Name: visualizing the beating heart in drosophila
Uploaded: 2009-09-28T21:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Visualizing the Beating Heart in Drosophila at JoVE.com

ק.א. נתמך על ידי מענק מטעם איגוד הלב האמריקני.

לפני שתתחיל למבוגרים לבבות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טרי להכין hemolymph מלאכותי (א.ה.) תמיסה המכילה 108mM Na +, 5mm K +, 2mm Ca 2 +, 8mm MgCl 2, 1mm לאא 2 PO 4, 4 מ&quot;מ NaHCO 3, סוכרוז 10mm, trehalose 5mm, HEPES 5mm (pH 7.1, כל ריאגנטים מ סיגמא כימיקלים). סוכרוז ו trehalose יש להוסיף AH מפתרונות מניות בקירור רק לפני השימוש כדי למנוע זיהום חיידקי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מביאים לטמפרטורת החדר AH פתרון חמצן על ידי מבעבע האוויר דקות לפחות 15. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך נימים מצוין מספר (למשל זכוכית נימים, 100ul, VWR) נדרש להסרת שומן. </li></ol> הזחל לבבות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Sylgard מצופה coverslips: באמצעות העברה, קיסם על 50-70μl של פתרון Sylgard על coverslip 22x22mm. תן להקשיח Sylgard ב 65 ° C במשך הלילה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את Broadie ו חיץ של בייט (135mm NaCl, KCl 5 מ&quot;מ, 4 מ&quot;מ MgCl 2, 2mm CaCl 2, TES 5mm, סוכרוז 36mM;. PH 7.15 ראה Broadie ו בייט, 1993). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכינו את הכלים הדרושים כדי ליישם את הדבק histoacryl. ראשית, למשוך כמה נימים קנס (למשל מוצרים המדע GB100T8P). חבר קצה פיפטה 1.5ml עם צינורות פלסטיק קטנה (Tygon, 1 / 32 &quot;) על ידי הוספת את הקצה הקטן יותר לתוך הצינור. הכנס נימי עם פתח רחב שלה לקצה השני. טען את נימי עם דבק Histoacryl על ידי טבילה נימי לתוך טיפת דבק שאיבה עדינה לתוך קצה הפלסטיק. כאשר עובדים עם דבק אחד צריך כוס שנייה נימי בהישג יד כדי להסיר דבק יתר מקצה הדבק נימי. הוא דבק נוזלי עד שהוא בא במגע עם מי מלח שנאגרו בו יהיה להקשיח בתוך כמה שניות. עם זאת, בדרך כלל נשאר פלסטיק מספיק זמן כדי להסיר את הדבק קצה נימי או תוך יישום זה הדגימה. </li></ol> חצי שלם תסיסנית הלב מן טוס למבוגרים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למבוגרים זבובי תסיסנית מורדמים עם שנאפ Fly (קרוליינה ביולוגית אספקת ושות) במשך 2-5 דקות. יש להקפיד לא לצאת זבובים שנאפ Fly עבור חשיפות ארוכות יותר. חשיפה לטווח קצר לקור יכול לשמש גם כדי להרדים זבובים אבל CO 2 אינה מומלצת שכן יש כבר השפעה מתמשכת על קצב הלב ואת המקצב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זבובים הרדים ממוקמות, צד הגב למטה, לתוך צלחת פטרי מצופה בשכבה דקה של וזלין. לציפורן הידרופובי את הכנפיים והגוף הפיך &quot;לתקוע&quot; את ג&#39;לי אבל לעוף ניתן למקמו מחדש במידת הצורך. זה הופך להיות חשוב במיוחד במהלך מניפולציות הבאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך הראשונית נעשית באמצעות זוג מספריים המעוגל של האביב (Roboz # 5611). להבי מספריים מושמים תחת הרגליים בזווית לעבר השטח הגבי של החזה ליד הצוואר. ראש, כבל עצב הגחון, והרגליים יוסרו עם חתך אחד. הכנה הוא שקוע אז hemolymph, מחומצן פתרון מלאכותי (AH). