This work was supported by core facilities of the Center for Translational Neuroscience supported by NIH award P20 GM103425 and P30 GM110702 to Dr. Garcia-Rill. This work was also supported by grants from FONCYT-Agencia Nacional de Promoci&#242;n Cient&#236;fica y Tecnol&#242;gica; BID 1728 OC.AR. PICT-2012-1769 and UBACYT 2014-2017 #20120130101305BA (to Dr. Urbano).

Tutti i protocolli sperimentali sono stati approvati dal Comitato di Cura e uso istituzionale degli animali della University of Arkansas per le scienze mediche (numero protocollo # 3593) ed erano in accordo con le linee guida del National Institutes of Salute per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio. 1. Preparazione del liquido cerebrospinale standard-artificiale (aCSF) <ol><li> Preparazione della soluzione Stock A <ol><li> Aggiungere 700 ml di acqua distillata ad una pulita 1 L bicchiere prima di aggiungere sostanze chimiche. </li><li> Mentre agitando continuamente un volume di 500 ml, aggiungere 136.75 g di NaCl, 6,99 g di KCl, 2,89 g di MgSO 4, e 2,83 g di NaH 2 PO 4. </li><li> Aggiungere acqua distillata per raggiungere un volume finale di 1 L. Dopo la diluizione, la concentrazione finale di ogni composto è 117 mM NaCl, 4,69 mM KCl, 1,2 mM MgSO 4, e 1,18 mM NaH 2 PO 4. </li><li> Conservare in frigorifero a 4 ° C per un massimo di 2 settimane. </li></ol></li><li> Preparazione della soluzione della B <ol><li> Aggiungere 700 ml di acqua distillata in un becher da 1L pulito prima di aggiungere sostanze chimiche. </li><li> Mentre agitando continuamente un volume di 500 ml, aggiungere 41,45 g di D-glucosio e 41.84 g di NaHCO 3. </li><li> Aggiungere acqua distillata per raggiungere un volume finale di 1 L. Dopo la diluizione, la concentrazione finale di ogni composto è 11,5 mM D-glucosio e 24,9 mM NaHCO 3. </li><li> Conservare in frigorifero a 4 ° C per un massimo di 2 settimane. </li><li> Prima di ogni mix esperimento 50 ml di brodo A con 50 ml di B e portare a 1 L con acqua distillata per ottenere una soluzione definitiva concentrazione aCSF e lasciare a temperatura ambiente, mentre continua ossigenante con CarboGen (95% O 2 - 5% di CO 2 mix) per almeno 30 min. Preparare aCSF concentrazione finale solo all&#39;inizio di ogni esperimento e scartare alla fine della giornata. </li></ol></li></ol> 2. Preparazione di liquido cerebrospinale saccarosio-artificiale(Saccarosio-aCSF) <ol><li> Preparazione della soluzione della C <ol><li> Aggiungere 700 ml di acqua distillata ad una pulita 1 L bicchiere prima di aggiungere sostanze chimiche. </li><li> Mentre continuo agitazione 500 ml di acqua distillata, aggiungere 240 g di saccarosio, 6,55 g di NaHCO 3, 0,671 g di KCl, 4,88 g di MgCl 2, 0,22 g di CaCl 2 e 0,21 g di acido ascorbico. </li><li> Aggiungere acqua distillata per raggiungere un volume finale di 1 L. Dopo la diluizione, la concentrazione finale di ogni composto è 701.1 mM di saccarosio, 78 mM NaHCO 3, 9 mM KCl, 24 mM MgCl 2, 1.5 mM CaCl 2 e 1,2 mM di acido ascorbico . </li><li> Mantenere Soluzione C a 4 ° C per un massimo di una settimana. </li><li> Prima di ogni miscela esperimento 300 ml di 50 ml di brodo C con 600 ml di acqua distillata per ottenere la soluzione di saccarosio-aCSF alla concentrazione finale e lasciare a temperatura ambiente mentre continuamente ossigenante con CarboGen (95% O 2 - 5% CO 2 mix) per almeno 30 min. </li></ol&gt; </li></ol> 3. Preparazione Slice <ol><li> Posizionare un bicchiere pulito con 100 ml di soluzione di saccarosio-aCSF in ghiaccio mentre ossigenante con CarboGen e fissare il pH a 7,4 con un pH-metro mentre l&#39;aggiunta di qualche goccia di soluzione 0,1 M di NaOH (quando il pH &lt;7,4) o 0,1 soluzione M HCl (quando pH&gt; 7.4). </li><li> Riempire una camera di taglio di un vibratome con saccarosio aCSF e ossigenare esso. Accendere il sistema di refrigerazione glicerolo basato accoppiato alla camera di taglio e attendere 15 min per permettere raffreddare 0 - 4 ° C. </li><li> Anestetizzare cuccioli di ratto (dai 9 ai 12 da adulti al momento giusto in gravidanza ratti Sprague-Dawley) con ketamina (70 mg / kg, ip; utilizzando &lt;50 ml di volume finale). Quando cucciolo è calmo, doppio controllo che la coda pizzico riflesso è assente. </li><li> Decapitare cuccioli. <ol><li> Tagliare la pelle testa longitudinalmente dalla parte anteriore alla parte posteriore con un bisturi in acciaio al carbonio, e tirare la pelle ai lati con pinze. Tagliare l&#39;osso che copre il cervello in movimento scissors lateralmente e totalmente rimuoverlo per esporre il cervello. </li><li> Quindi, rimuovere rapidamente il cervello utilizzando una spatola (inizialmente posto sotto il bulbo olfattivo per spingere delicatamente il cervello dal più rostrale verso le zone più caudali). Spingere delicatamente il cervello in ossigenato liquido cerebrospinale di saccarosio-ghiaccio artificiale raffreddato (saccarosio-aCSF). </li></ol></li><li> Effettuare un taglio parasagittale nell&#39;emisfero destro (rimuovendo circa un terzo della semisfera), ed incollare la parte tagliata del cervello su un disco metallico che sarà magneticamente fissato