Name: a method for obtaining serial ultrathin sections of microorganisms in transmission electron microscopy
Uploaded: 2018-01-17T10:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 46 s
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我々 は心から彼の貴重な提案や議論の茂雄北をありがちましょう。我々 はまた原稿の彼らの重要な読書のジョンとすみれエクスタインをありがちましょう。

注: この研究で使用される標本は、プロパンと液体窒素で急速凍結された微生物を凍結置換アセトン 2% オスミウム四酸化二を含むとエポキシ樹脂1,2,3、埋め込み 4,5,6,7,8,9,10、11,12,13 ,14,15,16,17,18。
1. 支持膜 (図 1-3) の準備
注:19ガラスの上の鋳造法を使用しての銀色のホルムバール支持フィルムを用意しています。
<ol><li>1.5 %100 mL を加えるホルムバール作る装置 (図 1) に二塩化エチレンでホルムバール。ゴム製ボール19を使用して ' を通る空気とソリューションを押すことによって装置の上部の列でホルムバール ソリューション (76 × 26 × 1.3 mm) スライド ガラスの半分を浸しなさい。<ol>
<li>三方活栓を開いて、圧力を減らすために 'b' を通る空気を解放によって列からソリューションをドレインします。スライド ガラスの表面に膜を形成する装置から空気で乾燥してスライド ガラスを取り出してください。ホルムバール フィルムの乾燥を加速するのに白熱ランプを使用します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>(図 2 a)、かみそりの刃でスライド ガラス上のフィルムの 4 つのエッジを削り、スライド20日から映画の分離を容易にするスライドに呼吸にスライド ガラスを浸すことによって水のフィルムをフロートした後、水をゆっくりと低い水平角度 (約 10 °、図 2 b)。</li>
	<li>穴 (直径 4 mm) アルミ ラック (30 mm × 25 × 3 mm) を使用して水からホルムバール映画スクープ (図 3 a)。乾燥器で使用 (図 3 b) までホルムバール フィルムでラックを保ちます。</li>
</ol>2. 超音波トリム ブレードと実体顕微鏡 (図 4) の下でかみそりの刃21試料ブロックのトリミング
<ol><li>ブロックの先端 (図 4 a) 光学顕微鏡で観察することによって、ブロックの表面に細胞があることを確認します。</li>
	<li>チャック (ブロック ホルダー) で試料ブロックをマウントし、トリミング ステージ21 (図 4 b) のチャックをマウントします。このトリミング ステージには、供試体の背面から照明メカニズムがあります。</li>
	<li>0.7 mm × 1.0 mm (図 4 c、5 d) のサイズにブロックをトリムします。エポキシ樹脂は非常に難しいため、まず超音波トリム ブレードを使用してブロックをトリミングします。超音波トリム ブレードは新たに導入されたマシン、ブロックは簡単に切り捨てられます。それからさらにかみそりの刃が付いているブロックをトリムします。(図 5 d、図 8を参照) を切削方向をマークする 1 つの肩をカットします。</li>
</ol>3. ミクロトーム (図 5) を使用してダイヤモンド ナイフで試料ブロックのトリミング
<ol><li>ウルトラミクロトームの試料ホルダーのチャックの試料ブロックを設定します。試料を置くシリアル極薄断面が場合の実際の位置に対して反時計回り 90 ° 実行 (参照してください図 5 d)。</li>
	<li>ダイヤモンド トリミング ナイフ (参照してください図 5 d) ブロックの表面をカットします。ダイヤモンド ナイフ エッジを標本ブロック面に平行に設定し、全ての試料 (図 5 d) を失うように試料表面の最小量をカットします。 注: この手順は、試料の表面を滑らかに行われます。スリムな一部の試料表面の一部はそのまま (したがってこの部分は輝いていない鏡、図 5 dのような)、シリアル区分のため試料の任意の部分を失うように。供試体はブロックの表面にさらされるためにです。</li>
	<li>(図 5 c) 試料ブロックの切断を監視するナイフ ステージ上ミラー (メサ カット、M) を配置します。</li>
	<li>ナイフ ステージ (図 5 a) 左に 30 ° 回転させてトリミング ナイフを使用してブロックの左端 (上側、図 5 d、シリアルセクショニングでサンプルになります) をカットします。</li>
	<li>(シリアル断面、図 5 dで試験片の下側になります) 標本の左端からナイフ ステージ (図 5 b) 右に 30 ° を回転させることにより約 100 μ m でのブロックの顔をカットします。 注: 連続切片は、約 90 の標本のスリムの部分からカットされますサイズ約 1 mm x nm。大きい部分が平行になるよう試料表面とナイフのエッジを調整する使用されます。ナイフ エッジに平行に試料表面を調整した後、大部分はかみそりの刃で削除されます。ミクロトームを用いた試験体の上下を切断することによって試料の両側になり滑らかな正確に平行互い (図 5 d) ストレートと切れ目のないリボンのセクションを取得する必要があります。</li>
</ol>4 21を互いに平行に顔を試料表面とナイフのエッジの調整
<ol><li>トリミング ナイフを削除し、標本ブロック 90 ° 右回りに回転します。</li>
	<li>極薄のセクショニング ナイフをナイフ ステージに設定します。</li>
	<li>試験片表面の大きい一部分を使用して互いに平行に顔を試料表面と、鋭利なエッジを調整します。 注: シリアル断面の切断面が小さいので、特に垂直方向でのみ、この部分を使用して試料表面とナイフ エッジを調整し難いので、標本の大部分は調整に使用です。このように、標本の大部分を使用して容易に調整。</li>
</ol>5. 試料ブロック (図 6) のネオプレン ソリューションの広がり
<ol><li>試料チャックを配置すると、元の位置と同じ位置でするには、チャックとミクロトームのチャック ホルダー テープを適用し、(図 6 a) 境界でカットします。</li>
	<li>試料チャック、ミクロトームから取り出して (図 6 b) 顕微鏡の下に置きます。連続切片の取得元となる、スリムな部分を残してかみそりの刃をもつ試料の大部分を遮断します。</li>
	<li>パスツール ピペットを使用して、セクションの側面の接着剤を作るために, 使用する試料に約 1 μ L 0.5% ネオプレン ソリューション (図 6 b) をドロップします。ネオプレン ソリューション全体の標本をカバーします。試料のそばにフィルター紙の部分で余分なネオプレン ソリューションをすぐに吸収します。セクションのリボンを取得シリアル細胞の断面の写真を撮るために不可欠、ネオプレン接着剤は非常に有用なセクションを一緒に付けるため。</li>
	<li>3 スリット グリッドの準備 (スリットのサイズ: 中間、0.4 mm x 2.2 mm、両方側面 0.2 mm × 2.2 mm) (図 6 c) 60 ° にグリッドのハンドルを曲げることによって連続切片を拾う、ため治療 0.5% ネオプレン ソリューション、グリッドとグリッドによって親水性を作るグロー放電22。</li>
</ol>6. シリアル セクション (図 7-9) を作る
<ol><li>試料ブロックの場所は、によって録音された部品を整列させる 5.1 (図 6 a) と同じ位置にミクロトームのチャックします。これによりブロックの顔とナイフ エッジお互いに完全に平行。供試体の近くにナイフをもたらします。</li>
	<li>ナイフ ボートを水で埋めます。</li>
	<li>ミクロトームを気流 (図 7) を防ぐためにプラスチック製のカバーでカバーします。 注: 問題が発生する極薄切片としばしばセクションの検索中に空気の流れ。プラスチック製のカバーは 3 つの穴: 両眼のレンズの 1 つの穴があり、他の 2 つの穴は、カバーが上にあるときに操作を許可するように腕。木製アームレストは、グリッドと連続切片の取得などの繊細な作業をしながら腕を配置するために使用されます。木製アームレストは、トームにオペレーターの手の振動を送信しないようにミクロトーム テーブル (図 7矢印) から別のテーブルに配置されます。</li>
	<li>200 nm 厚 (図 8) で試料の切削を開始します。200 nm の厚さで設定は、供試体の表面にナイフを持って来ることで時間を節約します。</li>
	<li>最初のセクションは、カット後切片厚を 70 に設定 nm (図 8)。</li>
	<li>連続切片数が 20 (正確に言えば、約 1.8 mm; セクションの数のセクションの幅によって異なりますリボン到達後) に達したとき、切片厚を 10 に設定をカットしながら nm (図 8)。 注: ミクロトームは、10 nm 厚のセクションを切り取ることはできません、ので新しいセクションが表示されない、以前の断面は、ナイフエッジ離れ離れになっています。髪の毛のペアを使用して手動でセクションを分離することの難しさを避けるために連続切片を拾うため分離されたセクション グループ (図 9) を取得することが重要です。透過型電子顕微鏡の視野は 2.0 mm なのでセクションはせいぜい 1.8 mm をする必要があります。</li>
	<li>切片厚を 60 に設定 nm (図 8)。マシンは以前の 10 nm の厚さを追加しますので、これは 70 nm セクション (図 8) になります。</li>
	<li>切片厚を 70 に設定 nm (図 8) 長 1.8 mm のセクションを取得するまで切断を継続。</li>
	<li>6.6 6.8 を繰り返して 5 1.8 mm 長いセクションが (図 9) を得られます。私たちの研究室で利用できる透過型電子顕微鏡で 5 つの標本のホールダーがあるが、5 は制限されていませんので、通常 5 つのセクション グループを行います。</li>
</ol>7. シリアル セクション (図 10-12) を拾う
