Name: visualizing the beating heart in drosophila
Uploaded: 2009-09-28T21:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
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KO con el apoyo de una beca de la Asociación Americana del Corazón.

Antes de empezar Corazones adultos <ol><li> Recién preparar hemolinfa artificial (IA) solución que contiene 108 mm de Na +, 5 mM K +, 2 mM Ca 2 +, 8 mm de MgCl2, 1 mM NaH 2 PO 4, 4 mm de NaHCO3, sacarosa 10 mM, trehalosa 5 mM, HEPES 5 mM (pH 7.1, todos los reactivos de Sigma Chemicals). La sacarosa y la trehalosa, debe añadirse a la AH de las soluciones madre refrigerados antes de su uso con el fin de prevenir la contaminación bacteriana. </li><li> Traiga AH a temperatura ambiente y oxigenar la solución por vía aérea-burbujas durante al menos 15 min. </li><li> Tire de varios capilares finos (por ejemplo, capilares de vidrio, 100 ul, VWR) necesarios para la eliminación de grasa. </li></ol> Corazones larvas <ol><li> Sylgard recubierto cubreobjetos: con un palillo de dientes, la transferencia de unos 50-70μl de solución Sylgard en un cubreobjetos 22x22mm. Deje que el endurecimiento Sylgard a 65 ° C durante la noche. </li><li> Preparar el Broadie y tampón de Bate (135 NaCl, KCl 5 mM, 4 mM MgCl 2, 2 mM CaCl 2, TES 5mM, sacarosa 36 mm;. PH 7,15 Ver Broadie y Bate, 1993). </li><li> Prepare las herramientas necesarias para aplicar el pegamento histoacryl. En primer lugar, tirar de varios capilares finos (por ejemplo, la Ciencia Productos GB100T8P). Conecte una punta de la pipeta 1,5 ml con un tubo de plástico delgado (Tygon, 1 / 32 &quot;) mediante la inserción de la pequeña en el tubo. Insertar un tubo capilar con su amplia apertura hacia el otro extremo. De carga del capilar con pegamento Histoacryl por inmersión de la capilaridad en una gota de pegamento y una succión suave en la punta de plástico. Cuando se trabaja con el pegamento que uno debe tener un vaso capilar segunda mano para quitar exceso de pegamento en la punta de la cola capilar. La cola es un líquido hasta que se entra en contacto con solución salina amortiguada donde se endurecerá en un par de segundos. Sin embargo, por lo general sigue siendo de plástico el tiempo suficiente para ser removido de la punta de la cola capilar o si bien se aplica a la muestra. </li></ol> Semi-intacta Drosophila corazón de la mosca adulta <ol><li> Las moscas adultas de Drosophila se anestesian con siesta Fly (Carolina Biological Supply Co.) por 2-5 minutos. Se debe tener cuidado de no dejar que las moscas de la siesta para volar largas exposiciones. La exposición a corto plazo al frío también puede ser utilizado para anestesiar a las moscas de CO 2, pero no es recomendable ya que tiene más efectos duraderos sobre la frecuencia cardiaca y rítmica. </li><li> Moscas anestesiadas se colocan, cara dorsal hacia abajo, en una placa de Petri revestida con una capa fina de vaselina. La cutícula hidrófoba en las alas y el cuerpo de forma reversible &quot;pegarse&quot; a la gelatina, pero la marcha se puede colocar si es necesario. Esto es especialmente importante durante las manipulaciones posteriores. </li><li> Una reducción inicial se realiza mediante un par de tijeras curvas de primavera (Roboz # 5611). Las cuchillas de tijera se colocan debajo de las piernas en ángulo hacia abajo y hacia la superficie dorsal del tórax cerca del cuello. La cabeza, el cordón nervioso ventral, las piernas se retiran con un solo corte. La preparación se sumerge en un hemolinfa oxigenada, artificial (IA) solución. </li><li> Con la tijera de primavera el extremo posterior del abdomen (compuesto de segmentos abdominales 7 y 8) se elimina con un solo corte. Esto proporciona un acceso lateral para realizar cortes a lo largo de ambos bordes del abdomen y sirve para cortar la conexión entre el intestino posterior y la cutícula abdominal. El colgajo libre de la cutícula ventral de abdomen, luego se retira. </li><li> En los pasos 3 y 4 de las conexiones anteriores y posteriores de la tripa se cortan para los órganos abdominales se encuentran ahora en su lugar gracias tracheols. El intestino y otros órganos abdominales se pueden quitar generalmente como una masa única con las pinzas de joyería (Roboz, # 55) y suave tirón. La eliminación de los órganos internos revela el tubo de corazón que late todavía en la cutícula dorsal rodeada de cuerpos grasos. </li><li> Los cuerpos de grasa son muy opaco en el microscopio de luz en consecuencia