Name: a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice
Uploaded: 2017-06-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice at JoVE.com

وقد دعم هذا العمل جزئيا من قبل المعاهد الوطنية للصحة NS059622، NS073636، دود كدمرب W81XWH-12-1-0562. جائزة مراجعة الجدارة I01 BX002356 من وزارة شؤون المحاربين القدامى في الولايات المتحدة؛ كريغ H نيلسن فونداتيون 296749؛ إنديانا الحبل الشوكي ومؤسسة إصابات الدماغ وماري هولمان جورج إندمنت الأموال (شمكس)؛ نورتون هالثكار، لويسفيل، كي (يبز)؛ ولاية إنديانا إسد 13679 (شو)؛ ومؤسسة نيوروكوريس.

تم تنفيذ جميع إجراءات المناولة الجراحية والحيوانية كما تمت الموافقة عليها بموجب دليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية (المجلس الوطني للبحوث) والمبادئ التوجيهية من كلية الطب جامعة إنديانا للطب المؤسسي واستخدام اللجنة. 1. إعداد الحيوان وتنفيذ T10 العمود الفقري استئصال الصفيحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم الأدوات الجراحية والمعادن استقرار العمود الفقري في الأوتوكلاف. نظف طاولة العمليات الجراحية. تدفئة وسادة التدفئة إلى 37 درجة مئوية. وضع وسادة التدفئة على طاولة التشغيل وتغطيته مع الستائر الجراحية معقمة. استخدام تقنية معقمة طوال العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الإناث البالغات C57 / 6J الفئران في 10 أسابيع من العمر لهذه الدراسة. تخدير كل حيوان مع الحقن داخل الصفاق (إب) من الكيتامين (87.7 ملغ / كلغ) و زيلازين (12.3 ملغ / كلغ) خليط. تأكيد التخدير الكامل عن طريق إثارة أي رد على تحفيز نوسيبتيون تحفيز قرصة مخلب. </stro<html> نانوغرام&gt; <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت الجلد إدارة البوبرينورفين (0.01-0.05 ملغ / كلغ)، وكيل مسكن، كاربروفين (5 ملغ / كلغ)، غير الستيرويد المخدرات المضادة للالتهابات. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلاقة الشعر على العمود الفقري الصدري القطني باستخدام المقص الكهربائية. فرك الجلد مع حل بيتادين و 70٪ مناديل الكحول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مرهم العيون إلى القرنيات لحماية العينين من التجفيف أثناء الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع مشرط، وجعل شق الجلد خط الوسط 1.5 سم على الجزء الخلفي من الحيوان لفضح 9 إلى 11 ثوراسي الفقاريات الصفائح. دفع الأنسجة الدهنية تحت الجلد روسترالي. تشريح العضلات الطفيلي بعيدا عن العمليات الشائكة واللامية، نحو الجوانب الجانبية على كل جانب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الماوس على الحوض الصغير على شكل حرف U من استقرار ( الشكل 2A و 2 باء ). تشبك على الصعيد الثنائي الأسلحة الفولاذ المقاوم للصدأ تحت الجوانب المكشوفة من فقرة T10 (ز &quot;&gt; الشكل 4A) وتشديد باستخدام مسامير الإبهام تعلق على الأسلحة ( الشكل 2A ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة عملية T10 الشائكة والصفيحة (استئصال الصفيحة) باستخدام الصغير رونجور أن يعرض الأم الجافية المغطي الحبل الشوكي ( الشكل 4B ). </li></ol> 2. تنفيذ إصابة الكدمة T10 باستخدام تأثير ليزا <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره مقبض الباب من منظم الضغط على خزان النيتروجين لضبط النيتروجين المضغوط إلى 20 يسي أو 138 كيلو باسكال ( الشكل 1A ) لهذه الدراسة. ملاحظة: الضغط قابل للتعديل من 10-120 يسي. سوف يؤدي الضغط العالي إلى تأثير أعلى سرعة. تم تصميم طرف الجهاز اصابات النخاع الشوكي التي يبلغ قطرها 1.2 ملم للفئران، والغيض مع قطرها 2.2 مم تم تصميمه للجرذان. عندما تتغير من الفئران إلى الفئران، ويمكن تشكيل طرف أكبر قطرها عن طريق إضافة حلقة إلى طرف معدني (إد 1.2 مم / أود 2.2 ملم). استخدمنا طرف 1.2 ملم في هذه الفئران سسي قtudy. تعقيم طرف اصابات النخاع الشوكي قبل الاستخدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قم بتشغيل الكمبيوتر لبدء تشغيل البرنامج. دفع زر 1 ( الشكل 1B ) لتفعيل طرف مؤثر في موقف ممتد بالكامل ( الشكل 3A -1 ). مالحظة: وظيفة الزر 1 هي تنشيط أو تعطيل األسطوانة الهوائية يدويا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع حاوية على شكل حرف U مع الماوس على خشبة المسرح ( الشكل 2B ). إصلاح المرحلة في مكان عن طريق تشديد مسامير الإبهام من جبل ( الشكل 2B ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت &quot;سيت