Name: a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice
Uploaded: 2017-06-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice at JoVE.com

Questo lavoro è stato sostenuto in parte da NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Premio Merit Review I01 BX002356 del Dipartimento degli Affari Esteri degli Stati Uniti; Fondazione Craig H Neilsen 296749; Indiana Spinal Cord e Brain Injury Research Foundation e Mari Hulman George Funds Funds (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); Lo stato dell&#39;Indiana ISDH 13679 (XW); E la NeuroCures Foundation.

Tutte le procedure chirurgiche e di manipolazione degli animali sono state eseguite come approvato nell&#39;ambito della Guida per la cura e l&#39;uso degli animali da laboratorio (National Research Council) e le linee guida della commissione istituzionale per la cura e l&#39;uso degli animali della Scuola di medicina dell&#39;Indiana. 1. Preparazione dell&#39;animale e esecuzione della laminactomia spinale T10 <ol><li> Sterilizzare gli strumenti chirurgici e lo stabilizzatore della spina metallica in un autoclave. Pulire la tabella operativa chirurgica. Scaldare un tappetino di riscaldamento a 37 ° C. Posizionare il riscaldatore sul tavolo operatorio e coprirlo con drappi chirurgici sterili. Utilizzare la tecnica sterile durante l&#39;operazione. </li><li> Usa i topi giovani C57 / 6J adulti di sesso femminile a 10 settimane per questo studio. Anestetizzare ogni animale con un&#39;iniezione intraperitoneale (ip) di una miscela di ketamina (87,7 mg / kg) e xilazina (12,3 mg / kg). Confermare l&#39;anestesia completa non generando alcuna risposta a una stimolazione di nociception indotta da pizzicotto. </stro<html> ng&gt; <ol><li> Somministrare somministrato buprenorfina (0,01-0,05 mg / kg), un agente analgesico e carprofene (5 mg / kg), un farmaco antinfiammatorio non steroideo. </li></ol></li><li> Rasare i capelli sopra la colonna vertebrale toracolombare usando un tagliatore elettrico. Scrub la pelle con soluzione betadina e 70% di alcool. </li><li> Applicare unguento oftalmico alle cornee per proteggere gli occhi dall&#39;asciugare durante l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Con un bisturi, fai un&#39;incisione della pelle mediana di 1,5 cm sulla parte posteriore dell&#39;animale per esporre le lamelle vertebrali toraciche da 9 a 11 ° . Spingere il tessuto adiposo sottocutaneo rostrally. Disseccare i muscoli paraspinali lontano da processi spinosi e lamelle, verso le facce laterali da ogni lato. </li><li> Posizionare il mouse sul fondello a forma di U dello stabilizzatore ( Figura 2A E 2B ). Bloccare bilateralmente le braccia dell&#39;acciaio inossidabile sotto le facce esposte della vertebra T10 (G &quot;&gt; Figura 4A) e serrare con le viti del pollice fissate ai bracci ( Figura 2A ). </li><li> Rimuovere il processo spinoso T10 e la lamina (laminectomia) usando un micro-rongeur che espone il dura mater sul sovrastante il midollo spinale ( Figura 4B ). </li></ol> 2. Eseguire la ferita di contusione T10 utilizzando l&#39;Impactor LISA <ol><li> Ruotare la manopola del regolatore di pressione sul serbatoio di azoto per impostare l&#39;azoto compresso a 20 PSI o 138 kPa ( Figura 1A ) per questo studio. NOTA: La pressione è regolabile da 10 a 120 PSI. Una maggiore pressione comporterà un impatto maggiore. La punta del dispositivo SCI con un diametro di 1,2 mm è progettata per i topi e la punta con un diametro di 2,2 mm è progettata per i ratti. Quando si cambia da topi ai ratti, la punta di diametro maggiore può essere formata aggiungendo un anello alla punta metallica (id 1.2 mm / da 2.2 mm). Abbiamo usato la punta da 1,2 mm in questi topi SCI study. Sterilizzare la punta SCI prima dell&#39;uso. </li><li> Accendere il computer per avviare il software. Pulsante 1 ( Figura 1B ) per attivare la punta dell&#39;impulso in una posizione completamente estesa ( Figura 3A -1 ). NOTA: la funzione del pulsante 1 è quella di attivare o disattivare manualmente il cilindro pneumatico. </li><li> Posizionare il contenitore a forma di U con il mouse sul palco ( figura 2B ). Fissare lo stadio in posizione stringendo le viti del montante ( figura 