><td></td></tr><tr><td>P20 and tips</td><td>Rainin</td><td>17005091</td><td></td></tr><tr><td>IFC chip manufacturer&#039;s protocol</td><td>Fluidigm</td><td>100-6117</td><td>Version 100-6117 E1 was used in representative experiment</td></tr><tr><td>Wide bore pastuer glass pippette</td><td>VWR</td><td>14673-010</td><td>For transferring embryos</td></tr><tr><td>Adult wild type zebrafish</td><td>N/A</td><td></td><td>We used AB line</td></tr><tr><td>Adult transgenic zebrafish</td><td>N/A</td><td></td><td>We used Tg(nkx2.5:ZsYellow)</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents for cell dissociation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Double distilled water</td><td>N/A</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Instant Ocean Sea Salt</td><td>Instant Ocean</td><td>SS15-10</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>FisherScientific</td><td>S271-3</td><td>make stock in water and use for de-yolking buffer</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5405</td><td>make stock in water and use for de-yolking buffer</td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S6014</td><td>make stock in water and use for de-yolking buffer</td></tr><tr><td>Leibovitz&#039;s L-15</td><td>Gibco</td><td>21083-027</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>FisherScientific</td><td>03-600-511</td><td>Heat inactivate; any brand of FBS should be fine</td></tr><tr><td>Cell Dissociation Reagent 1 -TrypLE</td><td>Life Technologies</td><td>12605-010</td><td>Store at room temperature.</td></tr><tr><td>Cell Dissociation Reagent 2 - FACSmax</td><td>Genlantis</td><td>T200100</td><td>Store -20; thaw on ice; bring to room temp before use</td></tr><tr><td>pronase (optional)</td><td>Sigma</td><td>P5147</td><td></td></tr><tr><td>L/D Dye - Sytox Blue</td><td>Life Technologies</td><td>S34857</td><td>Any live/dead stain suitable for flow cytometry will work</td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Gibco</td><td>15250-061</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents for IFC plate use and qRT-PCR&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gene-specific probes</td><td></td><td></td><td>Probes will vary by experiment</td></tr><tr><td>TaqMan Probe ef1a</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03432748_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Probe gata4</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03443262_g1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Probe nk2-5</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03074126_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Probe myl7</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03105700_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Probe vmhc</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03431136_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Probe isl1</td><td>Life Technologies</td><td>Dr03425734_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Gene Expression Master Mix</td><td>Life Technologies</td><td>4369016</td><td></td></tr><tr><td>Reagents listed in IFC manufacturer&#039;s protocol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>C1 Reagent Kit</td><td>Fluidigm</td><td>100-5319</td><td>Reagents for loading cells onto IFC plate</td></tr><tr><td>Ambion Single Cell-to-CT&lt;sup&gt;TM&lt;/sup&gt;</td><td>Life Technologies</td><td>4458237</td><td>Reagents for reverse transcription and pre-amplification steps</td></tr><tr><td>Molecular Biology Quality Water</td><td>Corning</td><td>46-000CM</td><td></td></tr><tr><td>C1 IFC for PreAmp (5-10 um)</td><td>Fluidigm</td><td>100-5757</td><td>IFC plate for small cells</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>C1 AutoPrep machine</td><td>Fluidigm</td><td>100-5477</td><td>For IFC plate use</td></tr><tr><td>Hemocytometer&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z359629</td><td>For counting cells and assessing cell size</td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td></td><td></td><td>For removing embryos from chorion</td></tr><tr><td>Tissue culture microscope</td><td></td><td></td><td>For assessing single cell digestion</td></tr><tr><td>FACS machine</td><td></td><td></td><td>For isolating cells of interest</td></tr></tbody></table>

isolation and characterization of single cells from zebrafish embryos

The zebrafish (Danio rerio) is a powerful model organism to study vertebrate development. Though many aspects of zebrafish embryonic development have been described at the morphological level, little is known about the molecular basis of cellular changes that occur as the organism develops. With recent advancements in microfluidics and multiplexing technologies, it is now possible to characterize gene expression in single cells. This allows for investigation of heterogeneity between individual cells of specific cell populations to identify and classify cell subtypes, characterize intermediate states that occur during cell differentiation, and explore differential cellular responses to stimuli. This study describes a protocol to isolate viable, single cells from zebrafish embryos for high throughput multiplexing assays. This method may be rapidly applied to any zebrafish embryonic cell type with fluorescent markers. An extension of this method may also be used in combination with high throughput sequencing technologies to fully characterize the transcriptome of single cells. As proof of principle, the relative abundance of cardiac differentiation markers was assessed in isolated, single cells derived from nkx2.5 positive cardiac progenitors. By evaluation of gene expression at the single cell level and at a single time point, the data support a model in which cardiac progenitors coexist with differentiating progeny. The method and work flow described here is broadly applicable to the zebrafish research community, requiring only a labeled transgenic fish line and access to microfluidics technologies.

