このプロジェクトは、カナダ健康研究所のPG＃20R47867によって支援されました。

ビオチン化によるアストロサイトにおける相対的細胞表面タンパク質発現の測定注：ここでは、水透過性チャネルアクアポリン-4（AQP4）の細胞表面局在に対する細胞外マトリックス分子ラミニンの効果の研究へのこのビオチン化技術の応用を示す。このアッセイに必要な特殊材料には、スルホ-NHS-LC-ビオチンとストレプトアビジン - アガロース樹脂が含まれます（ 表の表を参照）。 <ol><li> Noel et al。 図12に示すように、アッセイの約2週間前に皮質星状細胞の培養物を調製し、75cm 2通気培養フラスコ中でそれらを増殖させる。星状細胞が80〜90％コンフルエントである場合、0.05％トリプシンを用いてそれらを培養表面から分離し、次いでそれらを1：3で通過させる。 </li><li>アッセイの48時間前に、細胞が再び80〜90％コンフルエントになると、通過星状細胞1：3（c培養形式でハンギング）を、60mm細胞培養皿上に置き、実験が行われる日に70％を超えるコンフルエントになるようにする。細胞が皿の間に均等に分配されるようにします。 </li><li>アッセイの16時間前に、ラミニンを培地中にピペットで最終濃度24nMとし、37℃でインキュベートする。 </li><li> CM-PBS（1X PBS中100mg / L MgCl 2・6H 2 Oおよび100mg / L CaCl 2 、pH7.4）、ビオチン緩衝液（0.5（pH7.4））中で、以下のように調製し、 CM-PBS中の50mM NH 4 Cl）、消化緩衝液（25mM Tris、pH7.4,25mMグリシン、150mM NaClおよび5mM）中のスルホ-NHS-LC-ビオチン） 1％トリトンX-100,1Xプロテアーゼ阻害剤カクテル）、3Xローディングバッファー（150mMトリス、pH6.8,6％SDS、30％グリセロール、300mM DTTおよび0.01％ブロモフェノールブルー）および洗浄緩衝液（10mMトリス（pH7.4）、1.5mMのEDTA、150mMのNaCl、1％のTriton X-100,1×プロテアーゼ阻害剤カクテル）。 </li><li>レムインキュベーターから星状細胞培養物を保持するオーブンの皿を取り出し、培地を捨てる。 </li><li> 4 mLの冷たいCM-PBSで細胞を3回洗浄し、皿を砕いた氷上に置きます。 </li><li>ピペット2mLのビオチン緩衝液を各ウェルに入れ、皿を前後に数回ゆっくりと数回傾けて、完全な被覆を確実にする。氷上に30分間放置する。 </li><li>アスピレーターを用いてビオチンバッファーを除去し、4mLクエンチングバッファーと交換する。氷上に10分間放置する。 </li><li>クエンチングバッファーを吸引し、同等の容量のものと交換してください。再度、氷上に10分間放置する。 </li><li>クエンチングバッファーを捨て、4 mLの冷えたCM-PBSで細胞を3回洗浄する。 </li><li>セルリフタを使用して1mLの冷却したCM-PBSに細胞をこすり、懸濁液をマイクロ遠心チューブに移す。 </li><li>ペレット細胞を100×gで3分間遠心分離することによりペレット化した。上清を捨て、500μLの溶解緩衝液中で細胞を再懸濁する。 </li><li>サンプルを氷上で30分間放置するか、5分ごとにボルテックスするか、またはpl4℃でエンドオーバー・ローテーターを使用してください。 </li><li>ライセートを14,000 xgで10分間4℃で遠心分離して、界面活性剤不溶性物質を沈殿させます。上清を新しいマイクロ遠心チューブに移す。 <ol><li>このライセートを50μL保存し、ローディングバッファーを追加します。次いで、それを乾燥浴中で95℃で加熱することによって変性させる;これは、ビオチン化細胞表面タンパク質および非ビオチン化細胞質タンパク質の両方を含有する「入力」画分である。 </li></ol></li><li>一対の鋭いはさみを使用して、先端から約0.5 cmの材料を切断してピペットチップの開口部を広げます。このピペットチップを使用して、75μLのストレプトアビジン - アガロースビーズ（通常4℃で保存）をライセートに移し、4℃で3時間シェーカー/ロッカーでインキュベートします。 <ol><li>ストレプトアビジン - アガロースは、50％のビーズを含有するスラリーとしてしばしば販売され、抗菌溶液中に懸濁されているので、スラリーを粉砕してビーズ150μLの懸濁液を各試料にピペットで移す。 </li></ol></li><li>ペレットストレプトアビジン - アガロースビーズを用いて、4℃、1500×gで30秒間遠心分離する。 <ol><li>上清50μLを保存する（ローディングバッファーを加え、水浴または加熱ブロックで95℃で変性させる）。これは「細胞内」画分を表し、主に非ビオチン化細胞質タンパク質からなる。 </li></ol></li><li>ペレット状のビーズを1 mLの洗浄バッファーに再懸濁し、4℃で3分間揺り動かします。ペレットビーズ（ステップ1.16のように）、上清を捨てる。非ビオチン化サイトゾルタンパク質の非特異的結合を最小限に抑えるために、このプロセスを4回繰り返す。 </li><li>遠心分離（4℃で30秒間1500×g）によってビーズをペレット化し、上にある洗浄バッファーを捨てる。 50μLの1Xローディングバッファー（溶解バッファーを使用して希釈）を添加する。これを95℃で変性させることによりビーズからビオチンおよびストレプトアビジンを遊離させる。この分数uldはビオチン化細胞表面タンパク質のみを含む（「細胞表面」画分）。 <ol><li>入力、細胞表面および細胞内画分をSDS-PAGE 13で分離し、ウェスタンブロッティングで分析します14 。 注：実験では4〜20％のプレキャスト勾配ゲルを使用しましたが、この研究で興味のあるタンパク質については、4％のスタッキング層（それぞれ0.1％SDSを含む）を含む12〜14％の分離ゲルで十分です。