<ol><li>'セクション保持ループ'23を配置 (ループの内径: 5.0 mm) (図 10 a) の 3 番目のセクション グループ (図 10 b)。 注: 正しい順序で写真を撮るための区分の順序でセクションを取得するために必要です。ただし、ナイフ ボートに 5 つのセクション グループがある、のでそれしばしば取得混乱しているグループが。ループを 3 番目のグループに配置することによって、オペレーターの近くに 2 つのグループは、明らかになればオペレーターから遠い 2、2 番目の最初と 4 番目と 5 番目のグループ (図 10 b)。これは順序を混合を防ぐ。</li>
	<li>'水表面調達ループ'23を配置 (WSRL、ループの内部の直径: 4.0 mm) (図 11 a) ナイフ ステージ (図 11 b)。WSRL は、底に磁石を備えているためナイフ舞台にしっかりと立つが。<ol>
<li>連続切片のすぐ上のシャフトとのハンドルを移動することによって、WSRL のループを配置します。ループ セクションを取り囲むように水面の上に WSRL のループを下げます。</li>
		<li>水の表面が表面張力 (図 11 c d) によって発生するので下ネジを回してループを押し下げます。ループの中央セクションに移動、水の頂点に位置、髪のストランド21を使用して、断面の方向を調整します。</li>
		<li>裸スリット-グリッド、ピンセットによる開催は、水の表面 (図 11 d) に平行に触れることにより、セクション グループを拾います。セクション最初に、グリッドに触れることがなく、水 (図 11 d) のグリッドの中央に正確にセクションを配置するが重要です。</li>
	</ol>
</li>
	<li>ホルムバール サポート フィルム16 (図 12)、水の小さなドロップと一緒にセクションでグリッドを配置し、ろ紙を使用して余分な水分を削除します。 注: 支持膜のしわは、しばしば問題のセクションは、膜 (セクション) は、直接膜 (フィルム) を触れるので支持フィルムとグリッドを使用してピックアップです。サポート フィルムのしわを取得の問題がホルムバール サポート フィルム16水の小さなドロップと一緒にセクション軸受グリッドを配置することによって削減します。</li>
</ol>8. 染色のセクション16,24 (図 13)
<ol><li>セクションが完全に乾いたら、グリッド、周りからホルムバール フィルムを引き裂くし、セクションを軸受グリッドを削除します。</li>
	<li>適切な順序 (図 13) で染色チューブ16の溝にグリッドを設定し、ウラニル酢酸および鉛のクエン酸のための24のセクションを染色します。 注: ある溝深さ 0.6 mm 管の長軸に沿ってかみそりの刃でカットします。チューブは16染色、洗浄プロセスの間にグリッドへ直接な取り扱いは必要ありませんので、ピンセットを使用する場合にサポート フィルムの破損事故を防止するために役立ちます。</li>
</ol>9. シリアル セクション (図 14) の観察
<ol><li>試料ホルダーの軸に垂直なグリッド スリットの長軸を方向づけるマルチ ホルダー (図 14 a)、適切な順番で 5 グリッドを設定します。'グリッド フィクサー' はハンドルを触れないので、カットがグリッドのハンドル (矢印) にはありません。</li>
	<li>' グリッド fixers' (図 14 b) のグリッドを修正し、透過型電子顕微鏡試料ホルダーに挿入します。 注: それターゲット細胞の写真を撮影する前にすべてのセル セクション (図 15) 汚染なしと良好な固定性、良好な状態で興味深い微生物や細胞を見つけるための低倍率の画像を撮影する便利です。</li>
	<li>高倍率でのすべてのセルのセクションで標的細胞の写真を撮る。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spindle+pole+body+duplicates+in+early+G1+phase+in+a+pathogenic+yeast+Exophiala+dermatitidis:+an+ultrastructural+study.">The spindle pole body duplicates in early G1 phase in a pathogenic yeast Exophiala dermatitidis: an ultrastructural study.</a> Exp. Cell Res. 279, 71-79 (2002).</li><li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spindle+pole+body+of+the+pathogenic+yeast+Exophiala+dermatitidis:+variation+in+morphology+and+positional+relationship+to+the+nucleolus+and+the+bud+in+interphase+cells.">The spindle pole body of the pathogenic yeast Exophiala dermatitidis: variation in morphology and positional relationship to the nucleolus and the bud in interphase cells.</a> Eur. J. Cell Biol. 82, 531-538 (2003).</li><li>Yamaguchi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+and+dynamic+ultrastructure+of+yeast+cells+by+electron+microscopy.">Quantitative and dynamic ultrastructure of yeast cells by electron microscopy.</a> Recent Res. Dev. Microbiology. 8, 219-243 (2004).</li><li>Yamaguchi, M., Biswas, S. K., Ohkusu, M., Takeo, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+the+spindle+pole+body+of+the+pathogenic+yeast+Cryptococcus+neoformans+examined+by+freeze-substitution+electron+microscopy.">Dynamics of the spindle pole body of the pathogenic yeast Cryptococcus neoformans examined by freeze-substitution electron microscopy.</a> FEMS Microbiol. Lett. 296, 257-265 (2009).</li><li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spindle+pole+body+of+the+pathogenic+yeast+Cryptococcus+neoformans:+variation+in+morphology+and+positional+relationship+with+the+nucleolus+and+the+bud+in+interphase+cells.">The spindle pole body of the pathogenic yeast Cryptococcus neoformans: variation in morphology and positional relationship with the nucleolus and the bud in interphase cells.</a> J. Electron Microsc. 59, 165-172 (2010).</li><li>Yamaguchi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structome+of+Exophiala+yeast+cells+determined+by+freeze-substitution+and+serial+ultrathin+sectioning+electron+microscopy.">Structome of Exophiala yeast cells determined by freeze-substitution and serial ultrathin sectioning electron microscopy.</a> Curr. Trends Microbiol. 2, 1-12 (2006).</li><li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structome+of+Saccharomyces+cerevisiae+determined+by+freeze-substitution+and+serial+ultrathin+sectioning+electron+microscopy.">Structome of Saccharomyces cerevisiae determined by freeze-substitution and serial ultrathin sectioning electron microscopy.</a> J. Electron Microsc. 60, 321-335 (2011).</li><li>Biswas, S. K., Yamaguchi, M., Naoe, N., Takashima, T., Takeo, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+three-dimensional+structural+analysis+of+Exophiala+dermatitidis+yeast+cells+by+freeze-substitution+and+serial+ultrathin+sectioning.">Quantitative three-dimensional structural analysis of Exophiala dermatitidis yeast cells by freeze-substitution and serial ultrathin sectioning.</a> J. Electron Microsc. 52, 133-143 (2003).