2B ). </li><li> Sotto la zona &quot;SET ZERO LEVEL&quot; (verde), impostare il livello di zero, con un sensore laser che misura la distanza dalla punta dello stantuffo completamente esteso, facendo clic sul pulsante &quot;START READING&quot; ( Figura 3A ). La distanza verrà visualizzata nel parametro &quot;Campo&quot; in questa zona ( Figura 3A ). Fai clic sul pulsante &quot;SET ZERO&quot; ( ad esempio, 8.951 mm, mostrato in Figura 3A ). </li><li> Premere il pulsante 1 ( Figura 1B ) per ritirare la punta dell&#39;impulso ( Figura 3B -1 , indicata da una freccia superiore) e sbloccare la vite di fissaggio ( figura 2B ). Tirare la vite nella posizione giusta ( Figura 3B -1 , indicata da una freccia laterale) per spostare la punta dal percorso del fascio laser e ruotare la vite 90 ° in senso orario per bloccare la vite. </li><li> Spostare il palco regolando i micro-driver frontali e laterali ( Figura 1C ) per orientare il raggio laser sul centro del dorsale spinale esposto. Dopo aver individuato la posizione del pregiudizio, misurare la distanza del tessuto facendo clic sul pulsante &quot;INIZIO LETTURA&quot; sotto &quot;SET INJURY LEVEL &quot;(blu) ( Figura 3B e 3B-1 ). </li><li> Regolare lentamente la distanza tra il sensore e la spina dorsale tramite il microcircuito verticale ( Figura 1C ) per raggiungere il parametro di spostamento desiderato ( ad es. 0,500 mm, indicato nella casella dei parametri &quot;Injury&quot;) nella zona &quot;SET INJURY LEVEL&quot; (Azzurro) ( figura 3B ). <ol><li> Quando si raggiunge lo spostamento desiderato, registrare la distanza del tessuto ( es. 8.451 mm, indicata nella casella dei parametri &quot;Range&quot;) ( figura 3B ). Definire lo spostamento desiderato (lesione) = distanza della punta (Zero) - distanza del tessuto (intervallo) ( Figura 3B ). Quando si raggiunge il pregiudizio desiderato ( ad esempio, lo spostamento dei tessuti di 0,500 mm) ( Figura 3B ), fare clic sul pulsante &quot;SET JURISTY&quot; sotto la &quot;SET INJURY LEVEL&quot;Impostare il pregiudizio. </li></ol></li><li> Ruotare la vite 1 90 ° in senso antiorario per sbloccare la vite, spingere la punta di impatto nella traiettoria del fascio laser ( figura 3C -1 , direzione indicata da una freccia) e bloccare la vite 1 ruotandola 90 ° in senso orario. </li><li> Fare clic sul pulsante Esegui sotto la zona rossa &quot;RUN EXPERIMENT&quot; ( Figura 3C ) per eseguire l&#39;impatto. Le caselle dei parametri in questa zona mostreranno i tempi di lesione, la forza (mV), la velocità (m / s) e lo spostamento delle lesioni (mm) ( figura 3C ). </li><li> Dopo che tutti i dati di lesione sono registrati e salvati, togliere il tappo a forma di U con il mouse dalla scena. Confermare visivamente la lesione del midollo spinale sotto un microscopio chirurgico ( Figura 4C ). </li><li> Sutura i muscoli paravertebrali, fascia superficiale e la pelle utilizzando sutura continua con seta 3-0 (Henry Schein, 776-SK). </li><li> Iniettare il thE animale con 1 ml di 0,9% salina subcutanea per l&#39;idratazione e collocarlo su un tampone controllato a temperatura fino a quando non è stata ripresa la piena coscienza. Posizionare il mouse in una gabbia con cibo e acqua accessibili. </li><li> Per la cura post-operatoria, esprimere manualmente la vescica fino a quando il ritorno vomito spontaneo della vescica. Per analgesia, iniettare Buprenorfina (0,05-2,0 mg / kg, SQ) 8-12 ore / giorno per 2 giorni. Se si verifica un&#39;infezione della vescica urinaria, iniettare Baytril (SQ, 5-10 mg / kg in 0,1 mL, 1 dose al giorno) per 7-10 giorni. Se si verifica un&#39;infezione regionale / sistemica, iniettare Gentamycin (SQ, 5-8 mg / kg, diluito in 1 ml di soluzione salina sterile ogni 8-12 h) per 4 giorni. </li><li> Rimuovere i fili di sutura a 14 giorni dopo SCI. </li><li> Nel 42 ° giorno dopo l&#39;infortunio, i topi saranno sacrificati per perfusione. Dopo un&#39;adeguata anestesia come 1,2, essi saranno perfusi con 30 ml di soluzione salina fosforata (PBS) e 30 ml di 4% di paraformaldeide in 0.01 M PBS. Un centimetro del midollo spinale incluso l&#39;epico lesioneEntrare verrà raccolto e elaborato per la sezione e l&#39;analisi istologica. </li></ol>

