Name: assembly and purification of prototype foamy virus intasomes
Uploaded: 2018-03-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 20 s
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Questo lavoro è stato supportato da NIH AI099854 e AI126742 a chiave.

1. ricottura di vDNA
<ol><li>Unire 1 X dieci Buffer (10 X dieci stock: 100 mM Tris-HCl, pH 8.0, NaCl di 1m, 10mm EDTA), 10 µM 1 Oligo (ATTGTCATGGAATTTTGTATATTGAGTGGCGCCCGAACAG 3' 5', 100 µM stock) e 10 µM 2 Oligo (CTGTTCGGGCGCCACTCAATATACAAAATTCCATGACA 3' 5', 100 µM stock) in un volume finale di 1,5 mL . Aliquotare e 25 µ l in sessanta provette di reazione a catena (PCR) 0,2 mL della polimerasi. Nota: A seconda dell'applicazione, oligomeri possono essere modificati con fluorofori o tag alle estremità 5'-di Oligo 2 o come un ammino-T interno base 13 dall'estremità 5' di Oligo 1. Oligomeri modificati dovrebbero essere purificati mediante cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC) prima di ricottura. Abbiamo trovato che 5'-fine Cy3 o Cy5 fluoroforo etichettatura di Oligo 2 riduce l'efficienza di assemblaggio intasome 10 volte. Interno fluoroforo etichettatura non riduce efficienza di assemblaggio.</li>
	<li>Tempri utilizzando un termociclatore con i seguenti orari e temperature: 1 ciclo a 94,0 ˚ c 3 min, 99 cicli a (94,0 ˚ c 1 min, 93,6 ˚ c 1 min) diminuendo entrambe le temperature di 0,8 ° c per ciclo (l'ultimo ciclo è 14,8 ˚ c 1 min, 14,4 ˚ c 1 min) e conservare a 4.0 ˚ c.</li>
	<li>Combinare le reazioni ricottura da sessanta tutte le provette. Caricare 500 µ l a due 0,5 mL 3 kDa peso molecolare cutoff (MWCO) filtro ultracentrifughe unità di concentrazione. Concentrare il ricotto vDNA mediante centrifugazione in una microcentrifuga a 14.000 x g per 10 min a temperatura ambiente (TA). Nota: Il volume di retentato dovrebbe essere ~ 50 µ l in ogni unità di concentrazione.</li>
	<li>Scartare il flusso attraverso. Aggiungere 250 µ l del restante vDNA ricotto ad ogni unità filtrante. Ripetere lo spin e scartare il flusso attraverso. Tampone di cambio in buffer di TE (10 mM Tris-HCl, pH 8.0, 1 mM EDTA) da lavare tre volte con 450 µ l TE.</li>
	<li>Invertire l'unità filtro e spin a 1.000 x g per 2 minuti a TA. Il volume finale retentato per ogni unità di filtro dovrebbe essere ~ 50 µ l. combinare il materiale e trasferirlo in una provetta di 1,5 mL tappo a vite.</li>
	<li>Misurare l'assorbanza 260 nm (UV) ultravioletto della vDNA. Utilizzare questo valore per calcolare la concentrazione molare finale di DNA. Il coefficiente di estinzione (ε260) di questo vDNA è 622.803 cm-1 M-1 e il suo peso molecolare è 23.972 procuratore. Conservare a-20 ˚ c.</li>
</ol>2. Intasome Assembly
<ol><li>Se possibile, eseguire il montaggio di intasome in una piccola stanza con un termostato regolabile. Regolare il termostato a circa 18-22 ° c. Nota: Nella nostra esperienza, Assemblea di intasome a 4 ˚ c è inefficiente.</li>
	<li>Preparare 1 L di tampone di dialisi (20mm propano Bis-tris, pH 7.5, 200 mM NaCl, 2mm ditiotreitolo (DTT), 25 µM ZnCl2) in un becher da 2 L con un ancoretta su una piastra stir. Equilibrare il buffer in camera 18-22 ° c per almeno 6 ore.</li>
	<li>Per assemblare il intasomes, combinare propano 50 mM Bis-tris, pH 7.5, 500 mM NaCl, 120 µM IN PFV e 50 µM vDNA in un volume totale di 150 µ l. Nota: Il PFV IN dovrebbe essere libero di contaminare nucleasi attività7,8. Se la concentrazione di PFV IN è troppo diluita per ospitare 120 µM IN 150 µ l di volume, quindi è possibile aumentare il volume finale a 200 µ l. I fattori critici di questo passaggio sono di mantenere il rapporto molare di IN a vDNA (2,4: 1) e di avere abbastanza complesso da visualizzare durante la cromatografia.</li>
	<li>Pulire un ~ 10 cm e lungo pezzo di tubazione di 10 mm 6-8 kDa MWCO dialisi e clip con doppia acqua distillata (ddH2O), o l'acqua di purezza più alto disponibile. Agganciare un'estremità del tubo. Nota: Tubi di dialisi devono essere maneggiato con cura per evitare qualsiasi possibile contaminazione dallo spazio lab.</li>
	<li>Fare 15 mL di buffer di risciacquo di tubatura di dialisi (propano 50 mM Bis-tris, pH 7.5, 500 mM NaCl). Sciacquare l'interno del tubo di dialisi tre volte con 1-2 mL di tampone di risciacquo. Rimuovere la maggior quantità di buffer di risciacquo come possibile con una pipetta e gel sottile punta di carico.</li>
	<li>Se necessario, utilizzare una lama di rasoio pulito o bisturi per tagliare i tubi di dialisi affinché una punta di gel sottile carico raggiunga l'estremità del tubo.</li>
	<li>Trasferire l'assembly intasome dal passaggio 2.3 alla tubazione di dialisi con una pipetta e un sottile punta di caricamento del gel. Agganciare l'estremità aperta del tubo di dialisi, riducendo al minimo la quantità di aria immessa all'interno del tubo. Inserire il tubo nel buffer di dialisi.</li>
	<li>Dializzare pernottamento (16-20 h) con dolce mescolando in modo che il tubo ruota ma non è in un vortice. Assicurarsi che la tubazione di dialisi sia sommersa e mobile. Dopo circa un'ora, osservare un precipitato visibile all'interno delle tubazioni. Nota: Con Cy3 o Cy5 fluorescente etichettati vDNA, il precipitato è più evidente. Questo è vero sia per fine etichettati e internamente con etichetta fluorescente vDNA.</li>
</ol>3. Intasome solubilizzazione
<ol><li>Preparare due ampio foro puntali rimuovendo 2-4 mm dall'estremità di una punta di 200 µ l con una lama di rasoio o bisturi nuova su una superficie pulita. Nota: I suggerimenti serviranno al punto 3.3 e 3.5.</li>
	<li>Rimuovere il tubo di dialisi dal buffer di dialisi. Al fine di evitare la diluizione del campione intasome con buffer di dialisi che potrebbe rimanere all'estremità della tubazione vicino la clip, utilizzare una micropipetta con un piccolo puntale per rimuovere qualsiasi buffer di dialisi in eccesso. Rimuovere la clip da un'estremità del tubo di dialisi.</li>
	<li>Uso un ampio foro punta della pipetta dal punto 3.1 per trasferire il campione tra cui il precipitato all'interno dei tubi di dialisi in una provetta da 1,5 mL sul ghiaccio. Nota il volume totale del materiale recuperato; il volume totale è in genere ~ 140 µ l.</li>
	<li>Il campione con precipitato è a 200mm NaCl; aumentare il sale ad una concentrazione finale di 320 mM NaCl aggiungendo il volume appropriato di una soluzione di NaCl 5m stock. Ad esempio, per un campione di 150 µ l, µ l 3,9 5m NaCl e 1,1 µ l ddH2O per un volume finale di 155 µ l. trasferimento ice bucket con campione in una stanza fredda 4 ˚ c.</li>
	<li>Uso un ampio foro punta della pipetta dal punto 3.1 per risospendere e solubilizzare il precipitato di pipettaggio. Ripetere ogni 20 min per almeno 1 h. nota che la maggior parte del precipitato dovrebbe entrare in soluzione. Nota: Pipettaggio per risospendere il precipitato può essere interrotto quando è evidente che il precipitato non più notevolmente è ridotta tra i punti di tempo. Quando vDNA non è etichettato o internamente con l'etichetta, il precipitato è ridotto di ~ 90% basato su ispezione visiva. Nel caso di Cy5 fine etichettato vDNA, il precipitato è ridotta solo del ~ 20%; la maggior parte del precipitato con fluoroforo fine etichettato vDNA non si solubilizzano. La quantità di precipitato che effettivamente viene solubilizzato è variabile e deve essere determinata empiricamente.</li>