alla camera di taglio di un vibroslicer tagliare sagittali 400 sezioni micron contenenti la pedunculopontine nucleo (PPN). Mantenere fette PPN a temperatura ambiente per 45 minuti prima di tutto-cell patch-clamp. </li></ol> 4. Oscillazioni Recordings banda gamma a PPN Fette <ol><li> Preparazione di potassio gluconato soluzione intracellulare (High-K + Solution) <ol><li> Posizionare inghiaccio un bicchiere pulito con 10 ml di acqua distillata. Mentre continua a mescolare aggiungere: K + -gluconate, 90.68 mg phosphocreatine di Tris sale, 47.66 mg HEPES, 1,5 mg EGTA, 40.58 mg Mg 2+ -ATP, e 4 mg Na + 2 -GTP. </li><li> Regolare il pH a 7,3 con KOH (100 mm di acqua distillata). Aggiungere acqua distillata per raggiungere un volume finale di 20 ml. Se necessario, regolare osmolarità con saccarosio (100 mm di acqua distillata) ad essere 280-290 mOsm. Dopo la diluizione, la concentrazione finale di ogni composto è 124 mm K + -gluconate, 10 mM phosphocreatine di Tris di sale, 10 mM HEPES, 0,2 mM EGTA, 4 mM Mg 2+ -ATP, e 0,3 mm Na + 2 -GTP. </li><li> Le soluzioni Aliquota intracellulari in 1 ml tubi e congelare a -20 ° C. Utilizzare un&#39;aliquota al giorno e mantenere a 4 ° C durante gli esperimenti. </li></ol></li><li> Cellula intera Bloccare Registrazioni patch <ol><li> Mettere le fette in una camera di immersione e li (1,5 ml / min) profumato con ossigenato(95% O 2 - 5% di CO 2) aCSF contenente i seguenti antagonisti del recettore NMDA: antagonista dei recettori dell&#39;acido 2-amino-5-phosphonovaleric selettivo (APV, 40 micron), competitivo AMPA / kainato dei recettori del glutammato antagonista del 6-ciano-7- nitroquinoxaline-2,3-dione (CNQX, 10 micron), del recettore della glicina antagonista del stricnina (STR, 10 micron), il GABA specifica un antagonista del recettore gabazine (GBZ, 10 micron), e sodio-antagonista tetrodotossina (TTX, 3μM) NOTA: Nei risultati e le cifre, questi antagonisti sono indicate collettivamente bloccanti come Synaptic o SB. </li><li> Riempire le pipette di patch di registrazione (Resistenza 2-7 MW, costituito da regolari, capillari in commercio di spessore parete di vetro borosilicato di 1,0 mm di diametro esterno e diametro interno 0,6 millimetri) con la soluzione intracellulare alta K + utilizzando disponibili in commercio filler patch-pipetta con filtro soluzione. Inserire la pipetta nel supporto del suo amplificatore. Applicare una piccola pospressione itive utilizzando una siringa da 1 ml collegato al supporto pipetta utilizzando un tubo in silicone collegato ad una valvola a tre vie. Collegare il retro del supporto pipetta ad un amplificatore di patch clamp. </li><li> Spostare la pipetta registrazione utilizzando un micromanipolatore meccanico vicino al nucleo PPN utilizzando un obiettivo 4X combinati per l&#39;ottica di contrasto di interferenza differenziale ad infrarossi. NOTA: PPN nucleo può essere osservato in fette dorsale al peduncolo cerebellare superiore (SCP; osservabile come uno spesso fascio di assoni). Pipette di registrazione erano situati nella PPN pars compacta, che si trova immediatamente dorsale alla estremità posteriore del peduncolo. </li><li> Portare la pipetta di registrazione a contatto con un neurone PPN mentre visualizzati utilizzando un obiettivo ad immersione 40X acqua, e applicare rapidamente aspirazione negativo per formare una tenuta con la cella. </li><li> Utilizzare il software di tenuta di tensione-clamp per monitorare la resistenza pipetta durante l&#39;aspirazione negativo utilizzando il protocollo del produttore. <ol><li> Quando s negativiuzione è lentamente aumentata e valori di resistenza di lettura dal monitor patch-clamp sulla punta della pipetta raggiungere 80-100 MOhm, cambiare rapidamente il potenziale tenendo a -50 mV e rilasciare la pressione negativa. Avviare l&#39;applicazione in continuo di aspirazione negativa fino a quando la rottura della membrana ed elettrica accesso del neurone è realizzato nella cellula intera configurazione. </li><li> Se i valori di resistenza accesso rilevati dal software di tenuta di tensione-clamp sono 10 MOhm o superiore, quindi continuare ad applicare l&#39;aspirazione negativa in piccole quantità. </li></ol></li><li> Compensare capacità (cioè, transitori lenti e veloci osservati dopo rottura della membrana della cellula) e resistenza serie in modo tensione-clamp. Passare modalità di registrazione a pinza di corrente, e rapidamente compensare valori ponte (ad esempio, spostare la manopola amplificatore o fare clic sul menu compensazione automatica utilizzando il mouse del computer utilizzato). <ol><li> Monitorare costantemente riposo potenziale di membrana del neurone PPN in fase di registrazione ucantare protocollo del produttore. Se riposo potenziale di membrana spostamento verso valori depolarizzanti o iperpolarizzanti, quindi utilizzare una piccola quantità di corrente continua (fino a 100 Pa) per mantenere il valore finale mV ottimale -50. NOTA: Conservare soltanto neuroni PPN con un potenziale di membrana a riposo stabile (RMP) di -48 mV o più hyperpolarized (vale a dire, RMP &lt;-48 mV). </li></ol></li></ol></li></ol>