適切なサイズ範囲の分子量標準も使用すべきである。ビオチン化タンパク質の見かけ上の分子量に観察可能なアップシフトが存在することがあることに留意されたい。 </li></ol></li></ol>ビオチン化によるアストロサイト内の細胞表面タンパク質の内在化率の測定注：以下では、この例では、星状細胞におけるAQP4のエンドサイトーシスを追跡するために使用される典型的なパルスチェイスビオチン化実験を記載する。このメソッドは、マドリッドらが使用した方法に基づいています。 15 。必要な特殊材料には、スルホ-NHS-SS-ビオチン、ストレプトアビジン - アガロース樹脂、還元型グルタチオン、ヨードアセトアミドが含まれます（ 表の表を参照）。 <ol><li>前のセクションで概説した方法を用いて、60mmディッシュ内のマウス大脳皮質の星状細胞の培養物を調製する。アッセイの日に細胞が約70％コンフルエントであること、および各ディッシュに同数の細胞が含まれていることを確認する。 </li><li> CM-PBS（1X PBS中100mg / L MgCl 2・6H 2 Oおよび100mg / L CaCl 2 、pH7.4）、ビオチン緩衝液（0.5 （50mM還元グルタチオン、75mM NaClおよび75mM NaOH）、クエンチング緩衝液（50mMヨードアセトアミド、1％BSA、CM-PBS中）、溶解緩衝液（25mMトリス、pH7.4,25mMグリシン、150mM NaClおよび5mM EDTA、1％トリトンX-100,1（10mM Tris、pH7.4,1.5mM EDTA、10mMトリス-HCl、pH7.5）を含む3×ローディングバッファー（150mMトリス、pH6.8,6％SDS、30％グリセロール、300mM DTTおよび0.01％ブロモフェノールブルー） 150mM NaCl、1％トリトンX-100、1Xプロテアーゼ阻害剤カクテル）中で培養した。 </li><li>新鮮な細胞培養培地（10％ウシ胎仔血清（FBS）、1％ペニシリン/ストレプトマイシン、および1％L-グルタミンを補充したDMEM）を調製し、37℃の水浴中に置く。 </li><li>インキュベーターから星状細胞培養物を除去し、アスピレーターを用いて培地を吸引する。 </li><li> 4 mLの冷たいCM-PBSで細胞を3回洗浄し、皿を砕いた氷上に置きます。 </li><li>各ディッシュに3 mLのビオチン緩衝液をピペットで入れ、ディッシュを前後に数回傾けてバッファーがよく分散されていることを確認し、これを氷上に30分間放置する。 </li><li>ビオチン緩衝液を吸引し、5 mLの暖かい培地と交換する。培養皿を37℃で15分間インキュベートし、第2の皿を同じ温度で30分間インキュベートする。 4時に別の料理を残す6; C：0分のサンプル。 </li><li>インキュベーション期間の終わりに、培地を捨て、4mLの冷却CM-PBSで細胞を3回洗浄する。細胞上に6 mLの還元バッファーをピペットで入れ、氷上で15分間放置する。 </li><li>還元バッファーを取り除き、6 mLの新しい還元バッファーと交換してください。氷上にさらに15分間置く。 </li><li>還元液を取り除き、6 mLクエンチングバッファーと交換する。氷上で15分間放置する。 </li><li>もう一度急冷ステップを繰り返します。 </li><li>クエンチング緩衝液を捨て、4mLの冷PBSで細胞を3回洗浄する。 </li><li>セルリフタを使用して1mLの冷却PBSに細胞を擦り、懸濁液をマイクロ遠心チューブに移す。 </li><li>ペレット細胞を100×gで3分間遠心分離することによりペレット化した。上清を捨て、細胞を500μLの溶解緩衝液に再懸濁する。 </li><li>これを氷上に30分間放置し、5分間ごとにボルテックスする。あるいは、サンプルを4℃の終端回転子にこの時間置いてください。 </li><li>リットルを遠心する界面活性剤不溶性物質をペレット化するために14,000 xgで4℃で10分間インキュベートし、上清を新しい微量遠心管に移す。このライセート50μLを保存し、ローディングバッファーを添加し、乾燥浴中で95℃で変性させる;これはビオチン化エンドサイトーシスタンパク質と非ビオチン化タンパク質の両方を含む「インプット」画分である。 </li><li>カットピペットチップを使用して、150μLのストレプトアビジン - アガローススラリーをライセートに添加し、4℃で3時間シェーカー/ロッカーでインキュベートする。このステップの詳細については、1.15を参照してください。 </li><li>ペレットストレプトアビジン - アガロースビーズを4℃で30秒間1,500×gで遠心分離することによって単離した。 </li><li> 1mLの洗浄バッファーにビーズを再懸濁し、4℃で3分間揺り動かします。ペレットビーズ（ステップ2.18）、上清を捨てる。非ビオチン化サイトゾルタンパク質の非特異的結合を最小限に抑えるために、このプロセスを4回繰り返す。 </li><li>ペレットビーズを1,500 xgで30秒間、4℃で遠心分離し、ビーズを捨てる洗浄バッファー。 50μLの1Xローディングバッファー（溶解バッファーを使用して希釈）を添加する。ビオチンおよびストレプトアビジンをビーズから95℃で変性させることにより放出させる。この画分は内在化された細胞表面タンパク質のみを含む（「エンドサイトーシス」画分）。 </li><li> SDS-PAGE 13で入力、細胞表面および非結合画分を分離し、ウエスタンブロッティングで分析します14 。 注：実験では4〜20％のプレキャスト勾配ゲルを使用しましたが、この研究で興味のあるタンパク質については、4％のスタッキング層（それぞれ0.1％SDSを含む）を含む12〜14％の分離ゲルで十分です。適切なサイズ範囲の分子量標準も使用すべきである。ビオチン化タンパク質の見かけ上の分子量に観察可能なアップシフトが存在することがあることに留意されたい。 </li></ol>