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספריים האביב בקצה האחורי של הבטן (המורכב מקטעי בטן 7 ו - 8) מוסר עם חתך אחד. זה מספק גישה לביצוע קיצוץ רוחבי לאורך שני הקצוות של הבטן משמש כדי לנתק את הקשר בין המעי האחורי ואת לציפורן הבטן. דש משוחררים של לציפורן בטן הגחון מוסר מכן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלבים 3 ו 4 חיבורי הקדמי ואת האחורי של הבטן, נותקו כל כך את אברי הבטן מוחזקים כעת רק על ידי tracheols במקום. הבטן ואת אברי הבטן האחרים בדרך כלל ניתן להסיר כגוש אחד באמצעות מלקחיים של צורף (Roboz, # 55) ועדין מושכת. הסרת איברים פנימיים חושף את הצינור הלב הפועם עדיין מחוברת לציפורן הגב מוקף גופים שומן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגופים שומן הן אטומות למדי מיקרוסקופ האור וכתוצאה מכך הוא לעתים קרובות יש צורך להסיר חלק זה של שומן על מנת לראות את צינור לב בבירור. מטרה זו מושגת על ידי שימוש בטכניקה של שאיבת שומן נמשך דק זכוכית הנימים. נימים מתבצעות בעזרת פיפטה תקן חולץ (למשל סאטר P-97 פיפטה פולר) ו מוכנסים מכן לתוך צינורות פלסטיק (Tygon, 1 / 16 &quot;), מחוברת למקור ואקום. מערכת זו משמשת כדי יניקה את עודפי השומן מן סביב הצינור לב. כוח יניקה הוא יחסי בקוטר טיפ כך pipettes עם טיפים גדול יותר בקוטר 40 מיקרון לא אמור לשמש. זהירות קיצוניים צריך לנקוט כדי להימנע מלגעת בלב עצמו, כי את החלק האחורי של הלב היא שברירית מאוד באזור יש להימנע לחלוטין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צינור הלב המבוגר תסיסנית נחשפת עכשיו צריך להכות. אם יש צורך בלב לציפורן בצירוף ניתן למקמו מחדש על ידי הסרת לציפורן בעדינות מתוך ג&#39;לי נפט בזהירות בטישה אותו בחזרה למטה, שוב להימנע מכל מגע עם הרקמה בלב. ב tהנקודה שלו הפתרון רחצה והכנת יש להחליף אהל טריים. הכנה זו יש לאפשר לאזן עבור 20-30 דקות עם חמצון לפני כל המניפולציות. אם ההכנה היא להישמר במשך יותר מ -60 דקות הוא צריך להיות עם perfused אהל טריים. </li></ol> משתק תסיסנית הזחלים הקלטה אופטית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים טיפת דבק Histoacryl קרוב לפינה כל אחד coverslips Sylgard. הוסף 50μl של חיץ B &amp; B של טיפות דבק אשר להקשיח מייד. למלא את החלל בין נקודות מודבק עם B &amp; B - דבק ימשיך החיץ בשקופית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קחו הזחל נודד L3 ולמקם אותו על פיסת נייר רטובה על קרח דק &#39;2. זה יהיה להאט את תנועתה. ואז להעביר את זחל לתוך המאגר ואת לכוון אותו עם הצד הגבי מעלה (זה הצד של הזחל כי חסרה את חגורות denticle). להחיל במהירות קצת דבק בין אזור הראש ואת Sylgard. דבק להקשיח יהיה מהר מאוד למנוע את ראשו של הזחל לנוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים ובזהירות לתפוס את החיה על ידי spiracles האחורי ובעדינות למתוח אותו. לתקן את הזחל בתפקיד זה על ידי יישום דבק לאורך שני הצדדים של הזחל במחצית האחורי. כדי לצמצם תנועה נוספת של לציפורן על ידי השרירים בגוף הקיר, להוסיף דבק יותר את צלעותיה של הבהמה. הזחל הוא קבוע עכשיו במצב הזה. Coverslip ניתן להציב לתוך צלחת פטרי קטן מלא אהל או PBS. פעימות הלב יכול עכשיו להיות מוקלט ללא הפרעה מן הקיר תנועות הגוף. </li></ol> נציג תוצאות: בלב חצי שלם תסיסנית הבוגרת תנצח בקצב שעות לאחר הניתוח, כאשר נשמר, AH טרי מחומצן (ראה נתונים משלימה, Ocorr, et al. 2007). למשל נציג מוצג סרט 1. לבבות של הזחל 3 rd instar וזבובים צעירים (1 - 3 שבועות eclosion פוסט) בדרך כלל התערוכה פעימות לב קבוע בשיעורים שבין 1 ל - 3 הרץ. זבובים מעל גיל 3 שבועות, בדרך כלל הם arrhythmic יותר, ובכל זאת הלב אלה עדיין מסוגל לנצח באופן ספונטני במשך שעות אהל מחומצן. לבבות של זבובים בוגרים, כי הם ניזוק כתוצאה של ההליך לנתיחה בדרך כלל מראים אזורים נקודתיים של מועקה קיצוניים לא מצליחים להירגע. שיעורי Heartbeat איטי יותר מאשר הרץ 1 הם נצפו לעתים נדירות זבובים צעירים יותר בגיל 3 שבועות, וכתוצאה מכך הכנות כאלה נחשבים פגום מבוטלים. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/1425/MOVIE1.avi">לחץ כאן כדי להוריד סרט 1.</a> - אחד מבוגר בן שבוע wildtype לטוס (זן w מעבדה 1118) מראה את צינור חשוף בלב הבטן (קדמי משמאל). הערה רגילה, התכווצויות קצובות. אזורים אטום בפינה הימנית העליונה הם הגופים הנותרים שומן בבטן, תאים עגולים בכל צד של הלב הם התאים קרום הלב.