</li><li>Yamada, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structome+analysis+of+Escherichia+coli.+cells+by+serial+ultrathin+sectioning+reveals+the+precise+cell+profiles+and+the+ribosome+density.">Structome analysis of Escherichia coli. cells by serial ultrathin sectioning reveals the precise cell profiles and the ribosome density.</a> Microscopy. 66, 283-294 (2017).</li><li>Yamada, H., Yamaguchi, M., Chikamatsu, K., Aono, A., Mitarai, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structome+analysis+of+virulent+Mycobacterium+tuberculosis,+which+survives+with+only+700+ribosomes+at+density+per+0.1+fl+cytoplasm.">Structome analysis of virulent Mycobacterium tuberculosis, which survives with only 700 ribosomes at density per 0.1 fl cytoplasm.</a> PLoS ONE. 10, e0117109 (2015).</li><li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-voltage+electron+microscopy+tomography+and+structome+analysis+of+unique+spiral+bacteria+from+the+deep+sea.">High-voltage electron microscopy tomography and structome analysis of unique spiral bacteria from the deep sea.</a> Microscopy. 65, 363-369 (2016).</li><li>Yamaguchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prokaryote+or+eukaryote?+A+unique+microorganism+from+the+deep-sea.">Prokaryote or eukaryote? A unique microorganism from the deep-sea.</a> J. Electron Microsc. 61, 423-431 (2012).</li><li>Yamaguchi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrathin+sectioning+of+the+Myojin+parakaryote+discovered+in+the+deep+sea.">Ultrathin sectioning of the Myojin parakaryote discovered in the deep sea.</a> Cytologia. 78, 333-334 (2013).</li><li>Yamaguchi, M., Worman, C. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep-sea+microorganisms+and+the+origin+of+the+eukaryotic+cell.">Deep-sea microorganisms and the origin of the eukaryotic cell.</a> Jpn. J. Protozool. 47, 29-48 (2014).</li><li>Yamaguchi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+electron+microscopic+study+of+microorganisms:+from+influenza+virus+to+deep-sea+microorganisms.">An electron microscopic study of microorganisms: from influenza virus to deep-sea microorganisms.</a> JSM Mycotoxins. 65, 81-99 (2015).</li><li>Yamaguchi, M., Okada, H., Namiki, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Smart+specimen+preparation+for+freeze-substitution+and+serial+ultrathin+sectioning+of+yeast+cells.">Smart specimen preparation for freeze-substitution and serial ultrathin sectioning of yeast cells.</a> J. Electron Microsc. 58, 261-266 (2009).</li><li>Yamaguchi, M., Biswas, S. K., Suzuki, Y., Furukawa, H., Takeo, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+reconstruction+of+a+pathogenic+yeast+Exophiala+dermatitidis+cell+by+freeze-substitution+and+serial+sectioning+electron+microscopy.">Three-dimensional reconstruction of a pathogenic yeast Exophiala dermatitidis cell by freeze-substitution and serial sectioning electron microscopy.</a> FEMS Microbiol. Lett. 219, 17-21 (2003).</li><li>Kozubowski, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ordered+kinetochore+assembly+in+the+human+pathogenic+basidiomycetous+yeast,+Cryptococcus+neoformans.">Ordered kinetochore assembly in the human pathogenic basidiomycetous yeast, Cryptococcus neoformans.</a> mBio. 4, e00614-e00613 (2013).</li><li>Yamaguchi, M., Adachi, K., The Japanese Society of Microscopy, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specimen+support.">Specimen support.</a> Guide Book for Electron Microscopy. , 52-57 (2011).</li><li>Hayat, M. 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J., Kasthuri, N., Schalek, R., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automating+the+collection+of+ultrathin+serial+sections+for+large+volume+TEM+reconstructions.">Automating the collection of ultrathin serial sections for large volume TEM reconstructions.</a> Microsc. Microanal. 12, 86-87 (2006).</li><li>Hildebrand, D. G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-brain+serial-section+electron+microscopy+in+larval+zebrafish.">Whole-brain serial-section electron microscopy in larval zebrafish.</a> Nature. 545, 345-349 (2017).</li><li>Denk, W., Horstmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serial+block-face+scanning+electron+microscopy+to+reconstruct+three-dimensional+tissue+nanostructure.">Serial block-face scanning electron microscopy to reconstruct three-dimensional tissue nanostructure.</a> PLoS Biol. 2, e329 (2004).</li><li>Heymann, J. A. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Site-specific+3D+imaging+of+cells+and+tissues+with+a+dual+beam+microscope.">Site-specific 3D imaging of cells and tissues with a dual beam microscope.</a> J. Struct. Biol. 155, 63-73 (2006).</li></ol>