</ol>4. Intasome purificazione
<ol><li>Preparare 250 mL di cromatografia di esclusione di formato (SEC) in esecuzione di tampone (propano 20 mM Bis-tris, pH 7.5, 320 mM NaCl, 10% glicerolo). Filtro sterile il buffer con un-0,2 µm unità filtro e conservare a 4 ° c. Nota: Tutte le fasi di depurazione vengono eseguite in una stanza fredda 4 ˚ c.</li>
	<li>Equilibrare una colonna di agarosio reticolato SEC (diametro = 10 mm; lunghezza = 300mm; volume del letto = 24 mL; volume del campione = 25-500 µ l; pressione massima = 1,5 MPa; limite di esclusione = 4 x 107 Da; separa pesi molecolari tra 5.000 e 5 kDa, vedere la della stuoia di tabella erials) con il buffer in esecuzione SEC ad una portata di 0,4 mL/min. Nota: Questa purificazione può essere adattata alle colonne di esclusione di formato differente, se essi sono in grado di separare in maniera efficace 300 kDa da 44 kDa, come Superose 12 10/300 GL o aumentare la Superose 6. Superose 12 10/300 GL ha una risoluzione inferiore, portando a più sovrapposizione dei picchi. Al contrario, aumentare la Superose 6 ha una risoluzione superiore e offre la migliore separazione.</li>
	<li>Centrifugare il campione di intasome in un microfuge a 14.000 x g per 10 min a 4 ˚ c a pellet qualsiasi precipitato rimanente. Rimuovere con cautela il supernatante. Caricare il surnatante di un ciclo di iniezione di 200 µ l (tubazione che può contenere ~ 200 μL). Applicare il campione alla colonna SEC. Nota: Più piccoli volumi di carico consentono una maggiore risoluzione di SEC.</li>
	<li>Eluire con 25 mL SEC in esecuzione nel buffer e raccogliere 95 frazioni di 270 µ l. osservare che il cromatogramma SEC Visualizza picchi di260 A280/A tre (Figura 1). Nota: Il primo dovrebbe essere una funzione di aggregazione (~9.0 - eluizione 11,5 mL), seguita dal PFV tetramero intasome peak (~12.0 - eluizione 14,75 mL) e il monomero IN PFV con libero vDNA peak (~15.0 - 18,0 mL).</li>
</ol>5. integrazione Strand Transfer Assay, frazione selezione e archiviazione
<ol><li>Combinare 2 µ l di ciascuna frazione di picco di intasome e 50 ng 3 kb supercoiled DNA plasmidico (concentrazione stock è 50 ng / µ l) in tampone di reazione (propano 10 mM Bis-tris, pH 7.5, 110 mM NaCl, 5 mM MgSO4, 4 µM ZnCl2, 10 mM DTT) in un volume di reazione finale di 15 µ l. Incubare a 37 ° c per 5 min.</li>
	<li>Includere un controllo negativo con nessun intasome PFV aggiunto. Interrompere la reazione con proteinasi di 0,75 µ l K (20 mg/mL di soluzione madre) e 0,75 µ l SDS (10% soluzione di riserva). Incubare a 55 ˚ c 1 h. esempi di Store come necessario a-20 ˚ c per successive analisi. Nota: Questo test è una valutazione qualitativa delle attività di integrazione. La concentrazione molare di intasome di ciascuna frazione non è determinata prima di questo test. Le frazioni incluse nell'analisi di trasferimento di filo della integrazione possono essere memorizzate su ghiaccio (anche notturno) fino a integrazione attività è confermata e frazioni selezionate sono aliquotate. Qui usiamo pMP2, un derivato di pUC199. Abbiamo utilizzato con successo anche il 5,4 kb plasmide pcDNA 3.1. Ogni plasmide che può essere risolto in rilassato cerchio, lineare, e forme supercoiled possono essere utilizzate come destinazione per l'integrazione.</li>
	<li>Preparare un peso di 1% 120 mL per gel di agarosio di volume (p/v) in 1x tampone TAE (40 mM Tris-acetato, 1 mM EDTA) con 0,1 μg/mL etidio bromuro (EtBr, 10 mg/mL di soluzione madre)10. Sciogliere la soluzione di agarosio e versarlo in un vassoio di colata di gel 15 x 10 cm. Inserire un pettine 15-pozzo con 5 mm largo, 0,75 mm spessore pozzi. Nota: Più stretti pozzi resa migliore risoluzione di banda rispetto ai pozzi spessore 1,5 mm.</li>
	<li>Lasciare che il gel a solidificare a temperatura ambiente. Immergere il gel in 1 X TAE con EtBr 0,1 μg/mL.</li>
	<li>Aggiungere glicerolo al 50% 3 µ l per ogni reazione di integrazione dal punto 5.2. Caricare il volume intero reazione al gel. Caricare 1 µ l di marcatore del DNA (concentrazione stock di 150 ng / µ l) della dimensione di 10 kb a corsie su entrambi i lati dei campioni; in altre parole, il marcatore del DNA dovrebbe fiancheggiano le corsie di campione.</li>
	<li>In una corsia esterna, caricare tintura di 6 µ l Orange G (0,25% arancia G, 30% glicerolo). Esegua il gel a tensione costante, 10 V/cm (100 V) a temperatura ambiente per 1 h, o fino a quando la parte anteriore della tintura di Orange G raggiunge la fine del gel.</li>
	<li>Immediatamente l'immagine del gel dell'agarosi con uno scanner fluorescente impostato per rilevare EtBr (532 nm di eccitazione, filtro di emissione 610 nm). Se fluoroforo etichettato vDNAs sono stato usato, anche immagine con le impostazioni appropriate fluoroforo. Nota: ad esempio, per rilevare Cy5 DNA, immagine utilizzando eccitazione di 633 nanometro e 670 nm emissione filtri contrassegnato. Prodotti di integrazione concertata (CI, DNA lineare) deve essere eseguito con taglia standard ~ 3 kb, non reagito plasmide supercoiled (SC) dovrebbe più veloce (~ 2 kb), e prodotti di metà-sito integrazione (HSI, rilassato cerchio DNA) va più lento (~3.5 kb). Non reagito vDNA deve essere eseguito con taglia standard ~ 40 bp.</li>
	<li>Quantificare le bande in ogni corsia con imaging software7. Calcolare la frazione di DNA in ogni corsia che è CI, HSI o SC; vDNA non è incluso in questo calcolo. Nota: L'efficienza di integrazione, o la frazione di SC convertito in un prodotto lineare, è stata calcolata dividendo il volume di pixel di prodotti di integrazione concertata (CI) per il volume totale di pixel di tre bande (HSI + CI + SC). Se intasomes sono fluoroforo etichettato, i prodotti HSI e CI possono anche quantificati dalla fluorescenza.</li>
	<li>Selezionare le frazioni che presentano l'attività di integrazione più concertata. Nota: Nella nostra esperienza, l'attività di integrazione di picco concertata coincide con il picco di proteina identificato come tetramerica PFV intasomes. A280 di ciascuna di queste frazioni di misurare e calcolare la concentrazione finale intasome. La ε280 per un tetramero di tipo selvaggio PFV IN con due vDNAs descritto qui è 908.339 cm-1M-1 e il peso molecolare è 225.5 kDa. Le concentrazioni devono seguire il modello stesso come il picco del cromatogramma SEC e nell'analisi di trasferimento della strand.</li>
	<li>Ogni frazione in aliquote di 5 µ l di distribuire e far scattare congelamento in azoto liquido. Conservare le aliquote a-80 ° c. Le frazioni selezionate per la conservazione sono in genere tra 200-600 nM.</li>
</ol>