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</ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Neuroni PPN hanno proprietà intrinseche che permettono loro di fuoco potenziali d&#39;azione a frequenze in banda beta / gamma durante le registrazioni in vivo da animali che sono sveglio o durante il sonno REM, ma non durante il sonno ad onde lente 2,3,5,13-17. Altri autori hanno mostrato che transections tronco cerebrale a più livelli anteriori di PPN ha ridotto le frequenze di gamma durante le registrazioni EEG. Tuttavia, quando le lesioni del tronco cerebrale posteriore al punto in cui si trova questo nucleo, la stimolazione diretta del PPN ha permesso la manifestazione di attività gamma corticale sull&#39;EEG 2,3,5,18-21. Gamma attività neurale banda &#39;stato segnalato nel topo PPN in vitro 22, nella zona di sonno-induzione rat REM (a cui il PPN proietta 23), nel gatto in vivo 3, nella zona PPN nei primati quando locomoting 24, e nella regione del PPN nell&#39;uomo durante passo 25. Cioè, ci sono ampie prove per la banda gamma di attività in PPN tra le specie. Questo protocollo sperimentale dettagliato qui permesso la descrizione delle oscillazioni gamma presenti in tutti i tipi di cellule di ratto PPN 10. In realtà, meccanismi intrinseci oscillazioni gamma sottostanti sono stati descritti per essere presente in ogni neurone PPN (mentre le cellule in tutto il PPN non condividono quella proprietà), a prescindere dal classificazioni utilizzate precedenti o tipo di trasmettitore sinaptica: tipo I, II o III, o trasmettitore tipo, colinergici, glutamatergiche o GABAergica condividono la stessa banda gamma generazione di proprietà 10. L&#39;uso di rampe correnti ha la limitazione di richiede un monitoraggio continuo del potenziale di membrana di riposo, e la compensazione ponte fisso tutto l&#39;esperimento. In alcuni casi, sono state osservate le rampe di durata inferiore a 1 secondo per non pienamente attivare i canali del calcio voltaggio-dipendenti, mentre la durata della rampa di 5 sec o più portato a cambiamenti di resistenza della membrana che non vi avrebbero diritto durante l&#39;esperimento. Nel caso in cui no sono state osservate oscillazioni gamma, piccoli aggiustamenti di durata rampa potrebbero migliorare ampiezze di oscillazione in banda gamma. Combinando depolarizzante attuali rampe con le tossine specifiche che abbiamo descritto che in una proporzione importante di cellule PPN (~ 50%) di blocco N-e P / Q-type (utilizzando sia ω-CgTx e ω-Aga) canali canali del calcio ridotte oscillazioni gamma ampiezza, che ci permette di classificarli come P / Q e le cellule di tipo N. In altre cellule (20%), oscillazioni gamma sono stati colpiti solo da ω-Aga, suggerendo che queste cellule esprimono solo i canali P / Q-type. Nel resto delle cellule (30%) solo ω-CgTx li bloccato, suggerendo questi neuroni PPN aveva solo canali di tipo N. Questi risultati hanno confermato la presenza di cellule nella PPN che manifestano oscillazioni banda gamma attraverso l&#39;espressione di diversi canali del calcio voltaggio-dipendenti 26,27. Questo nuovo protocollo può anche essere considerato uno strumento fondamentale che ha permesso l&#39;introduzione di un nuovo tip cellule PPNe classificazione al campo. In realtà, è stato suggerito che N digitare neuroni PPN fuoco solo durante il sonno REM ( &quot;REM-on&quot;), P / Q-type solo durante veglia ( &quot;Wake-on&quot;), o di tipo N + P / Q-tipo sia durante la veglia e il sonno REM ( &quot;Wake / REM-on&quot;) 26,27. Inoltre, questo protocollo potrebbe essere utilizzato in futuri esperimenti per descrivere l&#39;attività oscillatoria ad altre aree del cervello e per dimostrare le proprietà intrinseche li scatenante.