著者が明らかに何もありません。

ここで紹介した方法は、高価な機器を必要としません。染色管 (図 13)、水表面を上げるループ (図 11 a)、ループ セクションを保持 (図 10 a) 3 スリット グリッド (図 6 c) アルミ ラック (図 3) のみが必要です。現在のメソッドの多くの機能があります。標本の大部分は、互いに平行に?...

適切なシリアル極薄断面法は細胞および三次元電子顕微鏡レベルでの細胞成分の研究に不可欠であります。酵母細胞の細胞周期におけるスピンドル極体のダイナミクスを検討し、, 細胞周期と重複1,2,3,の時間の間に彼らの微細構造の形態学的変化を明らかにいる4,5。2006 年に「構造」を組み合わせることで新しい単語 'ストラクトーム」を造語と '-青梅 '、'構造情報、電子顕微鏡レベルで全体細胞の、定量的および三次元' 6,7として定義。
シリアルの極薄断面法を必要とするストラクトーム解析による酵母とExophiala dermatitidisの酵母細胞が約 200,000 リボゾーム7、8、を持っていたことがわかった。大腸菌セル 26,000 リボゾーム9、結核菌細胞いた 1,700 リボゾーム10明神らせん状細菌のみ 300 リボゾーム11を持っていた。この情報だけでなく各有機体、9種の同定にも成長率の推定に役に立ちます。
さらに、ストラクトーム解析; 新しい有機体の発見につながったParakaryon myojinensisは、細胞構造が原核生物と真核生物12,13,14,15の間中間日本の海岸沖の深海で発見されました。現時点では、シリアルの極薄断面法マスターに長い時間がかかるので困難であると見なされます。本研究では難なく極薄シリアルセクショニングを実行できます誰も信頼性の高い方法を開発しました。