<ol>
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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Retrovirali INs formano un complesso con il DNA di genomic virale per eseguire l'integrazione e continuare il ciclo di vita virale multimerico. Il numero di nei monomeri per intasome può essere tetrameri, octamers o possibilmente più alto ordine multimeri11,12,13,14. PFV intasomes sono un tetramero di ricombinante con oligomeri di DNA double-stranded che imitano DNA genomic virale finisce3. Questi intasomes sono stati utilizzati in studi strutturali e dinamiche3,5,13,14.
L'Assemblea di PFV intasomes si verifica durante la dialisi da un buffer relativamente alta concentrazione di sale a una bassa concentrazione di sale. Questo provoca la formazione di un precipitato che comprende il intasomes PFV. I intasomes sono solubilizzati aumentando la concentrazione di sale. PFV IN ha dimostrato di essere monomerico alle concentrazioni fino a 225 µM5. I complessi sono poi isolato da monomerica IN e gratuita vDNA di SEC. Abbiamo modificato la purificazione di PFV intasomes includere glicerolo in buffer SEC6. L'aggiunta di glicerolo permette la intasomes PFV congelati per un uso futuro senza perdita di attività (Figura 4).
Ci sono diverse caratteristiche chiave del presente protocollo. Sebbene la purificazione della proteina è spesso eseguita a basse temperature, abbiamo trovato empiricamente che PFV intasome assembly è inefficiente a 4 ˚ c. Invece, la dialisi Assemblea dovrebbe verificarsi nel range di 18-22 ° c. È anche importante utilizzare ricombinante IN PFV privo di contaminanti batterici nucleasi7,8. Infine, il rapporto delle IN vDNA è un fattore chiave dell'assembly. Se la partenza IN concentrazione nella proteina è inferiore consigliato qui, la concentrazione di vDNA deve essere proporzionalmente ridotta. Mentre è possibile assemblare PFV intasomes alle concentrazioni più basse, i complessi devono essere ad un alto abbastanza concentrazione per rilevazione durante la separazione di SEC.
Questo metodo può essere utilizzato per PFV intasomes con vDNA senza etichetta o etichettato. Abbiamo trovato che il vDNA può essere etichettato in modo efficiente con un fluoroforo o biotina6. Altre etichette di piccola molecola potrebbero anche essere possibile. Nel caso di Cy5 fluoroforo, troviamo quel fine etichettato vDNA riduce il rendimento di intasomes assemblato con il picco di concentrazione ridotta di 10 volte. Tuttavia, internamente Cy5 etichettato vDNA ha un rendimento equivalente a vDNA senza etichetta. Questo metodo di montaggio può essere utilizzato anche con mutazioni puntiformi o mutazioni di troncamento di PFV IN4. Poiché IN PFV è inibita da clinicamente rilevanti nel filo trasferimento inibitore (ISTI) farmaci attivi IN HIV-1, è possibile utilizzare questi intasomes PFV per studiare il meccanismo di INSTIs3. Inoltre, alcune mutazioni INSTI resistente di HIV-1 IN verificano a residui conservati a PFV dentro, permettendo studi di farmaco-resistenza con derivati dal PFV intasomes.