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Christopher B. Shields, MD ha la proprietà del Louisville Injury System Apparatus (LISA) prodotto da Louisville Impactor System, LLC.

Nel 1911, Allen descrisse il primo modello di caduta di peso usando un peso fisso per indurre lesioni sui cavi spinali esposti dei cani 12 . Modelli di goccia di peso simili sono stati sviluppati in base al modello Allen, incluso l&#39;impatto dell&#39;impulso NYU / MASCIS 3 , 6 , 13 , 14 . Oltre al modello di drop weight, sono stati creati altri dispositivi SCI. Il modello OSU / ESCID 5 , 7 utilizza un meccanismo di spostamento dei tessuti per controllare la gravità del pregiudizio e il modello IH 4 , 8 utilizza la forza per creare un SCI graduabile. In questi sistemi, la stabilizzazione vertebrale è ottenuta bloccando i processi spinosi rostral e caudali al sito di lesioni. Questi dispositivi utilizzano basse velocità di lesioni, in particolare 0,33-0,9 m / s (NYU / MASCIS), 0,148 m / s (OSU / ESCID),E 0,13 m / s (IH). Stabilizzare i processi spinosi rostrali e caudali possono causare flessibilità della colonna vertebrale e spine durante l&#39;impatto, che possono influenzare l&#39;accuratezza dei lesioni. Il metodo LISA tenta di superare le carenze dei modelli esistenti, in particolare per quanto riguarda l&#39;instabilità della colonna vertebrale e la bassa velocità di lesione. Questo metodo utilizza la stabilizzazione bilaterale delle facce e evita gli artefatti di movimento associati al pregiudizio. Questo dispositivo utilizza una velocità ad alta impatto che può essere impostata tra 0,5-2 m / s 11 , 15 . Il sensore laser è più avanzato del Vibrator Ling utilizzato nel modello ESCID e misura esattamente la distanza dalla superficie del midollo spinale senza richiedere alcun contatto tissutale. Il modello è stato originariamente sviluppato per produrre un ratto SCI ed è stato adattato per produrre SCI sui topi e sui primati non umani 16 con modifiche. Colonna vertebraleL&#39;abilizzazione riduce la variabilità in tutti i metodi sperimentali SCI, in particolare nei modelli di spostamento dei tessuti. Il sensore di distanza laser determina la grandezza dello spostamento del midollo spinale durante i movimenti respiratori. È importante che il punto del midollo spinale in cui il laser sia concentrato dovrebbe essere il punto identico colpito dall&#39;impulso. Questo passaggio viene eseguito durante la fase di calibrazione ( Figura 3 ), quando la punta dell&#39;impulso e il raggio laser sono allineati. Una potenziale debolezza di questo modello è che la grandezza dello spostamento dei tessuti è misurata dalla superficie dura. Sebbene lo spessore della dura costituisca una differenza trascurabile tra gli animali, può esistere una variabilità significativa nello spazio subaracnoideo pieno di fluido cerebrospinale (CSF). La variabilità nei risultati di lesioni può verificarsi quando si produce una ferita di contusione molto lieve usando un piccolo spostamento dei tessuti. Nel complesso, la coerenza del pregiudizio dipende prevalentemente dall&#39;altoSulla precisione dello spostamento dei tessuti e anche sulla velocità e sul tempo di contatto del tessuto dello stantuffo. La portata dello spostamento dei tessuti è ampia (precisione: 0-10 ± 0.005 mm). Sulla base dei dati pilota precedenti e delle informazioni pubblicate su roditori e primati non umani, uno spostamento del 20% del diametro anteroposteriore della SC produce un leggero SCI, uno spostamento del 30-40% produce un SCI moderato e uno spostamento&gt; 50% Produce gravi SCI ad una velocità di 1 m / s. Ci saranno delle lievi differenze a seconda delle specie animali. Il tempo di sosta è regolabile da 0 a 5 s utilizzando un relè tempo. Nel nostro studio, il tempo di dimora è stato impostato a 300 ms. Questo può essere facilmente regolato per replicare i tempi di attesa di altri dispositivi SCI, inclusi i modelli NYU e IH. In sintesi, abbiamo sviluppato un modello basato sullo spostamento di SCUS contusivo nei topi adulti. Il modello utilizza uno stabilizzatore a forma di U per stabilizzare le sfaccettature laterali bilaterali evitando il cavoManufatti di movimento associati alla misura guidata dal laser della superficie del cavo. Questo modello può produrre lesioni a corda ad alta velocità da 0,5-2 m / s. Il sensore laser è più preciso del metodo convenzionale per determinare la velocità e la distanza dalla superficie di impatto. Il modello può produrre lesioni del midollo spinale a tutti i livelli, da lievi a gravi. Quando modificato, questo dispositivo può anche causare lesioni nei ratti e negli animali di grandi dimensioni come i primati non umani.