زيرو ليفيل&quot; منطقة (الأخضر)، تعيين مستوى الصفر، مع جهاز استشعار ليزر قياس المسافة إلى غيض المكبس ممتد تماما، عن طريق النقر على زر &quot;بدء القراءة&quot; ( الشكل 3A ). سيتم عرض المسافة في المعلمة &quot;المدى&quot; في هذه المنطقة ( الشكل 3A ). انقر على الزر &quot;تعيين زيرو&quot; ( سبيل المثال، 8.951 مم، هو مبين في الشكل 3A ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دفع زر 1 ( الشكل 1B ) لسحب طرف المؤثر ( الشكل 3B -1 ، المشار إليها من قبل السهم العلوي) وفتح الربط المسمار 1 ( الشكل 2B ). سحب المسمار إلى الموقف الصحيح ( الشكل 3B -1 ، المشار إليها من قبل السهم الجانبي) لتحريك طرف بعيدا عن مسار شعاع الليزر وتحويل المسمار 90 درجة في اتجاه عقارب الساعة لقفل المسمار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل المرحلة عن طريق ضبط الأمامية والصغيرة الجزئي السائقين ( الشكل 1C ) لهدف شعاع الليزر على مركز الحبل الشوكي الظهري يتعرض. بعد استهداف موقع الإصابة، وقياس المسافة الأنسجة عن طريق النقر على زر &quot;بدء القراءة&quot; تحت &quot;تعيين إصابة Lايفل &quot;المنطقة (الأزرق) ( الشكل 3B و 3 B -1 ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ببطء ضبط المسافة بين أجهزة الاستشعار والحبل الشوكي عبر العمودي الصغير سائق ( الشكل 1C ) للوصول إلى المعلمة النزوح المطلوب (على سبيل المثال، 0.500 ملم، هو مبين في &quot;إصابة&quot; مربع المعلمة) في &quot;مجموعة إصابة مستوى&quot; منطقة (الأزرق) ( الشكل 3B ). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما يتم التوصل إلى الإزاحة إصابة المطلوب، تسجيل مسافة الأنسجة (على سبيل المثال، 8.451 ملم، هو مبين في &quot;المدى&quot; مربع المعلمة) ( الشكل 3B ). تحديد النزوح المطلوب (إصابة) = المسافة تلميح (صفر) - مسافة الأنسجة (المدى) ( الشكل 3B ). عندما يتم التوصل إلى إصابة المطلوب (على سبيل المثال، 0.500 ملم نزوح الأنسجة) ( الشكل 3B )، انقر فوق الزر &quot;تعيين إصابة&quot; تحت &quot;تعيين مستوى الإصابات&quot; المنطقة إلىتعيين الإصابة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره برغي 1 90 درجة عكس اتجاه عقارب الساعة لفتح المسمار، ودفع طرف تأثير مرة أخرى إلى مسار شعاع الليزر ( الشكل 3C -1 ، الاتجاه المشار إليه من قبل السهم)، وقفل المسمار 1 عن طريق تحويله 90 درجة في اتجاه عقارب الساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انقر فوق زر تشغيل تحت الحمراء &quot;رن تجريب&quot; منطقة ( الشكل 3C ) لتنفيذ تأثير. سوف مربعات المعلمة تحت هذه المنطقة تظهر وقت الإصابة (ق)، والقوة (مف)، والسرعة (م / ث)، والإصابة النزوح (مم) ( الشكل 3C ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد تسجيل جميع البيانات إصابة وحفظها، وإزالة الحوض الصغير على شكل حرف U مع الماوس من المرحلة. تأكيد بصريا إصابة الحبل الشوكي تحت المجهر الجراحي ( الشكل 4C ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة العضلات الفقرية، اللفافة السطحية، والجلد باستخدام خياطة مستمرة مع 3-0 الحرير (هنري شاين، 776-سك). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن ثه مع 1 مل من 0.9٪ محلول ملحي تحت الجلد لترطيب ووضعه على لوحة التحكم في درجة الحرارة حتى تم استعادة وعيه الكامل. ضع الماوس في قفص مع الغذاء والماء يمكن الوصول إليها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لرعاية ما بعد الجراحة، والتعبير عن المثانة يدويا حتى عفوية المثانة يفرغ العوائد. لتسكين، حقن البوبرينورفين (0.05-2.0 ملغ / كغ، سك) 8-12 ساعة / يوم لمدة 2 أيام. في حالة حدوث عدوى المثانة البولية، حقن بايتريل (سك، 5-10 ملغ / كغ في 0.1 مل، 1 جرعة يوميا) لمدة 7-10 أيام. إذا حدث العدوى الإقليمية / النظامية، وحقن الجنتاميسين (سك، 5-8 ملغ / كغ، المخفف في 1 مل ملحي معقم، كل 8-12 ساعة) لمدة 4 أيام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة خيوط خياطة في 14 يوما بعد اصابات النخاع الشوكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> على 42 يوم إصابة آخر، سيتم التضحية الفئران عن طريق نضح. بعد التخدير المناسب كما 1.2، وسوف يكون بيرفوسد مع 30 مل (0.01M) الفوسفات مخزنة المالحة (بس) و 30 مل بارافورمالدهيد 4٪ في 0.01 M بس. سنتيمتر واحد من الحبل الشوكي بما في ذلك ملحمة الآفةسيتم جمعها ومعالجتها لتحليل المقطع والتحليل النسيجي. </li></ol>