Integrazione del genoma virale nel genoma ospite è un passaggio obbligatorio nel ciclo di vita di tutti i retrovirus1. L'enzima virale dell'integrasi (IN) catalizza l'Unione covalente di ciascuna estremità del genoma del DNA virale per l'host del DNA. Durante un'infezione cellulare, fa parte di un complesso di pre-integrazione che media integrazione IN. Ricombinante IN complessato con oligomeri del DNA incagliati doppi che imita le estremità del DNA virale può anche eseguire l'integrazione in una destinazione del DNA in vitro2. Una comune integrazione test in vitro utilizza un plasmide supercoiled il DNA dell'obiettivo. Integrazione di entrambi oligomeri del DNA virali (vDNA) per il plasmide si traduce in un prodotto lineare e viene definito integrazione concertata (Figura 2A). L'integrazione test in vitro può anche produrre prodotti con un solo vDNA covalentemente unita al plasmide di destinazione risultante in un cerchio rilassato. Questo prodotto di integrazione del metà-sito sembra essere un manufatto del analisi in vitro.
Ricombinante IN e vDNA possono effettuare integrazione in vitro, ma non sono i reagenti ideali per lo studio delle dinamiche o la struttura dei complessi di integrazione quando IN monomerico oscurerebbero visualizzazione pertinenti. Sono necessari per gli studi strutturali o analisi dinamica singola molecola purificata integrazione complessi, o "intasomes,". PFV IN e vDNAs possono essere assemblati da dialisi da un buffer relativamente alta concentrazione di sale a una bassa concentrazione di sale3,4. Durante la dialisi, un precipitato forme. Questo precipitato è rimosso dalla dialisi e la concentrazione di sale è aumentata. La concentrazione di sale superiore solubilizza il precipitato contenente PFV intasomes. La intasomes quindi sono purificati mediante cromatografia di esclusione di formato (SEC). Ricombinante prototipo virus schiumoso (PFV) IN ha dimostrato di esistere come un monomero in soluzione a concentrazioni fino a 225 µM5. Frazionamento di SEC separa efficacemente il intasomes PFV (225,5 kDa), che comprende un tetramero di PFV IN e due vDNAs, da monomerico PFV IN (44,4 kDa) e gratuito vDNA (24.0 kDa). Il intasomes PFV possono essere congelati e mantenere attività di integrazione per almeno sei mesi di conservazione a-80 ° c.
Ricombinante PFV intasomes possono anche essere modificate per includere IN sostituzioni dell'amminoacido o mutazioni di troncamento o vDNAs etichettato con fluorofori o biotina4,6. Il intasomes PFV purificata eseguire prontamente l'integrazione in un target di plasmide supercoiled DNA in vitro. Saggi biochimici integrazione alla rinfusa con intasomes possono testare gli effetti delle mutazioni, IN inibitori o altri additivi chimici. Biotinilati intasomes può essere utilizzato per sondare affinità con acidi nucleici o proteine. PFV intasomes sono funzionali a temperatura ambiente, permettendo per analisi di microscopia di singola molecola di pinzette magnetiche per misurare il tempo tra la giunzione dei due vDNA punte o fluorescenza di riflessione interna totale per visualizzare la ricerca di intasome sul bersaglio DNA6. Inoltre, PFV intasomes sono stati i primi ad essere strutturalmente caratterizzato impattare significativamente il campo di integrazione retrovirale3.

<table><tbody><tr><td>DNA Oligomers</td><td>IDT</td><td>N/A</td><td>Custom DNA Oligos</td></tr><tr><td>Tris Ultra Pure</td><td>Gojira Fine Chemicals</td><td>UTS1003</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>P212121</td><td>RP-S23020</td><td></td></tr><tr><td>UltraPure EDTA</td><td>Invitrogen/Gibco</td><td>15575</td><td></td></tr><tr><td>Amicon Ultra 0.5 mL centrifugal filters</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z677094-24EA</td><td>3 kDa MWCO</td></tr><tr><td>DTT</td><td>P212121</td><td>SV-DTT</td><td></td></tr><tr><td>BIS-TRIS propane,&gt;=99.0% (titration)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B6755-500G</td><td></td></tr><tr><td>ZnCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>208086</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Amresco</td><td>0662</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>G37-20</td><td></td></tr><tr><td>Gel-loading tips, 1 - 200 &amp;mu;L</td><td>Corning</td><td>CLS4853-400EA</td><td></td></tr><tr><td>Razor blade; Single-edged; 100/Pk.; Pack of 100</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-640</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Disposable Filter Units with PES Membrane &gt; 250mL</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>568-0020</td><td></td></tr><tr><td>Dialysis tubing clips</td><td>Spectrum Labs</td><td>132734</td><td></td></tr><tr><td>6-8 kDa 10 mm Dialysis Tubing</td><td>Spectrum Medical</td><td>132645</td><td></td></tr><tr><td>Superose 6 10/300 GL</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>17517201</td><td></td></tr><tr><td>Hi-Res Standard Agarose</td><td>AGTC Bioproducts</td><td>AG500D1</td><td></td></tr><tr><td>Ethidium bromide</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>BP1302</td><td></td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Fisher Scientific</td><td>0-267</td><td></td></tr><tr><td>Hyladder 10kb, 500 lanes</td><td>Denville Scientific</td><td>CB4225-4</td><td></td></tr></tbody></table>

assembly and purification of prototype foamy virus intasomes

A definire funzionalità e necessario passaggio del ciclo di vita di retrovirus è l'integrazione del genoma virale nel genoma ospite. Tutti i retrovirus codificare un enzima integrasi (IN) che catalizza l'Unione covalente di virale all'host del DNA, che è conosciuto come trasferimento di filo. Integrazione può essere modellato in vitro con ricombinante IN retrovirali e oligomeri di DNA che imita le estremità del genoma virale. Per ricapitolare maggiormente la reazione di integrazione che si verifica in vivo, integrazione complessi sono assemblati da ricombinante IN e oligomeri sintetici da dialisi in un buffer di ridotta concentrazione di sale. L'integrazione complessa, detta un intasome, può essere purificato da cromatografia di esclusione di formato. Nel caso di virus schiumoso del prototipo (PFV), il intasome è un tetramero di IN e due DNA oligomeri e prontamente è separato dal IN monomerico e gratuito oligomero del DNA. L'efficienza di integrazione di PFV intasomes può essere dosato con una varietà di condizioni sperimentali per meglio comprendere le dinamiche e la meccanica dell'integrazione retrovirale.