Il più comune lesione del midollo spinale (SCI) che si verifica negli esseri umani è un SCI 1 contusivo. Per studiare i meccanismi di lesione e le varie strategie terapeutiche a seguito di SCI, è necessario un modello SCI contusivo preciso, coerente e riproducibile nei roditori. Molti modelli di lesioni del contusivo del midollo spinale con vari meccanismi di produzione di lesioni sono stati utilizzati nella ricerca sperimentale SCI 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . Tre modelli contusivi SCI - in particolare, l&#39;impatto di misura di 3 ( 6 ) dell&#39;Università di New York (NYU) / Multicenter Animal Spinal Cord Injury Studies (MASCIS), l&#39;impulso di impulso dell&#39;Università di Stato dell&#39;Ohio (OSU) e il dispositivo SCI (ESCID) elettromagnetico 5 , 7 , unD l&#39;impatto di impulso Infinite Horizon (IH) 4 , 8 - sono ampiamente accettati nel campo della ricerca SCI. Il misuratore NYU / MASCIS o un equivalente produce lesioni, riducendo un peso fisso da diverse altezze sul midollo spinale di destinazione per generare più severità di lesioni 3 , 6 . L&#39;OSU / ESCID provoca lesioni inducendo lo spostamento dei tessuti 5 , 7 . L&#39;impatto a impatto IH produce ferite applicando forze diverse al midollo spinale 4 , 8 . Ogni imputatore utilizza una velocità diversa, che è un parametro importante che influenza i risultati del pregiudizio. L&#39;apparecchio NYU / MASCIS genera velocità che vanno da 0,33-0,9 m / s. Il dispositivo IH ha una velocità massima di 0,13 m / s 4 . Il dispositivo di impatto OSU / ESCID ha una velocità fissa di 0,148 m / s 5 . In particolare, le velocità delSe i modelli sono inferiori a quelli osservati nelle velocità cliniche, che di solito superano 1,0 m / s 9 . Qui introduciamo un dispositivo SCI contusivo basato sullo spostamento, chiamato l&#39;apparato di sistema di lesioni di Louisville (LISA), per produrre SCI nei topi con una velocità di impatto elevata 10 . Questo sistema include uno stabilizzatore vertebrale, che stabilizza saldamente la vertebra nel luogo di lesioni, consentendo la produzione di un SCI costante e riproducibile. Il sensore laser del dispositivo assicura la precisa determinazione dello spostamento dei tessuti e la conseguente gravità dello SCI. La velocità dello stantuffo al punto di contatto con il midollo spinale può essere regolata da 0,5 a 2 m / s. Questi parametri di lesione strettamente replicano SCI traumatico visto clinicamente.

