Name: visualizing the beating heart in drosophila
Uploaded: 2009-09-28T21:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
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KO est soutenu par une subvention de l&#39;American Heart Association.

Avant de commencer Coeurs adultes <ol><li> Fraîchement préparer hémolymphe artificielle (AH) solution contenant 108mm Na +, 5 mM de K +, 2 mM de Ca 2 +, 8mm MgCl2, 1 mM NaH 2 PO 4, 4mm NaHCO 3, saccharose 10 mM, tréhalose 5mM, HEPES 5mm (pH 7,1, tous les réactifs de Sigma Chemicals). Le saccharose et le tréhalose devrait être ajouté à l&#39;AH à partir de solutions mères réfrigéré juste avant l&#39;utilisation afin de prévenir la contamination bactérienne. </li><li> Apportez AH à la température ambiante et oxygéner la solution par air-bullage pendant au moins 15 min. </li><li> Tirez plusieurs fins capillaires (par exemple capillaires de verre, 100 ul, VWR) requis pour l&#39;élimination des graisses. </li></ol> Cœur des larves <ol><li> Sylgard enduit de lamelles: en utilisant un cure-dent, le transfert d&#39;environ 50-70μl de solution Sylgard sur une lamelle 22x22mm. Laissez durcir le Sylgard à 65 ° C pendant la nuit. </li><li> Préparer le Broadie et le tampon de Bate (135mm NaCl, KCl 5 mM, MgCl 2 4 mM, 2 mM CaCl 2, 5 mM TES, saccharose 36mm;. PH 7,15 Voir Broadie et Bate, 1993). </li><li> Préparer les outils nécessaires pour appliquer la colle Histoacryl. Tout d&#39;abord, tirez plusieurs fins capillaires (par exemple sciences Produits GB100T8P). Connecter une extrémité de la pipette 1,5 ml avec un tuyau en plastique de petite taille (Tygon, 1 / 32 &quot;) en insérant l&#39;extrémité la plus petite dans le tube. Insérez un capillaire avec sa large ouverture à l&#39;autre extrémité. Chargez le capillaire avec de la colle Histoacryl en plongeant le capillaire dans une goutte de colle et une aspiration douce dans l&#39;embout en plastique. Lorsque vous travaillez avec de la colle on devrait avoir un deuxième verre capillaire à la main pour enlever la colle excessive de la pointe de la colle capillaire. La colle est liquide jusqu&#39;à ce qu&#39;il entre en contact avec une solution saline tamponnée où il va durcir en quelques secondes. Cependant, il reste généralement en plastique assez longtemps pour être retiré de la pointe de la colle capillaire ou à tout en l&#39;appliquant à l&#39;échantillon. </li></ol> Semi-Cœur intacte drosophile de la mouche adulte <ol><li> Adulte mouches drosophiles sont anesthésiés avec Nap Fly (Caroline biologique Supply Co.) pendant 2-5 minutes. Des précautions doivent être prises pour ne pas laisser les mouches dans le Nap Fly pour de plus longues expositions. L&#39;exposition à court terme au froid peut également être utilisé pour anesthésier les mouches mais le CO 2 n&#39;est pas recommandée car elle a des effets plus durables sur le rythme cardiaque et de la rythmicité. </li><li> Mouches anesthésiés sont placés, face dorsale vers le bas, dans une boîte de Petri recouverte d&#39;une fine couche de gelée de pétrole. La cuticule hydrophobe dans les ailes et le corps de manière réversible «coller» à la gelée, mais la mouche peut être repositionné si nécessaire. Cela devient particulièrement important lors des manipulations ultérieures. </li><li> Une première coupe est faite en utilisant une paire de ciseaux courbes printemps (Roboz # 5611). Les lames des ciseaux sont placés sous les pattes et inclinées vers le bas vers la surface dorsale du thorax près du cou. La tête, le cordon nerveux ventral, et les jambes sont enlevés avec une seule coupe. La préparation est ensuite immergé dans une oxygénée, hémolymphe artificielle (AH) solution. </li><li> Avec des ciseaux à ressort de la pointe postérieure de l&#39;abdomen (composé de segments abdominaux 7 et 8) est enlevé avec une seule coupe. Cela fournit un accès pour faire des coupes latérales le long des deux bords de l&#39;abdomen et sert à couper les liens entre l&#39;intestin postérieur et la cuticule abdominale. Le volet libéré de la cuticule abdominale ventrale est ensuite retiré. </li><li> Dans les étapes 3 et 4, les liaisons antérieures et postérieures de l&#39;intestin sont coupés de sorte les organes abdominaux sont désormais tenus en place que par tracheols. L&#39;intestin et d&#39;autres organes abdominaux peuvent habituellement être enlevé comme une masse unique à l&#39;aide des pinces de bijoutier (Roboz, # 55) et doux tiraillement. Retrait des organes internes révèle le tube coeur battant encore attaché à la cuticule dorsale entourée de corps gras. </li><li> Les