PFV intasomes vengono assemblati dalle ricombinante IN e vDNA. Dopo l'assemblaggio, intasomes sono purificati dalla SEC (Figura 1). Attività di integrazione di ogni frazione è analizzata con un supercoiled destinazione e agarosio gel elettroforesi del DNA (Figura 2). Questo gel è imaged con uno scanner fluorescente impostato per rilevare EtBr (e fluoroforo, se viene utilizzato il fluoroforo vDNA). Utilizzando software di analisi di immagine, volumi di pixel di banda utilizzabile per calcolare l'efficienza di integrazione (Figura 3). Le frazioni con la massima efficienza di integrazione sono snap congelati per un uso successivo. Congelate le frazioni mantengono attività di integrazione (Figura 4), che permette per l'archiviazione a lungo termine di intasomes assemblato. Qualsiasi molecola di etichetta e la sua posizione all'interno del vDNA possono influenzare l'efficienza di assemblaggio di intasome (Figura 5).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57453/57453fig1.jpg"> Figura 1: cromatogramma di esclusione di formato. Un assembly di intasome PFV fu separato con una colonna di agarosio SEC. Questa colonna consente la separazione della funzione di aggregazione (1), PFV intasome costituito da un tetramero di PFV IN e vDNA due (2) e IN PFV monomerico e vDNA (3). In questo esempio viene incluso vDNA con un'etichetta di fluoroforo Cy5 interna rilevata dall'eccitazione di 650 nm. L'asse y indica la densità ottica (OD) in unità di milli-assorbanza (mAU). <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57453/57453fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57453/57453fig2.jpg"> Figura 2: analisi di integrazione delle frazioni SEC. (A) schema di reazione di trasferimento del filo di integrazione. Sinistra, cartone animato di un intasome PFV compreso un tetramero di IN (cerchi blu) e due vDNA (spesse linee nere) e un plasmide di destinazione (sottili linee nere). I superavvolgimenti (SC) del plasmide bersaglio non vengono disegnate. Centro, cartone animato di un prodotto di integrazione del metà-sito (HSI) quando un vDNA è stato unito covalentemente per il plasmide di destinazione. La reazione di giunzione introduce un nick e rilassa i superavvolgimenti. Destra, cartone animato di un prodotto di integrazione concertata (CI) dove i due vDNAs sono Stati Uniti per il DNA dell'obiettivo. Questo prodotto di integrazione si traduce in un DNA lineare con vDNAs alle estremità. (B) plasmide Supercoiled DNA inserito in ogni frazione di SEC #49-55. A seguito di incubazione, le reazioni di integrazione sono stati deproteinato e separati mediante elettroforesi su gel di agarosio all'1% contenenti EtBr. Controllo negativo è stato il DNA del plasmide con nessuna proteina (T). Indicatori di dimensione del DNA sono mostrati in kb. Prodotti di integrazione del plasmide supercoiled (SC), concertato (CI), metà-sito integrazione prodotti (HSI) e vDNA sono indicati. (C) l'agarosio gel è stato digitalizzato per la presenza di Cy5. Solo il vDNA, CI e HSI prodotti sono visibili. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57453/57453fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57453/57453fig3v2.jpg"> Figura 3: quantificazione del test di integrazione. Il gel dell'agarosi dalla Figura 2 è stato scansionato e quantificato per la presenza di EtBr (A) e (B) Cy5. (A) per il calcolo di EtBr, HSI, CI e SC volumi di pixel di banda sono stati ottenuti utilizzando software di analisi di gel. Efficienza di integrazione è stato calcolato dividendo il volume di pixel di prodotti di integrazione concertata (CI) per il volume totale di pixel di tutte le tre bande (HSI + CI + SC). Ad esempio, i valori dei pixel nell'EtBr canale per le bande della frazione #49 sono: 110565.2 SC, 25152.56 CI e 6313.04 HSI. Il valore del pixel del DNA totale per frazione #49 è la somma di questi valori, 142030.8. L'efficienza di integrazione è il volume di pixel CI di 25152.56 diviso per il valore totale di DNA 142030.8 pari a 0,18. Volumi di pixel banda (B), Cy5 CI sono graphed come unità arbitrarie. Le frazioni con picco di attività di integrazione sono individualmente aliquotati e congelati. In questo esempio, sono state selezionate frazioni #50-53. Le aliquote sono schiocco congelato con azoto liquido e conservato a-80 ° c per un uso futuro.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57453/57453fig4.jpg"> Figura 4: effetto di congelamento su attività di intasome. Metà della frazione di un secondo era flash congelato con azoto liquido, conservato a-80 ° c per 1 h e poi lentamente scongelato il ghiaccio. La restante metà della frazione SEC era tenuta sul ghiaccio in una stanza fredda, mentre la prima metà era congelata e scongelata. Intasomes sono stati testati per l'attività senza (-) e con (+) congelamento/scongelamento. Efficienza di integrazione è stata misurata come descritto sopra. (A) EtBr macchiato gel dell'agarosi dei prodotti di reazione di integrazione. Prodotti di integrazione del plasmide supercoiled (SC), concertato (CI), metà-sito integrazione prodotti (HSI) e non reagito vDNA sono indicati. Indicatori di dimensione del DNA sono mostrati in kb. (B) quantificazione dell'efficienza integrazione dall'immagine EtBr. I calcoli sono descritti nella Figura 3 legenda. Non c'è nessuna perdita di attività di integrazione dopo congelamento e scongelamento. L'efficienza media integrazione viene mostrato per 5 esperimenti indipendenti con 2 intasome preparazioni. Barre di errore indicano la deviazione standard. T-test accoppiato analisi ha reso a due code P = 0,011, suggerendo che il gelo/disgelo può leggermente aumentata attività di integrazione. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57453/57453fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57453/57453fig5.jpg"> Figura 5: etichettare gli impatti della molecola e posizione Assemblea intasome. PFV intasome assembly inclusi vDNAs che erano senza etichetta (rosso), fine etichettati su Oligo 2 con Cy5 (blu), internamente con etichetta su Oligo 1 con Cy5 (nero) o fine etichettati su Oligo 2 con biotina (arancione). Tutti gli assembly sono stati separati con una colonna di agarosio SEC. L'asse y denota OD in mAU. Cromatogrammi sono rappresentative di almeno 2 assembly indipendente di ogni tipo di intasome. Fine di etichettatura riduce il rendimento di PFV intasomes con Cy5 10 volte e biotina 1,8. Assembly di Cy5 e biotina fine hanno precipitato notevolmente più restanti dopo alto sale resolubilization (passo 3.5), con conseguente perdita apparente di materiale sulla colonna di esclusione di formato. Etichettatura interna di vDNA con il fluoroforo Cy5 conduce ad un rendimento pari di intasomes come vDNA senza etichetta. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57453/57453fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Assembly and Purification of Prototype Foamy Virus Intasomes

Integrasi retrovirale recombinante e oligomeri del DNA che imita le estremità del DNA virale possono formare un complesso enzimaticamente attivo conosciuto come un intasome. Intasomes possono essere utilizzati per studi biochimici, strutturali e cinetici. Questo protocollo i dettagli di come assemblare e purificare prototipo schiumoso virus intasomes.