<ol>
	<li>Ocorr, K., Reeves, N., Wessells, R. J., Fink, M., Chen, H. -. S. V., Akasaka, T., Yasuda, S., Metzger, J., Giles, W., Posakony, J. W., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=KCNQ+potassium+channel+mutations+cause+cardiac+arrhythmias+in+Drosophila+that+mimic+the+effects+of+aging.">KCNQ potassium channel mutations cause cardiac arrhythmias in Drosophila that mimic the effects of aging.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 3943-3948 (2007).</li><li>Broadie, K. S., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+embryonic+neuromuscular+synapse+of+Drosophila+melanogaster.">Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster.</a> J Neurosci. 13, 144-166 (1993).</li></ol>

המודל תסיסנית הוכיחה להיות כלי רב עוצמה גנטי, שבו נעשה שימוש כדי לענות על מגוון שאלות מדעיות החל ההתפתחות העוברית על למידה וזיכרון. לאחרונה אורגניזם מודל זה צדדי נעשה שימוש כדי לחקור את הגנטיקה של תפקוד הלב לטוס. מספר נסיונות לכמת הפיזיולוגיה הלב המבוגר תסיסנית הסתמכו על תצפיות שנעשו באמצעות זבובים שלם לציפורן הבטן. רוב הגישות הללו יש לסמוך על תצפית ויזואלית או הקלטות של שינויים משדר עוצמת האור דרך הבטן לכמת פרמטר אחד, קצב הלב. שיטות אלה יש מספר מגבלות: בדרך כלל רק את הקצה הקדמי של הלב ניתן לצפות, מה הנצפה היא תנועה של גופים שומן משני הצירים לב, קלט העצבים ללב שלם. הכנת בוגרים למחצה שלם מספק תצוגה מפורטת יותר של חלק גדול כימות תפקוד הלב המתיר של מספר פרמטרים בנוסף קצב הלב. זה יכול לשמש עבור אלקטרו או האופטי (ראה מאמר יופיטר, 1435) נהלים ההקלטה. בנוסף, הכנה זו מתאימה מניפולציות היסטולוגית (ראה מאמר יופיטר, 1435). זה גם יכול להיות כמו חילוץ מדגם נקי יחסית בלב רקמה PCR, המערבי סופג, ניתוח microarray, וכו &#39; הלב הבוגרת תסיסנית הוא, לצורך דיסקציה הזה, קבוע בנוחות לציפורן הגבי של הבטן על ידי רשת של השרירים כנפי. כך ניתן לנתח משם את הראש ואת העצב בחוט הגחון משקר, ולאחר מכן להסיר את האיברים הפנימיים מבלי לפגוע בלב. עם זאת, במשנה זהירות יש לנקוט בשלב 3 כדי לחתוך רק את קצה קצהו של הבטן כמו הלב משתרע לתוך קטע הבטן 5 / 6 ו תא קוצב לב או תאים נמצא ללא ספק באזור זה. טיפול צריך גם לקחת כדי להימנע מלגעת הלב במהלך הניתוח. אם הקשר עם הלב חשוד בהכנת אמור להיות מושלך. יניקה מתונה בדרך כלל מספיקה כדי להסיר כמה שומן tracheols המקיפים את הלב ויזואליזציה טובה יותר של הצינור לב אבל יניקה מופרז יכול גם להזיק ללב. כוח היניקה נשלט בעיקר על ידי גודל של קצה פיפטה המשמש שאיבת שומן, טיפים גדולים יותר כ 40 מיקרון יש להימנע. בניגוד למבוגרים, את צינור לב הזחל תסיסנית חופשי יחסית לנוע בחלל הגוף. לכן הכנה למחצה בלב שלם הזחל מציג קשיים על טכניקות הקלטה אופטית. בשל השקיפות של integument אפשר לדמיין את הלב הזחל שלם באמצעות מיקרוסקופ brightfield. הטכניקה דבק המתואר כאן שמגביל את הזחל של שלב התפתחותי ושומר את הלב בתנוחה קבועה. זה מאפשר הקלטה של ​​הצינור לב נייח יחסית. התכווצויות הלב שתועדו על ידי הזחל משותק כזה ניתן לנתח לאחר מכן על ידי טכניקת הקלטה אופטית המתוארת יופיטר 1435.

