Name: using the sleeve technique in a mouse model of aortic transplantation - an instructional video
Uploaded: 2017-10-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 55 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video at JoVE.com

ברצוננו להודות רומא Wieczorek, פיטר Kurdybacha לסיוע עריכה מעולה שלהם, ואת ליאון דקר Uli Heuter לסיוע טכני מעולה שלהם.

הליכים הכוללים נושאים בעלי חיים אושרו על ידי טיפול בעלי חיים מוסדיים ועל שימוש הוועדה (IACUC) ב RWTH מאוניברסיטת אאכן, AZ 84-02.04.2012.A234.
 הערה: ההליך הוכח שימוש בעכברים בוגרים זכר פראי סוג CD1 רקע. לשמור על העכברים ביחידת המעבדה המקצועית לפני ואחרי הניתוח, שמבטיח גישה מתאימה מזון, ביקורת וטרינרית המקצועית של הטיפול. אם בעלי החיים הם רכשו מכל בחוץ, לאפשר הסתגלות שבוע לפני ביצוע הניתוח.
 1. הכנה של התורם <ol><li>להשתמש מכשירים וחומרים סטרילי כדי לשמור על תנאים סטריליים במהלך הניתוח כדי למנוע זיהומים.</li>
	<li>עזים ומתנגד לכל העכבר בתערובת של 1.5% על-ידי אחסון איזופלוריין ו 100% חמצן דרך מסיכת פנים. הנח העכבר על פלטפורמה נמצא במצב פרקדן הקלטת כל הרגליים שלה על שולחן הניתוחים. בדוק את הרפלקסים שלו על ידי צובט את הרגליים האחוריות כדי להיות בטוח כי העכבר. הוא מורדם במידה מספקת. במקום אופטלמולוגיות משחה על העיניים כדי למנוע התייבשות במהלך ההליך.</li>
	<li>להסיר שיער כל הבטן בעזרת ג'ל depilatory או להשתמש של מכונת הגילוח. לבצע את הפעולה בתנאים סטריליים. לחטא את הבטן עם מתחלפים קרצוף של chlorhexidine ובמים סטריליים.</li>
	<li>להסיר את העורקים התורם דרך חתך בבטן קו האמצע עם מספריים או סכין. משכי את המעי באופן ידני מימין. בעדינות ידנית לשקף את המעיים מעל לצד באמצעות אבקה כפפות בחינם.
	<ol><li>למקם את המעי על פיסת גזה שנרטבו עם תמיסת מלח כדי לשמור על לחות.</li>
		<li>לנתח משם. העורק בזהירות רבה מן הרקמה שמסביב באמצעות ניתוח בוטה עם פינצטה.</li>
		<li>נפרדים על הקטע של אבי העורקים בין העורקים הכליות שלו נגע הסתעפות של הווריד הנבוב עם פינצטה.</li>
		<li>מאובטח בכל ענפי קטע זה מאוד בזהירות באמצעות 11-0 monofilament יחידה תפר קטן.</li>
		<li>לפני הסרת אבי העורקים, להזריק 0.5 מיליליטר (מ"ל) תמיסת מלח המכיל 50 U של הפארין לתוך הכלילי התחתון.</li>
		<li>תן החיה תורם תדמם לאחר הסרת על הקטע של אבי העורקים.</li>
		<li>לשטוף את השתל באופן מלא עם תמיסת מלח ולאחר מכן להעביר אותו מיד אל גורם מכיל של תמיסת מלח קרה כקרח.</li>
	</ol></li></ol> 2. הכנה של הנמען <ol><li>עזים ומתנגד החיה הנמען בתערובת של 1.5% על-ידי אחסון איזופלוריין ו 100% חמצן דרך מסיכת פנים, ולאחר מכן להסיר את השיער ולחטא (סעיף 1). עושים חתך קו אמצע מ מצאתי על האגן עם איזמל ומשכו את הקירות בטן. במקום אופטלמולוגיות משחה על העיניים למניעת יובש במהלך ההליך.</li>
	<li>גלישת המעי הגס בתמיסת לחלח גזה, תחסיר בעדינות לחיה &#39; צודקת.</li>
	<li>Dissect העורקים מתחת לכליות חינם בין העורקים כליות הציר הקרוב, ההסתעפות רחוק עם פינצטה.</li>
	<li>מאובטח בכל ענפי קטע זה מאוד בזהירות באמצעות 11-0 monofilament יחידה תפר קטן.</li>
	<li>תהדק את החלקים הפרוקסימלית ו דיסטלי של אבי העורקים בתפר משי יחידה 6-0-</li>
	<li>לחלק את העורקים באמצע בין התפסים, להרוות את הקצוות לחתוך עם מלוחים heparinized ריקון הפתוח לומן.</li>
	<li>למקם את השתל המיקום orthotopic עם תום כלי האכלה לתוך כלי המקבל ואחריו תפירת עם 11-0 monofilament מקפיד להימנע כל פיתול של אבי העורקים על ידי יישור כראוי את התורם ואת (נמענים איור 1) 10.</li> <li>בקפידה לשחרר את ליגטורות לאחר חקירה של ההשקה. לשחרר את המלחציים דיסטלי קודם. התוצאה היא לחץ נמוך מחזיק הקירות יחד לפני שחרור הצד בלחץ גבוה הפרוקסימלית.</li>
	<li>Perfuse השתל מיד, תבדוק את הדופק גלוי. הסר בעדינות את שרידי המשי. האורך האופטימלי חפיפה בין התורם העורקים הנמען הוא 1-2 מ מ.</li>
	<li>להחזיר את תוכן הבטן אל חלל הבטן ולסגור את כל פצע רץ 3-0 polyglycolic חומצה בתפר.</li>
	<li>לתת את הבופרנורפין העכבר (0.05 מ"ג/ק"ג משקל גוף subcutaneously (SC)) לפני סיום ההרדמה.</li>
	<li>לא להשאיר בעל חיים ללא השגחה עד שהוא יהיה בהכרה מלאה. ניהול כאב טיפול עם buprenophine 0.05 מ"ג/ק"ג משקל גוף מנוהל SC שלוש פעמים ביום למשך שלושה ימים אחרי הניתוח כפי שאושר על ידי הגוף המוסדי פיקוח.</li>