<table><tbody><tr><td>Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947</td><td>Anesthetic agent</td></tr><tr><td>Buprenorphine(0.03 mg/mL)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-891-9756</td><td>Pain relief agent</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-844-7425</td><td>antibiotic agent</td></tr><tr><td>Purdue Products Betadine Surgerical Scrub</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Dukal Gauze Sponges</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-490</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Decon Ethanol 200 Proof</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-355-450</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>1 mL NORM-JECT</td><td>HENKE SASS WOLF</td><td>D-78532</td><td>for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection</td></tr><tr><td>10 mL Syringe</td><td>TERUMO</td><td>REF SS-10L</td><td>for saline injection</td></tr><tr><td>Artificial Tears Eye Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-870-5261</td><td>provent eyes from dry</td></tr><tr><td>Antiobiotic Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-877-0876</td><td>provent surgery cut from infection</td></tr><tr><td>Cotton Tipped Applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>1006015</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Instrument Sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td>for sterilizing surgery tool</td></tr><tr><td>Fine Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td>grasp tissue</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Scalpel Blade #15</td><td>Fisher Scientific</td><td>10015-00</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13004-14</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Rongeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td>laminectomy</td></tr><tr><td>Agricola Retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17005-04</td><td>keep the surgery view open</td></tr><tr><td>Fine scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14040-10</td><td>for muscle seperated from spine</td></tr><tr><td>Sterile sutures</td><td>Fine Science Tools</td><td>12051-10</td><td>skin closure</td></tr><tr><td>Mouse Vertebral stabilizer</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Stabilize and expose the vertebra</td></tr><tr><td>LISA</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice</td></tr></tbody></table>

a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice

Produzione di una lesione del midollo spinale contusivo coerente e riproducibile (SCI) è fondamentale per ridurre al minimo le variabilità comportamentali ed istologiche tra animali sperimentali. Sono stati sviluppati diversi modelli di contusive SCI per produrre lesioni con meccanismi diversi. La gravità dello SCI si basa sull&#39;altezza che viene lasciato cadere un dato peso, la forza di lesioni o lo spostamento del midollo spinale. Nello studio in corso, abbiamo introdotto un nuovo dispositivo SCI a contusivo del mouse, l&#39;impatto dell&#39;impatto dell&#39;impianto di lesioni di Louisville (LISA), che può creare un SCI a base di spostamento con elevata velocità e precisione di lesioni. Questo sistema utilizza sensori di distanza laser combinati con software avanzato per produrre lesioni classificate e altamente riproducibili. Abbiamo eseguito un SCI contusivo al 10 ° livello toracico vertebrale (T10) nei topi per dimostrare la procedura passo-passo. Il modello può essere applicato anche ai livelli spinali cervicali e lombari.

