Name: paraffin embedding and thin sectioning of microbial colony biofilms for microscopic analysis
Uploaded: 2018-03-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 52 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Paraffin Embedding and Thin Sectioning of Microbial Colony Biofilms for Microscopic Analysis at JoVE.com

Bu eser NSF kariyer Ödülü 1553023 ve NIH/NIAID Ödülü R01AI103369 tarafından desteklenmiştir.

1. Pseudomonas aeruginosa koloni biyofilmler büyüme
<ol><li>Orta-Bilayer plakaları hazırlanması<ol>
<li>Hazırlamak bir 10 g/L tryptone, 10 g/M agar (bakınız Tablo reçetesi) çözüm deiyonize su.</li>
		<li>Otoklav 20 dk. 50-60 ° c serin bir su banyosunda.</li>
		<li>45 mL agar-tryptone çözeltisi bir 100 x 100 mm kare tabak içine dökün ( Tablo malzemelerigörmek) 50 mL konik tüp kullanarak. Agar kuvvetlendirmek izin (~ 20-30 dk). İlk katman üzerinde bir ikinci, 15 mL katmanı dökün. Gecede kuvvetlendirmek izin, yoğunlaşma üzerinden kaldırılması gerekirse hav bırakmayan dokusu ile silerek kapakları.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Koloni biyofilmler lekelenme<ol>
<li>Dondurucu stokları LB Ağar kaplamalar13 üzerine gelen faiz suşları çizgi ve 12-16 h 37 ° C ve 80-%100 bağıl nem, karanlıkta kuluçkaya.</li>
		<li>Her zorlanma veya çoğaltma için bir koloni 2 mL lb aşılamak ve 12-16 250 devir / dakikada sallayarak ile h 37 ° C'de karanlıkta kuluçkaya için kullanın.</li>
		<li>Taze LB ve 250 devir / dakikada sallayarak ile 2,5-3 h 37 ° C'de karanlıkta kuluçka 1: 100 sulandrarak alt kültür.</li>
		<li>Ölçmek bir Spektrofotometre kullanarak optik yoğunluk ve aşırı doz ile bir hücre süspansiyon ulaşmak için steril LB ile ayarlamak500 nm ~ 0,5.</li>
		<li>Üzerinde istenen kolonisi bağlı olarak boyut, damlalıklı 2.5-10 µL hücre süspansiyon (1.1 adımda hazırlanan) bir orta-bilayer plaka üzerine ve ~ 20 dk. petri kapağı açık alev yakınındaki Aralık bırakarak kurutma kolaylaştırmak için kuru için bir yer sağlar.</li>
		<li>Spot colonies adlı 25 ° C ve 80-%100 bağıl nem, 4 gün için karanlıkta kuluçkaya.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. sabitleştirici çözüm hazırlanması
<ol><li>Sabitleştirici çözüm örnek hasat gününde hazırlamak. 1 x PBS son konsantrasyonu % %4 37 formaldehit (FA) seyreltik SK. Dikkat: SK geçici ve zehirli. Koruyucu ekipman giymek ve iyi havalandırılan bir duman-hood işe.</li>
	<li>Kullanımdan hemen önce L-lizin hidroklorür % 4 olarak dağıtılması (2.1 adımda hazırlanan) FA 50 mM L-lizin HCl son bir konsantrasyon için oda sıcaklığında.</li>
</ol>3. doğrudan sabitleştirici uygulamaya koloni biyofilm [isteğe bağlı]
Not: Biz agar bindirme fiksasyon önce eklendiğinde biyofilm Morfoloji en iyi korunmuş bulduk. Ancak, bu adımı da gen ifadesinin etkileyebilecek çevre koşullarında bir değişiklik kabul ettiğiniz anlamına gelir. Floresan muhabir ifade desenleri bu nedenle burada açıklandığı gibi fiksasyon adım agar yerleşimi, toplamadan önce içinde yapılan ayrı bir iletişim kuralı kullanılarak doğrulanması gerekir.