PPN nucleo è anatomicamente incluso nel tegmento mesencefalica caudale. Il PPN è un componente chiave di RAS 1. Il PPN partecipa alla manutenzione degli stati attivati ​​comportamentali (ad esempio, la veglia, il sonno REM) 2. La stimolazione elettrica del PPN in vivo indotta oscillazione veloce (20 - 40 Hz) nella EEG corticale 3, mentre le lesioni bilaterali PPN nel ratto ridotti o eliminati sonno REM 4. Mentre la maggioranza dei neuroni PPN fuoco potenziali d&#39;azione a frequenza beta / gamma-banda (20 - 80 Hz), alcuni neuroni hanno presentato bassi tassi di scarica spontanea (&lt;10 Hz) 5. Inoltre, la PPN sembra essere coinvolti in altri aspetti del comportamento come la motivazione e l&#39;attenzione 6. Ad alta frequenza diretta (40 - 60 Hz) 7 stimolazione elettrica del nucleo PPN negli animali decerebrate può promuovere la locomozione. Negli ultimi anni, la stimolazione cerebrale profonda (DBS) del PPN è stato usato per trattare pazienti affetti frodisturbi m coinvolgono deficit della deambulazione come il morbo di Parkinson (PD) 8. Studi precedenti hanno dimostrato che quasi tutti i neuroni PPN possono sparare potenziali d&#39;azione a frequenza di banda di gamma quando depolarizzato utilizzando impulsi di corrente quadrati 9. A causa della drastica attivazione dei canali del potassio voltaggio-dipendenti durante impulsi depolarizzazioni quadrati pari o sotto -25 mV. Di conseguenza, non sono state osservate robusti oscillazioni gamma dopo il blocco generazione potenziali d&#39;azione usando tetrodotoxin 10. Nel tentativo di aggirare tale problema, 1 - sono stati utilizzati 2 sec depolarizzante lungo le rampe di corrente. Rampe gradualmente depolarizzati il ​​potenziale di membrana dai valori fino a 0 mV a riposo, mentre in parte l&#39;inattivazione canali del potassio voltaggio-dipendenti. Oscillazioni della membrana banda gamma Cancella erano evidenti all&#39;interno della finestra di dipendenza di tensione dei canali del calcio soglia alta (cioè tra -25 mV e -0 mV) 10. In conclusione, banda gamma Activity stata osservata nei neuroni PPN 9, ed entrambi P / Q e canali del calcio voltaggio-dipendenti di tipo N deve essere attivato al fine di generare oscillazioni banda gamma nella PPN 10. Una serie di studi ha determinato la posizione dei canali del calcio ad alta soglia nei neuroni PPN. Iniettando la combinazione di coloranti, imaging di fluorescenza raziometrico mostrato transienti di calcio attraverso i canali del calcio voltaggio-dipendenti che si attivano in diversi dendriti quando depolarizzato utilizzando le rampe di corrente 11. proprietà intrinseche dei neuroni PPN sono state proposte per permettere l&#39;attivazione simultanea di queste cellule durante la veglia e il sonno REM, inducendo così oscillatoria ad alta frequenza attività neuronale tra la RAS e loop talamocorticali. Tale interazione lunga portata è considerata supportare uno stato del cervello in grado di valutare attendibilmente il mondo intorno noi su base continua 12. Qui, descriviamo l&#39;esperimentoAl condizioni necessarie per generare e mantenere gamma banda di oscillazione in cellule in vitro PPN. Questo protocollo non è stato descritto in precedenza, e avrebbe aiutato un certo numero di gruppi per studiare le proprietà intrinseche della membrana che mediano l&#39;attività banda gamma in altre aree cerebrali. Inoltre, a pochi passi attuali potrebbero portare alla conclusione erronea che l&#39;attività banda gamma non può essere generata in queste cellule.