<table><tbody><tr><td>Formvar making apparatus</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>652</td><td>W 180 x D 180 x H 300 mm</td></tr><tr><td>Glass slide</td><td>Matsunami Co. Ltd., Osaka</td><td>-</td><td>76 x 26 x 1.3 mm</td></tr><tr><td>Aluminum rack with 4-mm holes</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>658</td><td>W 30 x D 25 x H 3 mm, Refer to this paper</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Nikon Co. Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>SMZ 645</td></tr><tr><td>LED illumination for stereomicroscope</td><td>Nikon Co. Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>SM-LW 61 Ji</td></tr><tr><td>Trimming stage</td><td>Sunmag Co.Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>Tilting mechanism equipped, Refer to this paper</td></tr><tr><td>LED illumination for trimming stage</td><td>Sunmag Co.Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>Refer to this paper</td></tr><tr><td>Ultrasonic trimming blade</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>5240</td><td>EM-240, Refer to this paper</td></tr><tr><td>Diamond knife for trimming</td><td>Diatome Co. Ltd., Switzerland</td><td>-</td><td>45&amp;deg;</td></tr><tr><td>Diamond knife for ultrathin sectioning</td><td>Diatome Co. Ltd., Switzerland</td><td>-</td><td>45&amp;deg;</td></tr><tr><td>Ultramicrotome</td><td>Leica Microsystems, Vienna</td><td>-</td><td>Ultracut S</td></tr><tr><td>Mesa cut</td><td>Leica Microsystems, Vienna</td><td>-</td><td>Mirror</td></tr><tr><td>0.5% Neoprene W solution</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>605</td><td></td></tr><tr><td>Special 3-slit nickel grid</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>2458</td><td>Refer to this paper</td></tr><tr><td>Special 3-slit copper grid</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>2459</td><td>Refer to this paper</td></tr><tr><td>Section-holding loop</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>526</td><td>Refer to this paper</td></tr><tr><td>Water-surface-raising loop</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>527</td><td>Refer to this paper</td></tr><tr><td>Staining tube</td><td>Nisshin EM Co. Ltd., Tokyo</td><td>463</td><td>Refer to this paper</td></tr><tr><td>Multi-specimen holder</td><td>JEOL Co. Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>EM-11170</td></tr><tr><td>JEM-1400</td><td>JEOL Co. Ltd., Tokyo</td><td>-</td><td>Transmission electron microscope</td></tr></tbody></table>

a method for obtaining serial ultrathin sections of microorganisms in transmission electron microscopy

細胞と細胞成分を透過型電子顕微鏡の高倍率で 3 次元観察試料の超薄切片を準備する必要があります。連続超薄切片の準備は非常に困難であると考えられている適切な方法を使用する場合より簡単です。本稿では微生物の連続超薄切片を安全に取得するためのステップバイ ステップの手順を紹介します。このメソッドの重要なポイントは、: 1) 標本の大部分を使用し、互いに平行になるので、試料の表面とナイフのエッジを調整するには2) グループの連続切片をカット、スリット格子; に連続切片のグループを取得するときに髪の毛のペアを使用してセクションを分離することの難しさを避けるために3) 'セクション保持ループ' を使用してセクション グループの順序を混合しないように4)「水表面調達ループ」を使用してセクションは水頂点に配置され、こと; グリッドの目的の位置に配置するためのグリッドを最初タッチを確認するには5) アルミ ラック支持フィルムを使用し、容易にグリッド上のセクションを回復するしサポート フィルムのしわを避けるために・ 6) 染色チューブを使用し、誤ってピンセットでサポート フィルムを破ることを避けます。この新しいメソッドは、難なく連続超薄切片を取得できます。メソッドは、自動テープ収集ウルトラミクロトーム メソッドとシリアル ブロック顔または集束イオンビーム走査電子顕微鏡を使用して達成することができない、3 D の高解像度で微生物の細胞構造を解析することが可能になります。

このプロトコルでは、3 スリット格子は連続切片を拾うために使用されていました。グリッドは、ニッケルや銅の作られています。連続切片は、真ん中のスリットに配置されます。両側スリットは、グリッドとそれらを拾うときにセクションを表示する必要があります。グリッド連続切片と平行するときしてピンセット (図 11 d) でそれらを拾い?...

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A Method for Obtaining Serial Ultrathin Sections of Microorganisms in Transmission Electron Microscopy

本研究は、透過型電子顕微鏡の高価な機器なし微生物の連続超薄切片を得るため信頼性が高く、簡単な手順を示します。

透過型電子顕微鏡における微生物の連続超薄切片を得る方法

Observing cells and cell components in three dimensions at high magnification in transmission electron microscopy requires preparing serial ultrathin ...

a-method-for-obtaining-serial-ultrathin-sections-microorganisms

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Engineering

14.1K ビュー.  Chiba University. 本研究は、透過型電子顕微鏡の高価な機器なし微生物の連続超薄切片を得るため信頼性が高く、簡単な手順を示します。

ビデオ: A Method for Obtaining Serial Ultrathin Sections of Microorganisms in Transmission Electron Microscopy

Mitochondria and Endoplasmic Reticulum Imaging by Correlative Light and Volume Electron Microscopy

Cellular organelles, such as mitochondria and endoplasmic reticulum (ER), create a network to perform a variety of functions. These highly curved structures are folded into various shapes to form a dynamic network depending on the cellular conditions. Visualization of this network between mitochondria and ER has been attempted using super-resolution fluorescence imaging and light microscopy; however, the limited resolution is insufficient to observe the membranes between the mitochondria and ER in detail. Transmission electron microscopy provides good membrane contrast and nanometer-scale resolution for the observation of cellular organelles; however, it is exceptionally time-consuming when assessing the three-dimensional (3D) structure of highly curved organelles. Therefore, we observed the morphology of mitochondria and ER via correlative light-electron microscopy (CLEM) and volume electron microscopy techniques using enhanced ascorbate peroxidase 2 and horseradish peroxidase staining. An en bloc staining method, ultrathin serial sectioning (array tomography), and volume electron microscopy were applied to observe the 3D structure. In this protocol, we suggest a combination of CLEM and 3D electron microscopy to perform detailed structural studies of mitochondria and ER.

We present a protocol to study the distribution of mitochondria and endoplasmic reticulum in whole cells after genetic modification using correlative light and volume electron microscopy including ascorbate peroxidase 2 and horseradish peroxidase staining, serial sectioning of cells with and without the target gene in the same section, and serial imaging via electron microscopy.

相関光と体積電子顕微鏡によるミトコンドリアと小体網膜イメージング

Cellular organelles, such as mitochondria and endoplasmic reticulum (ER), create a network to perform a variety of functions. These highly curved ...