<ol><li>Fiksasyon ve iyi havalandırılan bir duman mahallede çalışma günü, koloni'nın kenar, koloni'nın çevre batış olmadan ulaşmak izin etrafında agar yüzeye doğrudan 2. adımda hazırlanan sabitleştirici pipette. Koloni için tam gerektiği kadar sabitleştirici surround olarak yaklaşık 500 µL. izin sadece koloni ve çevresindeki agar yaygın sabitleştirici uygulanır.</li>
	<li>Bir kez sabitleştirici koloni ve çevre medya, yaklaşık 20-30 dakika, tamamen absorbe olmuştur ve kalan SK artık plaka üzerinde görünür, 3.1 arasındaki adımları yineleyin. Bu sabitleştirici koloni ve çevresindeki agar yaygın izin.</li>
	<li>Sabitleştirici tamamen koloni içine emilir ve çevresindeki edildikten sonra medya 3.1, bu sefer sabitleştirici koloni yüzeyine doğrudan uygulama adımları yineleyin. Bu sabitleştirici koloni ve çevresindeki agar yaygın izin, adım 4'e sadece devam sonuçta sabitleştirici absorbe oldu ve artık plaka üzerinde görünür.</li>
</ol>4. overlaying kolonileri Agar ile
<ol><li>Fiksasyon günü, 10 g/M agar çözüm deiyonize su ve basınçlı kap çözülmeye 10-20 dakika içinde hazır olun. Bir su banyosu 50 ˚C için serin.</li>
	<li>Yavaşça agar çözüm 15 mL büyüme orta ve koloni üzerine dökün. Agar 5 min (şekil 1B) için oda sıcaklığında bir jel oluşturmak olanak sağlar.</li>
	<li>Keskin bir ustura arasında en iyi iki kat lamine koloni ile bir kare, 3 katmanlı chuck kesmek için kullanın. Birden çok örnekleri hazırlama, her chuck karşılaştırılabilir bir boyutuna kesme emin.</li>
	<li>Yavaşça aşırı agar koloni içeren Chuck'tan çıkarın.</li>
	<li>Agar (koloni içeren) iki üst kat chuck (şekil 1 c) alt tabaka uzakta kaldırmak için bir spatula 1 x PBS veya su düz kafa ıslak ve yavaşça arasında üst ve alt Katmanlar ekleyin. Lamine koloni alt katmandan ayrı olmalıdır. Deforme etmek ya da ne zaman onun tabanından kaldırarak lamine koloni viraj değil dikkatli olun.</li>
</ol>5. fiksasyon
<ol><li>Gömme bir kaset lamine kolonisi (yani, 2 katlı chuck) Aktarım hemen bir iyi havalandırılmış duman-başlık, çalışma (bakınız Tablo malzemeler), etiketli bir kimyasal dayanıklı işaretleme kalemiyle. Bir cam slayt mailler gömme kaset yerleştirin (bkz. tablo malzemelerin) 2.1-2.2 adımda hazırlanan sabitleştirici içeren. Gömme kaset içinde hapsolmuş hava hava kabarcığı yok olduğundan emin olun.</li>
	<li>Oda sıcaklığında karanlık gecede sabitleştirici örnekte kuluçkaya.</li>
</ol>6. örnek işleme: Arabellek yıkama, su kaybı, takas ve infiltrasyon
<ol><li>Gecede fiksasyon sonra örnek iki kez 1 x PBS için 1 h yıkayın. En iyi sonuçlar için reaktif homojenizasyon spin kullanarak otomatikleştirmek işlevi bir otomatik doku işlemcinin düşük bir ayara ayarla (malzemelerin tabloya bakın). Hiçbir işlemcisi varsa, işleme el ile çalıştırabilirsiniz.</li>
	<li>1s için her oda sıcaklığında dehidratasyon etanol (alkol) dilutions 1 x PBS (% 25, % 50, % 70, % 95) içinde kademeli bir dizi tarafından arabellek yıkama izleyin.</li>
	<li>% 100 üç yıkar kurutmak için 1 h her oda sıcaklığında alkol.</li>
	<li>% 100 portakal yağ bazlı temizleme aracının üç yıkama susuz örnekte temizleyin (malzemelerin tabloya bakın) oda sıcaklığında her 1 h için.</li>
	<li>Temizlenen örnek iki kez ile erimiş parafin balmumu (bkz. Tablo reçetesi) sızmak ısıtmalı 2 h için 55˚C için.</li>
</ol>7. örnek katıştırma
<ol><li>Bir mum kalıp için 55 ˚C ısıtılan erimiş parafin mum ile doldurun. Bir ısıtmalı, düz spatula gömme kaset infiltre chuck chuck kalıp tabanına paralel aittir sağlanması mum kalıp içine hızlı bir şekilde aktarmak için kullanın. Chuck üzerine aşırı basınç uygulamaktan kaçının. Mum kalıpları özel 3 boyutlu baskılı olabilir veya piyasada bulunan ( Tablo reçetesi' ya bak›n).</li>
	<li>Gecede 4 ˚C kuvvetlendirmek balmumu izin. Katı mum kalıp örnekleri 4 ˚C süresiz olarak depolanabilir.</li>
	<li>Bir kez balmumu katılaşmış, kalıp örnekten tüketim ve fazla balmumu bir tıraş bıçağı ile örnek etrafında döşeme. Microtome kelepçe için kullanılan örnek, kesit, uçağa paralel bir ucunu uzanan aşırı balmumu bırakın ( Tablo malzemelerigörmek). Ayrıca balmumu, yaklaşık 1 mm kalın, örnek etrafında kılıf bırakın ve onun yüzleri pürüzsüz.</li>