<ol>
	<li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+models.">Spinal cord contusion models.</a> Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).</li><li>Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+in+the+rat:+behavioral+analysis+of+functional+neurologic+impairment.">Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment.</a> Exp. Neurol. 88 (1), 123-134 (1985).</li><li>Gruner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+monitored+contusion+model+of+spinal+cord+injury+in+the+rat.">A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 126-128 (1992).</li><li>Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+modeling+of+spinal+cord+injury:+Characterization+of+a+force-defined+injury+device.">Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device.</a> J. Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).</li><li>Stokes, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+spinal+cord+injury:+a+dynamic+and+verifiable+injury+device.">Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 129-134 (1992).</li><li>Young, W., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MASCIS+spinal+cord+contusion+model.">MASCIS spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 411-422 (2009).</li><li>Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Ohio+State+University+ESCID+spinal+cord+contusion+model.">The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 433-448 (2009).</li><li>Scheff, S., Roberts, K. N., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infinite+Horizon+spinal+cord+contusion+model.">Infinite Horizon spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 423-433 (2009).</li><li>Sances, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biomechanics+of+spinal+injuries.">The biomechanics of spinal injuries.</a> Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+based+on+precise+vertebral+stabilization+and+tissue+displacement+measured+by+combined+assessment+to+discriminate+small+functional+differences.">Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences.</a> J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).</li><li>Walker, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+vertebral+stabilization+method+for+producing+contusive+spinal+cord+injury.">A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury.</a> J. Vis. Exp. (95), (2015).</li><li>Allen, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgery+of+experimental+lesion+of+spinal+cord+equivalent+to+crush+injury+of+fracture+dislocation+of+spinal+column.+A+preliminary+report.">Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report.</a> J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).</li><li>Jakeman, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Traumatic+spinal+cord+injury+produced+by+controlled+contusion+in+mouse.">Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse.</a> J. Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).</li><li>Rivlin, A. S., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+duration+of+acute+spinal+cord+compression+in+a+new+acute+cord+injury+model+in+the+rat.">Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat.</a> Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+cervical+laceration+injury+in+mice.">Controlled cervical laceration injury in mice.</a> J. Vis. Exp. (75), (2013).</li><li>Ma, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+controlled+spinal+cord+contusion+for+the+rhesus+macaque+monkey.">A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey.</a> Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).</li></ol>

كريستوفر B. شيلدس، مد يملك ملكية جهاز نظام إصابات لويسفيل (ليزا) التي تنتجها لويسفيل إمباكتور سيستيم، ليك.