Als Beweis für das Prinzip wurde die Genexpression zu bewerten Differenzierung Dynamik während der Herzentwicklung erforschen. In Zebrabärbling entstehen Herzvorläuferzellen aus einer mesodermalen Population von Zellen, die an der vorderen Seitenplatte Mesoderm wandern, wo sie verschmelzen die lineare Herzrohr zu bilden. Vor der Fusion beginnen Herz Vorläufern den Transkriptionsfaktor Nkx2.5 (NK2 homeobox 5) zum Ausdruck bringen, die die früheste spezifischer Marker für H...

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Isolation and Characterization of Single Cells from Zebrafish Embryos

This protocol describes a method for isolating single cells from zebrafish embryos, enriching for cells of interest, capturing zebrafish cells in microfluidic based single cell multiplex systems, and assessing gene expression from single cells.

Isolierung und Charakterisierung von Einzelzellen aus Zebrafischembryonen

The zebrafish (Danio rerio) is a powerful model organism to study vertebrate development. Though many aspects of zebrafish embryonic development have been ...

isolation-and-characterization-of-single-cells-from-zebrafish-embryos

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

14.4K Aufrufe.  University of North Carolina at Chapel Hill. This protocol describes a method for isolating single cells from zebrafish embryos, enriching for cells of interest, capturing zebrafish cells in microfluidic based single cell multiplex systems, and assessing gene expression from single cells. 

Serie: Isolation and Characterization of Single Cells from Zebrafish Embryos

Labeling and Imaging Cells in the Zebrafish Hindbrain

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early vertebrate embryo is the ability to image cells at high resolution. In zebrafish embryos, injection of plasmid DNA results in mosaic expression, allowing for the visualization of single cells or small clusters of cells 1 . We describe how injection of plasmid DNA encoding membrane-targeted Green Fluorescent Protein (mGFP) under the control of a ubiquitous promoter can be used for imaging cells undergoing neurulation. Central to this protocol is the methodology for imaging labeled cells at high resolution in sections and also in real time. This protocol entails the injection of mGFP DNA into young zebrafish embryos. Embryos are then processed for vibratome sectioning, antibody labeling and imaging with a confocal microscope. Alternatively, live embryos expressing mGFP can be imaged using time-lapse confocal microscopy. We have previously used this straightforward approach to analyze the cellular behaviors that drive neural tube formation in the hindbrain region of zebrafish embryos 2. The fixed preparations allowed for unprecedented visualization of cell shapes and organization in the neural tube while live imaging complemented this approach enabling a better understanding of the cellular dynamics that take place during neurulation.

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early embryo is the ability to image cells at high resolution. We describe here a technique for labeling single cells or small clusters of cells in whole zebrafish embryos with membrane-targeted Green Fluorescent Protein.

Labeling und Imaging Cells in der Zebrafisch Hinterhirn

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early vertebrate embryo is the ability to image cells at high resolution. In zebrafish ...

Forschung

Neurowissenschaften

Sample Preparation and Analysis of RNASeq-based Gene Expression Data from Zebrafish

The analysis of global gene expression changes is a valuable tool for identifying novel pathways underlying observed phenotypes. The zebrafish is an excellent model for rapid assessment of whole transcriptome from whole animal or individual cell populations due to the ease of isolation of RNA from large numbers of animals. Here a protocol for global gene expression analysis in zebrafish embryos using RNA sequencing (RNASeq) is presented. We describe preparation of RNA from whole embryos or from cell populations obtained using cell sorting in transgenic animals. We also describe an approach for analysis of RNASeq data to identify enriched pathways and Gene Ontology (GO) terms in global gene expression data sets. Finally, we provide a protocol for validation of gene expression changes using quantitative reverse transcriptase PCR (qRT-PCR). These protocols can be used for comparative analysis of control and experimental sets of zebrafish to identify novel gene expression changes, and provide molecular insight into phenotypes of interest.

This protocol presents an approach for whole transcriptome analysis from zebrafish embryos, larvae, or sorted cells. We include isolation of RNA, pathway analysis of RNASeq data, and qRT-PCR-based validation of gene expression changes.

Probenvorbereitung und Analyse der RNASeq-basierte Genexpressionsdaten von Zebrafisch

The analysis of global gene expression changes is a valuable tool for identifying novel pathways underlying observed phenotypes. The zebrafish is an ...