<table><tbody><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8501</td><td>C&lt;sub&gt;12&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;22&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;11&lt;/sub&gt;, molecular weight = 342.30</td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6014</td><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, molecular weight = 84.01</td></tr><tr><td>Potassium Chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3911</td><td>KCl, molecular weight = 74.55</td></tr><tr><td>Magnesium Chloride Hexahydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M9272</td><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; &amp;middot; 6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O, molecular weight =&amp;nbsp; 203.30</td></tr><tr><td>Calcium Chloride Dihydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C3881</td><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; &amp;middot; 2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O, molecular weight =147.02</td></tr><tr><td>D-(+)-Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5767</td><td>C&lt;sub&gt;6&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;12&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;6&lt;/sub&gt;, molecular weight = 180.16</td></tr><tr><td>L-Ascorbic Acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5960</td><td>C&lt;sub&gt;6&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;8&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;6&lt;/sub&gt;, molecular weight =176.12</td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td>Acros Organics</td><td>327300025</td><td>NaCl, molecular weight =&amp;nbsp; 58.44</td></tr><tr><td>Potassium Gluconate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G4500</td><td>C&lt;sub&gt;6&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;11&lt;/sub&gt;KO&lt;sub&gt;7&lt;/sub&gt;, molecular weight =&amp;nbsp; 234.25</td></tr><tr><td>Phosphocreatine di(tris) salt</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P1937</td><td>C&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;10&lt;/sub&gt;N&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;5&lt;/sub&gt;P &amp;middot; 2C&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;11&lt;/sub&gt;NO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, molecular weight =&amp;nbsp; 453.38</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375</td><td>C&lt;sub&gt;8&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;18&lt;/sub&gt;N&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;S, molecular weight = 238.30</td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E0396</td><td>[-CH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;OCH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;CH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;N(CH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;H)&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;]&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, molecular weight = 380.40</td></tr><tr><td>Adenosine 5&#039;-triphosphate magnesium salt</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9187</td><td>&amp;nbsp;C&lt;sub&gt;10&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;16&lt;/sub&gt;N&lt;sub&gt;5&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;13&lt;/sub&gt;P&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; &amp;middot; xMg2+, molecular weight = 507.18</td></tr><tr><td>Guanosine 5&#039;-triphosphate sodium salt hydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8877</td><td>C&lt;sub&gt;10&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;16&lt;/sub&gt;N&lt;sub&gt;5&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;14&lt;/sub&gt;P&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; &amp;middot; xNa+, molecular weight = 523.18</td></tr><tr><td>Tetrodotoxin citrate</td><td>Alomone Labs</td><td>T-550</td><td>C&lt;sub&gt;11&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;17&lt;/sub&gt;N&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;8&lt;/sub&gt;, molecular weight = 319.27</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;DL-2-Amino-5-Phosphonovaleric Acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5282</td><td>&amp;nbsp;C&lt;sub&gt;5&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;12&lt;/sub&gt;NO&lt;sub&gt;5&lt;/sub&gt;P, molecular weight = 197.13</td></tr><tr><td>CNQX disodium salt hydrate&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C239</td><td>C&lt;sub&gt;9&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;N&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; &amp;middot; xH2O, molecular weight = 276.12</td></tr><tr><td>Strychnine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S0532</td><td>C&lt;sub&gt;21&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;22&lt;/sub&gt;N&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, molecular weight = 334.41</td></tr><tr><td>Mecamylamine hydrochloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M9020</td><td>&amp;nbsp;C&lt;sub&gt;11&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;21&lt;/sub&gt;N &amp;middot; HCl, molecular weight = 203.75</td></tr><tr><td>Gabazine (SR-95531)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S106</td><td>C&lt;sub&gt;15&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;18&lt;/sub&gt;BrN&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, molecular weight = 368.23</td></tr><tr><td>Ketamine hydrochloride</td><td>Mylan</td><td>67457-001-00</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Nikon</td><td>Eclipse E600FN</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Sutter Instruments</td><td>ROE-200</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Sutter Instruments</td><td>MPC-200</td><td></td></tr><tr><td>Amplifier</td><td>Molecular Devices</td><td>Multiclamp 700B</td><td></td></tr><tr><td>A/D converter</td><td>Molecular Devices</td><td>Digidata 1440A</td><td></td></tr><tr><td>Heater</td><td>Warner Instruments</td><td>TC-324B</td><td></td></tr><tr><td>Pump</td><td>Cole-Parmer</td><td>Masterflex L/S 7519-20</td><td></td></tr><tr><td>Pump cartridge</td><td>Cole-Parmer</td><td>Masterflex 7519-85</td><td></td></tr><tr><td>Pipette puller</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Camera</td><td>Q-Imaging</td><td>RET-200R-F-M-12-C</td><td></td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica Biosystems</td><td>&amp;nbsp;Leica VT1200 S</td><td></td></tr><tr><td>Refrigeration system</td><td>Vibratome Instruments</td><td>900R</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>microscope</td><td>Nikon</td><td>Eclipse E600FN</td><td></td></tr><tr><td>micromanipulator</td><td>Sutter Instruments</td><td>ROE-200</td><td></td></tr><tr><td>micromanipulator</td><td>Sutter Instruments</td><td>MPC-200</td><td></td></tr><tr><td>amplifier</td><td>Molecular Devices</td><td>Multiclamp 700B</td><td></td></tr><tr><td>A/D converter</td><td>Molecular Devices</td><td>Digidata 1440A</td><td></td></tr><tr><td>heater</td><td>Warner Instruments</td><td>TC-324B</td><td></td></tr><tr><td>pump</td><td>Cole-Parmer</td><td>Masterflex L/S 7519-20</td><td></td></tr><tr><td>pump cartridge</td><td>Cole-Parmer</td><td>Masterflex 7519-85</td><td></td></tr><tr><td>pipette puller</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>camera</td><td>Q-Imaging</td><td>RET-200R-F-M-12-C</td><td></td></tr></tbody></table>

recording gamma band oscillations in pedunculopontine nucleus neurons

Efferenze Synaptic dal PPN sono noti per modulare l&#39;attività neuronale di diverse regioni del talamo intralaminari (ad esempio, la centrolateral / parafascicular; Cl / Pf nucleo). L&#39;attivazione di una PPN o nuclei Cl / Pf in vivo è stata descritta per indurre l&#39;eccitazione dell&#39;animale e un incremento dell&#39;attività banda gamma nel elettroencefalogramma corticale (EEG). I meccanismi cellulari per la generazione di oscillazioni banda gamma di Attivazione Reticolare System (RAS) neuroni sono gli stessi di quelli trovati per generare oscillazioni banda gamma di altri nuclei cervello. Durante registrazioni current-clamp su neuroni PPN (da fette parasagittali da 9 - 25 giorni-ratti), l&#39;uso di depolarizzante punti quadrato rapidamente attivato canali del potassio voltaggio-dipendenti che impedivano neuroni PPN venga depolarizzato oltre -25 mV. Iniezione 1 - 2 sec depolarizzante lungo rampe attuali gradualmente depolarizzata PPN potenziale di membrana resting Valori verso 0 mV. Tuttavia, parenterale depolarizzanti impulsi quadrati generati oscillazioni gamma-banda di potenziale di membrana che mostravano ad essere più piccole in ampiezza rispetto alle oscillazioni generate da rampe. Tutti gli esperimenti sono stati eseguiti in presenza di canali del sodio voltaggio-dipendenti e veloci recettori sinaptici bloccanti. E &#39;stato dimostrato che l&#39;attivazione dei canali del calcio voltaggio-dipendenti soglia alta sottendono attività oscillatoria banda gamma nei neuroni PPN. Interventi metodologici e farmacologici sono descritte qui, fornendo gli strumenti necessari per indurre e sostenere PPN sottosoglia oscillazione banda gamma in vitro.