<table><tbody><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (curved)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5611</td><td>Good for gross cuts (Step 3)</td></tr><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (straight)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5620</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #55 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, 100ul</td><td>VWR international</td><td>53432-921</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, fine</td><td>Science Products</td><td>GB100T8P</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Puller</td><td>Sutter Equipment</td><td>P-97</td><td>Both horizontal and vertical pipette pullers will work</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/16&amp;#8221; inner diameter</td><td>for 100&amp;#x03BC;l capillaries</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/32&amp;#8221; inner diameter</td><td>for small capillaries</td></tr><tr><td>Histoacryl&amp;#174; tissue adhesive</td><td>B. Braun Medical</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

visualizing the beating heart in drosophila

<em&gt; תסיסנית</emלב&gt; התפתחה לאחרונה לבדיקת המנגנונים הגנטיים, הסלולר, ו המולקולריים שבבסיס לתפקד לבבות myogenic כמערכת מודל טוב. צעד מרכזי לבחינת תפקוד הלב של הזבוב הוא למצוא דרך לגשת לב באופן שמשמר פונקציה myogenic שלה תוך מתן איבר הלב הפועם כדי לצפות והקליט. שתי שיטות שונות לצפייה והקלטה הלב הפועם של הזחל וגם למבוגרים<em&gt; תסיסנית</em&gt; מתוארים כאן. הכנה למחצה שלם שלנו באמצעות זבובים בוגרים מאפשר ראיה ברורה של הלב בטן ללא הפרעה מן לציפורן פיגמנט ואת המכסה גופים שומן. כדי להקליט הזחל פעימות הלב יש צורך לשתק את הזחל, אשר ממזער קיר תנועות הגוף ובכך להפחית את התנועות לב כי אינם קשורים התכווצויות שריר הלב. המתודולוגיות שלנו לייצר מבוגר יציבה ההכנות לב הזחל כי אפשר לנצח במשך שעות בשיעורים של 1-3 הרץ.

Watch this Scientific Journal Video about Visualizing the Beating Heart in Drosophila at JoVE.com

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

טכניקה נדרש לדמיין את הלב הפועם של הזחל והמבוגר<em&gt; תסיסנית</em&gt; מוצגים. כל שלב בחיים דורש מתודולוגיה שונה.

לדמיין את הלב הפועם תסיסנית</em

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in ...

visualizing-the-beating-heart-in-drosophila

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

18.6K Views.  The Sanford Burnham Institute for Medical Research. טכניקה נדרש לדמיין את הלב הפועם של הזחל והמבוגר תסיסנית מוצגים. כל שלב בחיים דורש מתודולוגיה שונה.

Video: Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle synapses, we developed a larval tissue preparation that had features of live intact larvae, but also had good optical properties.  This new preparation also allowed for access of perfusates to the synapse.  We used fly larvae, immersed them in artificial hemolymph, and relaxed their normal rhythmic body contractions by chilling them. Next we dissected off the posterior segments of each animal and with a blunt insect pin pushed the mouth parts backward through the body cavity.  This everted the larval body wall, like turning a sock inside-out.  We completed the dissection with ultra-fine dissection scissors and thus exposed the visceral side of the body wall muscles. The glial structures at the NMJ expressed membrane targeted GFP under the control of glial specific promoters. The post-synaptic membrane, the SSR (Subsynaptic Reticula) in muscle expressed synaptically targeted dsRed. We needed to acutely label the motor neuron terminals, the third part of the synapse. To do this we applied primary antibodies to HRP, conjugated to a far-red emitting flurophore.  To test for dye diffusion properties into the perisynaptic space between the motor neuron terminals and the SSR, we applied a solution of large Dextran molecules conjugated to far-red emitting flurophore and collected images.