Genetik

Profiling DNA Replication Timing Using Zebrafish as an In Vivo Model System

DNA replication timing is an important cellular characteristic, exhibiting significant relationships with chromatin structure, transcription, and DNA mutation rates. Changes in replication timing occur during development and in cancer, but the role replication timing plays in development and disease is not known. Zebrafish were recently established as an in vivo model system to study replication timing. Here is detailed the protocols for using the zebrafish to determine DNA replication timing. After sorting cells from embryos and adult zebrafish, high-resolution genome-wide DNA replication timing patterns can be constructed by determining changes in DNA copy number through analysis of next generation sequencing data. The zebrafish model system allows for evaluation of the replication timing changes that occur in vivo throughout development, and can also be used to assess changes in individual cell types, disease models, or mutant lines. These methods will enable studies investigating the mechanisms and determinants of replication timing establishment and maintenance during development, the role replication timing plays in mutations and tumorigenesis, and the effects of perturbing replication timing on development and disease.

Profiling DNA Replication Timing Using Zebrafish as an In Vivo Model System

Zebrafish were recently used as an in vivo model system to study DNA replication timing during development. Here is detailed the protocols for using zebrafish embryos to profile replication timing. This protocol can be easily adapted to study replication timing in mutants, individual cell types, disease models, and other species.

DNA-Replikation Timing mit Zebrafisch als ein In Vivo Modell-System-Profiling

DNA replication timing is an important cellular characteristic, exhibiting significant relationships with chromatin structure, transcription, and DNA ...

Live Imaging of the Zebrafish Embryonic Brain by Confocal Microscopy

In this video, we demonstrate the method our lab has developed to analyze the cell shape changes and rearrangements required to bend and fold the developing zebrafish brain (Gutzman et al, 2008). Such analysis affords a new understanding of the underlying cell biology required for development of the 3D structure of the vertebrate brain, and significantly increases our ability to study neural tube morphogenesis. The embryonic zebrafish brain is shaped beginning at 18 hours post fertilization (hpf) as the ventricles within the neuroepithelium inflate. By 24 hpf, the initial steps of neural tube morphogenesis are complete. Using the method described here, embryos at the one cell stage are injected with mRNA encoding membrane-targeted green fluorescent protein (memGFP). After injection and incubation, the embryo, now between 18 and 24 hpf, is mounted, inverted, in agarose and imaged by confocal microscopy. Notably, the zebrafish embryo is transparent making it an ideal system for fluorescent imaging. While our analyses have focused on the midbrain-hindbrain boundary and the hindbrain, this method could be extended for analysis of any region in the zebrafish to a depth of 
80-100 &mu;m.

In this video, we demonstrate a method by which to analyze the developing vertebrate brain in live zebrafish embryos at single cell resolution by confocal microscopy. This includes the method by which we inject the single-cell zebrafish embryo and subsequently mount and image the developing brain.

Live-Imaging der Zebrafisch embryonalen Gehirn durch konfokale Mikroskopie

In this video, we demonstrate the method our lab has developed to analyze the cell shape changes and rearrangements required to bend and fold the ...

Biologie

Culture and Transfection of Zebrafish Primary Cells

Zebrafish embryos are transparent and develop rapidly outside the mother, thus allowing for excellent in vivo imaging of dynamic biological processes in an intact and developing vertebrate. However, the detailed imaging of the morphologies of distinct cell types and subcellular structures is limited in whole mounts. Therefore, we established an efficient and easy-to-use protocol to culture live primary cells from zebrafish embryos and adult tissue.
In brief, 2 dpf zebrafish embryos are dechorionated, deyolked, sterilized, and dissociated to single cells with collagenase. After a filtration step, primary cells are plated onto glass bottom dishes and cultivated for several days. Fresh cultures, as much as long term differenciated ones, can be used for high resolution confocal imaging studies. The culture contains different cell types, with striated myocytes and neurons being prominent on poly-L-lysine coating. To specifically label subcellular structures by fluorescent marker proteins, we also established an electroporation protocol which allows the transfection of plasmid DNA into different cell types, including neurons. Thus, in the presence of operator defined stimuli, complex cell behavior, and intracellular dynamics of primary zebrafish cells can be assessed with high spatial and temporal resolution. In addition, by using adult zebrafish brain, we demonstrate that the described dissociation technique, as well as the basic culturing conditions, also work for adult zebrafish tissue.

We present an efficient and easy-to-use protocol for preparing primary cell cultures of zebrafish embryos for transfection and live cell imaging as well as a protocol to prepare primary cells from adult zebrafish brain.

Kultur und Transfektion von Primärzellen Zebrafisch

Zebrafish embryos are transparent and develop rapidly outside the mother, thus allowing for excellent in vivo imaging of dynamic biological processes in ...