	<li>עבור רקמות לקצור, עזים ומתנגד העכברים הנמען כפי שתוארו לעיל, מיושרות כלי בתמיסת באגירה פוספט (PBS) ואחריו 4% פורמלדהיד/PBS, (pH = 7.4) על ידי דקירה בלב. הסר בעדינות את השתלים. לאחר קיבוע לילה 4% פורמלדהיד/PBS, תהליך דגימות בהמשכים, להטביע פרפין.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rowinska, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-+invasive+in+vivo+analysis+of+a+murine+aortic+graft+using+high+resolution+ultrasound+microimaging.">Non- invasive in vivo analysis of a murine aortic graft using high resolution ultrasound microimaging.</a> Eur J Radiol. 81 (2), 244-249 (2012).</li><li>Daugherty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+of+atherosclerosis.">Mouse models of atherosclerosis.</a> Am J Med Sci. 323 (1), 3-10 (2002).</li><li>Xu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+of+arteriosclerosis:+from+arterial+injuries+to+vascular+grafts.">Mouse models of arteriosclerosis: from arterial injuries to vascular grafts.</a> Am J Pathol. 165 (1), 1-10 (2004).</li><li>Daugherty, A., Cassis, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+of+abdominal+aortic+aneurysms.">Mouse models of abdominal aortic aneurysms.</a> Arterioscler Thromb Vasc .Biol. 24 (3), 429-434 (2004).</li><li>Zernecke, A., Shagdarsuren, E., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokines+in+atherosclerosis:+an+update.">Chemokines in atherosclerosis: an update.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (11), 1897-1908 (2008).</li><li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation.">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> J Surg Res. 111 (2), 171-176 (2003).</li><li>Koulack, J., McAlister, V. C., Giacomantonio, C. A., Bitter-Suermann, H., MacDonald, A. S., Lee, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+mouse+aortic+transplant+model+of+chronic+rejection.">Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection.</a> Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).</li><li>Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+rapid+technique+for+renal+transplantation+in+the+rat.">New rapid technique for renal transplantation in the rat.</a> Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).</li><li>Baxter, K., Hao, P. M., Howden, B. O., Saunder, A., Jablonski, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+technique+of+abdominal+heart+transplantation+in+the+rat.">Modified technique of abdominal heart transplantation in the rat.</a> J Heart Lung Transplant. 17 (11), 1057-1064 (1998).</li><li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice:+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis.">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J Heart Lung Transplant. 18 (10), 946-951 (1999).</li><li>Siemionow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histopathology+of+microarterial+anastomoses:+end-to-end+versus+end-in-end+(sleeve)+technique.">Histopathology of microarterial anastomoses: end-to-end versus end-in-end (sleeve) technique.</a> J Hand Surg Am. 15, 619-625 (1990).</li><li>Charo, I. F., Ransohoff, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+many+roles+of+chemokines+and+chemokine+receptors+in+inflammation.">The many roles of chemokines and chemokine receptors in inflammation.</a> N Engl J Med. 354 (6), 610-621 (2006).</li><li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation.">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18 (6), 368-371 (1998).</li><li>Guo, L., Agarwal, A., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice+for+the+study+of+vascular+disease.">Orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease.</a> J Vis Exp. (69), e4338 (2012).</li></ol>