生化学

Improving 2D and 3D Skin In Vitro Models Using Macromolecular Crowding

The glycoprotein family of collagens represents the main structural proteins in the human body, and are key components of biomaterials used in modern tissue engineering. A technical bottleneck is the deposition of collagen in vitro, as it is notoriously slow, resulting in sub-optimal formation of connective tissue and subsequent tissue cohesion, particularly in skin models. Here, we describe a method which involves the addition of differentially-sized sucrose co-polymers to skin cultures to generate macromolecular crowding (MMC), which results in a dramatic enhancement of collagen deposition. Particularly, dermal fibroblasts deposited a significant amount of collagen I/IV/VII and fibronectin under MMC in comparison to controls.
The protocol also describes a method to decellularize crowded cell layers, exposing significant amounts of extracellular matrix (ECM) which were retained on the culture surface as evidenced by immunocytochemistry. Total matrix mass and distribution pattern was studied using interference reflection microscopy. Interestingly, fibroblasts, keratinocytes and co-cultures produced cell-derived matrices (CDM) of varying composition and morphology. CDM could be used as &#34;bio-scaffolds&#34; for secondary cell seeding, where the current use of coatings or scaffolds, typically from xenogenic animal sources, can be avoided, thus moving towards more clinically relevant applications.
In addition, this protocol describes the application of MMC during the submerged phase of a 3D-organotypic skin co-culture model which was sufficient to enhance ECM deposition in the dermo-epidermal junction (DEJ), in particular, collagen VII, the major component of anchoring fibrils. Electron microscopy confirmed the presence of anchoring fibrils in cultures developed with MMC, as compared to controls. This is significant as anchoring fibrils tether the dermis to the epidermis, hence, having a pre-formed mature DEJ may benefit skin graft recipients in terms of graft stability and overall wound healing. Furthermore, culture time was condensed from 5 weeks to 3 weeks to obtain a mature construct, when using MMC, reducing costs.

Improving 2D and 3D Skin In Vitro Models Using Macromolecular Crowding

We present a protocol to obtain cell-derived matrices rich in extracellular matrix proteins, using macromolecular crowders (MMC). In addition, we present a protocol which incorporates MMC in 3D organotypic skin co-culture generation, which reduces culture time while maintaining maturity of construct.

2Dと3Dの肌の改善<em&gt;インビトロ</em分子クラウディングの使用&gt;モデル

The glycoprotein family of collagens represents the main structural proteins in the human body, and are key components of biomaterials used in modern ...

生物工学

Electron Cryotomography of Bacterial Cells

While much is already known about the basic metabolism of bacterial cells, many fundamental questions are still surprisingly unanswered, including for instance how they generate and maintain specific cell shapes, establish polarity, segregate their genomes, and divide. In order to understand these phenomena, imaging technologies are needed that bridge the resolution gap between fluorescence light microscopy and higher-resolution methods such as X-ray crystallography and NMR spectroscopy.
Electron cryotomography (ECT) is an emerging technology that does just this, allowing the ultrastructure of cells to be visualized in a near-native state, in three dimensions (3D), with "macromolecular" resolution (~4nm).1, 2 In ECT, cells are imaged in a vitreous, "frozen-hydrated" state in a cryo transmission electron microscope (cryoTEM) at low temperature (&lt; -180&deg;C). For slender cells (up to ~500 nm in thickness3), intact cells are plunge-frozen within media across EM grids in cryogens such as ethane or ethane/propane mixtures. Thicker cells and biofilms can also be imaged in a vitreous state by first "high-pressure freezing" and then, "cryo-sectioning" them. A series of two-dimensional projection images are then collected through the sample as it is incrementally tilted along one or two axes. A three-dimensional reconstruction, or "tomogram" can then be calculated from the images. While ECT requires expensive instrumentation, in recent years, it has been used in a few labs to reveal the structures of various external appendages, the structures of different cell envelopes, the positions and structures of cytoskeletal filaments, and the locations and architectures of large macromolecular assemblies such as flagellar motors, internal compartments and chemoreceptor arrays.1, 2
In this video article we illustrate how to image cells with ECT, including the processes of sample preparation, data collection, tomogram reconstruction, and interpretation of the results through segmentation and in some cases correlation with light microscopy.

We illustrate here how to use electron cryotomography (ECT) to study the ultrastructure of bacterial cells in near-native states, to "macromolecular" (~4 nm) resolution.

細菌細胞の電子Cryotomography

While much is already known about the basic metabolism of bacterial cells, many fundamental questions are still surprisingly unanswered, including for ...

生物学

Preparation of Non-human Primate Brain Tissue for Pre-embedding Immunohistochemistry and Electron Microscopy

Despite all the technological advances at the light microscopy&#160;level, electron microscopy remains the only tool in neuroscience to examine and characterize ultrastructural and morphological details of neurons, such as synaptic contacts. Good preservation of brain tissue for electron microscopy can be obtained by rigorous cryo-fixation methods, but these techniques are rather costly and limit the use of immunolabeling, which is crucial to understand the connectivity of identified neuronal systems. Freeze-substitution methods have been developed to allow the combination of cryo-fixation with immunolabeling. However, the reproducibility of these methodological approaches usually relies on costly freezing devices. Moreover, achieving reliable results with this technique is very time-consuming and skill-challenging. Hence, the traditional chemically fixed brain, particularly with acrolein fixative, remains a time-efficient and low-cost method to combine electron microscopy with immunohistochemistry. Here, we provide a reliable experimental protocol using chemical acrolein fixation that leads to the preservation of primate brain tissue and is compatible with pre-embedding immunohistochemistry and transmission electron microscopic examination.

Here, we provide an easy, low-cost, and time-efficient protocol to chemically fix primate brain tissue with acrolein fixative, allowing for long-term preservation that is compatible with pre-embedding immunohistochemistry for transmission electron microscopy.

プレ埋め込み免疫組織化学および電子顕微鏡のための非ヒト霊長類脳組織の調製

Despite all the technological advances at the light microscopy&#160;level, electron microscopy remains the only tool in neuroscience to examine and ...