corps gras sont assez opaques au microscope optique, par conséquent, il est souvent nécessaire d&#39;enlever une partie de cette graisse, afin de voir le tube cardiaque clairement. Ceci est accompli en utilisant une technique de liposuccion finement dessinés capillaires en verre. Les capillaires sont faites en utilisant une norme pipette extracteur (Ex. Sutter P-97 Extracteur pipette) et sont ensuite insérées dans un tube en plastique (Tygon, 1 / 16 &quot;) attaché à une source de vide. Ce système est utilisé à l&#39;aspiration hors excès de graisse autour du tube cardiaque. Force d&#39;aspiration est proportionnelle au diamètre pointe afin Pipettes avec pointes de plus de 40 microns de diamètre ne doit pas être utilisé. Un soin extrême doit être pris pour éviter de toucher le cœur lui-même et parce que la partie postérieure du cœur est très fragile de cette région devrait être évitée. </li><li> Le tube cardiaque adulte drosophile est maintenant exposée et devrait être battu. Si nécessaire, le coeur cuticule et attachés peuvent être repositionnées en soulevant doucement la cuticule de la gelée de pétrole et soigneusement bourrage vers le bas, encore une fois en évitant tout contact avec le tissu cardiaque. A tson point la solution de bain de la préparation doit être remplacé par AHL frais. Cette préparation devrait être autorisé à s&#39;équilibrer pendant 20-30 minutes avec l&#39;oxygénation avant toute manipulation. Si la préparation doit être maintenu pendant plus de 60 minutes, il devrait être perfusé avec AHL frais. </li></ol> Immobilisation larves de drosophile pour l&#39;enregistrement optique <ol><li> Déposer une goutte de colle Histoacryl près de chaque coin du Sylgard lamelles. Ajouter 50 pl de B &amp; B tampon pour les gouttes de colle qui durcit instantanément. Remplir l&#39;espace entre les taches collées avec B &amp; B - la colle va garder le tampon sur la diapositive. </li><li> Prenez une larve L3 errance et le placer sur un morceau de papier tissu humide sur la glace pendant 2 min. Cela va ralentir son mouvement. Puis transfert de la larve dans le tampon et l&#39;orienter à la face dorsale vers le haut (c&#39;est le côté de la larve qui n&#39;a pas la ceinture de denticules). Appliquez rapidement un peu de colle entre la région de la tête et le Sylgard. La colle durcit très rapidement et d&#39;empêcher la tête de la larve de se déplacer. </li><li> En utilisant des pinces attentivement attraper l&#39;animal par les stigmates postérieurs et doucement l&#39;étirer. Fixer la larve dans cette position par l&#39;application de la colle le long des deux côtés de la larve à la moitié postérieure. Afin de réduire poursuite du mouvement de la cuticule par des muscles de la paroi du corps, ajouter plus de colle sur les flancs de l&#39;animal. La larve est maintenant fixé dans cette position. La lamelle peut être placé dans une petite boîte de Petri remplie de AHL ou PBS. Battements du cœur peuvent désormais être enregistrées sans interférence de mouvements paroi du corps. </li></ol> Les résultats représentatifs: Le semi-intactes pour adultes Drosophila coeur battra rythmiquement pendant des heures suivantes de dissection lors maintenu en eau douce, AH oxygénée (voir données supplémentaires, Ocorr, et al., 2007). Un exemple représentatif est montré dans le film 1. Coeurs de 3 ème stade larvaire et les mouches jeunes (1 - 3 semaines après l&#39;éclosion) présentent généralement un rythme cardiaque régulier à des taux entre 1 - 3 Hz. Les mouches plus de 3 semaines sont généralement plus arythmique, néanmoins, ces coeurs sont encore en mesure de battre spontanément pendant des heures dans l&#39;AHL oxygénée. Coeurs perdus en mouches adultes qui sont endommagés à la suite de la procédure de dissection montrent typiquement des régions localisées de la constriction extrêmes qui sont incapables de se détendre. Heartbeat taux inférieure à 1 Hz sont rarement observés chez les mouches plus jeunes que 3 semaines d&#39;âge, par conséquent de telles préparations sont considérés comme étant endommagés et sont éliminés. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/1425/MOVIE1.avi">Cliquez ici pour télécharger la vidéo 1.</a> - Une volée un semaine anciennes de type sauvage adulte (souche de laboratoire w 1118) montrant le tube cardiaque exposés abdominale (antérieure à la gauche). Remarque réguliers, des contractions rythmiques. Zones opaques dans le coin supérieur droit sont les autres corps gras abdominaux; cellules rondes de chaque côté du cœur sont les cellules péricardiques.