המחברים מצהירים כי יש להם אינטרסים כלכליים אין מתחרים.

לפני מחקר זה היו שונים דגמים אחרים השתלת בעכברים ביסודיות ניתחו3,6,7,10,13,14. המודל של השתלת אב העורקים באמצעות הטכניקה שרוול עם שינויים על-ידי. Dambrin et al. נבחר כפי זה לקריטריונים שלנו והראו אמינות גבוהה של ההשקה השרוול לעומת שיטות קונבנציונליות תפר קצה-לקצה 1 , 10.
טכניקה זו היא חיובית מבחינות רבות עם מלחציים צולבים זמן מופחת במידה ניכרת למזער את הנזק העורקים במהלך הניתוח. שיעור נמוך של פקקת נצפתה בנוסף חוסר התאמה פוטנציאלית קוטר הכלי בין התורם הנמען. התצפיות הנ ל לבצע טכניקה זו המתאים מאוד לצרכי חוקר מחלת כלי דם באבי העורקים השתלות בעכברים.
במחקר מעקב שבו בוצע אולטרסאונד 8 שבועות לאחר ההשתלה, אותרו ללא שינויים משמעותיים. זה אישר הנחות כי נזק העורקים במהלך הניתוח יהיה מינימלי1.
ההליך grafting שהוצגו במאמר זה מבטיח אין ליקוי הן שלמות שתל והן את תפקידה. לכן, ניתן להסיק שמקדם את מודל השתלת ניסיוני זה עשוי לשמש כלי רב ערך עבור חקירות תרופתי המולקולריים עתידיות למחלות ניווניות כלי בעכברים מהונדסים גנטית.
אנו מאמינים כי מדריך וידאו יכולה לתפקד מלמד הממחיש את השימוש של מודל arterio-עורקים פשוטה זה שזה יתרום יותר פורה לדיון בנושאים חשובים רבים בפתולוגיות כלי הדם. ניתן להשתמש בשיטה זו השקה מהירה מאוד ללמוד מחלת כלי דם בעכברים מהונדסים גנטית. זה עשוי לשמש גם שינוי במודל מפרצת בשילוב עם השתלת.
ישנן נקודות קריטיות במהלך ההליך. הצבת התפר עצמו הוא השלב הקריטי ביותר. המנתח חייב לטפל כדי למנוע כל פיתול של אבי העורקים על ידי יישור תקין של התורם, הנמען. התפסים יוסרו בקפידה לאחר בדיקה של ההשקה. מוטב שנשחרר את המלחציים דיסטלי תמיד קודם וכתוצאה מכך לחץ נמוך מחזיק הקירות יחד לפני שחרורו proximal בצד בלחץ גבוה. היה מדמם. תוצאה לא תקינה בעקבות הרצף של שחרור.