في عام 1911، وصف ألين أول نموذج قطرة الوزن باستخدام وزن ثابت للحث على إصابات على الحبل الشوكي المكشوفة من الكلاب 12 . وقد وضعت نماذج انخفاض الوزن مماثلة على أساس نموذج ألين، بما في ذلك المؤثر نيو / ماسيس 3 ، 6 ، 13 ، 14 . بالإضافة إلى نموذج انخفاض الوزن، تم إنشاء أجهزة اصابات النخاع الشوكي الأخرى. يستخدم نموذج أوسو / إسيد 5 ، 7 آلية تشرد الأنسجة للسيطرة على شدة الإصابة، ونموذج إه 4 ، 8 يستخدم القوة لإنشاء اصابات النخاع الشوكي القابلة للتدرج. في هذه النظم، يتم الحصول على الاستقرار الفقري عن طريق لقط العمليات الشائكة منقاري والذيلية إلى موقع الإصابة. وتستخدم هذه الأجهزة سرعات إصابة منخفضة، وعلى وجه التحديد 0.33 - 0.9 م / ث (نيو / ماسيسيس)، و 0.148 م / ث (أوسو / إسيد)،و 0.13 م / ث (إه). قد يؤدي استقرار العمليات الشوكية المنقارية والذيلية إلى حدوث مرونة في العمود الفقري وحركة العمود الفقري أثناء التأثير، مما قد يؤثر على دقة الإصابة. ويسعى أسلوب ليزا للتغلب على أوجه القصور في النماذج الموجودة، لا سيما فيما يتعلق بعدم استقرار العمود الفقري وسرعة الاصابة المنخفضة. يستخدم هذا الأسلوب الثنائي تثبيت الوجه ويتجنب التحركات الحركة المرتبطة بالإصابة. هذا الجهاز يستخدم سرعة عالية التأثير التي يمكن تعيين ما بين 0.5-2 م / ث 11 ، 15 . جهاز استشعار الليزر هو أكثر تقدما من هزاز لينغ المستخدمة في نموذج إسيد ويقيس بدقة المسافة من سطح الحبل الشوكي دون الحاجة إلى أي اتصال الأنسجة. وقد تم تطوير النموذج أصلا لإنتاج فئران اصابات النخاع الشوكي، والآن تم تكييفها لإنتاج اصابات النخاع الشوكي على الفئران وعلى الرئيسيات غير البشرية 16 ، مع التعديلات. العمود الفقري ستوتقلل من التقلبات في جميع أساليب اصابات النخاع الشوكي التجريبية، وخاصة في نماذج النزوح الأنسجة. جهاز استشعار المسافة ليزر يحدد حجم تشريد الأنسجة من الحبل الشوكي أثناء الحركات التنفسية. من المهم أن نقطة الحبل الشوكي التي تركز الليزر يجب أن تكون نقطة متطابقة ضرب من قبل المؤثر. يتم إنجاز هذه الخطوة خلال خطوة المعايرة ( الشكل 3 )، عندما يتم محاذاة طرف المؤثر وشعاع الليزر. وهناك ضعف محتمل في هذا النموذج هو أن يتم قياس حجم تشرد الأنسجة من سطح الجافية. على الرغم من أن سمك الجافية يشكل فرقا ضئيلا بين الحيوانات، قد توجد تباين كبير في الفضاء تحت العنكبوتية مليئة السائل النخاعي (كسف). قد تحدث التقلبات في نتائج الإصابة عند إنتاج إصابة كدمة خفيفة جدا باستخدام نزوح الأنسجة الصغيرة. وعموما، فإن اتساق الإصابة يعتمد أساساعلى دقة تشرد الأنسجة وأيضا على سرعة والأنسجة وقت الاتصال من المكبس. مجموعة من نزوح الأنسجة واسعة (دقة: 0-10 ± 0.005 مم). واستنادا إلى البيانات التجريبية السابقة والمعلومات المنشورة في القوارض والرئيسيات غير البشرية، فإن نزوح 20٪ من القطر الأمامي الخلفي للسكري ينتج غشاء خفيف من النخاع الشوكي، ونزوح 30-40٪ ينتج اصابات النخاع الشوكي المعتدلة، ونزوح أكثر من 50٪ تنتج اصابات النخاع الشوكي الشديد عند سرعة 1 م / ث. وسوف تكون هناك اختلافات طفيفة اعتمادا على الأنواع الحيوانية. الوقت يسكن قابل للتعديل من 0 إلى 5 ثانية باستخدام تتابع الوقت. في دراستنا، تم تعيين وقت السكون في 300 مللي ثانية. هذا يمكن تعديلها بسهولة لتكرار الأوقات يسكن أجهزة سسي الأخرى، بما في ذلك نماذج جامعة نيويورك و إه. وباختصار، قمنا بتطوير نموذج القائم على النزوح من اصابات النخاع الشوكي متخلفة في الفئران الكبار. يستخدم النموذج مثبت على شكل حرف U لتحقيق الاستقرار في الجوانب العمود الفقري الثنائية، وتجنب الحبلالتحف الحركة المرتبطة قياس الليزر الموجهة من سطح الحبل. هذا النموذج يمكن أن تنتج إصابات الحبل عالية السرعة من 0.5-2 م / ث. مستشعر الليزر هو أكثر دقة من الطريقة التقليدية لتحديد السرعة والمسافة إلى سطح التأثير. يمكن أن ينتج هذا النموذج إصابات الحبل الشوكي على جميع المستويات، من خفيفة إلى شديدة. عند تعديلها، يمكن لهذا الجهاز أيضا أن ينتج إصابات في الفئران والحيوانات الكبيرة مثل الرئيسيات غير البشرية.