<ol>
	<li>Ocorr, K., Reeves, N., Wessells, R. J., Fink, M., Chen, H. -. S. V., Akasaka, T., Yasuda, S., Metzger, J., Giles, W., Posakony, J. W., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=KCNQ+potassium+channel+mutations+cause+cardiac+arrhythmias+in+Drosophila+that+mimic+the+effects+of+aging.">KCNQ potassium channel mutations cause cardiac arrhythmias in Drosophila that mimic the effects of aging.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 3943-3948 (2007).</li><li>Broadie, K. S., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+embryonic+neuromuscular+synapse+of+Drosophila+melanogaster.">Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster.</a> J Neurosci. 13, 144-166 (1993).</li></ol>

Le modèle de drosophile s&#39;est avérée être un puissant outil génétique qui a été utilisée pour traiter une variété de questions scientifiques allant du développement embryologique de l&#39;apprentissage et la mémoire. Récemment cet organisme modèle polyvalent a été utilisé pour étudier la génétique de la fonction cardiaque chez la mouche. Un certain nombre de tentatives pour quantifier la physiologie cardiaque chez les adultes de drosophile sont appuyés sur les observations faites chez des mouches intacte à travers la cuticule abdominale. La plupart de ces approches se sont appuyés sur l&#39;observation visuelle ou des enregistrements de changements dans l&#39;émetteur intensité de la lumière à travers l&#39;abdomen de quantifier un seul paramètre, la fréquence cardiaque. Ces méthodes ont plusieurs limites: en général seulement l&#39;extrémité antérieure du cœur peut être observée, ce qui est observé est le mouvement des corps gras secondaire à la contraction cardiaque, et l&#39;influx nerveux vers le cœur est intact. L&#39;adulte de semi-intactes préparation fournit une vue plus détaillée d&#39;une grande partie de la quantification cardiaque fonctionnement permettant un certain nombre de paramètres en plus du rythme cardiaque. Il peut être utilisé pour électrophysiologiques ou optiques (voir article Jove, 1435) les procédures d&#39;enregistrement. En outre, cette préparation est adaptée pour des manipulations histologiques (voir article Jove, 1435). Il peut également être extrait comme un échantillon de tissu cardiaque relativement propre pour la PCR, Western blot, l&#39;analyse par microréseau, etc Le cœur adulte chez la drosophile est, pour les fins de cette dissection, idéalement fixé à la cuticule dorsale de l&#39;abdomen par un réseau de muscles alaires. Ainsi il est possible de disséquer l&#39;écart de la tête et corde nerveuse ventrale couché, puis de retirer les organes internes, sans endommager le cœur. Toutefois, un soin extrême devrait être prise à l&#39;étape 3 ne couper que la pointe de l&#39;abdomen comme le cœur s&#39;étend dans segment abdominal 5 / 6 et une cellule de stimulateur ou de cellules est sans doute présente dans cette région. Des précautions doivent également être prises pour éviter de toucher le cœur lors de la dissection. En cas de contact avec le cœur est soupçonné de la préparation doit être jeté. Aspiration modérée suffit généralement à éliminer une partie de la graisse et tracheols qui entourent le cœur pour une meilleure visualisation du tube cardiaque, mais une succion excessive peut également endommager le coeur. La force d&#39;aspiration est contrôlé principalement par la taille de la pointe de la pipette utilisée pour la liposuccion; conseils supérieure à environ 40 microns doivent être évités. Contrairement à l&#39;adulte, le tube cardiaque chez la larve de drosophile sont relativement libres de se déplacer autour de la cavité du corps. Ainsi, une préparation semi-larvaires intacts coeur présente des difficultés pour les techniques d&#39;enregistrement optique. En raison de la translucidité du tégument, il est possible de visualiser le cœur dans la larve intacte en utilisant la microscopie en fond clair. La technique décrite ici colle immobilise la larve d&#39;un stade de développement et maintient le cœur dans une position fixe. Cela permet l&#39;enregistrement d&#39;un tube cardiaque relativement stationnaire. Contractions cardiaques enregistrées par la larve immobilisés peuvent être ensuite analysés par la technique d&#39;enregistrement optique décrit dans JoVE 1435.