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著者らは、利害の対立を宣言していない。

変更： これらの方法は接着細胞と共に使用するように設計されているので、100mg / LのMgCl 2・6H 2 Oを含有するPBSの使用を指定し、 細胞が培養表面に付着したままであり、細胞 - 細胞接合部が破壊されないようにするために、洗浄ステップのための100mg / LのCaCl 2 （CM-PBS）および特定の緩衝液のベースとして使用する。しかしながら、プロトコールは、手順の各段階の間に細胞がペレット化される場合、非接着性細胞型に適用されてもよい。これらの場合、CM-PBSはPBSで置き換えてもよい。 さらに、ここで述べた各条件はこのプロトコルに固有であることに注意することが重要であり、この方法を他のアプリケーションに適用する場合には、大まかなガイドラインと見なすべきである。特に、洗剤の抽出手順が適切であることを確認する必要がありますr細胞タイプであり、遠心分離機の設定は細胞タイプに適しており、ストレプトアビジン - アガロースビーズが使用されていることが好ましい。 最後に、非特異的結合および/または過剰なバックグラウンドに関する懸念がある場合、市販されている他の様々なアビジン形態でストレプトアビジンを置換することができる。脱グリコシル化されたアビジンは、例えば、レクチンおよびDNAのような負に荷電した分子に対して、はるかに低い親和性を有する。 トラブルシューティングとコントロール： このレポートでレビューされた手順はかなり簡単ですが、実験の結果に影響を与える可能性があるいくつかの重要な問題に注意する必要があります。第1に、両アッセイは硫酸化ビオチン化試薬の膜不透過性に大きく依存するが、ある条件では細胞の原形質膜が破壊され、それによって特定の細胞内タンパク質ビオチン化されている。この可能性を制御するために、ビオチン化画分は、原形質膜で発現しないことが知られている標的、例えばβ-アクチンに対してプローブされるべきであることが示唆される。 ビオチン化試薬の適切な保存条件（典型的には4または-20℃、ある種の乾燥を伴う）に注意する必要があります。それにもかかわらず、ビオチン化が実際に起こり、ビオチン化タンパク質が効率的に沈殿することを確認するために、ストレプトアビジン-HRPを用いて入力、ビオチン化および非ビオチン化画分をプローブすることが有効である（これは、非ビオチン化画分）。そうすることで、試薬の不具合の可能性を排除することができます。 ジスルフィド結合の還元は、エンドサイトーシスビオチン化手順の重要なステップです。内在化されたタンパク質のみがビオチン化画分中で単離されるであろう。還元試薬を省略した対照（ 図 1C ）を組み込むことにより、治療の有効性の印象を得ることができる。

細胞表面のタンパク質は、細胞機能を維持する中心的な役割を果たしています。多くの場合、それらの活性は、細胞内部位でそれらを一時的に隔離するか、またはそれらを分解経路1,2,3,4,5に向かわせるエンドサイトーシスプロセスに依存するか、または調節される。ここでは、2つのビオチン化に基づく手法を用いて、細胞膜で発現されたタンパク質と新たに内在化されたタンパク質を特異的にタグ付けして単離できるようにしました。これらの方法を介して、関心対象のタンパク質の細胞表面発現およびエンドサイトーシス速度を定量化することができ、したがってその調節のより明確な評価を達成することができる。 ビオチン化による相対的細胞表面タンパク質発現の測定 以前はビタミンH 6として知られていたビオチンまたはビタミンB7は、生体分子の反応性アミン、スルフヒドリルおよびカルボキシル基を化学的に修飾するために使用できる小さな水溶性分子である。細胞表面ビオチン化試薬の現在の作物は、主として、ビオチンまたはその誘導体の膜不透過性スルホン化N-ヒドロキシスクシンイミド（スルホ-NHS）エステルからなり、ここで発現されるタンパク質のリジン残基の側鎖に存在するアミンと反応するように設計されているこれらが塩基性条件下で脱プロトン化され、ビオチン部分とアミド結合を形成することになる。このように改変された細胞表面タンパク質は、ビオチンに対して大きな親和性を有し、約10 -15の解離定数を有する後者に結合する66〜69kDaの四量体タンパク質であるアビジンの使用によって単離され得る。最も強い非共有結合相互作用8 </sup&gt; 、 9 。 以前の研究では、細胞表面でタンパク質発現を定量化する多くの代替方法が用いられてきた。関心対象のタンパク質に特異的な蛍光標識された抗体を用いた不透過化細胞の標識は、例えば蛍光顕微鏡による視覚化が一般的に採用されているアプローチであるが、細胞外エピトープに結合する抗体の利用可能性に大きく依存する。より最近では、酸性培地に曝露することに反応するpH感受性フルオロフォアを有するキメラタンパク質の使用を含む方法も首尾よく用いられている10 。しかしながら、このようなアッセイは、通常、目的のタンパク質がネイティブに見出されない細胞株におけるこれらの構築物の外因性発現を含む。それにもかかわらず、これらのアプローチは、細胞の局在化および細胞外経路に関する貴重な情報を提供することができるしたがって、ツールが利用可能である場合には、ここに記載されているビオチン化に基づくアプローチと併せて使用すべきである。 典型的なビオチン化アッセイでは、細胞をまず4℃のPBS中で完全に洗浄する。これにより、培地によって導入された微量の血清タンパク質が除去され、次のステップで過剰量のビオチンを消費しないことが保証されます。さらに重要なことに、温度の低下はエンドサイトーシスを著しく減速させる。次いで、ビオチン化試薬を添加する。次に、細胞を再び洗浄し、グリシンまたはNH 4 Clのいずれかを含有するクエンチング緩衝液とインキュベートする。その目的は、未反応のビオチンのすべての痕跡を不活性化することである。次いで、細胞を溶解し、続いてアガロース固定化ストレプトアビジンを添加してビオチン化タンパク質を沈殿させる。分析は、ウェスタンブロッティングを介して一般的に行われ、様々なpr定量すべきoteins。 このアッセイの基礎のために、それは、細胞外環境に曝露された部分を有するタンパク質のみに用いるのに適している。シングルパスタンパク質はビオチン化されにくい傾向があるが、ループ領域内に多数の反応性リジンを有する可能性のあるマルチパス膜貫通タンパク質がこの方法に最も適している。これらの場合でさえも、構造変化または分子間相互作用が特定の反応部位を閉塞し、予想よりも低いビオチン化収率をもたらす可能性が残っている。 ビオチン化による細胞表面タンパク質の内在化速度の決定 このアッセイの原理は、細胞表面ビオチン化の原理に大いに類似しており、その中で最も重要なものは可逆的ビオチン化試薬の使用である。ビオチン基（これらの）は、還元剤の影響を受けやすい構造内の結合結合;これは、アッセイ期間中に細胞内部位に取り込まれた細胞表面タンパク質のみがビオチン化されたままであることを保証するために利用される。アッセイは、一般的に以下の方法で行われる。最初に細胞を洗浄し、冷たい試薬でビオチン化し、次いで37℃の細胞培地を再導入し、細胞をインキュベーターに戻す。これにより、標識された細胞表面タンパク質がエンドサイトーシスを受けるようになる。次いで、膜に浸透することができない還元剤であるグルタチオンを添加して、細胞表面上に残っているタンパク質に結合したビオチン部分のジスルフィド結合を破壊する。最後に、壊れたジスルフィド結合をヨードアセトアミドと反応させ、不安定なチオール基を消費し、結合が改質されないようにする。前と同様に、細胞を溶解し、標識タンパク質をストレプトアビジン - アガロースを用いて沈殿させる。 限界ディスク前のセクションでは、これらのメソッド間で共有されている類似性のためにここでも適用されます。さらに、このアッセイに伴う温度変化は、特に急速に内部移行したタンパク質または急速にリサイクルするタンパク質の場合に、各時間の増加につきどの程度の量のタンパク質がエンドサイトーシスされるかを正確に決定することを妨げるものである。従って、このアッセイは、エンドサイトーシス速度の半定量的な推定しか提供しない。全反射蛍光顕微鏡法を用いて、負荷された各小胞の取り込みを追跡し、エンドサイトーシスの動態のより正確な測定値を提供することができる。したがって、関心のあるタンパク質の蛍光標識されたキメラ構築物が利用可能であると仮定して、このアッセイに非常に有用な補完物を提供することができる。