神経科学

An Alternative Approach for Sample Preparation with Low Cell Number for TEM Analysis

Transmission electron microscopy (TEM) provides details of the cellular organization and ultrastructure. However, TEM analysis of rare cell populations, especially cells in suspension such as hematopoietic stem cells (HSCs), remains limited due to the requirement of a high cell number during sample preparation. There are a few cytospin or monolayer approaches for TEM analysis from scarce samples, but these approaches fail to get significant quantitative data from the limited number of cells. Here, an alternative and novel approach for sample preparation in TEM studies is described for rare cell populations that enables quantitative analysis.
A relatively low cell number, i.e., 10,000 HSCs, was successfully used for TEM analysis compared to the millions of cells typically used for TEM studies. In particular, Evans blue staining was performed after paraformaldehyde-glutaraldehyde (PFA-GA) fixation to visualize the tiny cell pellet, which facilitated embedding in agarose. Clusters of numerous cells were observed in ultra-thin sections. The cells had a well preserved morphology, and the ultra-structural details of the Golgi complex and several mitochondria were visible. This efficient, easy and reproducible protocol allows sample preparation from a low cell number and can be used for qualitative and quantitative TEM analysis on rare cell populations from limited biological samples.

Here, we present a protocol to prepare samples with low cell numbers for transmission electron microscopy (TEM) analysis.

TEM分析のための低細胞数とサンプル調製のための代替的アプローチ

Transmission electron microscopy (TEM) provides details of the cellular organization and ultrastructure. However, TEM analysis of rare cell populations, ...

Preparation and Observation of Thick Biological Samples by Scanning Transmission Electron Tomography

This report describes a protocol for preparing thick biological specimens for further observation using a scanning transmission electron microscope. It also describes an imaging method for studying the 3D structure of thick biological specimens by scanning transmission electron tomography. The sample preparation protocol is based on conventional methods in which the sample is fixed using chemical agents, treated with a heavy atom salt contrasting agent, dehydrated in a series of ethanol baths, and embedded in resin. The specific imaging conditions for observing thick samples by scanning transmission electron microscopy are then described. Sections of the sample are observed using a through-focus method involving the collection of several images at various focal planes. This enables the recovery of in-focus information at various heights throughout the sample. This particular collection pattern is performed at each tilt angle during tomography data collection. A single image is then generated, merging the in-focus information from all the different focal planes. A classic tilt-series dataset is then generated. The advantage of the method is that the tilt-series alignment and reconstruction can be performed using standard tools. The collection of through-focal images allows the reconstruction of a 3D volume that contains all of the structural details of the sample in focus.

This report describes a sample preparation protocol and specific imaging conditions for performing scanning transmission electron tomography of thick biological specimens.

走査型透過電子トモグラフィーにより太い生物学的サンプルの調製と観察

This report describes a protocol for preparing thick biological specimens for further observation using a scanning transmission electron microscope. It ...

3D Mitochondrial Ultrastructure of Drosophila Indirect Flight Muscle Revealed by Serial-section Electron Tomography

Mitochondria are cellular powerhouses that produce ATP, lipids, and metabolites, as well as regulate calcium homeostasis and cell death. The unique cristae-rich double membrane ultrastructure of this organelle is elegantly arranged to carry out multiple functions by partitioning biomolecules. Mitochondrial ultrastructure is intimately linked with various functions; however, the fine details of these structure-function relationships are only beginning to be described. Here, we demonstrate the application of serial-section electron tomography to elucidate mitochondrial structure in Drosophila indirect flight muscle. Serial-section electron tomography may be adapted to study any cellular structure in three-dimensions.

3D Mitochondrial Ultrastructure of Drosophila Indirect Flight Muscle Revealed by Serial-section Electron Tomography

In this protocol, we demonstrate the application of serial-section electron tomography to elucidate mitochondrial structure in Drosophila indirect flight muscle.

シリアル セクション電子線トモグラフィーによるショウジョウバエ間接飛翔筋のミトコンドリア微細構造 3D

Mitochondria are cellular powerhouses that produce ATP, lipids, and metabolites, as well as regulate calcium homeostasis and cell death. The unique ...

Rapid Freezing using Sandwich Freezing Device for Good Ultrastructural Preservation of Biological Specimens in Electron Microscopy

Chemical fixation has been used for observing the ultrastructure of cells and tissues. However, this method does not adequately preserve the ultrastructure of cells; artifacts and extraction of cell contents are usually observed. Rapid freezing is a better alternative for the preservation of cell structure. Sandwich freezing of living yeast or bacteria followed by freeze-substitution has been used for observing the exquisite natural ultrastructure of cells. Recently, sandwich freezing of glutaraldehyde-fixed cultured cells or human tissues has also been used to reveal the ultrastructure of cells and tissues. 
These studies have thus far been carried out with a handmade sandwich freezing device, and applications to studies in other laboratories have been limited. A new sandwich freezing device has recently been fabricated and is now commercially available. The present paper shows how to use the sandwich freezing device for rapid freezing of biological specimens, including bacteria, yeast, cultured cells, isolated cells, animal and human tissues, and viruses. Also shown is the preparation of specimens for ultrathin sectioning after rapid freezing and procedures for freeze-substitution, resin embedding, trimming of blocks, cutting of ultrathin sections, recovering of sections, staining, and covering of grids with support films.

Here we show how to use the sandwich freezing device for rapid freezing of biological specimens, including bacteria, yeast, cultured cells, isolated cells, animal and human tissues, and viruses. We also show how to prepare specimens for ultrathin sectioning after rapid freezing.

電子顕微鏡での生体試料の良好な超構造保存のためのサンドイッチ凍結装置を用いた急速凍結

Chemical fixation has been used for observing the ultrastructure of cells and tissues. However, this method does not adequately preserve the ...