a menudo es necesario para eliminar parte de esta grasa con el fin de ver el tubo de corazón claramente. Esto se logra mediante una técnica de liposucción utilizando capilares de vidrio finamente elaborado. Los capilares se hacen usando una pipeta estándar extractor (Por ejemplo, Sutter P-97 con una pipeta asistente de cámara) y se inserta en un tubo de plástico (Tygon, 1 / 16 &quot;) conectado a una fuente de vacío. Este sistema se utiliza para succionar el exceso de grasa alrededor del tubo cardíaco. Fuerza de succión es proporcional al diámetro de la punta para pipetas con puntas superiores a 40 micras de diámetro, no debe ser utilizado. El cuidado extremo se debe tomar para evitar el contacto con el propio corazón y por la parte posterior del corazón es muy frágil que la región debe evitarse por completo. </li><li> El adulto tubo de Drosophila corazón quedará al descubierto y deben ser golpes. Si es necesario el corazón cutícula y adjunto se puede colocar con cuidado, levantando la cutícula de la vaselina y cuidadosamente apisonado de vuelta, de nuevo evitando cualquier contacto con el tejido del corazón. En tsu punto de vista la solución del baño de la preparación debe ser reemplazado por AHL fresco. Esta preparación se debe permitir que se equilibre durante 20-30 minutos con la oxigenación antes de cualquier manipulación. Si la preparación se ha de mantener durante más de 60 minutos que deben ser preservados con AHL fresco. </li></ol> Inmovilización de las larvas de Drosophila para la grabación óptica <ol><li> Coloque una gota de pegamento Histoacryl cerca de cada esquina del cubreobjetos Sylgard. Añadir 50μl de tampón B &amp; B a las gotas de pegamento que se endurece al instante. Llenar el espacio entre los puntos de pegado con B &amp; B - el pegamento se mantenga la memoria intermedia en la diapositiva. </li><li> Tome un vagabundo larva L3 y colocarlo en un pañuelo de papel mojado en hielo durante 2 min. Esto retrasará su movimiento. A continuación, traslado a la larva en el búfer y orientarlo con el dorso hacia arriba (este es el lado de la larva que carece de los cinturones de dentículo). Aplicar rápidamente un poco de pegamento entre la región de la cabeza y el Sylgard. El pegamento se endurece muy rápidamente y evitar que la cabeza de la larva que se mueva. </li><li> El uso de pinzas con cuidado agarra al animal por los espiráculos posteriores y suavemente estirar. Fijar la larva en esta posición mediante la aplicación de la cola a ambos lados de la larva en la mitad posterior. Para reducir aún más el movimiento de la cutícula de los músculos de la pared del cuerpo, agregue más pegamento en los flancos del animal. La larva se ha fijado ahora en esta posición. El cubreobjetos se puede colocar en una pequeña placa de Petri llena de AHL o PBS. Latidos del corazón ahora se puede grabar sin la interferencia de los movimientos de la pared del cuerpo. </li></ol> Los resultados representativos: El semi-intacta corazón adulto de Drosophila se latir rítmicamente durante horas después de la disección cuando se mantiene en el AH fresca y oxigenada (ver datos suplementarios, Ocorr, et al., 2007). Un ejemplo representativo se muestra en la película 1. Corazones desde el 3 de instar de la larva y las moscas jóvenes (1 - 3 semanas después de la eclosión) generalmente presentan un ritmo regular del corazón a un ritmo de entre 1 - 3 Hz. Las moscas más de tres semanas por lo general son más arrítmico, sin embargo, estos corazones son todavía capaces de vencer de forma espontánea durante horas en AHL oxigenada. Corazones en moscas adultas que se encuentren dañados como consecuencia del procedimiento de disección suelen mostrar regiones localizadas de la constricción extrema que no pueden relajarse. Las tasas de latidos del corazón más lento que 1 Hz se observan rara vez en las moscas de menores de 3 semanas de edad y, en consecuencia de estas preparaciones se consideran dañados y se descartan. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/1425/MOVIE1.avi">Haga clic aquí para descargar la película 1.</a> - A una semana de vida volar tipo salvaje adulto (cepa de laboratorio w 1118) que muestra el tubo expuesto corazón abdominal (anterior a la izquierda). Tenga en cuenta las contracciones regulares y rítmicos. Zonas opacas en la esquina superior derecha están los restantes órganos de la grasa abdominal, células redondas a cada lado del corazón son las células del pericardio.