<table><tbody><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (curved)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5611</td><td>Good for gross cuts (Step 3)</td></tr><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (straight)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5620</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #55 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, 100ul</td><td>VWR international</td><td>53432-921</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, fine</td><td>Science Products</td><td>GB100T8P</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Puller</td><td>Sutter Equipment</td><td>P-97</td><td>Both horizontal and vertical pipette pullers will work</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/16&amp;#8221; inner diameter</td><td>for 100&amp;#x03BC;l capillaries</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/32&amp;#8221; inner diameter</td><td>for small capillaries</td></tr><tr><td>Histoacryl&amp;#174; tissue adhesive</td><td>B. Braun Medical</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

visualizing the beating heart in drosophila

L&#39;<em&gt; Drosophile</em&gt; Coeur a récemment émergé comme un système bon modèle pour étudier les mécanismes génétiques, cellulaires et moléculaires sous-jacents de fonction dans les coeurs myogéniques. Une étape clé dans l&#39;examen de la fonction cardiaque chez la mouche est de trouver un moyen d&#39;accéder au cœur d&#39;une manière qui préserve sa fonction myogénique tout en permettant toujours l&#39;organe cœur battant pour être observées et enregistrées. Deux méthodes différentes pour observer et enregistrer le cœur battant à la fois dans la larve et l&#39;adulte<em&gt; Drosophile</em&gt; Sont décrites ici. Notre semi-intactes préparation en utilisant les mouches adultes permet une visualisation claire du cœur abdominale sans ingérence de la cuticule recouvrant pigmentées et corps gras. Pour enregistrer le cœur bat des larves, il est nécessaire d&#39;immobiliser la larve, ce qui minimise les mouvements paroi du corps réduisant ainsi les mouvements du cœur qui ne sont pas associés avec des contractions du myocarde. Nos méthodologies de produire adulte stable et préparations coeur des larves qui peut battre pendant des heures à des taux de Hz 1-3.

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Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Technique requise pour visualiser le cœur battant dans la larve et l&#39;adulte<em&gt; Drosophile</em&gt; Sont présentés. Chaque étape de la vie nécessite une méthodologie différente.

Visualiser le cœur battant Drosophile</em

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in ...

visualizing-the-beating-heart-in-drosophila

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

18.6K vues.  The Sanford Burnham Institute for Medical Research. Technique requise pour visualiser le cœur battant dans la larve et l'adulte Drosophile Sont présentés. Chaque étape de la vie nécessite une méthodologie différente.

Vidéo: Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle synapses, we developed a larval tissue preparation that had features of live intact larvae, but also had good optical properties.  This new preparation also allowed for access of perfusates to the synapse.  We used fly larvae, immersed them in artificial hemolymph, and relaxed their normal rhythmic body contractions by chilling them. Next we dissected off the posterior segments of each animal and with a blunt insect pin pushed the mouth parts backward through the body cavity.  This everted the larval body wall, like turning a sock inside-out.  We completed the dissection with ultra-fine dissection scissors and thus exposed the visceral side of the body wall muscles. The glial structures at the NMJ expressed membrane targeted GFP under the control of glial specific promoters. The post-synaptic membrane, the SSR (Subsynaptic Reticula) in muscle expressed synaptically targeted dsRed. We needed to acutely label the motor neuron terminals, the third part of the synapse. To do this we applied primary antibodies to HRP, conjugated to a far-red emitting flurophore.  To test for dye diffusion properties into the perisynaptic space between the motor neuron terminals and the SSR, we applied a solution of large Dextran molecules conjugated to far-red emitting flurophore and collected images.