<table><tbody><tr><td>Ammonium chloride (NH&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;Cl)</td><td>Fisher Scientific</td><td>A661-500</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9647-50</td><td></td></tr><tr><td>Bromophenol blue</td><td>Bio-Rad</td><td>#1610404</td><td></td></tr><tr><td>cOmplete protease inhibitor cocktail</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>11697498001</td><td></td></tr><tr><td>Disodium Ethylenediaminetetraacetate dihydrate (EDTA)</td><td>Bio-Rad</td><td>#1610729</td><td></td></tr><tr><td>Dithiothreitol (DTT)</td><td>Bio-Rad</td><td>#1610611</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&#039;s Modified Eagle Medium (DMEM)</td><td>Gibco/Thermo Fisher Scientific</td><td>11960-044</td><td></td></tr><tr><td>EZ-Link Sulfo-NHS-LC-Biotin</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>#21335</td><td></td></tr><tr><td>EZ-Link Sulfo-NHS-SS-Biotin</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>#21331</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td><td>Gibco/Thermo Fisher Scientific</td><td>16000-044</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP229-1</td><td></td></tr><tr><td>Glycine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8898&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Iodoacetamide</td><td>Bio-Rad</td><td>#163-2109</td><td></td></tr><tr><td>Laminin from Engelbreth-Holm-Swarm murine sarcoma basement membrane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L2020</td><td>Thaw on ice.</td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>Gibco/Thermo Fisher Scientific</td><td>25030-081</td><td></td></tr><tr><td>Mouse monoclonal anti-&amp;beta;-actin antibody (AC-15)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5441</td><td></td></tr><tr><td>Mouse monoclonal anti-&amp;beta;-dystroglycan antibody (43DAG1/8D5)</td><td>Leica Biosystems</td><td>B-DG-CE</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin/streptomycin</td><td>Gibco/Thermo Fisher Scientific</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>Peroxidase AffiniPure Donkey anti-Mouse IgG (H+L)</td><td>Jackson ImmunoResearch Laboratories</td><td>715-035-150</td><td></td></tr><tr><td>Peroxidase AffiniPure Goat anti-Rabbit IgG (H+L)</td><td>Jackson ImmunoResearch Laboratories</td><td>111-035-045</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-Buffered Saline (PBS)</td><td>Gibco/Thermo Fisher Scientific</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>Reduced glutathione</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G6529</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride (NaCl)</td><td>Fisher Scientific</td><td>S271-500</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Dodecyl Sulfate (SDS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>862010&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydroxide (NaOH)</td><td>Fisher Scientific</td><td>S318-100</td><td></td></tr><tr><td>Streptavidin agarose resin</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>#20347</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit polyclonal anti-AQP4 antibody</td><td>Alomone</td><td>AQP-004</td><td></td></tr><tr><td>Tris base (Trizma base)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP152-1</td><td></td></tr><tr><td>Tris-HCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP153-1</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP151-500</td><td></td></tr></tbody></table>

determining cell-surface expression and endocytic rate of proteins in primary astrocyte cultures using biotinylation

細胞表面タンパク質は、幅広い機能を仲介します。多くの場合、それらの活性は細胞膜でのレベルを調節するエンドサイトーシスプロセスによって調節される。ここでは、細胞表面タンパク質のビオチン化の原理に基づくこのようなプロセスの研究を容易にする2つの方法の詳細なプロトコールを示す。第1は、細胞表面における特定のタンパク質の相対的レベルの半定量的測定を可能にするように設計されている。その中で、細胞の原形質膜タンパク質のリシン残基は、最初にビオチン部分で標識される。細胞が溶解すると、ビオチンに対する天然の親和性を利用してアガロース固定化ストレプトアビジンの使用によってこれらのタンパク質を特異的に沈降させることができる。このようにして単離されたタンパク質は、その後、標準的なウェスタンブロット法を介して分析され得る。第2の方法は、粒子のエンドサイトーシス速度を決定する手段を提供する細胞表面標的を一定期間にわたって標的化する。細胞表面タンパク質は、開裂可能なジスルフィド結合を含むビオチン誘導体で最初に修飾される。次に、細胞を通常の培養条件に戻し、ビオチン化タンパク質の割合をエンドサイトーシスで取り込む。次に、非内部ビオチン基のジスルフィド結合は、膜不透過性還元剤グルタチオンを用いて還元される。このアプローチにより、エンドサイトーシスタンパク質を高度に特異的に単離し定量することができる。