<ol>
	<li>Ocorr, K., Reeves, N., Wessells, R. J., Fink, M., Chen, H. -. S. V., Akasaka, T., Yasuda, S., Metzger, J., Giles, W., Posakony, J. W., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=KCNQ+potassium+channel+mutations+cause+cardiac+arrhythmias+in+Drosophila+that+mimic+the+effects+of+aging.">KCNQ potassium channel mutations cause cardiac arrhythmias in Drosophila that mimic the effects of aging.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 3943-3948 (2007).</li><li>Broadie, K. S., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+embryonic+neuromuscular+synapse+of+Drosophila+melanogaster.">Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster.</a> J Neurosci. 13, 144-166 (1993).</li></ol>

El modelo de Drosophila ha demostrado ser una potente herramienta genética que se ha utilizado para tratar una variedad de problemas científicos que van desde el desarrollo embrionario para el aprendizaje y la memoria. Recientemente, este organismo modelo versátil se ha utilizado para investigar la genética de la función cardíaca en la marcha. Un número de intentos de cuantificar la fisiología del corazón en adultos de Drosophila se han basado en observaciones realizadas en las moscas intacta a través de la cutícula abdominal. La mayoría de estos enfoques se han basado en la observación visual o grabaciones de los cambios en el transmisor de intensidad de la luz a través del abdomen de cuantificar un solo parámetro, la frecuencia cardíaca. Estos métodos tienen varias limitaciones: por lo general sólo el extremo anterior del corazón se puede observar, lo que se observa es el movimiento de los cuerpos de grasa secundaria a las contracciones del corazón, y la entrada nervioso hasta el corazón está intacto. El adulto semi-intacta la preparación proporciona una visión más detallada de una gran parte de la cuantificación del corazón que permite el funcionamiento de una serie de parámetros, además de la frecuencia cardíaca. Puede ser utilizado para electrofisiológicos u ópticos (ver artículo JOVE, 1435) los procedimientos de registro. Además, esta preparación es adecuada para la manipulación histológico (ver artículo JOVE, 1435). También se puede extraer como una muestra de tejido cardiaco relativamente limpia de PCR, Western blot, análisis de microarrays, etc El corazón de un adulto en Drosophila es, a los efectos de esta disección, convenientemente fijado a la cutícula dorsal del abdomen por una red de músculos Alary. Por lo tanto, es posible diseccionar la cabeza y la médula ventral del nervio mintiendo, y luego para extraer los órganos internos sin dañar el corazón. Sin embargo, el cuidado extremo se debe tomar en el paso 3 para cortar sólo la punta del abdomen, el corazón se extiende en el segmento abdominal 5 / 6 y una célula o células marcapasos está sin duda presente en esta región. También se debe tomar para evitar tocar el corazón durante la disección. Si el contacto con el corazón se sospecha que la preparación debe ser desechada. Succión moderada suele ser suficiente para quitar algo de la grasa y tracheols que rodean el corazón para una mejor visualización del tubo de aspiración del corazón, pero excesivo también puede dañar el corazón. La fuerza de succión es controlado principalmente por el tamaño de la punta de la pipeta utilizada para la liposucción, las puntas de más de aproximadamente 40 micras deben ser evitados. A diferencia de los adultos, el tubo cardíaco en larvas de Drosophila es relativamente libre de moverse alrededor de la cavidad del cuerpo. Por lo tanto una preparación semi-intacta corazón larval presenta dificultades para las técnicas de grabación óptica. Debido a la transparencia de los tegumentos es posible visualizar el corazón en la larva intacta mediante microscopía de campo claro. La técnica descrita aquí pegamento inmoviliza larva de cualquier etapa de desarrollo y mantiene el corazón en una posición fija. Esto permite la grabación de un tubo de corazón relativamente estacionario. Las contracciones del corazón registrados por larva como inmovilizado puede ser analizada por la técnica de grabación óptica se describe en JoVe 1435.