Assemblaggio e purificazione del prototipo Virus schiumoso Intasomes

A defining feature and necessary step of the retrovirus life cycle is the integration of the viral genome into the host genome. All retroviruses encode an ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

5.4K Views.  The Ohio State University College of Medicine. Integrasi retrovirale recombinante e oligomeri del DNA che imita le estremità del DNA virale possono formare un complesso enzimaticamente attivo conosciuto come un intasome. Intasomes possono essere utilizzati per studi biochimici, strutturali e cinetici. Questo protocollo i dettagli di come assemblare e purificare prototipo schiumoso virus intasomes.

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Simple and Robust in vivo and in vitro Approach for Studying Virus Assembly

In viruses with positive-sense RNA genomes pathogenic to humans, animals and plants, progeny encapsidation into mature and stable virions is a cardinal phase during establishment of infection in a given host. Consequently, study of encapsidation deciphers the information regarding the know-how of the mechanism regulating virus assembly to form infectious virions. Such information is vital in formulating novel methods of curbing virus spread and disease control. Virus encapsidation can be studied in vivo and in vitro. Genome encapsidation in vivo is a highly regulated selective process involving macromolecular interactions and subcellular compartmentalization. Therefore, study leading to dissect events encompassing virus encapsidation in vivo would provide basic knowledge to understand how viruses proliferate and assemble. Recently in vitro encapsidation has been exploited for the research in the area of biomedical imaging and therapeutic applications. Non-enveloped plant viruses stand far ahead in the venture of in vitro encapsidation of the negatively charged foreign material. Brome mosaic virus (BMV), a non-enveloped multicomponent RNA virus pathogenic to plants, has been used as a model system for studying genome packaging in vivo and in vitro. For encapsidation assays in Nicotiana benthamiana plants, Agrobacterium -mediated transient expression, refer to as agroinfiltration, is an efficient and robust technique for the synchronized delivery and expression of multiple components to the same cell. In this approach, a suspension of Agrobacterium tumefaciens cells carrying binary plasmid vectors carrying cDNAs of desiredviral mRNAs is infiltrated into the intercellular space withina leaf using nothing more sophisticated than a 1 ml disposable syringe (without needle). This process results in the transfer of DNA insert into plant cells; the T-DNA insert remains transiently in the nucleus and is then transcribed by the host polymerase II, leading to the transient expression. The resulting mRNA transcript (capped and polyadenylated) is then exported to the cytoplasm for translation. After approximately 24 to 48 hours of incubation,sections of infiltrated leaves can be sampled for microscopyor biochemical analyses. Agroinfiltration permits large numbers (hundreds to thousands) of cells to be transfected simultaneously. For in vitro encapsidation, purified virions of BMV are dissociated into capsid protein by dialyzing against dissociation buffer containing calcium chloride followed by removal of RNA and un-dissociated virions by centrifugation. Genome depleted capsid protein subunits are then reassembled with desired viral genome components or non-viral components such as indocyanine dye.

Simple and Robust in vivo and in vitro Approach for Studying Virus Assembly

A simple, efficient and robust way to synchronize the delivery of multiple viral components to plant cells via Agrobacterium-mediated transient expression is described. This approach is amenable for studying replication, encapsidation followed by in vitro reassembly of non-viral components into genome depleted optical viral ghosts suitable for biomedical applications.

Semplice e robusta In vivo E In vitro</emApproccio> per lo Studio Assemblea Virus

In viruses with positive-sense RNA genomes pathogenic to humans, animals and plants, progeny encapsidation into mature and stable virions is a cardinal ...

Ricerca

Immunologia e infezioni

Multi-target Parallel Processing Approach for Gene-to-structure Determination of the Influenza Polymerase PB2 Subunit

Pandemic outbreaks of highly virulent influenza strains can cause widespread morbidity and mortality in human populations worldwide. In the United States alone, an average of 41,400 deaths and 1.86 million hospitalizations are caused by influenza virus infection each year 1. Point mutations in the polymerase basic protein 2 subunit (PB2) have been linked to the adaptation of the viral infection in humans 2. Findings from such studies have revealed the biological significance of PB2 as a virulence factor, thus highlighting its potential as an antiviral drug target.
The structural genomics program put forth by the National Institute of Allergy and Infectious Disease (NIAID) provides funding to Emerald Bio and three other Pacific Northwest institutions that together make up the Seattle Structural Genomics Center for Infectious Disease (SSGCID). The SSGCID is dedicated to providing the scientific community with three-dimensional protein structures of NIAID category A-C pathogens. Making such structural information available to the scientific community serves to accelerate structure-based drug design.
Structure-based drug design plays an important role in drug development. Pursuing multiple targets in parallel greatly increases the chance of success for new lead discovery by targeting a pathway or an entire protein family. Emerald Bio has developed a high-throughput, multi-target parallel processing pipeline (MTPP) for gene-to-structure determination to support the consortium. Here we describe the protocols used to determine the structure of the PB2 subunit from four different influenza A strains.

Structure-based drug design plays an important role in drug development. Pursuing multiple targets in parallel greatly increases the chance of success for lead discovery. The following article highlights how the Seattle Structural Genomics Center for Infectious Disease utilizes a multi-target approach for gene-to-structure determination of the PB2 influenza A subunit.

Multi-target Parallel Processing Approccio per Gene-to-struttura Determinazione della polimerasi Influenza PB2 subunità

Pandemic outbreaks of highly virulent influenza strains can cause widespread morbidity and mortality in human populations worldwide. In the United States ...