כפי ציינתי במחקר הקודם, תשומת לב רבה הוקדשה מודלים מאתר השתלת אב העורקים אשר מאפשרים אפליה בין תגובות ספציפיות בכלי הדם נגרמת על ידי השתל עצמו גורמים מערכתית מסוימים הקשורים סביבה arteriogenic 1 , 2 , 3. הגורם משחק כאן תפקיד מכריע הוא הזמינות של נוקאאוט, העכברים הטרנסגניים. מעורבותם במודל כזה מציע את האפשרות של זיהוי וקביעת משעולים pathophysiological חדשים הקשורים להתפתחות מחלות כלי דם ניווניות, כגון טרשת עורקים, מפרצת היווצרות4, 5.
ראוי לציין כי במהלך הרכבה של איסכמיה/פגיעה reperfusion מהותי לפגיעה בכלי הדם המיועדים להשתלה עשויים להופיע. לכן, המופע של בעיות ספציפיות עם שתל שלמות או לתגובה דלקתית לא צפויה במהלך התקופה שלאחר הניתוח לא ייכללו אולי מסלק שינויים הקשורים pathophysiological ניווניות מחלות לב וכלי דם3 ,4,5,6,7. שרוול השקה היא שיטת קצה-ב חלופי עורקי השקה של כלי בקוטר של פחות מ 1 מילימטר, הוחל בהצלחה בכליות, לב השתלת בחולדות הותאמה לאחר מכן אבי העורקים השתלת בעכברים על ידי. Dambrin et al. 8 , 9 , 10 , 11.
אבי העורקים נזק בטכניקה השתלת שרוול ממוזער, בקצב נמוך מאוד כשל טכני, עקב זה שנמשך רק 20 דקות בממוצע. התוצאות הקודמות שלנו הראו מאפיינים מבניים פונקציונלי מעולה של isograft של ויוו לאחר ההשתלה באמצעות טכניקה שרוול1. . Dambrin et al. לתאר את זה אחרי עקומת לימוד קצרה שיעור ההצלחה היה מעל 78%10. סיבוכים כגון פקקת הם נדירים, לדוגמה Engelbrecht. et al. לא להתבונן פקקת בטכניקה שרוול ב השתלת כליות עכברוש8.
המודל מאתר השתלת אב העורקים עם שרוול. חיבור הוא כלי מהיר וקל ללמוד iso/להשתלת בתגובות הכלי המושתלים. וידאו זה מדגים את הליך השתלת אב העורקים מתבצעת במעבדה שלנו. מודל זה השתלת עשויה להועיל בהגדרת המנגנונים פתולוגיים הבסיסית של כלי דם מחלות ניווניות, עשוי לתרום הערכה נוספת של התערבויות תרופתי המולקולריים12.

<table><tbody><tr><td>Halsey Needle Holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12001-13</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Forceps -</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Lexer-Baby Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Scissors</td><td>Aesculap, Germany</td><td>Typ OC498R</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Suture Forceps</td><td>Geuder, Germany</td><td>19015</td><td></td></tr><tr><td>6-0 silk black (Silk)</td><td>Deknatel, Research Triangle Park NC, USA</td><td>18020-60- FST</td><td></td></tr><tr><td>11-0 monofilament (Ethilon)</td><td>Ethicon, Norderstedt, Germany</td><td>EH7438G</td><td></td></tr><tr><td>3-0 polyglycolic acid suture (Serafit)</td><td>Serag-Wiessner, Naila, Germany</td><td>60203214</td><td></td></tr><tr><td>Isofluorane</td><td>Any genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Any genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.9% saline</td><td>Any genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Any genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bepanthene eye and nose cream</td><td>Bayer, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscop</td><td>Zeiss</td><td>Opmi MDO/S5</td><td></td></tr><tr><td>Vaporiser</td><td>Eickemeyer</td><td>TEC3</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasound</td><td>Vevo, Canada</td><td>770,2100</td><td></td></tr></tbody></table>

using the sleeve technique in a mouse model of aortic transplantation - an instructional video

השתלת אב העורקים Orthotopic בטכניקה שרוול מפחית לפגיעה העורקים עם השלילי של 10-20% בלבד. הזמן anastomose העורקים בעכברים באמצעות השיטה שרוול היה קצר ולא קל ממוצע של 20 דקות, המתיר מחקרים שתלי iso/מאפשר. המאמר הבא מתאר את הליך השתלת אב העורקים בשימוש המעבדה שלנו. העכברים היו מרדימים עם תערובת של איזופלוריין נפח 1.5% ו 100% חמצן דרך מסיכת פנים. בשלב זה, הקטע של אבי העורקים בין העורקים הכליות שלו נגע הסתעפות הופרד מן הווריד הנבוב, בחופשיות מוכן clampedat מקטעי לקרע, בתפר משי יחיד. לפני ההסרה של אבי העורקים תמיסת מלח המכיל הפארין היה מוזרק הכלילי התחתון. לאחר מכן אבי העורקים נחתך בין התפסים, פתרון הפארין מלוחים שימש ריקון לומן. הטכניקה שרוול בתפרים monofilament שימשה על מנת להשתיל. העורק בתפקיד orthotopic.