إصابة الحبل الشوكي الأكثر شيوعا (سسي) التي تحدث في البشر هو اصابة النخاع الشوكي 1 . للتحقيق في آليات الإصابة والاستراتيجيات العلاجية المختلفة التالية اصابات النخاع الشوكي، وهناك حاجة إلى نموذج متناسق، واستنساخه، وقابلة للتكرار نخاع اصابات النخاع الشوكي في القوارض. وقد استخدمت العديد من نماذج إصابات الحبل الشوكي كونتروسيف مع آليات إنتاج الإصابة المختلفة في البحوث التجريبية سسي 2 ، 3 ، 4 ، 5 ، 6 . ثلاثة نماذج اصابات النخاع الشوكي متخلفة - على وجه التحديد، جامعة نيويورك مقرها انخفاض مقرها (مولتيسنتر الحيوان الإصابات الحبل الشوكي إصابة (ماسسيس) مؤثر 3 ، 6 ، جامعة ولاية أوهايو (أوسو) مؤثر / جهاز اصابات النخاع الشوكي الكهرومغناطيسي (إسيد) 5 ، 7 ، أ(د) ( 4) 8 ، هو المقبول على نطاق واسع في مجال أبحاث اصابات النخاع الشوكي. ويؤدي مؤثر جامعة نيويورك / ماسيس أو ما يعادله إلى إصابة بإسقاط وزن ثابت من ارتفاعات مختلفة على الحبل الشوكي المستهدف لإنشاء شدة إصابة متعددة 3 ، 6 . و أوسو / إسيد يسبب إصابة عن طريق إحداث تشريد الأنسجة 5 ، 7 . و إه المؤثر ينتج إصابة من خلال تطبيق قوات مختلفة إلى الحبل الشوكي 4 ، 8 . يستخدم كل مؤثر سرعة مختلفة، والتي هي معلمة هامة التي تؤثر على نتائج الإصابة. جهاز جامعة نيويورك / ماسيس يولد سرعات تتراوح بين 0.33-0.9 م / ث. الجهاز إه لديه أقصى سرعة 0.13 م / ث 4 . ويكون للعوامل أوسو / إسيد سرعة ثابتة قدرها 0،148 m / s 5 . ومن الجدير بالذكر أن سرعاتنماذج سي أقل من تلك التي لوحظت في السرعات السريرية، والتي عادة ما تتجاوز 1.0 م / ث 9 . هنا، ونحن نقدم رواية القائم على النزوح جهاز اصابة النخاع الشوكي، ودعا جهاز لويسفيل إصابات الجهاز (ليزا)، لإنتاج اصابات النخاع الشوكي في الفئران مع سرعة عالية التأثير 10 . ويشمل هذا النظام استقرار العمود الفقري، الذي يستقر بقوة في فقرة في موقع الإصابة، مما يسمح لإنتاج ثابت، اصابات النخاع الشوكي قابلة للتكرار. جهاز استشعار الليزر للجهاز يضمن التحديد الدقيق لنزوح الأنسجة والشدة الناتجة عن اصابات النخاع الشوكي. سرعة المكبس عند نقطة الاتصال مع الحبل الشوكي يمكن تعديلها من 0.5 إلى 2 م / ث. هذه المعلمات الإصابة تكرار بشكل وثيق اصابات النخاع الشوكي الصدمة ينظر سريريا.