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

We described structural features of the Glia-neuromuscular synapses in a novel Inside-out tissue preparation of live fly larvae using fluorescent dyes with confocal microscopy. We labeled live neuron terminals with fluorescent primary antibodies to HRP, and also visualized the perisynaptic space with fluorescent Dextrans.

לדמיין את חיים תסיסנית גליה-neuromuscular צומת עם צבעי ניאון

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle ...

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells that align along each side of the heart wall, supportive alary muscles and, in adults, a layer of ventral longitudinal muscle cells. The contractile fibers house conserved constituents of the muscle cytoarchitecture including densely packed bundles of myofibrils and cytoskeletal/submembranous protein complexes, which interact with homologous components of the extracellular matrix. Here we describe a protocol for the fixation and the fluorescent labeling of particular myocardial elements from the hearts of dissected larvae and semi-intact adult Drosophila. Specifically, we demonstrate the labeling of sarcomeric F-actin and of &alpha;-actinin in larval hearts. Additionally, we perform labeling of F-actin and &alpha;-actinin in myosin-GFP expressing adult flies and of &alpha;-actinin and pericardin, a type IV extracellular matrix collagen, in wild type adult hearts. Particular attention is given to a mounting strategy for semi-intact adult hearts that minimizes handling and optimizes the opportunity for maintaining the integrity of the cardiac tubes and the associated tissues. These preparations are suitable for imaging via fluorescent and confocal microscopy. Overall, this procedure allows for careful and detailed analysis of the structural characteristics of the heart from a powerful genetically tractable model system.

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

Here we describe a basic protocol for fluorescent labeling of different elements of heart tubes from larva and adult Drosophila melanogaster. These specimens are well-suited for imaging via fluorescent or confocal microscopy. This technique permits detailed structural analysis of the features of the hearts from a powerful model organism.

תיוג של פלורסנט תסיסנית לב מבנים

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells ...

Semi-automated Optical Heartbeat Analysis of Small Hearts

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our Semi-automatic Optical Heartbeat Analysis (SOHA) uses a novel movement detection algorithm that is able to detect cardiac movements associated with individual contractile and relaxation events. The program provides a host of physiologically relevant readouts including systolic and diastolic intervals, heart rate, as well as qualitative and quantitative measures of heartbeat arrhythmicity. The program also calculates heart diameter measurements during both diastole and systole from which fractional shortening and fractional area changes are calculated. Output is provided as a digital file compatible with most spreadsheet programs. Measurements are made for every heartbeat in a record increasing the statistical power of the output. We demonstrate each of the steps where user input is required and show the application of our methodology to the analysis of heart function in all three genetically tractable heart models.

We have developed a Semi-automated Optical Heartbeat Analysis method (SOHA) for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts. We demonstrate the application of our methodology to the analysis of heart function in fruit fly and embryonic mouse hearts.

חצי אוטומטיות Heartbeat ניתוח אופטי של לבבות קטנים

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our ...

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

ניטור הלב לתפקד הזחל תסיסנית melanogaster ללימודים פיזיולוגיים

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

הכנת עוברים אלקטרונים מיקרוסקופית של תסיסנית לב עוברי צינור

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Novel And Efficient Method for Drosophila Heart Fluorescence Staining with Cryosectioning

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila hearts before imaging is a meticulous time-intensive process that requires advanced training and motor skills. To address these challenges, we present an innovative protocol that utilizes cryosectioning for the fluorescence imaging of Drosophila heart tissue. The protocol has been demonstrated in imaging the adult Drosophila heart but could be adapted for developmental stages. The method enhances both the efficiency and accessibility of fluorescence staining while preserving the integrity of the tissue. This protocol simplifies the process without compromising the quality of imaging, thereby reducing the dependency on technicians with highly developed training and motor skills. Specifically, we replace complex techniques, such as capillary vacuum suction, with more straightforward methods like tissue embedding. This approach allows for the visualization of cardiac structures with greater ease and reproducibility. We demonstrate the utility of this protocol by effectively detecting key cardiac markers and&#160;achieving high-resolution fluorescence and immunostaining imaging that unveils intricate details of heart morphology and cellular organization. This method provides a robust and accessible tool for researchers exploring Drosophila cardiac biology, facilitating detailed analyses of heart development, function, and disease models.