העכברים התאוששה הרדמה תוך 15-30 דקות עם ליקוי פיזי, נצפתה אין למרות שהיה סיכון גבוה של קרישי דם. אולטראסאונד שימשה במהלך המעקב לאחר הניתוח. העכברים פראי סוג השתמשו במחקר הציג שאין שינוי ממדי שלהם לומן. בהתאם לכך, לא stenoses ולא aneurysmal תצורות נצפו. החיות ההשתלה נכשלה מוצג התפתחות רובד של כלי הדם (איור 2).
קונבנציונלי הליכים מכתימים כגון פראפין יכול לשמש כדי לקבוע את הפלאק, דפוס של תאי שריר חלק, והצטברות של מקרופאגים. במחקר שלנו היסטולוגית ובוצע נוגדן 6 שבועות לאחר הרכבה כדי לבדוק את התקינות של השתל. צביעת היסטולוגית (Hematoxylin אאוזין (HE), immunohistochemical מכתים (אקטין שריר חלק (SMA) ו מקרופאג (MAC2)) (איור 3) הראה לנו ללא שינוי דפוסי ההפצה של תאי שריר חלק, ללא פגע תא אנדותל רירית, ולא הצטברות תאים אינטימה. ממצאים אלה מצביעים על כי אין הפעלת משמעותית של הנגע או תא זוהה כלי המושתל (איור 3).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig1.jpg"> 
איור 1 : שרוול טכניקה. . העורק הראשי הושתלה בטכניקה שרוול. בהליך זה, אבי העורקים של התורם הושם בתנוחה orthotopic עם נוכחות כלי האכלה שטחית עקיצות. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54915/54915fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig2.jpg"> 
איור 2 : פוסט תמונות אולטרסאונד. דוגמאות מהנוף פוסט ניתוחית (necropsy) של השתלים 6 שבועות לאחר השתלת (A), שלה אולטרסאונד תלת ממדי (B) ו- B-מצב תצוגה (C). לעקוב לאחר הניתוח נערך באמצעות אולטרסאונד. התמונות להראות patency של השתל ללא שינוי בממדי לומן. בנוסף, לא stenoses או תצורות aneurysmal נצפו. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54915/54915fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig3.jpg"> 
איור 3 : היסטולוגית ותמונות אימונוהיסטוכימיה. היסטולוגית ו אימונוהיסטוכימיה נציג דמויות של חיות המושתלים בגיל 6 שבועות לאחר ההשתלה. אין חבלות משמעותיות נצפתה על ידי היסטולוגיה aortas המושתלים (Hematoxylin ואאוזין, הוא, 100 X הגדלה, סולם בר = 50 מיקרומטר), immunohistochemical מכתים (שריר חלק אקטין SMA (אדום) או מקרופאג MAC2 (ירוק), 200 X הגדלה, סולם בר = 25 מיקרומטר). הגרעינים היו נגד מוכתמת דאפי (כחול). <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54915/54915fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video at JoVE.com

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

אנו מציגים מודל השתלת אבי העורקים orthotopic בטכניקה שרוול בעכברים. זו שיטה השקה מהירה מאוד, אשר יכול להיות מועסק במחקרים של מחלת כלי דם.

בטכניקה שרוול במודל של עכברים של אבי העורקים השתלת - סרט הדרכה

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

using-sleeve-technique-mouse-model-aortic-transplantation-an

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

8.9K Views.  Ruhr- University Bochum. אנו מציגים מודל השתלת אבי העורקים orthotopic בטכניקה שרוול בעכברים. זו שיטה השקה מהירה מאוד, אשר יכול להיות מועסק במחקרים של מחלת כלי דם.