<table><tbody><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (curved)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5611</td><td>Good for gross cuts (Step 3)</td></tr><tr><td>Micro Dissecting Spring Scissors (straight)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5620</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #55 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, 100ul</td><td>VWR international</td><td>53432-921</td><td></td></tr><tr><td>Glass Capillaries, fine</td><td>Science Products</td><td>GB100T8P</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Puller</td><td>Sutter Equipment</td><td>P-97</td><td>Both horizontal and vertical pipette pullers will work</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/16&amp;#8221; inner diameter</td><td>for 100&amp;#x03BC;l capillaries</td></tr><tr><td>Plastic tubing</td><td>Tygon</td><td>1/32&amp;#8221; inner diameter</td><td>for small capillaries</td></tr><tr><td>Histoacryl&amp;#174; tissue adhesive</td><td>B. Braun Medical</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

visualizing the beating heart in drosophila

La<em&gt; Drosophila</emCorazón&gt; ha surgido recientemente como un buen modelo de sistema para el examen de los mecanismos genéticos, celulares y moleculares que subyacen a la función en el corazón de miogénica. Un paso clave en el examen de la función del corazón en la mosca es encontrar una manera de acceder al corazón de una manera que preserva su función miogénica al tiempo que permite el órgano corazón que late a ser observados y registrados. Dos métodos diferentes para observar y registrar los latidos del corazón, tanto en larva y adulto<em&gt; Drosophila</em&gt; A continuación se describen. Nuestros semi-intacta la preparación con las moscas adultas permite una visualización clara del corazón abdominal sin la interferencia de la cutícula pigmentada y que cubre los cuerpos grasos. Para grabar el corazón late larval es necesario inmovilizar a la larva, lo que minimiza los movimientos del cuerpo lo que reduce los movimientos de la pared del corazón que no están asociadas con las contracciones del miocardio. Nuestras metodologías de producción de un adulto estable y preparaciones de larvas del corazón que puede vencer a la hora a un ritmo de 3.1 Hz.

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Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Técnica necesaria para la visualización de los latidos del corazón en adultos y larvas<em&gt; Drosophila</em&gt; Se presentan. Cada etapa de la vida requiere de una metodología diferente.

Visualizar el corazón latiendo en Drosophila</em

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

18.6K vistas.  The Sanford Burnham Institute for Medical Research. Técnica necesaria para la visualización de los latidos del corazón en adultos y larvas Drosophila Se presentan. Cada etapa de la vida requiere de una metodología diferente.

Video: Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle synapses, we developed a larval tissue preparation that had features of live intact larvae, but also had good optical properties.  This new preparation also allowed for access of perfusates to the synapse.  We used fly larvae, immersed them in artificial hemolymph, and relaxed their normal rhythmic body contractions by chilling them. Next we dissected off the posterior segments of each animal and with a blunt insect pin pushed the mouth parts backward through the body cavity.  This everted the larval body wall, like turning a sock inside-out.  We completed the dissection with ultra-fine dissection scissors and thus exposed the visceral side of the body wall muscles. The glial structures at the NMJ expressed membrane targeted GFP under the control of glial specific promoters. The post-synaptic membrane, the SSR (Subsynaptic Reticula) in muscle expressed synaptically targeted dsRed. We needed to acutely label the motor neuron terminals, the third part of the synapse. To do this we applied primary antibodies to HRP, conjugated to a far-red emitting flurophore.  To test for dye diffusion properties into the perisynaptic space between the motor neuron terminals and the SSR, we applied a solution of large Dextran molecules conjugated to far-red emitting flurophore and collected images.