星状細胞におけるAQP4の原形質膜発現を評価するための細胞表面ビオチン化の使用 ラミニン処理した星状細胞培養物および未処理の対照細胞を、記載された方法を用いて細胞表面のビオチン化に供した。ビオチン化タンパク質をアガロース結合ストレプトアビジンで沈殿させ、次いでSDS-PAGEにより分離した。細胞表面画分をAQP4およびβ-ジストログリカン（β-DG）について細胞表面負荷対照としてプローブし、一方、入力および細胞内画分をローディング対照としてAQP4およびβ-アクチンについてブロットした（ 図 1A ）。細胞表面画分のバンド強度をデンシトメトリーにより定量し、各細胞セットのAQP4レベルを最初にβ-DG値に対して正規化し、次いでこれらの比を対照細胞のそれに対して正規化した。ヒストグラム（ 図1 </strong&gt; B ）は、3回の独立した実験の平均値±SEMを表す。ラミニン処理は、平均して、細胞表面で発現されるAQP4のほぼ2倍の増加を引き起こす。 ビオチン化を用いたAQP4のエンドサイトーシス速度の検討 アストロサイト内のAQP4エンドサイトーシスは、30分間にわたって追跡された。手短に述べると、開裂可能なビオチン類似体を最初に3皿の星状細胞中の表面タンパク質に標識した。細胞をそれぞれ0,15、および30分間37℃に移動させ、その間に標識されたタンパク質が内在化された。次いで、表面上に残った標識を還元剤を用いて除去し、エンドサイトーシスタンパク質をアガロース結合ストレプトアビジンで沈殿させた。 SDS-PAGEによる分離後、これらをAQP4についてプローブした（ 図 2A ）。 AQP4レベルをデンシトメトリーを用いて定量し、15分および30分の時点を、0分のサンプルの時点に正規化した。ヒストグラム（ 図 2B ）は、4回のこのような実験の平均値±SEMを表す。 <img alt="図1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55974/55974fig1.jpg" /> 図1 。ラミニンの存在下での細胞表面でのAQP4発現。 （A）未処理の星状細胞（-LN）および24nMラミニン-111（+ LN）で処理した星状細胞からの細胞表面、細胞内および全（入力）画分をAQP4およびβ-DGについてプローブした。 （B） AQP4未処理およびラミニン処理した星状細胞の細胞表面レベルの差を示すヒストグラムを、β-DGレベルに対して標準化した。値は、標準化された平均ピクセル強度±SEMを表し、対照細胞の値に対して表される。アスタリスクは統計情報を示します両側スチューデントt検査（n = 3、* p = 0.033）によって決定されるように、AQP4の有意な増加が認められた。この図は、Tham et al。 16 <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55974/55974fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a> <img alt="図2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55974/55974fig2.jpg" /> 図2 星状細胞におけるAQP4インターナリゼーション（A） 0,15、および30分の星状細胞培養によって内在化されたタンパク質をAQP4についてプローブした。 （B） 0分の時点の値に対して正規化された4つの独立した実験についてのAQP4のインターナリゼーション率をまとめたヒストグラム。アスタリスクは、両側尾部によって決定されるように15＆30分の間でエンドサイトーシスされたAQP4の量の統計的に有意な増加を示すスチューデントt検定 （n = 3、* p = 0.017）。 （C）切断可能なビオチン類似体のジスルフィド結合を破壊するためにグルタチオンを使用すると、ビオチン化画分に対する細胞表面AQP4の寄与が急激に減少し、0＆15分の試料間の明確な差が生じる（C、左上） 。このステップを省略すると、細胞表面プールに由来するシグナルは、2つの時点間の変化を検出不能にする（C、右上） 。この図は、Tham et al。 16 <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/55974/55974fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a>

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Determining Cell-surface Expression and Endocytic Rate of Proteins in Primary Astrocyte Cultures Using Biotinylation

この報告では、原形質膜で発現されるタンパク質の細胞表面発現およびエンドサイトーシス速度を決定するために設計された2つのビオチン化に基づく方法を提示する。

ビオチン化を用いた初代星状細胞培養におけるタンパク質の細胞表面発現およびエンドサイトーシス速度の測定

Cell-surface proteins mediate a wide array of functions. In many cases, their activity is regulated by endocytic processes that modulate their levels at ...

determining-cell-surface-expression-endocytic-rate-proteins-primary

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.4K ビュー.  University of British Columbia. この報告では、原形質膜で発現されるタンパク質の細胞表面発現およびエンドサイトーシス速度を決定するために設計された2つのビオチン化に基づく方法を提示する。 

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A Neuronal and Astrocyte Co-Culture Assay for High Content Analysis of Neurotoxicity

High Content Analysis (HCA) assays combine cells and detection reagents with automated imaging and powerful image analysis algorithms, allowing measurement of multiple cellular phenotypes within a single assay. In this study, we utilized HCA to develop a novel assay for neurotoxicity. Neurotoxicity assessment represents an important part of drug safety evaluation, as well as being a significant focus of environmental protection efforts. Additionally, neurotoxicity is also a well-accepted in vitro marker of the development of neurodegenerative diseases such as Alzheimer's and Parkinson's diseases. Recently, the application of HCA to neuronal screening has been reported. By labeling neuronal cells with &beta;III-tubulin, HCA assays can provide high-throughput, non-subjective, quantitative measurements of parameters such as neuronal number, neurite count and neurite length, all of which can indicate neurotoxic effects. However, the role of astrocytes remains unexplored in these models. Astrocytes have an integral role in the maintenance of central nervous system (CNS) homeostasis, and are associated with both neuroprotection and neurodegradation when they are activated in response to toxic substances or disease states. GFAP is an intermediate filament protein expressed predominantly in the astrocytes of the CNS. Astrocytic activation (gliosis) leads to the upregulation of GFAP, commonly accompanied by astrocyte proliferation and hypertrophy. This process of reactive gliosis has been proposed as an early marker of damage to the nervous system. The traditional method for GFAP quantitation is by immunoassay. This approach is limited by an inability to provide information on cellular localization, morphology and cell number. We determined that HCA could be used to overcome these limitations and to simultaneously measure multiple features associated with gliosis - changes in GFAP expression, astrocyte hypertrophy, and astrocyte proliferation - within a single assay. In co-culture studies, astrocytes have been shown to protect neurons against several types of toxic insult and to critically influence neuronal survival. Recent studies have suggested that the use of astrocytes in an in vitro neurotoxicity test system may prove more relevant to human CNS structure and function than neuronal cells alone. Accordingly, we have developed an HCA assay for co-culture of neurons and astrocytes, comprised of protocols and validated, target-specific detection reagents for profiling &beta;III-tubulin and glial fibrillary acidic protein (GFAP). This assay enables simultaneous analysis of neurotoxicity, neurite outgrowth, gliosis, neuronal and astrocytic morphology and neuronal and astrocytic development in a wide variety of cellular models, representing a novel, non-subjective, high-throughput assay for neurotoxicity assessment. The assay holds great potential for enhanced detection of neurotoxicity and improved productivity in neuroscience research and drug discovery.