</ol>8. kesit
<ol><li>Bir su banyosu için 42 ˚C ısı. Örnek microtome yüzeye dik bıçak kenarına odaklı koloninin içine kelepçe ( Tablo malzemelerigörmek).</li>
	<li>Kadar koloni istenen boyutunda ulaştı, hangi bölümlerde toplanacak örnek 50 µm aralıklarla kırpın.</li>
	<li>İstenen sayıda 10 µm kalınlığında bölümü 75-80 rpm bir parça hız ve bir boşluk açısı 6-10˚ olarak ayarlanmış bir microtome kullanarak bir şerit kesin. Şerit'ten bıçak ayırmak için ince uçlu bir fırça kullanın.</li>
	<li>Pasteur pipet (tercih edilen) veya forseps ucunda bir damla su kullanarak, yavaşça su banyosu için transfer folyosunu. Bindirme hava kabarcıkları altında belgili tanımlık parça önlemek için dikkatli olun.</li>
	<li>Hemen su banyosu bir slayt ekleyin ve bir 45˚ açıyla şerit altında konumlandırın.</li>
	<li>Sadece buzlu etiketinin altında slayt Şerite dar kenarı dokun. Şerit i uygun olmalıdır.</li>
	<li>Slayt su yüzeyine dik olmak için açı ayarlayarak ve slayt uzunluğu boyunca karşı yat için şerit i sağlayan su banyosu dışarı çekin. Şerit altında aşırı su bindirme kaçının.</li>
	<li>Yavaşça slayt bölümünde aşırı su esneklik emici bir hav bırakmayan dokusu üzerine standı.</li>
	<li>Slaydı bir kağıt havlu üzerinde yatıyordu ve gece karanlıkta oda sıcaklığında kurumasını bekleyin. Slaytlar, karanlıkta 4 ˚C süresiz olarak saklanır.</li>
</ol>9. ısı sabitleme, rehidrasyon ve montaj
<ol><li>Düzeltilmiş elektrikli Ocak 45 ˚C için ısı. Slayt için 30-60 dk ısı. Balmumu yarı erimiş olmak ve slayt karşı düzleştirin.</li>
	<li>Yavaşça sıcak plaka slayttan kaldırın ve yatıyordu kullanarak bir düz, düzeltilmiş, oda sıcaklığında yüzeye düz kulak balmumu (~ 1 dk) katılaşır kadar erimiş mum slayt, her iki tarafına çekin değil olduğunu emin olmak.</li>
	<li>Bir cam slayt mailler kullanarak, dört yıkar yıkar arasında çözüm kaldırmak için bir Büchner aspiratör kullanarak Aracısı 5 dk her, açıklığın slaytları de-balmumu.</li>
	<li>Slaytları üç kere % 100 yıkama alkol 1 dk için.</li>
	<li>Etanol (% 95, % 70, % 50 ve % 25) her iki 1-dak yıkar 1 x PBS ardından 1dk için işleme tersten kademeli bir dizi slayt rehydrate.</li>
	<li>Hemen Tris tamponlanmış montaj orta bölümlerinde mount ( Tablo malzemelerigörmek) ve hava kabarcıkları getirilmesi kaçınarak bir coverslip uygulayın. Gecede oda sıcaklığında polimerize için montaj orta izin.</li>
	<li>Sonra polimerli, coverslip açık oje kullanarak slayt için mühür. Kapalı slaytlar süresiz olarak 4 ˚C kararınca depolanabilir.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Ray, V. A., Morris, A. R., Visick, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+semi-quantitative+approach+to+assess+biofilm+formation+using+wrinkled+colony+development.">A semi-quantitative approach to assess biofilm formation using wrinkled colony development.</a> J. Vis. Exp. (64), e4035 (2012).</li><li>Friedman, L., Kolter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+involved+in+matrix+formation+in+Pseudomonas+aeruginosa+PA14+biofilms.">Genes involved in matrix formation in Pseudomonas aeruginosa PA14 biofilms.</a> Mol. Microbiol. 51 (3), 675-690 (2004).</li><li>Okegbe, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron-shuttling+antibiotics+structure+bacterial+communities+by+modulating+cellular+levels+of+c-di-GMP.">Electron-shuttling antibiotics structure bacterial communities by modulating cellular levels of c-di-GMP.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 114 (26), E5236-E5245 (2017).</li><li>Vlamakis, H., Aguilar, C., Losick, R., Kolter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+cell+fate+by+the+formation+of+an+architecturally+complex+bacterial+community.">Control of cell fate by the formation of an architecturally complex bacterial community.</a> Genes Dev. 22 (7), 945-953 (2008).