Inizialmente, oscillazioni gamma sono stati evocati utilizzando impulsi di corrente quadrati. Clamp attuale dei neuroni PPN in presenza di bloccanti sinaptiche e TTX è stata continuamente monitorata per assicurare che riposa potenziale di membrana è stato mantenuto stabile a ~ -50 mV (Figura 1A). Due impulsi di corrente quadrati lunghi secondi sono stati iniettati intracellulare dall&#39;amplificatore patch clamp attraverso la pipetta registrazione, aumentando la loro ampiezza da 200 pA a 600 pA (Figura 1A). potenziale di membrana è depolarizzata a livelli di tensione più vicino a -20 mV quando 600 pA, con conseguente piccole oscillazioni di ampiezza gamma. Powers spettri di oscillazioni gamma presenta valori di ampiezza molto piccole (cioè, &lt;0.01; Figura 1B). D&#39;altra parte, due rampe di corrente secondo depolarizzanti stato iniettato intracellulare dall&#39;amplificatore patch clamp attraverso la pipetta di registrazione, generando robusti oscillazioni gamma(Figura 2A) che presenta ampiezze di potenza molto più elevati (Figura 2B). Impieghi precedenti 10 ha collegato le differenze tra piazza e rampa attuali protocolli per l&#39;attivazione serie di canali del potassio voltaggio-dipendenti durante la depolarizzazione improvvisa del primo. rampe depolarizzanti lenti potrebbero invece essere l&#39;inattivazione canali del potassio. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54685/54685fig1.jpg" /> Figura 1. membrana Oscillazioni in Whole-cell Registrato PPN neuroni utilizzando attuali quadri impulsi di ampiezza crescente. (A) di membrana rappresentativa potenziali risposte al depolarizzante 2 sec passi lungo quadrati di ampiezza crescente iniettato intracellulare dall&#39;amplificatore patch clamp attraverso la pipetta di registrazione, in presenza di bloccanti sinaptiche e TTX. (B) Sovrapposizioneampiezze spettri di potenza per oscillazioni ottenuti utilizzando impulsi quadrati mostrate in A. Potenza spettri sono stati ottenuti utilizzando una funzione finestra Hamming dopo 20 - 60 Hz oscillazioni di filtraggio passa-banda generati dalle fasi depolarizzanti. PPN neurone è stato registrato in configurazione corrente-clamp che combina alta K-+ soluzione intracellulare e bloccanti sinaptici + TTX descritto nel protocollo. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54685/54685fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54685/54685fig2.jpg" /> Figura 2. Gamma Banda membrana Oscillazioni in Whole-cell Registrato neuroni PPN utilizzando rampe attuali di aumentare di ampiezza. (A) della membrana Rappresentante potenziali risposte a depolarizzante 2 sec lunghe rampe iniettati dall&#39;amplificatore patch clamp intracellulare attraverso la registrazione pipetta, spettacolo. ing ampiezza crescente in presenza di bloccanti sinaptiche e TTX (B) Sovrapposizione ampiezze spettri di potenza per oscillazioni ottenuti usando rampe mostrate in A. Potenza spettri sono stati ottenuti utilizzando una funzione finestra Hamming dopo 20 - 60 Hz oscillazioni di filtraggio passa-banda generati dalla rampa depolarizzante . PPN neurone è stato registrato in configurazione corrente-clamp che combina alta K-+ soluzione intracellulare e bloccanti sinaptici + TTX descritto nel protocollo. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54685/54685fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Recording Gamma Band Oscillations in Pedunculopontine Nucleus Neurons

Il nucleo pedunculopontine (PPN) si trova nel tronco cerebrale e le sue neuroni vengono attivati ​​al massimo durante gli stati di veglia e movimento rapido degli occhi (REM) del cervello sonno. Questo lavoro descrive l&#39;approccio sperimentale di registrare in banda gamma di oscillazione membrana sottosoglia vitro in neuroni PPN.

Registrazione Gamma banda oscillazioni Pedunculopontine Nucleo neuroni

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.6K Views.  University of Buenos Aires.  Il nucleo pedunculopontine (PPN) si trova nel tronco cerebrale e le sue neuroni vengono attivati ​​al massimo durante gli stati di veglia e movimento rapido degli occhi (REM) del cervello sonno. Questo lavoro descrive l'approccio sperimentale di registrare in banda gamma di oscillazione membrana sottosoglia vitro in neuroni PPN. 

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Physiological, Morphological and Neurochemical Characterization of Neurons Modulated by Movement

The role of individual neurons and their function in neuronal circuits is fundamental to understanding the neuronal mechanisms of sensory and motor functions. Most investigations of sensorimotor mechanisms rely on either examination of neurons while an animal is static1,2 or record extracellular neuronal activity during a movement.3,4 While these studies have provided the fundamental background for sensorimotor function, they either do not evaluate functional information which occurs during a movement or are limited in their ability to fully characterize the anatomy, physiology and neurochemical phenotype of the neuron. A technique is shown here which allows extensive characterization of individual neurons during an in vivo movement. This technique can be used not only to study primary afferent neurons but also to characterize motoneurons and sensorimotor interneurons. Initially the response of a single neuron is recorded using electrophysiological methods during various movements of the mandible followed by determination of the receptive field for the neuron. A neuronal tracer is then intracellularly injected into the neuron and the brain is processed so that the neuron can be visualized with light, electron or confocal microscopy (Fig. 1). The detailed morphology of the characterized neuron is then reconstructed so that neuronal morphology can be correlated with the physiological response of the neuron (Figs. 2,3). In this communication important key details and tips for successful implementation of this technique are provided. Valuable additional information can be determined for the neuron under study by combining this method with other techniques. Retrograde neuronal labeling can be used to determine neurons with which the labeled neuron synapses; thus allowing detailed determination of neuronal circuitry. Immunocytochemistry can be combined with this method to examine neurotransmitters within the labeled neuron and to determine the chemical phenotypes of neurons with which the labeled neuron synapses. The labeled neuron can also be processed for electron microscopy to determine the ultrastructural features and microcircuitry of the labeled neuron. Overall this technique is a powerful method to thoroughly characterize neurons during in vivo movement thus allowing substantial insight into the role of the neuron in sensorimotor function.