This article describes a novel protocol and reagent set designed for sensitive measurement of neurotoxic effects of compounds and treatments on co-cultures of neurons and astrocytes using high content analysis. Results demonstrate that high content analysis represents an exciting novel technology for neurotoxicity assessment.

神経毒性の高いコンテンツ分析のための神経とアストロサイト共培養アッセイ

High Content Analysis (HCA) assays combine cells and detection reagents with automated imaging and powerful image analysis algorithms, allowing ...

生物学

Differential Labeling of Cell-surface and Internalized Proteins after Antibody Feeding of Live Cultured Neurons

In order to demonstrate the cell-surface localization of a putative transmembrane receptor in cultured neurons, we labeled the protein on the surface of live neurons with a specific primary antibody raised against an extracellular portion of the protein. Given that receptors are trafficked to and from the surface, if cells are permeabilized after fixation then both cell-surface and internal protein will be detected by the same labeled secondary antibody. Here, we adapted a method used to study protein trafficking (&#8220;antibody feeding&#8221;) to differentially label protein that had been internalized by endocytosis during the antibody incubation step and protein that either remained on the cell surface or was trafficked to the surface during this period. The ability to distinguish these two pools of protein was made possible through the incorporation of an overnight blocking step with highly-concentrated unlabeled secondary antibody after an initial incubation of unpermeabilized neurons with a fluorescently-labeled secondary antibody. After the blocking step, permeabilization of the neurons allowed detection of the internalized pool with a fluorescent secondary antibody labeled with a different fluorophore. Using this technique we were able to obtain important information about the subcellular location of this putative receptor, revealing that it was, indeed, trafficked to the cell-surface in neurons. This technique is broadly applicable to a range of cell types and cell-surface proteins, providing a suitable antibody to an extracellular epitope is available.

We describe a method to label protein on the surface of living neurons using a specific polyclonal antibody to extracellular epitopes. Protein bound by the antibody on the cell surface and subsequently internalized via endocytosis can be distinguished from protein remaining on, or trafficked to, the surface during the incubation.

ライブ培養神経細胞の抗体供給した後細胞表面および内在化タンパク質の異なる標識化

In order to demonstrate the cell-surface localization of a putative transmembrane receptor in cultured neurons, we labeled the protein on the surface of ...

神経科学

Measuring Plasma Membrane Protein Endocytic Rates by Reversible Biotinylation

Plasma membrane proteins are a large, diverse group of proteins comprised of receptors, ion channels, transporters and pumps.  Activity of these proteins is responsible for a variety of key cellular events, including nutrient delivery, cellular excitability, and chemical signaling.  Many plasma membrane proteins are dynamically regulated by endocytic trafficking, which modulates protein function by altering protein surface expression.  The mechanisms that facilitate protein endocytosis are complex and are not fully understood for many membrane proteins.  In order to fully understand the mechanisms that control the endocytic trafficking of a given protein, it is critical that the protein s endocytic rate be precisely measured.  For many receptors, direct endocytic rate measurements are frequently achieved utilizing labeled receptor ligands.  However, for many classes of membrane proteins, such as transporters, pumps and ion channels, there is no convenient ligand that can be used to measure the endocytic rate.  In the present report, we describe a reversible biotinylation method that we employ to measure the dopamine transporter (DAT) endocytic rate.  This method provides a straightforward approach to measuring internalization rates, and can be easily employed for trafficking studies of most membrane proteins.

Regulated endocytosis governs the cell surface expression levels of the majority of membrane proteins. Here we utilize reducible, membrane impermeant biotinylation reagents to measure the endocytic rate of the dopamine transporter (DAT), a polytopic membrane protein. The method facilitates a straightforward approach to measuring the endocytic rate of most plasma membrane proteins.

リバーシブルビオチン化によって原形質膜タンパク質エンドサイトーシス率を測定

Plasma membrane proteins are a large, diverse group of proteins comprised of receptors, ion channels, transporters and pumps.  Activity of these proteins ...

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion channel, and transporter cell surface presentation on a minutes time scale.&#160;There is a broad diversity of mechanisms that control endocytic trafficking of individual proteins. Studies investigating the molecular underpinnings of trafficking have primarily relied upon surface biotinylation to quantitatively measure changes in membrane protein surface expression in response to exogenous stimuli and gene manipulation.&#160;However, this approach has been mainly limited to cultured cells, which may not faithfully reflect the physiologically relevant mechanisms at play in adult neurons.&#160;Moreover, cultured cell approaches may underestimate region-specific differences in trafficking mechanisms.&#160;Here, we describe an approach that extends cell surface biotinylation to the acute brain slice preparation.&#160;We demonstrate that this method provides a high-fidelity approach to measure rapid changes in membrane protein surface levels in adult neurons.&#160;This approach is likely to have broad utility in the field of neuronal endocytic trafficking.

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Neuronal membrane trafficking dynamically controls plasma membrane protein availability and significantly impacts neurotransmission.&#160;To date, it has been challenging to measure neuronal endocytic trafficking in adult neurons.&#160;Here, we describe a highly effective, quantitative method to measure rapid changes in surface protein expression ex vivo in acute brain slices.