Entwicklungsbiologie

Preparation of Single-Somite Explants from Zebrafish Embryos

The body axis of vertebrate embryos is periodically subdivided into 3D multicellular units called somites. While genetic oscillations and molecular prepatterns determine the initial length-scale of somites, mechanical processes have been implicated in setting their final size and shape. To better understand the intrinsic material properties of somites, a method is developed to culture single-somite explant from zebrafish embryos. Single somites are isolated by first removing the skin of embryos, followed by yolk removal and sequential excision of neighboring tissues. Using transgenic embryos, the distribution of various sub-cellular structures can be observed by fluorescent time-lapse microscopy. Dynamics of explanted somites can be followed for several hours, thus providing an experimental framework for studying tissue-scale shape changes at single-cell resolution. This approach enables direct mechanical manipulation of somites, allowing for dissection of the material properties of the tissue. Finally, the technique outlined here can be readily extended for explanting other tissues such as the notochord, neural plate, and lateral plate mesoderm.

We present a protocol for isolating single somites from zebrafish embryos, the dynamics of which can be followed in culture for several hours by fluorescence time-lapse microscopy, thus providing a methodology to quantify tissue-scale shape changes at single-cell resolution.

The body axis of vertebrate embryos is periodically subdivided into 3D multicellular units called somites. While genetic oscillations and molecular ...

Aufbereitung von Darmzellen aus Zebrafischlarven für die Einzelzell-RNA-Sequenzierung

Gut Isolation from Zebrafish Larvae for Single-cell RNA Sequencing

The gastrointestinal (GI) tract performs a range of functions essential for life. Congenital defects affecting its development can lead to enteric neuromuscular disorders, highlighting the importance to understand the molecular mechanisms underlying GI development and dysfunction. In this study, we present a method for gut isolation from zebrafish larvae at 5 days post fertilization to obtain live,&#160;viable cells which can be used for single-cell RNA sequencing (scRNA-seq) analysis. This protocol is based on the manual dissection of the zebrafish intestine, followed by enzymatic dissociation with papain. Subsequently, cells are submitted to fluorescence-activated cell sorting, and viable cells are collected for scRNA-seq. With this method, we were able to successfully identify different intestinal cell types, including epithelial, stromal, blood, muscle, and immune cells, as well as enteric neurons and glia. Therefore, we consider it to be a valuable resource for studying the composition of the GI tract in health and disease, using the zebrafish.

Autor im Rampenlicht: Isolierung und Analyse von Darmzellen von Zebrafischlarven zur Untersuchung transkriptomischer Aspekte der gastrointestinalen Entwicklung 

Here, we describe a method for gut isolation from zebrafish larvae at 5 days post fertilization, for single-cell RNA sequencing analysis.

Darmisolierung aus Zebrafischlarven für die Einzelzell-RNA-Sequenzierung

The gastrointestinal (GI) tract performs a range of functions essential for life. Congenital defects affecting its development can lead to enteric ...

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression both in terms of tissue distribution and developmental stage. Protocols are described for the use of WISH of zebrafish embryos using antisense RNA probes labeled with digoxigenin. Probes are generated by incorporating digoxigenin-linked nucleotides through in vitro transcription of gene templates that have been cloned and linearized. The chorions of embryos harvested at defined developmental stages are removed before incubation with specific probes. Following a washing procedure to remove excess probe, embryos are incubated with anti-digoxigenin antibody conjugated with alkaline phosphatase. By employing a chromogenic substrate for alkaline phosphatase, specific gene expression can be assessed. Depending on the level of gene expression the entire procedure can be completed within 2-3 days.

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

The zebrafish, a small tropical fish, has become a popular model for studying gene function during vertebrate development and disease. The temporal and spatial expression of target genes can be determined by in situ hybridization. Our improved protocol allows for the detection of low abundant transcripts with low non-specific background signal.

Hohe Auflösung Ganze Berge<em&gt; In Situ</em&gt; Hybridisierung innerhalb Zebrafischembryonen Gene Expression und Funktion zu untersuchen

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression ...

Isolierung und Charakterisierung von Einzelzellen aus Zebrafischembryonen

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Labeling und Imaging Cells in der Zebrafisch Hinterhirn

Probenvorbereitung und Analyse der RNASeq-basierte Genexpressionsdaten von Zebrafisch

DNA-Replikation Timing mit Zebrafisch als ein In Vivo Modell-System-Profiling

Live-Imaging der Zebrafisch embryonalen Gehirn durch konfokale Mikroskopie

Kultur und Transfektion von Primärzellen Zebrafisch

Preparation of Single-Somite Explants from Zebrafish Embryos

Darmisolierung aus Zebrafischlarven für die Einzelzell-RNA-Sequenzierung

Darmisolierung aus Zebrafischlarven für die Einzelzell-RNA-Sequenzierung

Darmisolierung aus Zebrafischlarven für die Einzelzell-RNA-Sequenzierung

Hohe Auflösung Ganze Berge