A technique is described to quantify the in vivo physiological response of mammalian neurons during movement and correlate the physiology of the neuron with neuronal morphology, neurochemical phenotype and synaptic microcircuitry.

Fisiologici, caratterizzazione morfologica e neurochimica dei neuroni modulati Movimenti

The role of individual neurons and their function in neuronal circuits is fundamental to understanding the neuronal mechanisms of sensory and motor ...

Ricerca

Neuroscienze

Automatic Detection of Highly Organized Theta Oscillations in the Murine EEG

Theta activity is generated in the septohippocampal system and can be recorded using deep intrahippocampal electrodes and implantable electroencephalography (EEG) radiotelemetry or tether system approaches. Pharmacologically, hippocampal theta is heterogeneous (see dualistic theory) and can be differentiated into type I and type II theta. These individual EEG subtypes are related to specific cognitive and behavioral states, such as arousal, exploration, learning and memory, higher integrative functions, etc. In neurodegenerative diseases such as Alzheimer&#39;s, structural and functional alterations of the septohippocampal system can result in impaired theta activity/oscillations. A standard quantitative analysis of the hippocampal EEG includes a Fast-Fourier-Transformation (FFT)-based frequency analysis. However, this procedure does not provide details about theta activity in general and highly-organized theta oscillations in particular. In order to obtain detailed information on highly-organized theta oscillations in the hippocampus, we have developed a new analytical approach. This approach allows for time- and cost-effective quantification of the duration of highly-organized theta oscillations and their frequency characteristics.

Theta activity in the hippocampus is related to specific cognitive and behavioral stages. Here, we describe an analytical method to detect highly-organized theta oscillations within the hippocampus using a time-frequency (i.e., wavelet analysis)-based approach.

Rilevamento automatico di altamente organizzati Theta oscillazioni del Murine EEG

Theta activity is generated in the septohippocampal system and can be recorded using deep intrahippocampal electrodes and implantable ...

Comportamento

Manufacturing and Using Piggy-back Multibarrel Electrodes for In vivo Pharmacological Manipulations of Neural Responses

In vivo recordings from single neurons allow an investigator to examine the firing properties of neurons, for example in response to sensory stimuli. Neurons typically receive multiple excitatory and inhibitory afferent and/or efferent inputs that integrate with each other, and the ultimate measured response properties of the neuron are driven by the neural integrations of these inputs. To study information processing in neural systems, it is necessary to understand the various inputs to a neuron or neural system, and the specific properties of these inputs. A powerful and technically relatively simple method to assess the functional role of certain inputs that a given neuron is receiving is to dynamically and reversibly suppress or eliminate these inputs, and measure the changes in the neuron's output caused by this manipulation. This can be accomplished by pharmacologically altering the neuron's immediate environment with piggy-back multibarrel electrodes. These electrodes consist of a single barrel recording electrode and a multibarrel drug electrode that can carry up to 4 different synaptic agonists or antagonists. The pharmacological agents can be applied iontophoretically at desired times during the experiment, allowing for time-controlled delivery and reversible reconfiguration of synaptic inputs. As such, pharmacological manipulation of the microenvironment represents a powerful and unparalleled method to test specific hypotheses about neural circuit function.
Here we describe how piggy-back electrodes are manufactured, and how they are used during in vivo experiments. The piggy-back system allows an investigator to combine a single barrel recording electrode of any arbitrary property (resistance, tip size, shape etc) with a multibarrel drug electrode. This is a major advantage over standard multi-electrodes, where all barrels have more or less similar shapes and properties. Multibarrel electrodes were first introduced over 40 years ago 1-3, and have undergone a number of design improvements 2,3 until the piggy-back type was introduced in the 1980s 4,5. Here we present a set of important improvements in the laboratory production of piggy-back electrodes that allow for deep brain penetration in intact in vivo animal preparations due to a relatively thin electrode shaft that causes minimal damage. Furthermore these electrodes are characterized by low noise recordings, and have low resistance drug barrels for very effective iontophoresis of the desired pharmacological agents.

Manufacturing and Using Piggy-back Multibarrel Electrodes for In vivo Pharmacological Manipulations of Neural Responses

Iontophoresis of neural agonists and antagonists during extracellular in vivo recordings is a powerful way to manipulate a neuron&#x2019;s microenvironment. These manipulations can most easily be done via piggy-back multibarrel electrodes. Here we describe how to manufacture them and use them during auditory recordings.

Produzione e utilizzo di Piggy-back Multibarrel Elettrodi per<em&gt; In vivo</em&gt; Manipolazioni farmacologiche di risposte neurali

In vivo recordings from single neurons allow an investigator to examine the firing properties of neurons, for example in response to sensory stimuli. ...