Questo dispositivo è costituito da cinque componenti principali: (1) un corpo con una punta di impatto ( figura 1C ), (2) un computer con software ( figura 1B ), (3) una scatola di controllo elettrica ( figura 1B ), (4) Stabilizzatore vertebrale ( figura 2A ), e (5) aria compressa per il sistema di controllo pneumatico ( figura 1A ). Per indurre un preciso spostamento dei tessuti, il sistema si basa su un sensore laser per misurare la distanza tra la punta del pistoncino completamente estesa e la superficie dorsale del midollo spinale. Il software tiene conto dello spessore di 4 mm della punta per il fatto che il raggio laser raggiunge solo la superficie riflettente dell&#39;impulso ( figura 2B e figura 3A -1 ). Ci sono due posizioni in cui può essere posizionata la punta dello stantuffo: (1) iN il percorso del fascio laser ( figura 3A -1 ) o (2) in posizione laterale lontano dal fascio laser ( figura 3B -1 ). Quando lo stantuffo è nel percorso del fascio laser ( Figura 3A -1 ), misura la distanza dalla punta dell&#39;impulso e controlla la velocità della punta dell&#39;impulso durante il movimento tra estensione e retrazione. Quando lo stantuffo è in posizione laterale lontano dal percorso del fascio laser ( figura 3B -1 ), viene misurata la distanza tra il laser e il midollo spinale. La stabilizzazione della vertebra T10 usando il nostro stabilizzatore vertebrale è una componente integrale della procedura ( Figura 2A ) 10 , 11 . Le misurazioni affidabili di distanza usando il sensore laser dipendono dalle sLa tattività dell&#39;obiettivo, che può essere distorta se il movimento è presente. Per determinare l&#39;accuratezza e la coerenza di questo sistema, 8 topi sono stati sottoposti a lesioni di spostamento da 0,5 mm. Questi animali hanno mostrato una variabilità di spostamento di ± 0,001 mm (± SD), indicando che il sistema è altamente preciso e riproducibile. La Figura 4 mostra la vertebra bersaglio immobilizzata nello stabilizzatore ( Figura 4A ) e il midollo spinale T10 esposto prima ( Figura 4B ) e dopo ( Figura 4C ) contusione sotto un microscopio chirurgico. La pressione dell&#39;aria compressa controlla la velocità dell&#39;impatto sul momento dell&#39;infortunio. I nostri dati dimostrano che la velocità di impatto è di 0,81 ± 0,0345 m / s (media ± SD) ad una pressione di 138 kPa. La manopola ( figura 1B ) sui comandi della scatola elettricaLa durata del contatto del cavo di punta (tempo di permanenza) a seguito della lesione e può essere regolata tra 0 e 5.000 ms. Il tempo di spostamento del cavo di punta nella maggior parte degli esperimenti è impostato a 0,32 ± 0,0147 s (media ± SD) ( Figura 5 ). Utilizzando questo dispositivo, lesioni contusive dipendenti da gravità possono essere prodotte con movimenti di tessuto di 0 mm (controllo sham), 0,2 mm (lesioni lievi), 0,5 mm (lesioni moderate) e 0,8 mm (lesioni gravi) nei topi adulti ( Figura 6 ). <img alt="Figura 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg" /> Figura 1: Apparecchio di sistema di lesioni di Louisville (LISA). ( A ) Il sistema è costituito da un impatto, un sistema di controllo e una sorgente di aria compressa. ( B ) Il sistema di controllo comprende una scatola di controllo e un computer portatile. I pulsanti software e di controllo della casella di controllo consentono all&#39;utente di stabilireParametri di lesione. ( C ) Il sensore laser è il componente chiave del dispositivo e misura la posizione del bersaglio di lesioni, la distanza dal midollo spinale al sensore e la velocità di infortunio. Il movimento veloce e rapido della punta di impatto è alimentato da aria compressa. La posizione del danno e la gravità dello spostamento del tessuto sono regolati da microdrivers, che controllano il movimento in tre dimensioni. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg" /> Figura 2: Lo stabilizzatore e il supporto del mouse. ( A ) Lo stabilizzatore della colonna è costituito da un vano a forma di U e due bracci metallici per contenere la vertebra del mouse. ( B ) Lo stabilizzatore è quindi montato sul dispositivo di impatto. TLa linea rossa indica il percorso del fascio laser. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg" /> Figura 3: Metodo per la produzione di un SCI contusivo. ( A - C ) Viene visualizzato il software GUI (Graphical User Interface) con tre parametri / zone di lesioni. ( A , A-1 ) La zona verde (SET ZERO LEVEL) calibra la distanza della punta dello stantuffo. La linea rossa indica il percorso del fascio laser. ( B , B-1 ) La zona blu viene utilizzata per impostare il livello di lesioni (SET LIVELLO DI LAVORO). L&#39;impatto viene sollevato e spostato lateralmente al lato destro per consentire al raggio laser di raggiungere la superficie dorsale del midollo spinale per impostare il livello di zero. La linea rossa indica il laser b<html> Percorso EAM. ( C , C-1 ) Prima dell&#39;impatto, la punta viene spostata indietro sul percorso del raggio laser per eseguire la lesione (RUN). I parametri di lesione sono sotto la zona rossa (RUN EXPERIMENT). La linea rossa indica il percorso del fascio laser. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg" /> Figura 4: Esposizione e valutazione delle lesioni. ( A ) Le braccia metalliche dello stabilizzatore della colonna stabilizzano la vertebra T10. ( B ) T10 laminectomia per esporre il midollo spinale, con le vasi dorsali chiaramente visibili. ( C ) La contusione indotta dall&#39;impatto (freccia) sulla superficie dorsale del midollo spinale conferma la lesione. Barra di scala = 2 mm.G4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. <img alt="Figura 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg" /> Figura 5: Parametri di infortunio. I parametri di lesione coerenti includono lo spostamento del tessuto (mm), la velocità di lesione (m / s) e il tempo di spostamento delle punte. N = 8, media ± SD. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg" /> Figura 6: valutazione istologica. Le sezioni trasversali rappresentative delle cordicelle spinali, colorate con Cresyl Violet e Eosin, mostrano lesioni dipendenti dalla gravità dello spostamento dopo ( A ) sham (0 mm), ( B ) lieve (0,2 mm), ( C </stronG&gt;) moderati (0,5 mm) e ( D ) SCI gravosi (0,8 mm) contusivi a T10 utilizzando il dispositivo LISA. Le immagini sono state scattate all&#39;epicentro della lesione. Barra di scala = 500 μm. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Introduciamo un modello di lesioni del midollo spinale basato sullo spostamento tissutale che può produrre una lesione contusiva del midollo spinale in topi adulti.