Detergent-assisted Reconstitution of Recombinant Drosophila Atlastin into Liposomes for Lipid-mixing Assays

Membrane fusion is a crucial process in the eukaryotic cell. Specialized proteins are necessary to catalyze fusion. Atlastins are endoplasmic reticulum (ER) resident proteins implicated in homotypic fusion of the ER. We detail here a method for purifying a glutathione S-transferase (GST) and poly-histidine tagged Drosophila atlastin by two rounds of affinity chromatography. Studying fusion reactions in vitro requires purified fusion proteins to be inserted into a lipid bilayer. Liposomes are ideal model membranes, as lipid composition and size may be adjusted. To this end, we describe a reconstitution method by detergent removal for Drosophila atlastin into preformed liposomes. While several reconstitution methods are available, reconstitution by detergent removal has several advantages that make it suitable for atlastins and other similar proteins. The advantage of this method includes a high reconstitution yield and correct orientation of the reconstituted protein. This method can be extended to other membrane proteins and for other applications that require proteoliposomes. Additionally, we describe a FRET based lipid mixing assay of proteoliposomes used as a measurement of membrane fusion.

Detergent-assisted Reconstitution of Recombinant Drosophila Atlastin into Liposomes for Lipid-mixing Assays

Biological membrane fusion is catalyzed by specialized fusion proteins. Measuring the fusogenic properties of proteins can be achieved by lipid mixing assays. We present a method for purifying recombinant Drosophila atlastin, a protein that mediates homotypic fusion of the ER, reconstituting it to preformed liposomes, and testing for fusion capacity.

Ricostituzione assistita da detergenti della Drosophila ricombinante Atlastin in Liposomi per i saggi che mescolano i lipidi

Membrane fusion is a crucial process in the eukaryotic cell. Specialized proteins are necessary to catalyze fusion. Atlastins are endoplasmic reticulum ...

Biochimica

Generation and Assembly of Virus-Specific Nucleocapsids of the Respiratory Syncytial Virus

The use of an authentic RNA template is critical to advance the fundamental knowledge of viral RNA synthesis that can guide both mechanistic discovery and assay development in virology. The RNA template of nonsegmented negative-sense (NNS) RNA viruses, such as the respiratory syncytial virus (RSV), is not an RNA molecule alone but rather a nucleoprotein (N) encapsidated ribonucleoprotein complex. Despite the importance of the authentic RNA template, the generation and assembly of such a ribonucleoprotein complex remain sophisticated and require in-depth elucidation. The main challenge is that the overexpressed RSV N binds non-specifically to cellular RNAs to form random nucleocapsid-like particles (NCLPs). Here, we established a protocol to obtain RNA-free N (N0) first by co-expressing N with a chaperone phosphoprotein (P), then assembling N0 with RNA oligos with the RSV-specific RNA sequence to obtain virus-specific nucleocapsids (NCs). This protocol shows how to overcome the difficulty in the preparation of this traditionally challenging viral ribonucleoprotein complex.

For in-depth mechanistic analysis of the respiratory syncytial virus (RSV) RNA synthesis, we report a protocol of utilizing the chaperone phosphoprotein (P) for coexpression of the RNA-free nucleoprotein (N0) for subsequent in vitro assembly of the virus-specific nucleocapsids (NCs).

Generazione e assemblaggio di nucleocapsidi specifici del virus respiratorio

The use of an authentic RNA template is critical to advance the fundamental knowledge of viral RNA synthesis that can guide both mechanistic discovery and ...

In Vitro Disassembly of Influenza A Virus Capsids by Gradient Centrifugation

Acid-triggered molecular processes closely control cell entry of many viruses that enter through the endocytic system. In the case of influenza A virus (IAV), virus fusion with the endosomal membrane as well as the subsequent disassembly of the viral capsid, called uncoating, is governed by the ionic conditions inside endocytic vesicles. The early steps in the virus life cycle are hard to study because endosomes cannot be directly accessed experimentally, creating the need for an in vitro approach. Here, we describe a method based on velocity gradient centrifugation of purified virions through a two-layer glycerol gradient, which enables analysis of the IAV core and its stability. The gradient contains a non-ionic detergent (NP-40) in its lower layer to remove the viral membrane by solubilization as the virus sediments toward the bottom. At neutral pH, viral cores are pelleted as stable structures. The major core components, matrix protein (M1) and the viral ribonucleoproteins (vRNPs), can be clearly identified in the pellet fraction by SDS-PAGE. Decreasing the pH to 6.0 or lower in the bottom layer selectively removes M1 from the pellet followed by release of vRNPs at more acidic conditions. Viral protein bands on Coomassie-stained gels can be subjected to densitometric quantification to monitor intermediate states of IAV disassembly. Besides pH, other factors that influence viral core stability can be assessed, such as salt concentration and putative viral uncoating factors, simply by modifying the detergent-containing glycerol layer accordingly. Taken together, the presented technique allows highly reproducible and quantitative analysis of viral uncoating in vitro. It can be applied to other enveloped viruses that undergo complex uncoating processes.

In Vitro Disassembly of Influenza A Virus Capsids by Gradient Centrifugation

Disassembly of influenza A virus cores during virus entry into host cells is a multistep process. We describe an in vitro method to analyze the early stages of viral uncoating. In this approach, velocity gradient centrifugation is used to biochemically dissect the steps that initiate uncoating under defined conditions.

In Vitro Smontaggio del virus influenzale A capsids per centrifugazione in gradiente

Acid-triggered molecular processes closely control cell entry of many viruses that enter through the endocytic system. In the case of influenza A virus ...

Advancing High-Resolution Imaging of Virus Assemblies in Liquid and Ice

Interest in liquid-electron microscopy (liquid-EM) has skyrocketed in recent years as scientists can now observe real-time processes at the nanoscale. It is extremely desirable to pair high-resolution cryo-EM information with dynamic observations as many events occur at rapid timescales - in the millisecond range or faster. Improved knowledge of flexible structures can also assist in the design of novel reagents to combat emerging pathogens, such as SARS-CoV-2. More importantly, viewing biological materials in a fluid environment provides a unique glimpse of their performance in the human body. Presented here are newly developed methods to investigate the nanoscale properties of virus assemblies in liquid and vitreous ice. To accomplish this goal, well-defined samples were used as model systems. Side-by-side comparisons of sample preparation methods and representative structural information are presented. Sub-nanometer features are shown for structures resolved in the range of ~3.5-&#197;-10 &#197;. Other recent results that support this complementary framework include dynamic insights of vaccine candidates and antibody-based therapies imaged in liquid. Overall, these correlative applications advance our ability to visualize molecular dynamics, providing a unique context for their use in human health and disease.

Here protocols are described to prepare virus assemblies suitable for liquid-EM and cryo-EM analysis at the nanoscale using transmission electron microscopy.