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

We described structural features of the Glia-neuromuscular synapses in a novel Inside-out tissue preparation of live fly larvae using fluorescent dyes with confocal microscopy. We labeled live neuron terminals with fluorescent primary antibodies to HRP, and also visualized the perisynaptic space with fluorescent Dextrans.

Visualizar el vivo Drosophila Gliales-unión neuromuscular con tintes fluorescentes

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle ...

Investigación

Biología

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells that align along each side of the heart wall, supportive alary muscles and, in adults, a layer of ventral longitudinal muscle cells. The contractile fibers house conserved constituents of the muscle cytoarchitecture including densely packed bundles of myofibrils and cytoskeletal/submembranous protein complexes, which interact with homologous components of the extracellular matrix. Here we describe a protocol for the fixation and the fluorescent labeling of particular myocardial elements from the hearts of dissected larvae and semi-intact adult Drosophila. Specifically, we demonstrate the labeling of sarcomeric F-actin and of &alpha;-actinin in larval hearts. Additionally, we perform labeling of F-actin and &alpha;-actinin in myosin-GFP expressing adult flies and of &alpha;-actinin and pericardin, a type IV extracellular matrix collagen, in wild type adult hearts. Particular attention is given to a mounting strategy for semi-intact adult hearts that minimizes handling and optimizes the opportunity for maintaining the integrity of the cardiac tubes and the associated tissues. These preparations are suitable for imaging via fluorescent and confocal microscopy. Overall, this procedure allows for careful and detailed analysis of the structural characteristics of the heart from a powerful genetically tractable model system.

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

Here we describe a basic protocol for fluorescent labeling of different elements of heart tubes from larva and adult Drosophila melanogaster. These specimens are well-suited for imaging via fluorescent or confocal microscopy. This technique permits detailed structural analysis of the features of the hearts from a powerful model organism.

Marcaje fluorescente de Drosophila Estructuras del Corazón

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells ...

Semi-automated Optical Heartbeat Analysis of Small Hearts

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our Semi-automatic Optical Heartbeat Analysis (SOHA) uses a novel movement detection algorithm that is able to detect cardiac movements associated with individual contractile and relaxation events. The program provides a host of physiologically relevant readouts including systolic and diastolic intervals, heart rate, as well as qualitative and quantitative measures of heartbeat arrhythmicity. The program also calculates heart diameter measurements during both diastole and systole from which fractional shortening and fractional area changes are calculated. Output is provided as a digital file compatible with most spreadsheet programs. Measurements are made for every heartbeat in a record increasing the statistical power of the output. We demonstrate each of the steps where user input is required and show the application of our methodology to the analysis of heart function in all three genetically tractable heart models.

We have developed a Semi-automated Optical Heartbeat Analysis method (SOHA) for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts. We demonstrate the application of our methodology to the analysis of heart function in fruit fly and embryonic mouse hearts.

Semi-automatizado de análisis óptico latido de los corazones pequeños

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our ...

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

Monitorización de la función del corazón en las larvas Drosophila melanogaster Para los estudios fisiológicos

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

Preparación de embriones para Microscopía Electrónica de la Drosophila Tubo cardíaco embrionario

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Novel And Efficient Method for Drosophila Heart Fluorescence Staining with Cryosectioning

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila hearts before imaging is a meticulous time-intensive process that requires advanced training and motor skills. To address these challenges, we present an innovative protocol that utilizes cryosectioning for the fluorescence imaging of Drosophila heart tissue. The protocol has been demonstrated in imaging the adult Drosophila heart but could be adapted for developmental stages. The method enhances both the efficiency and accessibility of fluorescence staining while preserving the integrity of the tissue. This protocol simplifies the process without compromising the quality of imaging, thereby reducing the dependency on technicians with highly developed training and motor skills. Specifically, we replace complex techniques, such as capillary vacuum suction, with more straightforward methods like tissue embedding. This approach allows for the visualization of cardiac structures with greater ease and reproducibility. We demonstrate the utility of this protocol by effectively detecting key cardiac markers and&#160;achieving high-resolution fluorescence and immunostaining imaging that unveils intricate details of heart morphology and cellular organization. This method provides a robust and accessible tool for researchers exploring Drosophila cardiac biology, facilitating detailed analyses of heart development, function, and disease models.