Un modello di lesioni del midollo spinale contusivo basato sullo spostamento tissutale nei topi

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K Views.  Indiana University School of Medicine.  Introduciamo un modello di lesioni del midollo spinale basato sullo spostamento tissutale che può produrre una lesione contusiva del midollo spinale in topi adulti. 

Video: A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Un modello contusivo unilaterale di lesioni del midollo spinale cervicale Uso della Impactor Infinite Horizon

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

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Medicina

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controllata cervicale lesioni lacerazione nei topi

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Stem Cell Transplantation in Sperimentale Contusivi Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrato forcipe Modello di Spinal Cord Injury Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Un neonatale mouse Spinal Cord Injury compressione Modello

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

Induzione della lesione completa del midollo spinale di tipo transezione nei topi

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Neuroscienze

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

Stabilire un modello di lesione del midollo spinale per contusione murina basato su una tecnica minimamente invasiva

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

Definizione del modello di sindrome del midollo centrale nel topo C57BL/6J

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

Un dispositivo per la contusione della lesione del midollo spinale per modelli murini accurati

Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of contusion models of spinal cord injury by impacting the spinal cord results in similar pathologies to most spinal cord injuries in clinical practice. Accurate, reproducible, and convenient animal models of spinal cord injury are essential for studying spinal cord injury. We present a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, the Guangzhou Jinan University smart spinal cord injury system, that can produce spinal cord injury contusion models with accuracy, reproducibility, and convenience. The system accurately produces models of varying degrees of spinal cord injury via laser distance sensors combined with an automated mobile platform and advanced software. We used this system to create three levels of spinal cord injury mice models, determined their Basso mouse scale (BMS) scores, and performed behavioral as well as staining assays to demonstrate its accuracy and reproducibility. We show each step of the development of the injury models using this device, forming a standardized procedure. This method produces reproducible spinal cord injury contusion mice models and reduces human manipulation factors via convenient handling procedures. The developed animal model is reliable for studying spinal cord injury mechanisms and associated treatment approaches.

Autore in primo piano: Approfondimento sulle innovazioni nella ricerca sulle lesioni del midollo spinale

Presented here is a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, which can accurately produce spinal cord injury contusion models with varying degrees.

Impattatore automatizzato per il modello di lesione del midollo spinale contusivo nei topi

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of ...

Un modello di lesioni del midollo spinale contusivo basato sullo spostamento tissutale nei topi

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Un modello contusivo unilaterale di lesioni del midollo spinale cervicale Uso della Impactor Infinite Horizon

Controllata cervicale lesioni lacerazione nei topi

Neural Stem Cell Transplantation in Sperimentale Contusivi Model of Spinal Cord Injury

Calibrato forcipe Modello di Spinal Cord Injury Compression

Un neonatale mouse Spinal Cord Injury compressione Modello

Induzione della lesione completa del midollo spinale di tipo transezione nei topi

Stabilire un modello di lesione del midollo spinale per contusione murina basato su una tecnica minimamente invasiva

Definizione del modello di sindrome del midollo centrale nel topo C57BL/6J

Impattatore automatizzato per il modello di lesione del midollo spinale contusivo nei topi

Impattatore automatizzato per il modello di lesione del midollo spinale contusivo nei topi