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

We described structural features of the Glia-neuromuscular synapses in a novel Inside-out tissue preparation of live fly larvae using fluorescent dyes with confocal microscopy. We labeled live neuron terminals with fluorescent primary antibodies to HRP, and also visualized the perisynaptic space with fluorescent Dextrans.

Visualiser le Live Drosophile Gliales-jonction neuromusculaire avec des colorants fluorescents

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle ...

Recherche

Biologie

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells that align along each side of the heart wall, supportive alary muscles and, in adults, a layer of ventral longitudinal muscle cells. The contractile fibers house conserved constituents of the muscle cytoarchitecture including densely packed bundles of myofibrils and cytoskeletal/submembranous protein complexes, which interact with homologous components of the extracellular matrix. Here we describe a protocol for the fixation and the fluorescent labeling of particular myocardial elements from the hearts of dissected larvae and semi-intact adult Drosophila. Specifically, we demonstrate the labeling of sarcomeric F-actin and of &alpha;-actinin in larval hearts. Additionally, we perform labeling of F-actin and &alpha;-actinin in myosin-GFP expressing adult flies and of &alpha;-actinin and pericardin, a type IV extracellular matrix collagen, in wild type adult hearts. Particular attention is given to a mounting strategy for semi-intact adult hearts that minimizes handling and optimizes the opportunity for maintaining the integrity of the cardiac tubes and the associated tissues. These preparations are suitable for imaging via fluorescent and confocal microscopy. Overall, this procedure allows for careful and detailed analysis of the structural characteristics of the heart from a powerful genetically tractable model system.

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

Here we describe a basic protocol for fluorescent labeling of different elements of heart tubes from larva and adult Drosophila melanogaster. These specimens are well-suited for imaging via fluorescent or confocal microscopy. This technique permits detailed structural analysis of the features of the hearts from a powerful model organism.

Marquage fluorescent Drosophile</emOuvrages d&#39;art> Coeur

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells ...

Semi-automated Optical Heartbeat Analysis of Small Hearts

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our Semi-automatic Optical Heartbeat Analysis (SOHA) uses a novel movement detection algorithm that is able to detect cardiac movements associated with individual contractile and relaxation events. The program provides a host of physiologically relevant readouts including systolic and diastolic intervals, heart rate, as well as qualitative and quantitative measures of heartbeat arrhythmicity. The program also calculates heart diameter measurements during both diastole and systole from which fractional shortening and fractional area changes are calculated. Output is provided as a digital file compatible with most spreadsheet programs. Measurements are made for every heartbeat in a record increasing the statistical power of the output. We demonstrate each of the steps where user input is required and show the application of our methodology to the analysis of heart function in all three genetically tractable heart models.

We have developed a Semi-automated Optical Heartbeat Analysis method (SOHA) for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts. We demonstrate the application of our methodology to the analysis of heart function in fruit fly and embryonic mouse hearts.

Analyse semi-automatisée Heartbeat optique de petits coeurs

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our ...

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

Surveillance de la fonction cardiaque chez les larves Drosophila melanogaster Pour les études physiologiques

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

Préparation d&#39;embryons pour la microscopie électronique des Drosophile Tube cardiaque embryonnaire

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Novel And Efficient Method for Drosophila Heart Fluorescence Staining with Cryosectioning

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila hearts before imaging is a meticulous time-intensive process that requires advanced training and motor skills. To address these challenges, we present an innovative protocol that utilizes cryosectioning for the fluorescence imaging of Drosophila heart tissue. The protocol has been demonstrated in imaging the adult Drosophila heart but could be adapted for developmental stages. The method enhances both the efficiency and accessibility of fluorescence staining while preserving the integrity of the tissue. This protocol simplifies the process without compromising the quality of imaging, thereby reducing the dependency on technicians with highly developed training and motor skills. Specifically, we replace complex techniques, such as capillary vacuum suction, with more straightforward methods like tissue embedding. This approach allows for the visualization of cardiac structures with greater ease and reproducibility. We demonstrate the utility of this protocol by effectively detecting key cardiac markers and&#160;achieving high-resolution fluorescence and immunostaining imaging that unveils intricate details of heart morphology and cellular organization. This method provides a robust and accessible tool for researchers exploring Drosophila cardiac biology, facilitating detailed analyses of heart development, function, and disease models.