<table><tbody><tr><td>Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947</td><td>Anesthetic agent</td></tr><tr><td>Buprenorphine(0.03 mg/mL)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-891-9756</td><td>Pain relief agent</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-844-7425</td><td>antibiotic agent</td></tr><tr><td>Purdue Products Betadine Surgerical Scrub</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Dukal Gauze Sponges</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-490</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Decon Ethanol 200 Proof</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-355-450</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>1 mL NORM-JECT</td><td>HENKE SASS WOLF</td><td>D-78532</td><td>for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection</td></tr><tr><td>10 mL Syringe</td><td>TERUMO</td><td>REF SS-10L</td><td>for saline injection</td></tr><tr><td>Artificial Tears Eye Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-870-5261</td><td>provent eyes from dry</td></tr><tr><td>Antiobiotic Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-877-0876</td><td>provent surgery cut from infection</td></tr><tr><td>Cotton Tipped Applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>1006015</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Instrument Sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td>for sterilizing surgery tool</td></tr><tr><td>Fine Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td>grasp tissue</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Scalpel Blade #15</td><td>Fisher Scientific</td><td>10015-00</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13004-14</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Rongeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td>laminectomy</td></tr><tr><td>Agricola Retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17005-04</td><td>keep the surgery view open</td></tr><tr><td>Fine scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14040-10</td><td>for muscle seperated from spine</td></tr><tr><td>Sterile sutures</td><td>Fine Science Tools</td><td>12051-10</td><td>skin closure</td></tr><tr><td>Mouse Vertebral stabilizer</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Stabilize and expose the vertebra</td></tr><tr><td>LISA</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice</td></tr></tbody></table>

a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice

إنتاج إصابة الحبل الشوكي متناغمة وقابلة للتكرار (سسي) أمر بالغ الأهمية للحد من الاختلافات السلوكية والنسيجية بين الحيوانات التجريبية. وقد تم تطوير العديد من نماذج اصابات النخاع الشوكي المتناقضة لإنتاج الإصابات باستخدام آليات مختلفة. وتستند شدة سسي على ارتفاع أن يتم إسقاط وزن معين، وقوة الإصابة، أو تشريد الحبل الشوكي. في هذه الدراسة، ونحن نقدم رواية الفأر جهاز اصابة النخاع الشوكي، وجهاز لويزفيل إصابة جهاز (ليزا) المؤثر، والتي يمكن أن تخلق اصابات النخاع الشوكي القائم على النزوح مع سرعة إصابة عالية ودقة. هذا النظام يستخدم أجهزة الاستشعار عن بعد الليزر جنبا إلى جنب مع البرمجيات المتقدمة لإنتاج إصابات متدرجة وعالية الاستنساخ. أجرينا اصابات النخاع الشوكي متخلفة في المستوى ال 10 الفقري الصدري (T10) في الفئران لإثبات الإجراء خطوة بخطوة. ويمكن أيضا تطبيق هذا النموذج على مستويات العمود الفقري العنقي والقطني.