脳スライスビオチン：<em&gt;生体外</emアダルトニューロンにおいて地域固有の細胞膜のタンパク質輸送を測定するために&gt;の取り組み

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion ...

An Antibody Feeding Approach to Study Glutamate Receptor Trafficking in Dissociated Primary Hippocampal Cultures

Cellular responses to external stimuli heavily rely on the set of receptors expressed at the cell surface at a given moment. Accordingly, the population of surface-expressed receptors is constantly adapting and subject to strict mechanisms of regulation. The paradigmatic example and one of the most studied trafficking events in biology is the regulated control of the synaptic expression of glutamate receptors (GluRs). GluRs mediate the vast majority of excitatory neurotransmission in the central nervous system and control physiological activity-dependent functional and structural changes at the synaptic and neuronal levels (e.g., synaptic plasticity). Modifications in the number, location, and subunit composition of surface expressed GluRs deeply affect neuronal function and, in fact, alterations in these factors are associated with different neuropathies. Presented here is a method to study GluR trafficking in dissociated hippocampal primary neurons. An &#34;antibody-feeding&#34; approach is used to differentially visualize GluR populations expressed at the surface and internal membranes. By labeling surface receptors on live cells and fixing them at different times to allow for receptors endocytosis and/or recycling, these trafficking processes can be evaluated and selectively studied. This is a versatile protocol that can be used in combination with pharmacological approaches or overexpression of altered receptors to gain valuable information about stimuli and molecular mechanisms affecting GluR trafficking. Similarly, it can be easily adapted to study other receptors or surface expressed proteins.

This article presents a method to study glutamate receptor (GluR) trafficking in dissociated primary hippocampal cultures. Using an antibody-feeding approach to label endogenous or overexpressed receptors in combination with pharmacological approaches, this method allows for the identification of molecular mechanisms regulating GluR surface expression by modulating internalization or recycling processes.

解離された原発性海馬培養におけるグルタミン酸受容体の密売を研究するための抗体摂食アプローチ

Cellular responses to external stimuli heavily rely on the set of receptors expressed at the cell surface at a given moment. Accordingly, the population ...

Visualizing and Analyzing Intracellular Transport of Organelles and Other Cargos in Astrocytes

Astrocytes are among the most abundant cell types in the adult brain, where they play key roles in a multiplicity of functions. As a central player in brain homeostasis, astrocytes supply neurons with vital metabolites and buffer extracellular water, ions, and glutamate. An integral component of the &#8220;tri-partite&#8221; synapse, astrocytes are also critical in the formation, pruning, maintenance, and modulation of synapses. To enable these highly interactive functions, astrocytes communicate among themselves and with other glial cells, neurons, the brain vasculature, and the extracellular environment through a multitude of specialized membrane proteins that include cell adhesion molecules, aquaporins, ion channels, neurotransmitter transporters, and gap junction molecules. To support this dynamic flux, astrocytes, like neurons, rely on tightly coordinated and efficient intracellular transport. Unlike neurons,&#160;where intracellular trafficking has been extensively delineated, microtubule-based transport in astrocytes has been less studied. Nonetheless, exo- and endocytic trafficking of cell membrane proteins and intracellular organelle transport orchestrates astrocytes&#8217; normal biology, and these processes are often affected in disease or in response to injury. Here we present a straightforward protocol to culture high quality murine astrocytes, to fluorescently label astrocytic proteins and organelles of interest, and to record their intracellular transport dynamics using time-lapse confocal microscopy. We also demonstrate how to extract and quantify relevant transport parameters from the acquired movies using available image analysis software (i.e., ImageJ/FIJI) plugins.

Here we describe an in vitro live-imaging method to visualize intracellular transport of organelles and trafficking of plasma membrane proteins in murine astrocytes. This protocol also presents an image analysis methodology to determine cargo transport itineraries and kinetics.

アストロサイトにおけるオルガネラおよび他の貨物の細胞内輸送の可視化と解析

Astrocytes are among the most abundant cell types in the adult brain, where they play key roles in a multiplicity of functions. As a central player in ...

The Cell-based L-Glutathione Protection Assays to Study Endocytosis and Recycling of Plasma Membrane Proteins

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes for degradation or to the plasma membrane for recycling. The cell based L-glutathione protection assays can be used to study endocytosis and recycling of protein receptors, channels, transporters, and adhesion molecules localized at the cell surface. The endocytic assay requires labeling of cell surface proteins with a cell membrane impermeable biotin containing a disulfide bond and the N-hydroxysuccinimide (NHS) ester at 4 &#186;C -&#160;a temperature at which membrane trafficking does not occur. Endocytosis of biotinylated plasma membrane proteins is induced by incubation at 37 &#186;C. Next, the temperature is decreased again to 4 &#186;C to stop endocytic trafficking and the disulfide bond in biotin covalently attached to proteins that have remained at the plasma membrane is reduced with L-glutathione. At this point, only proteins that were endocytosed remain protected from L-glutathione and thus remain biotinylated. After cell lysis, biotinylated proteins are isolated with streptavidin agarose, eluted from agarose, and the biotinylated protein of interest is detected by western blotting. During the recycling assay, after biotinylation cells are incubated at 37 &#176;C to load endocytic vesicles with biotinylated proteins and the disulfide bond in biotin covalently attached to proteins remaining at the plasma membrane is reduced with L-glutathione at 4 &#186;C as in the endocytic assay. Next, cells are incubated again at 37 &#176;C to allow biotinylated proteins from endocytic vesicles to recycle to the plasma membrane. Cells are then incubated at 4 &#186;C, and the disulfide bond in biotin attached to proteins that recycled to the plasma membranes is reduced with L-glutathione. The biotinylated proteins protected from L-glutathione are those that did not recycle to the plasma membrane.

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes for degradation or to the plasma membrane for recycling. Methods described in this article are designed to study endocytosis and recycling of plasma membrane proteins.

セルベースの​​L-グルタチオン保護アッセイ細胞膜タンパク質のエンドサイトーシスとリサイクルを研究するために、

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes ...