The Drosophila heart sectioning and fluorescence imaging protocol simplifies studying heart structure and pathologies. This approach involves straightforward sectioning, staining, and imaging, bypassing the technical expertise needed for traditional dissection. It enhances accessibility, making Drosophila a more widely usable model for cardiac-related research within the broader scientific community.

Méthode nouvelle et efficace pour la coloration par fluorescence du cœur de la drosophile avec cryosectionnement

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila ...

Génétique

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular organization and genomic investigations to behavioral studies. Due to the accumulated scientific knowledge, in recent years, Drosophila was brought to the field of modeling human diseases, including heart disorders. The presented work describes the experimental system for monitoring and manipulating the heart function in the context of a whole live organism using red light (617 nm) and without invasive procedures. Control over the heart was achieved using optogenetic tools. Optogenetics combines the expression of light-sensitive transgenic opsins and their optical activation to regulate the biological tissue of interest. In this work, a custom integrated optical coherence tomography (OCT) imaging and optogenetic stimulation system was used to visualize and modulate the functioning D. melanogaster heart at the 3rd instar larval and early pupal developmental stages. The UAS/GAL4 dual genetic system was employed to express halorhodopsin (eNpHR2.0) and red-shifted channelrhodopsin (ReaChR), specifically in the fly heart. Details on preparing D. melanogaster for live OCT imaging and optogenetic pacing are provided. A lab-developed integration software processed the imaging data to create visual presentations and quantitative characteristics of Drosophila heart function. The results demonstrate the feasibility of initiating cardiac arrest and bradycardia caused by eNpHR2.0 activation and performing heart pacing upon ReaChR activation.

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

The present protocol describes the generation of Drosophila melanogaster expressing eNpHR2.0 or ReaChR opsins in the heart for OCT imaging and optogenetic heart pacing. Detailed instructions for Drosophila OCT imaging and heart beating modulation, including the simulation of restorable heart arrest, bradycardia, and tachycardia in live animals at different developmental stages, are reported.

Développement de modèles de Drosophila melanogaster pour l’imagerie et le contrôle optogénétique de la fonction cardiaque

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular ...

Bio-ingénierie

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

Drosophila Préparation et imagerie longitudinale de la fonction cardiaque in vivo en utilisant cohérence optique Microscopie (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...

Light Sheet Microscopy of Fast Cardiac Dynamics in Zebrafish Embryos

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid external development, tractable genetics, and translucency of the zebrafish, Danio rerio, LSFM has delivered insights into cardiac form and function at high spatial and temporal resolution without significant phototoxicity or photobleaching. Imaging of beating hearts challenges existing sample preparation and microscopy techniques. One needs to maintain a healthy sample in a constricted field of view and acquire ultrafast images to resolve the heartbeat. Here we describe optimized tools and solutions to study the zebrafish heart in vivo. We demonstrate the applications of bright transgenic lines for labeling the cardiac constituents and present novel gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental defects and changes in heart rate. We also propose a data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging. The entire workflow presented here focuses on zebrafish embryonic heart imaging but can also be applied to various other samples and experiments.

We describe optimized tools to study the zebrafish heart in vivo with light sheet fluorescence microscopy. Specifically, we suggest bright cardiac transgenic lines and present new gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental and heart defects. A possible data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging is also provided.

Microscopie à feuille de lumière de la dynamique cardiaque rapide chez les embryons de poisson zèbre

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid ...

Preparation of Drosophila Heart: A Technique to Study Heart Physiology in the Adult Fly

Source: Vogler, G., Ocorr, K. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/video/1425/" target="_blank">Visualizing the Beating Heart in Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2009).
This video describes the fly&#39;s adult heart, or otherwise called the Drosophila dorsal vessel. The featured protocol demonstrates a dissection procedure for live heart preparations.

Visualiser le cœur battant Drosophile

Résumé

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