The Drosophila heart sectioning and fluorescence imaging protocol simplifies studying heart structure and pathologies. This approach involves straightforward sectioning, staining, and imaging, bypassing the technical expertise needed for traditional dissection. It enhances accessibility, making Drosophila a more widely usable model for cardiac-related research within the broader scientific community.

שיטה חדשנית ויעילה לצביעה פלואורסצנטית של לב דרוזופילה עם הקפאה

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila ...

Genetics

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular organization and genomic investigations to behavioral studies. Due to the accumulated scientific knowledge, in recent years, Drosophila was brought to the field of modeling human diseases, including heart disorders. The presented work describes the experimental system for monitoring and manipulating the heart function in the context of a whole live organism using red light (617 nm) and without invasive procedures. Control over the heart was achieved using optogenetic tools. Optogenetics combines the expression of light-sensitive transgenic opsins and their optical activation to regulate the biological tissue of interest. In this work, a custom integrated optical coherence tomography (OCT) imaging and optogenetic stimulation system was used to visualize and modulate the functioning D. melanogaster heart at the 3rd instar larval and early pupal developmental stages. The UAS/GAL4 dual genetic system was employed to express halorhodopsin (eNpHR2.0) and red-shifted channelrhodopsin (ReaChR), specifically in the fly heart. Details on preparing D. melanogaster for live OCT imaging and optogenetic pacing are provided. A lab-developed integration software processed the imaging data to create visual presentations and quantitative characteristics of Drosophila heart function. The results demonstrate the feasibility of initiating cardiac arrest and bradycardia caused by eNpHR2.0 activation and performing heart pacing upon ReaChR activation.

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

The present protocol describes the generation of Drosophila melanogaster expressing eNpHR2.0 or ReaChR opsins in the heart for OCT imaging and optogenetic heart pacing. Detailed instructions for Drosophila OCT imaging and heart beating modulation, including the simulation of restorable heart arrest, bradycardia, and tachycardia in live animals at different developmental stages, are reported.

פיתוח מודלים דרוזופילה מלנוגסטר להדמיה ובקרה אופטוגנטית של תפקוד הלב

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular ...

Bioengineering

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

הכנת תסיסנית והדמיה אורכית תפקוד הלב in vivo באמצעות מיקרוסקופית קוהרנטיות אופטית (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...

Light Sheet Microscopy of Fast Cardiac Dynamics in Zebrafish Embryos

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid external development, tractable genetics, and translucency of the zebrafish, Danio rerio, LSFM has delivered insights into cardiac form and function at high spatial and temporal resolution without significant phototoxicity or photobleaching. Imaging of beating hearts challenges existing sample preparation and microscopy techniques. One needs to maintain a healthy sample in a constricted field of view and acquire ultrafast images to resolve the heartbeat. Here we describe optimized tools and solutions to study the zebrafish heart in vivo. We demonstrate the applications of bright transgenic lines for labeling the cardiac constituents and present novel gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental defects and changes in heart rate. We also propose a data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging. The entire workflow presented here focuses on zebrafish embryonic heart imaging but can also be applied to various other samples and experiments.

We describe optimized tools to study the zebrafish heart in vivo with light sheet fluorescence microscopy. Specifically, we suggest bright cardiac transgenic lines and present new gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental and heart defects. A possible data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging is also provided.

מיקרוסקופיה קלה של דינמיקת לב מהירה בעוברי דגי זברה

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid ...

Preparation of Drosophila Heart: A Technique to Study Heart Physiology in the Adult Fly

Source: Vogler, G., Ocorr, K. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/video/1425/" target="_blank">Visualizing the Beating Heart in Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2009).
This video describes the fly&#39;s adult heart, or otherwise called the Drosophila dorsal vessel. The featured protocol demonstrates a dissection procedure for live heart preparations.

לדמיין את הלב הפועם תסיסנית

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video