يتكون هذا الجهاز من خمسة مكونات رئيسية هي: (1) الجسم مع طرف مؤثر ( الشكل 1C )، (2) جهاز كمبيوتر مع البرمجيات ( الشكل 1B )، (3) مربع التحكم الكهربائية ( الشكل 1B )، (4) العمود الفقري مثبت ( الشكل 2A )، و (5) الهواء المضغوط لنظام التحكم الهوائية ( الشكل 1A ). للحث على تهجير الأنسجة دقيقة، ويعتمد النظام على جهاز استشعار ليزر لقياس المسافة بين غطاس الغطس الموسعة بالكامل والحبل الشوكي المستقيم الظهرية السطحية. البرنامج يأخذ سمك 4 ملم من طرف في الاعتبار يرجع ذلك إلى حقيقة أن شعاع الليزر يصل فقط سطح يعكس من المؤثر ( الشكل 2B وشكل 3A -1 ). هناك نوعان من المواقف التي يمكن وضع الغواص المكبس: (1) طن مسار شعاع الليزر ( الشكل 3A -1 ) أو (2) في موقف الجانبي بعيدا عن شعاع الليزر ( الشكل 3B -1 ). عندما المكبس هو في مسار شعاع الليزر ( الشكل 3A -1 )، فإنه يقيس المسافة من طرف مؤثر ويرصد سرعة طرف طرف أثناء الحركة بين التمديد والتراجع. عندما المكبس هو في موقف الجانبي بعيدا عن مسار شعاع الليزر ( الشكل 3B -1 )، يتم قياس المسافة بين الليزر والحبل الشوكي. تحقيق الاستقرار في فقرة T10 باستخدام استقرار العمود الفقري لدينا هو عنصر لا يتجزأ من الإجراء ( الشكل 2A ) 10 ، 11 . قياسات المسافة الموثوقة باستخدام جهاز استشعار الليزر تعتمد على sقابلية الهدف، والتي يمكن أن تكون مشوهة إذا كانت الحركة موجودة. لتحديد دقة واتساق هذا النظام، تعرضت 8 الفئران إلى 0.5 ملم إصابات النزوح. أظهرت هذه الحيوانات تقلب النزوح ± 0.001 مم (± سد)، مشيرا إلى أن النظام هو درجة عالية من الدقة وقابلة للتكرار. ويبين الشكل 4 فقرات الهدف يجمد في استقرار ( الشكل 4A ) والحبل الشوكي T10 يتعرض قبل ( الشكل 4B ) وبعد ( الشكل 4C ) كدمة تحت المجهر الجراحي. ضغط الهواء المضغوط يتحكم في سرعة المؤثر في لحظة الإصابة. وتظهر بياناتنا أن سرعة التأثير هي 0.81 ± 0.0345 م / ث (يعني ± سد) عند ضغط 138 كيلو باسكال. مقبض الباب ( الشكل 1B ) على الضوابط مربع الكهربائيةومدة الاتصال طرف الحبل (وقت السكون) بعد الإصابة، ويمكن تعديلها بين 0 و 5،000 مللي ثانية. يتم تعيين الوقت طرف الحبل يسكن في معظم التجارب في 0.32 ± 0.0147 ق (يعني ± سد) ( الشكل 5 ). باستخدام هذا الجهاز، يمكن أن تنتج إصابات الكارثة التي تعتمد على شدة مع تشريد الأنسجة من 0 ملم (السيطرة الشام)، 0.2 ملم (إصابة خفيفة)، 0.5 مم (إصابة معتدلة)، و 0.8 مم (إصابة شديدة) في الفئران البالغة ( الشكل 6 ). <img alt="شكل 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg" /> الشكل 1: جهاز نظام إصابات لويزفيل (ليزا). ( أ ) يتكون النظام من جهاز تحكم، ونظام تحكم، ومصدر للهواء المضغوط. ( ب ) يتضمن نظام التحكم مربع تحكم وجهاز كمبيوتر محمول. أزرار البرمجيات والتحكم من مربع التحكم تسمح للمستخدم لإثباتليش المعلمات الإصابة. ( C ) جهاز استشعار الليزر هو العنصر الرئيسي للجهاز ويقيس موقف الهدف إصابة، والمسافة من الحبل الشوكي إلى أجهزة الاستشعار، وسرعة الإصابة. يتم تشغيل حركة سريعة لأسفل وأعلى من طرف تأثير بواسطة الهواء المضغوط. يتم تعديل موقع الإصابة وشدة تشرد الأنسجة بواسطة مفكات دقيقة، والتي تتحكم في الحركة في ثلاثة أبعاد. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg" /> الشكل 2: استقرار وحامل الماوس. ( أ ) يتكون العمود الفقري المثبت من الحوض الصغير على شكل حرف U واثنين من الأسلحة المعدنية لعقد فقرة الماوس. ( ب ) ثم مثبت مثبت على جهاز المؤثر. تيخط أحمر يشير إلى مسار شعاع الليزر. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg" /> الشكل 3: طريقة إنتاج اصابات النخاع الشوكي متضاربة. ( A - C ) يتم عرض برنامج واجهة المستخدم الرسومية (غوي) مع ثلاثة معلمات إصابة / مناطق. ( A ، A-1 ) تقوم المنطقة الخضراء (سيت زيرو ليفيل) بمعايرة مسافة طرف المكبس. الخط الأحمر يشير إلى مسار شعاع الليزر. ( B ، B-1 ) یتم استخدام المنطقة الزرقاء لتحدید مستوى الإصابة (سيت إنجوري ليفيل). يتم رفع المؤثر صعودا وانتقل أفقيا إلى الجانب الأيمن للسماح شعاع الليزر للوصول إلى السطح الظهري من الحبل الشوكي لضبط مستوى الصفر. الخط الأحمر يشير إلى الليزر ب<html> مسار إيم. ( C ، C-1 ) قبل التأثير، يتم نقل الطرف مرة أخرى على مسار شعاع الليزر لتنفيذ الإصابة (رن). المعلمات الإصابة تحت المنطقة الحمراء (رن إكسيريمنت). الخط الأحمر يشير إلى مسار شعاع الليزر. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg" /> الشكل 4: التعرض للإصابات وتقييمها. ( A ) الأسلحة المعدنية من استقرار العمود الفقري استقرار فقرة T10. ( ب ) T10 استئصال الحوض لفضح الحبل الشوكي، مع الأوعية الظهرية ينظر بوضوح. ( C ) كدمة الناجم عن تأثير (السهم) على السطح الظهري من الحبل الشوكي يؤكد الإصابة. شريط مقياس = 2 مم.g4large.jpg &quot;تارجيت =&quot; _ بلانك &quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <img alt="الشكل 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg" /> الشكل 5: معلمات الإصابات. وتشمل المعلمات إصابة متسقة تشريد الأنسجة (مم)، سرعة الإصابة (م / ث)، و غيض الوقت يسكن (ق). N = 8، يعني ± سد. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg" /> الشكل 6: تقييم النسيجية. وأظهرت المقاطع العرضية التمثيلية من الحبل الشوكي، الملطخة بالكريزيل البنفسجي ويوسين، الإصابات التي تعتمد على النزوح بعد ( A ) الشام (0 ملم)، ( B ) خفيفة (0.2 مم)، ( C </strong&gt;) معتدلة (0.5 مم)، و ( D ) شديدة (0.8 مم) اصابات النخاع الشوكي متخلفة في T10 باستخدام جهاز ليزا. أخذت الصور في مركز الزلزال. شريط مقياس = 500 ميكرون. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice at JoVE.com