Video: Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. This is largely true, but there are a number of important principles that can reduce the difficulty of these procedures and enhance reproducibility. Orthotopic aortic transplantation is an excellent procedure in which to learn these principles because it involves only two end-to-end anastomoses, but requires good suturing technique and handling of the vessels for consistent success. This procedure begins with the procurement of a length of abdominal aorta from a donor animal, followed by division of the native aorta in the recipient. The procured aorta is then placed between the divided ends of the recipient aorta and sutured into place using end-to-end anastomoses. To accomplish this objective successfully requires a high degree of concentration, good tools, a steady hand, and an appreciation of how easily the vasculature of a mouse can be damaged, resulting in thrombosis. Learning these important principles is what occupies most of the beginner's time when learning microsurgery in small rodents. Throughout this protocol, we refer to these important points. This model can be used to study vascular disease in a variety of different experimental systems1-8. In the context shown here, it is most often used for the study of post-transplant vascular disease, a common long-term complication of solid organ transplantation in which intimal hyperplasia occurs within the allograft. The primary advantage of the model is that it facilitates quantitative morphometric analyses and the transplanted vessel lies contiguous to the endogenous vessel, which can serve as an additional control9. The technique shown here is most often used for mice weighing 18-25 grams. We have accumulated most of our experience using the C57BL/6J, BALB/cJ, and C3H/HeJ strains.

We describe a technique in which a section of the abdominal aorta from a mouse is transplanted orthotopically to just below the renal arteries in an allogeneic or syngeneic recipient. This technique can be useful in studies in which transplantation of large arteries of uniform size is deemed advantageous.

השתלת אב עורקים בעכברי orthotopic לחקר מחלת כלי דם

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

עכברי צוואר הרחם לב השתלת דגם שימוש בטכניקת חפתים השתנה

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

טכניקת השתלות Murine Heterotopic לב

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

אופטימיזציה של טכניקת השרוול עבור השתלת לב מוריין

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Immunology and Infection

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

השתלת לב צוואר הרחם הטרוטופית בעכבר תוך שימוש באזיקי כלי דם

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

מורי צוואר הרחם מורנה השתלת מודל באמצעות שינוי שאינו תפר שיטה השרוול

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

טכניקת שרוול שונה למודל השתלת לב הטרוטופי של עכבר צוואר הרחם

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...

אסטרטגיות לאנסטומוזה וסקולרית יעילה בהשתלת כבד עכבר

Vascular Reconstruction with the Cuff Technique in Mouse Orthotopic Liver Transplantation

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. However, the technical challenges pose a barrier to utilizing this valuable experimental model and passing on these skills to the next generation. The most challenging aspect of this procedure is vascular reconstruction, including the portal vein (PV), infrahepatic inferior vena cava (IHIVC), and suprahepatic inferior vena cava. The use of plastic cuffs, rather than sutures, allows for smoother PV and IHIVC reconstruction. Vessels are reconstructed by attaching a cuff made from an intravenous catheter to the tip of the graft vessel and interposing the cuff into the recipient vessel. The two most crucial aspects are properly visualizing the inner lumen of the vessel and avoiding the use of excessive force. Our aim is to provide a technical overview of vascular reconstructions using the cuff technique in recipient surgery. These technical tips for the cuff technique are expected to help microsurgeons facilitate vascular reconstruction and advance their research.

מחבר זרקור: חקר איסכמיה קרה ופגיעה ברפרפוזיה חמה בהשתלת כבד שומני

This protocol provides technical information for vessel reconstruction using the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation.

שחזור כלי דם בטכניקת השרוול בהשתלת כבד אורתוטופית בעכבר

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. ...

בטכניקה שרוול במודל של עכברים של אבי העורקים השתלת - סרט הדרכה

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

השתלת אב עורקים בעכברי orthotopic לחקר מחלת כלי דם

עכברי צוואר הרחם לב השתלת דגם שימוש בטכניקת חפתים השתנה

טכניקת השתלות Murine Heterotopic לב

אופטימיזציה של טכניקת השרוול עבור השתלת לב מוריין

השתלת לב צוואר הרחם הטרוטופית בעכבר תוך שימוש באזיקי כלי דם

מורי צוואר הרחם מורנה השתלת מודל באמצעות שינוי שאינו תפר שיטה השרוול

טכניקת שרוול שונה למודל השתלת לב הטרוטופי של עכבר צוואר הרחם

שחזור כלי דם בטכניקת השרוול בהשתלת כבד אורתוטופית בעכבר

שחזור כלי דם בטכניקת השרוול בהשתלת כבד אורתוטופית בעכבר

שחזור כלי דם בטכניקת השרוול בהשתלת כבד אורתוטופית בעכבר