Determination of the Relative Cell Surface and Total Expression of Recombinant Ion Channels Using Flow Cytometry

Inherited or de novo mutations in cation-selective channels may lead to sudden cardiac death. Alteration in the plasma membrane trafficking of these multi-spanning transmembrane proteins, with or without change in channel gating, is often postulated to contribute significantly in this process. It has thus become critical to develop a method to quantify the change of the relative cell surface expression of cardiac ion channels on a large scale. Herein, a detailed protocol is provided to determine the relative total and cell surface expression of cardiac L-type calcium channels CaV1.2 and membrane-associated subunits in tsA-201 cells using two-color fluorescent cytometry assays. Compared with other microscopy-based or immunoblotting-based qualitative methods, flow cytometry experiments are fast, reproducible, and large-volume assays that deliver quantifiable end-points on large samples of live cells (ranging from 104 to 106 cells) with similar cellular characteristics in a single flow. Constructs were designed to constitutively express mCherry at the intracellular C-terminus (thus allowing a rapid assessment of the total protein expression) and express an extracellular-facing hemagglutinin (HA) epitope to estimate the cell surface expression of membrane proteins using an anti-HA fluorescence conjugated antibody. To avoid false negative, experiments were also conducted in permeabilized cells to confirm the accessibility and proper expression of the HA epitope. The detailed procedure provides: (1) design of tagged DNA (deoxyribonucleic acid) constructs, (2) lipid-mediated transfection of constructs in tsA-201 cells, (3) culture, harvest, and staining of non-permeabilized and permeabilized cells, and (4) acquisition and analysis of fluorescent signals. Additionally, the basic principles of flow cytometry are explained and the experimental design, including the choice of fluorophores, titration of the HA antibody and control experiments, is thoroughly discussed. This specific approach offers objective relative quantification of the total and cell surface expression of ion channels that can be extended to study ion pumps and plasma membrane transporters.

Inherited cardiac arrhythmias are often caused by mutations that alter the surface delivery of one or more ion channels. Here, we adapt flow cytometry assays to provide a quantification of the relative total and cell surface protein expression of recombinant ion channels expressed in tsA-201 cells.

フローサイトメトリーを用いた組換えイオンチャネルの相対的な細胞表面および合計式の決意

Inherited or de novo mutations in cation-selective channels may lead to sudden cardiac death. Alteration in the plasma membrane trafficking of these ...

Cell-surface Biotinylation Assay

A cell can regulate the amount of particular proteins on its cell membrane through endocytosis, following which cell surface proteins are effectively sequestered in the cytoplasm. Once within a cell, these surface proteins can be either destroyed or &#8220;recycled&#8221; back to the membrane. The cell surface biotinylation assay provides researchers with a way to study these phenomena. The technique makes use of a derivative of the small molecule biotin, which can label surface proteins and then be chemically cleaved. However, if the surface protein is endocytosed, the biotin derivative will be protected from cleavage. Thus, by analyzing the uncleaved, endocytosed biotin label, scientists can assess the amounts of internalized surface proteins.In this video, we review the concepts behind the biotinylation assay, delving into the chemical structure of the biotin derivative and the mechanism of its cleavage. This is followed by a generalized protocol of the technique, and finally, a description of how researchers are currently using it to study the dynamics of different cell surface proteins.

細胞表面ビオチン化アッセイ

A cell can regulate the amount of particular proteins on its cell membrane through endocytosis, following which cell surface proteins are effectively ...

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細胞生物学

Assessing the Internalization of  Target Surface Proteins Using a Biotin Derivative

Source: Tham, D. K. L., et al., <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/55974">Determining Cell-surface Expression and Endocytic Rate of Proteins in Primary Astrocyte Cultures Using Biotinylation.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates a method to assess target protein internalization in the mouse cortical astrocytes using biotinylation, followed by cell lysis, streptavidin-based protein extraction, denaturation, and Western blot analysis to confirm successful internalization.

ビオチン誘導体を用いた標的表面タンパク質のインターナリゼーションの評価

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.
1. Determining Internalization ...

ビオチン化を用いた初代星状細胞培養におけるタンパク質の細胞表面発現およびエンドサイトーシス速度の測定

要約

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この動画の章

神経毒性の高いコンテンツ分析のための神経とアストロサイト共培養アッセイ

ライブ培養神経細胞の抗体供給した後細胞表面および内在化タンパク質の異なる標識化

リバーシブルビオチン化によって原形質膜タンパク質エンドサイトーシス率を測定

脳スライスビオチン：

解離された原発性海馬培養におけるグルタミン酸受容体の密売を研究するための抗体摂食アプローチ

アストロサイトにおけるオルガネラおよび他の貨物の細胞内輸送の可視化と解析

セルベースのL-グルタチオン保護アッセイ細胞膜タンパク質のエンドサイトーシスとリサイクルを研究するために、

フローサイトメトリーを用いた組換えイオンチャネルの相対的な細胞表面および合計式の決意

細胞表面ビオチン化アッセイ

ビオチン誘導体を用いた標的表面タンパク質のインターナリゼーションの評価

ビオチン化を用いた初代星状細胞培養におけるタンパク質の細胞表面発現およびエンドサイトーシス速度の測定

要約

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この動画の章

神経毒性の高いコンテンツ分析のための神経とアストロサイト共培養アッセイ

ライブ培養神経細胞の抗体供給した後細胞表面および内在化タンパク質の異なる標識化

リバーシブルビオチン化によって原形質膜タンパク質エンドサイトーシス率を測定

脳スライスビオチン：

解離された原発性海馬培養におけるグルタミン酸受容体の密売を研究するための抗体摂食アプローチ

アストロサイトにおけるオルガネラおよび他の貨物の細胞内輸送の可視化と解析

セルベースの​​L-グルタチオン保護アッセイ細胞膜タンパク質のエンドサイトーシスとリサイクルを研究するために、

フローサイトメトリーを用いた組換えイオンチャネルの相対的な細胞表面および合計式の決意

細胞表面ビオチン化アッセイ

ビオチン誘導体を用いた標的表面タンパク質のインターナリゼーションの評価

セルベースのL-グルタチオン保護アッセイ細胞膜タンパク質のエンドサイトーシスとリサイクルを研究するために、