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

نحن نقدم الأنسجة القائم على النزوح الكائن نموذج إصابة الحبل الشوكي التي يمكن أن تنتج إصابة الحبل الشوكي متناغمة متسقة في الفئران الكبار.

A النزوح القائم على النزوح النخاع الشوكي نموذج إصابة في الفئران

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

a-tissue-displacement-based-contusive-spinal-cord-injury-model-in-mice

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K Views.  Indiana University School of Medicine.  نحن نقدم الأنسجة القائم على النزوح الكائن نموذج إصابة الحبل الشوكي التي يمكن أن تنتج إصابة الحبل الشوكي متناغمة متسقة في الفئران الكبار. 

Video: A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

نموذج من جانب واحد راض عنق الرحم لاصابة النخاع الشوكي باستخدام المتصادم الأفق اللانهائي

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

تسيطر الاصابات تهتك عنق في الفئران

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

العصبية زرع الخلايا الجذعية في التجريبية Contusive نموذج من إصابة الحبل الشوكي

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

معايرة الملقط نموذج من الحبل الشوكي ضغط الإصابات

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

وحديثي الولادة ماوس الحبل الشوكي ضغط إصابة نموذج

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

تحريض كامل من إصابة الحبل الشوكي من نوع الترانصيب في الفئران

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Neuroscience

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

إنشاء نموذج إصابة الحبل الشوكي لكدمة الفأر بناء على تقنية طفيفة التوغل

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

إنشاء نموذج متلازمة الحبل المركزي في الماوس C57BL / 6J

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

جهاز كدمة إصابة الحبل الشوكي لنماذج الماوس الدقيقة

Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of contusion models of spinal cord injury by impacting the spinal cord results in similar pathologies to most spinal cord injuries in clinical practice. Accurate, reproducible, and convenient animal models of spinal cord injury are essential for studying spinal cord injury. We present a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, the Guangzhou Jinan University smart spinal cord injury system, that can produce spinal cord injury contusion models with accuracy, reproducibility, and convenience. The system accurately produces models of varying degrees of spinal cord injury via laser distance sensors combined with an automated mobile platform and advanced software. We used this system to create three levels of spinal cord injury mice models, determined their Basso mouse scale (BMS) scores, and performed behavioral as well as staining assays to demonstrate its accuracy and reproducibility. We show each step of the development of the injury models using this device, forming a standardized procedure. This method produces reproducible spinal cord injury contusion mice models and reduces human manipulation factors via convenient handling procedures. The developed animal model is reliable for studying spinal cord injury mechanisms and associated treatment approaches.

تسليط الضوء على المؤلف: نظرة ثاقبة للابتكارات في أبحاث إصابات الحبل الشوكي

Presented here is a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, which can accurately produce spinal cord injury contusion models with varying degrees.

نموذج الصدمة الآلي لإصابة الحبل الشوكي الطارئ في الفئران

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of ...

A النزوح القائم على النزوح النخاع الشوكي نموذج إصابة في الفئران

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

نموذج من جانب واحد راض عنق الرحم لاصابة النخاع الشوكي باستخدام المتصادم الأفق اللانهائي

تسيطر الاصابات تهتك عنق في الفئران

العصبية زرع الخلايا الجذعية في التجريبية Contusive نموذج من إصابة الحبل الشوكي

معايرة الملقط نموذج من الحبل الشوكي ضغط الإصابات

وحديثي الولادة ماوس الحبل الشوكي ضغط إصابة نموذج

تحريض كامل من إصابة الحبل الشوكي من نوع الترانصيب في الفئران

إنشاء نموذج إصابة الحبل الشوكي لكدمة الفأر بناء على تقنية طفيفة التوغل

إنشاء نموذج متلازمة الحبل المركزي في الماوس C57BL / 6J

نموذج الصدمة الآلي لإصابة الحبل الشوكي الطارئ في الفئران

نموذج الصدمة الآلي لإصابة الحبل الشوكي الطارئ في الفئران