Three-dimensional Characterization of Interorganelle Contact Sites in Hepatocytes using Serial Section Electron Microscopy

Transmission electron microscopy has been long considered to be the gold standard for the visualization of cellular ultrastructure. However, analysis is often limited to two dimensions, hampering the ability to fully describe the three-dimensional (3D) ultrastructure and functional relationship between organelles. Volume electron microscopy (vEM) describes a collection of techniques that enable the interrogation of cellular ultrastructure in 3D at mesoscale, microscale, and nanoscale resolutions. 
This protocol provides an accessible and robust method to acquire vEM data using serial section transmission EM (TEM) and covers the technical aspects of sample processing through to digital 3D reconstruction in a single, straightforward workflow. To demonstrate the usefulness of this technique, the 3D ultrastructural relationship between the endoplasmic reticulum and mitochondria and their contact sites in liver hepatocytes is presented. Interorganelle contacts serve vital roles in the transfer of ions, lipids, nutrients, and other small molecules between organelles. However, despite their initial discovery in hepatocytes, there is still much to learn about their physical features, dynamics, and functions. 
Interorganelle contacts can display a range of morphologies, varying in the proximity of the two organelles to one another (typically ~10-30 nm) and the extent of the contact site (from punctate contacts to larger 3D cisternal-like contacts). The examination of close contacts requires high-resolution imaging, and serial section TEM is well suited to visualize the 3D ultrastructural of interorganelle contacts during hepatocyte differentiation, as well as alterations in hepatocyte architecture associated with metabolic diseases.

A simple and comprehensive protocol to acquire three-dimensional details of membrane contact sites between organelles in hepatocytes from the liver or cells in other tissues.

連続部電子顕微鏡を用いた肝細胞細胞内細胞小器官間接触部位の3次元特性評価

Transmission electron microscopy has been long considered to be the gold standard for the visualization of cellular ultrastructure. However, analysis is ...

Microscopy Techniques for Interpreting Fungal Colonization in Mycoheterotrophic Plants Tissues and Symbiotic Germination of Seeds

Structural botany is an indispensable perspective to fully understand the ecology, physiology, development, and evolution of plants. When researching mycoheterotrophic plants (i.e., plants that obtain carbon from fungi), remarkable aspects of their structural adaptations, the patterns of tissue colonization by fungi, and the morphoanatomy of subterranean organs can enlighten their developmental strategies and their relationships with hyphae, the source of nutrients. Another important role of symbiotic fungi is related to the germination of orchid seeds; all Orchidaceae species are mycoheterotrophic during germination and seedling stage (initial mycoheterotrophy), even the ones that photosynthesize in adult stages. Due to the lack of nutritional reserves in orchid seeds, fungal symbionts are essential to provide substrates and enable germination. Analyzing germination stages by structural perspectives can also answer important questions regarding the fungi interaction with the seeds. Different imaging techniques can be applied to unveil fungi endophytes in plant tissues, as are proposed in this article. Freehand and thin sections of plant organs can be stained and then observed using light microscopy. A fluorochrome conjugated to wheat germ agglutinin can be applied to the fungi and co-incubated with Calcofluor White to highlight plant cell walls in confocal microscopy. In addition, the methodologies of scanning and transmission electron microscopy are detailed for mycoheterotrophic orchids, and the possibilities of applying such protocols in related plants is explored. Symbiotic germination of orchid seeds (i.e., in the presence of mycorrhizal fungi) is described in the protocol in detail, along with possibilities of preparing the structures obtained from different stages of germination for analyses with light, confocal, and electron microscopy.

This protocol aims to provide detailed procedures for collecting, fixing, and maintaining mycoheterotrophic plant samples, applying different microscopy techniques such as scanning and transmission electron microscopy, light, confocal, and fluorescence microscopy to study fungal colonization in plants tissues and seeds germinated with mycorrhizal fungi.

菌従属栄養植物組織における真菌のコロニー形成と種子の共生発芽を解釈するための顕微鏡技術

Structural botany is an indispensable perspective to fully understand the ecology, physiology, development, and evolution of plants. When researching ...

透過型電子顕微鏡における微生物の連続超薄切片を得る方法

要約

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この動画の章

相関光と体積電子顕微鏡によるミトコンドリアと小体網膜イメージング

2Dと3Dの肌の改善

細菌細胞の電子Cryotomography

プレ埋め込み免疫組織化学および電子顕微鏡のための非ヒト霊長類脳組織の調製

TEM分析のための低細胞数とサンプル調製のための代替的アプローチ

走査型透過電子トモグラフィーにより太い生物学的サンプルの調製と観察

シリアルセクション電子線トモグラフィーによるショウジョウバエ間接飛翔筋のミトコンドリア微細構造 3D

電子顕微鏡での生体試料の良好な超構造保存のためのサンドイッチ凍結装置を用いた急速凍結

連続部電子顕微鏡を用いた肝細胞細胞内細胞小器官間接触部位の3次元特性評価

菌従属栄養植物組織における真菌のコロニー形成と種子の共生発芽を解釈するための顕微鏡技術

透過型電子顕微鏡における微生物の連続超薄切片を得る方法

要約

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相関光と体積電子顕微鏡によるミトコンドリアと小体網膜イメージング

2Dと3Dの肌の改善

細菌細胞の電子Cryotomography

プレ埋め込み免疫組織化学および電子顕微鏡のための非ヒト霊長類脳組織の調製

TEM分析のための低細胞数とサンプル調製のための代替的アプローチ

走査型透過電子トモグラフィーにより太い生物学的サンプルの調製と観察

シリアル セクション電子線トモグラフィーによるショウジョウバエ間接飛翔筋のミトコンドリア微細構造 3D

電子顕微鏡での生体試料の良好な超構造保存のためのサンドイッチ凍結装置を用いた急速凍結

連続部電子顕微鏡を用いた肝細胞細胞内細胞小器官間接触部位の3次元特性評価

菌従属栄養植物組織における真菌のコロニー形成と種子の共生発芽を解釈するための顕微鏡技術

シリアルセクション電子線トモグラフィーによるショウジョウバエ間接飛翔筋のミトコンドリア微細構造 3D