Generation of Local CA1 &#947; Oscillations by Tetanic Stimulation

Neuronal network oscillations are important features of brain activity in health and disease and can be modulated by a range of clinically used drugs. A protocol is provided to generate a model for studying CA1 &#947; oscillations (20 - 80 Hz). These &#947; oscillations are stable for at least 30 min&#160;and depend upon excitatory and inhibitory synaptic activity in addition to activation of pacemaker currents. Tetanically stimulated oscillations have a number of reproducible and easily quantifiable characteristics including spike count, oscillation duration, latency and frequency that report upon the network state. The advantages of the electrically stimulated oscillations include stability, reproducibility and episodic acquisition enabling robust characterization of network function. This model of CA1 &#947; oscillations can be used to study cellular mechanisms and to systematically investigate how neuronal network activity is altered in disease and by drugs. Disease state pharmacology can be readily incorporated by the use of brain slices from genetically modified or interventional animal models to enable selection of drugs that specifically target disease mechanisms.

Oscillations are fundamental network properties and are modulated by disease and drugs. Studying brain-slice oscillations allows characterization of isolated networks under controlled conditions. Protocols are provided for the preparation of acute brain slices for evoking CA1 &#947; oscillations.

Generazione di locali oscillazioni CA1 γ di Tetanic Stimolazione

Neuronal network oscillations are important features of brain activity in health and disease and can be modulated by a range of clinically used drugs. A ...

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent improvements in methodologies and applications for the study of theta oscillations. A simple characterization of the isolated hippocampal preparation is presented whereby the relationship between internal hippocampal theta oscillators is examined together with the activity of pyramidal cells, and GABAergic interneurons, of the cornu ammonis-1 (CA1) and subiculum (SUB) areas. Overall, we show that the isolated hippocampus is capable of generating intrinsic theta oscillations in vitro and that rhythmicity generated within the hippocampus can be precisely manipulated by optogenetic stimulation of parvalbumin-positive (PV) interneurons. The in vitro isolated hippocampal preparation offers a unique opportunity to use simultaneous field and intracellular patch-clamp recordings from visually-identified neurons to better understand the mechanisms underlying theta rhythm generation.

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Here, we present a protocol for recording rhythmic neuronal network theta and gamma oscillations from an isolated whole hippocampal preparation. We describe the experimental steps from extraction of the hippocampus to details of field, unitary and whole-cell patch clamp recordings as well as optogenetic pacing of the theta rhythm.

Tuning nella Banda Theta Ippocampale<em&gt; In vitro</em&gt;: Metodologie per la registrazione dal circuito isolante di roditore Septohippocampal

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

acuto<em&gt; In Vivo</em&gt; Registrazioni elettrofisiologiche dei potenziali del campo locale e dell&#39;attività multi-unità dal percorso iperdirezionale nei ratti anestetizzati

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetica trascinamenti di teta Hippocampal oscillazioni nel comportarsi topi

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

Registrazione spazialmente limitate oscillazioni nell'ippocampo dei topi di comportarsi

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Electrophysiological Investigations of Retinogeniculate and Corticogeniculate Synapse Function

The lateral geniculate nucleus is the first relay station for the visual information. Relay neurons of this thalamic nucleus integrate input from retinal ganglion cells and project it to the visual cortex. In addition, relay neurons receive top-down excitation from the cortex. The two main excitatory inputs to the relay neurons differ in several aspects. Each relay neuron receives input from only a few retinogeniculate synapses, which are large terminals with many release sites. This is reflected by the comparably strong excitation, the relay neurons receive, from retinal ganglion cells. Corticogeniculate synapses, in contrast, are simpler with few release sites and weaker synaptic strength. The two synapses also differ in their synaptic short-term plasticity. Retinogeniculate synapses have a high release probability and consequently display a short-term depression. In contrast, corticogeniculate synapses have a low release probability. Corticogeniculate fibers traverse the reticular thalamic nuclei before entering the lateral geniculate nucleus. The different locations of the reticular thalamic nucleus (rostrally from the lateral geniculate nucleus) and optic tract (ventro-laterally from the lateral geniculate nucleus) allow stimulating corticogeniculate or retinogeniculate synapses separately with extracellular stimulation electrodes. This makes the lateral geniculate nucleus an ideal brain area where two excitatory synapses with very different properties impinging onto the same cell type, can be studied simultaneously. Here, we describe a method to investigate the recording from relay neurons and to perform detailed analysis of the retinogeniculate and corticogeniculate synapse function in acute brain slices. The article contains a step-by-step protocol for the generation of acute brain slices of the lateral geniculate nucleus and steps for recording activity from relay neurons by stimulating the optic tract and corticogeniculate fibers separately.

Here, we present protocols for the preparation of acute brain slices containing the lateral geniculate nucleus and the electrophysiological investigation of retinogeniculate and corticogeniculate synapses function. This protocol provides an efficient way to study synapses with the high-release and low-release probability in the same acute brain slices.

Indagini elettrofisiologiche sulla funzione di sinapla Retinogeniculate e Corticogeniculate

The lateral geniculate nucleus is the first relay station for the visual information. Relay neurons of this thalamic nucleus integrate input from retinal ...

Recording Gamma Band Oscillations From Pedunculopontine Nucleus Neurons in a Brain Slice

Source: Urbano, F. J., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/54685">Recording Gamma Band Oscillations in Pedunculopontine Nucleus Neurons.</a> J. Vis. Exp. (2016).
The video demonstrates the method to record gamma-band oscillations in PPN neurons. Using a sagittal brain section with synaptic blockers in aCSF, it employs positive current pulses via a patch pipette to open calcium channels, inducing crucial subthreshold activity for wakefulness.

Registrazione delle oscillazioni della banda gamma dai neuroni del nucleo peduncolopontino in una fetta di cervello

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Registrazione Gamma banda oscillazioni Pedunculopontine Nucleo neuroni

Riepilogo

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