Miglioramento dell'imaging ad alta risoluzione di assemblaggi di virus in liquidi e ghiaccio

Interest in liquid-electron microscopy (liquid-EM) has skyrocketed in recent years as scientists can now observe real-time processes at the nanoscale. It ...

Detection and Removal of Nuclease Contamination During Purification of Recombinant Prototype Foamy Virus Integrase

The integrase (IN) protein of the retrovirus prototype foamy virus (PFV) is a model enzyme for studying the mechanism of retroviral integration. Compared to IN from other retroviruses, PFV IN is more soluble and more amenable to experimental manipulation. Additionally, it is sensitive to clinically relevant human immunodeficiency virus (HIV-1) IN inhibitors, suggesting that the catalytic mechanism of PFV IN is similar to that of HIV-1 IN. IN catalyzes the covalent joining of viral complementary DNA (cDNA) to target DNA in a process called strand transfer. This strand transfer reaction introduces nicks to the target DNA. Analysis of integration reaction products can be confounded by the presence of nucleases that similarly nick DNA. A bacterial nuclease has been shown to co-purify with recombinant PFV IN expressed in Escherichia coli (E. coli). Here we describe a method to isolate PFV IN from the contaminating nuclease by heparin affinity chromatography. Fractions are easily screened for nuclease contamination with a supercoiled plasmid and agarose gel electrophoresis. PFV IN and the contaminating nuclease display alternative affinities for heparin sepharose allowing a nuclease-free preparation of recombinant PFV IN suitable for bulk biochemical or single molecule analysis of integration.

Recombinant prototype foamy virus integrase protein is often contaminated with a bacterial nuclease during purification. This method identifies nuclease contamination and removes it from the final preparation of the enzyme.

Rilevamento e rimozione di nucleasi contaminazione durante la purificazione del prototipo ricombinanti Virus schiumoso integrasi

The integrase (IN) protein of the retrovirus prototype foamy virus (PFV) is a model enzyme for studying the mechanism of retroviral integration. Compared ...

In Vitro Reconstitution of the Actin Cytoskeleton Inside Giant Unilamellar Vesicles

The actin cytoskeleton, the principal mechanical machinery in the cell, mediates numerous essential physical cellular activities, including cell deformation, division, migration, and adhesion. However, studying the dynamics and structure of the actin network in vivo is complicated by the biochemical and genetic regulation within live cells. To build a minimal model devoid of intracellular biochemical regulation, actin is encapsulated inside giant unilamellar vesicles (GUVs, also called liposomes). The biomimetic liposomes are cell-sized and facilitate a quantitative insight into the mechanical and dynamical properties of the cytoskeleton network, opening a viable route for bottom-up synthetic biology. To generate liposomes for encapsulation, the inverted emulsion method (also referred to as the emulsion transfer method) is utilized, which is one of the most successful techniques for encapsulating complex solutions into liposomes to prepare various cell-mimicking systems. With this method, a mixture of proteins of interest is added to the inner buffer, which is later emulsified in a phospholipid-containing mineral oil solution to form monolayer lipid droplets. The desired liposomes are generated from monolayer lipid droplets crossing a lipid/oil-water interface. This method enables the encapsulation of concentrated actin polymers into the liposomes with desired lipid components, paving the way for in vitro reconstitution of a biomimicking cytoskeleton network.

In Vitro Reconstitution of the Actin Cytoskeleton Inside Giant Unilamellar Vesicles

In this manuscript, we demonstrate the experimental techniques to encapsulate the F-actin cytoskeleton into giant unilamellar lipid vesicles (also called liposomes), and the method to form a cortex-biomimicking F-actin layer at the inner leaflet of the liposome membrane.

In vitro Ricostituzione del citoscheletro di actina all'interno di vescicole unilamellari giganti

The actin cytoskeleton, the principal mechanical machinery in the cell, mediates numerous essential physical cellular activities, including cell ...

Bioingegneria

Sample Preparation for Single Virion Atomic Force Microscopy and Super-resolution Fluorescence Imaging

Immobilization of virions to glass surfaces is a critical step in single virion imaging. Here we present a technique&#160;adopted from single molecule imaging assays which allows adhesion of single virions to glass surfaces with specificity. This preparation is based on grafting the surface of the glass with a mixture of PLL-g-PEG and PLL-g-PEG-Biotin, adding a layer of avidin, and finally creating virion anchors through attachment of biotinylated virus specific antibodies. We have applied this technique across a range of experiments including atomic force microscopy (AFM) and super-resolution fluorescence imaging. This sample preparation method results in a control adhesion of the virions to the surface.

The attachment of virions to a surface is a requirement for single virion imaging by Super-resolution fluorescence imaging or atomic force microscopy (AFM). Here we demonstrate a sample preparation method for controlled adhesion of virions to glass surfaces suitable for use in AFM and super-resolution fluorescence imaging.

Preparazione del campione per microscopia a forza atomica Virion singola e imaging a fluorescenza a super risoluzione

Immobilization of virions to glass surfaces is a critical step in single virion imaging. Here we present a technique&#160;adopted from single molecule ...

Biologia

Expression and Purification of Virus-like Particles for Vaccination

Virus-like particles (VLPs) and subviral particles (SVPs) are an alternative approach to viral vaccine design that offers the advantages of increased biosafety and stability over use of live pathogens. Non-infectious and self-assembling, VLPs are used to present structural proteins as immunogens, bypassing the need for live pathogens or recombinant viral vectors for antigen delivery. In this article, we demonstrate the different stages of VLP design and development for future applications in preclinical animal testing. The procedure includes the following stages: selection of antigen, expression of antigen in cell line of choice, purification of VLPs/SVPs, and quantification for antigen dosing. We demonstrate use of both mammalian and insect cell lines for expression of our antigens and demonstrate how methodologies differ in yield. The methodology presented may apply to a variety of pathogens and can be achieved by substituting the antigens with immunogenic structural proteins of the user&#39;s microorganism of interest. VLPs and SVPs assist with antigen characterization and selection of the best vaccine candidates.

Here, we present a protocol for synthesizing virus-like particles using either baculovirus or mammalian expression systems, and ultracentrifugation purification. This highly customizable approach is used to identify viral antigens as vaccine targets in a safe and flexible manner.

Espressione e purificazione di particelle virus-simili per la vaccinazione

Virus-like particles (VLPs) and subviral particles (SVPs) are an alternative approach to viral vaccine design that offers the advantages of increased ...