The Drosophila heart sectioning and fluorescence imaging protocol simplifies studying heart structure and pathologies. This approach involves straightforward sectioning, staining, and imaging, bypassing the technical expertise needed for traditional dissection. It enhances accessibility, making Drosophila a more widely usable model for cardiac-related research within the broader scientific community.

Método novedoso y eficiente para la tinción de fluorescencia cardíaca de Drosophila con criosección

Drosophila heart models are widely employed in studying cardiac aging and modeling&#160;human cardiac diseases. However, the dissection of Drosophila ...

Genética

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular organization and genomic investigations to behavioral studies. Due to the accumulated scientific knowledge, in recent years, Drosophila was brought to the field of modeling human diseases, including heart disorders. The presented work describes the experimental system for monitoring and manipulating the heart function in the context of a whole live organism using red light (617 nm) and without invasive procedures. Control over the heart was achieved using optogenetic tools. Optogenetics combines the expression of light-sensitive transgenic opsins and their optical activation to regulate the biological tissue of interest. In this work, a custom integrated optical coherence tomography (OCT) imaging and optogenetic stimulation system was used to visualize and modulate the functioning D. melanogaster heart at the 3rd instar larval and early pupal developmental stages. The UAS/GAL4 dual genetic system was employed to express halorhodopsin (eNpHR2.0) and red-shifted channelrhodopsin (ReaChR), specifically in the fly heart. Details on preparing D. melanogaster for live OCT imaging and optogenetic pacing are provided. A lab-developed integration software processed the imaging data to create visual presentations and quantitative characteristics of Drosophila heart function. The results demonstrate the feasibility of initiating cardiac arrest and bradycardia caused by eNpHR2.0 activation and performing heart pacing upon ReaChR activation.

Developing Drosophila melanogaster Models for Imaging and Optogenetic Control of Cardiac Function

The present protocol describes the generation of Drosophila melanogaster expressing eNpHR2.0 or ReaChR opsins in the heart for OCT imaging and optogenetic heart pacing. Detailed instructions for Drosophila OCT imaging and heart beating modulation, including the simulation of restorable heart arrest, bradycardia, and tachycardia in live animals at different developmental stages, are reported.

Desarrollo de modelos de Drosophila melanogaster para imágenes y control optogenético de la función cardíaca

Using Drosophila melanogaster (fruit fly) as a model organism has ensured significant progress in many areas of biological science, from cellular ...

Bioingeniería

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

Drosophila Preparación e Imagen longitudinal de la función cardiaca in vivo utilizando microscopía de coherencia óptica (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...

Light Sheet Microscopy of Fast Cardiac Dynamics in Zebrafish Embryos

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid external development, tractable genetics, and translucency of the zebrafish, Danio rerio, LSFM has delivered insights into cardiac form and function at high spatial and temporal resolution without significant phototoxicity or photobleaching. Imaging of beating hearts challenges existing sample preparation and microscopy techniques. One needs to maintain a healthy sample in a constricted field of view and acquire ultrafast images to resolve the heartbeat. Here we describe optimized tools and solutions to study the zebrafish heart in vivo. We demonstrate the applications of bright transgenic lines for labeling the cardiac constituents and present novel gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental defects and changes in heart rate. We also propose a data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging. The entire workflow presented here focuses on zebrafish embryonic heart imaging but can also be applied to various other samples and experiments.

We describe optimized tools to study the zebrafish heart in vivo with light sheet fluorescence microscopy. Specifically, we suggest bright cardiac transgenic lines and present new gentle embedding and immobilization techniques that avoid developmental and heart defects. A possible data acquisition and analysis pipeline adapted to cardiac imaging is also provided.

Microscopía de hoja de luz de dinámica cardíaca rápida en embriones de pez cebra

Embryonic cardiac research has greatly benefited from advances in fast in vivo light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Combined with the rapid ...

Preparation of Drosophila Heart: A Technique to Study Heart Physiology in the Adult Fly

Source: Vogler, G., Ocorr, K. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/video/1425/" target="_blank">Visualizing the Beating Heart in Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2009).
This video describes the fly&#39;s adult heart, or otherwise called the Drosophila dorsal vessel. The featured protocol demonstrates a dissection procedure for live heart preparations.

Visualizar el corazón latiendo en Drosophila

Resumen

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