</li><li>Serra, D. O., Richter, A. M., Klauck, G., Mika, F., Hengge, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microanatomy+at+cellular+resolution+and+spatial+order+of+physiological+differentiation+in+a+bacterial+biofilm.">Microanatomy at cellular resolution and spatial order of physiological differentiation in a bacterial biofilm.</a> MBio. 4 (2), e00103-e00113 (2013).</li><li>Serra, D. O., Richter, A. M., Hengge, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellulose+as+an+architectural+element+in+spatially+structured+Escherichia+coli+biofilms.">Cellulose as an architectural element in spatially structured Escherichia coli biofilms.</a> J. Bacteriol. 195 (24), 5540-5554 (2013).</li><li>McGlinn, E., Mansfield, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+gene+expression+in+mouse+embryos+and+tissue+sections.">Detection of gene expression in mouse embryos and tissue sections.</a> Methods Mol. Biol. 770, 259-292 (2011).</li><li>Choi, Y. S., Kim, Y. C., Baek, K. J., Choi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Situ+Detection+of+Bacteria+within+Paraffin-embedded+Tissues+Using+a+Digoxin-labeled+DNA+Probe+Targeting+16S+rRNA.">In Situ Detection of Bacteria within Paraffin-embedded Tissues Using a Digoxin-labeled DNA Probe Targeting 16S rRNA.</a> J. Vis. Exp. (99), e52836 (2015).</li><li>James, G., Hunt, A. M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Biofilms+in+Tissue+Specimens.">Imaging Biofilms in Tissue Specimens.</a> Antibiofilm Agents. , 31-44 (2014).</li><li>Madsen, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Facultative+control+of+matrix+production+optimizes+competitive+fitness+in+Pseudomonas+aeruginosa+PA14+biofilm+models.">Facultative control of matrix production optimizes competitive fitness in Pseudomonas aeruginosa PA14 biofilm models.</a> Appl. Environ. Microbiol. 81 (24), 8414-8426 (2015).</li><li>Jo, J., Cortez, K. L., Cornell, W. -. C., Price-Whelan, A., Dietrich, L. E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+orphan+cbb3-type+cytochrome+oxidase+subunit+supports+Pseudomonas+aeruginosa+biofilm+growth+and+virulence.">An orphan cbb3-type cytochrome oxidase subunit supports Pseudomonas aeruginosa biofilm growth and virulence.</a> bioRxiv. , 171538 (2017).</li><li>Fong, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+dynamics+of+RbmA+governs+plasticity+of+Vibrio+cholerae+biofilms.">Structural dynamics of RbmA governs plasticity of Vibrio cholerae biofilms.</a> Elife. 6, (2017).</li><li>Bertani, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lysogeny+at+mid-twentieth+century:+P1,+P2,+and+other+experimental+systems.">Lysogeny at mid-twentieth century: P1, P2, and other experimental systems.</a> J. Bacteriol. 186 (3), 595-600 (2004).</li><li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fiji:+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis.">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat. Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li><li>Dietrich, L. E. P., Teal, T. K., Price-Whelan, A., Newman, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Redox-active+antibiotics+control+gene+expression+and+community+behavior+in+divergent+bacteria.">Redox-active antibiotics control gene expression and community behavior in divergent bacteria.</a> Science. 321 (5893), 1203-1206 (2008).</li><li>Zupan&#269;i&#269;, D., Ter&#269;elj, M., &#352;trus, B., Verani&#269;, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+obtain+good+morphology+and+antigen+detection+in+the+same+tissue+section?.">How to obtain good morphology and antigen detection in the same tissue section?.</a> Protoplasma. , (2017).</li><li>Priester, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+visualization+of+microbial+biofilms+by+staining+and+environmental+scanning+electron+microscopy.">Enhanced visualization of microbial biofilms by staining and environmental scanning electron microscopy.</a> J. Microbiol. Methods. 68 (3), 577-587 (2007).</li><li>Boyles, J., Anderson, L., Hutcherson, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+fixative+for+the+preservation+of+actin+filaments:+fixation+of+pure+actin+filament+pellets.">A new fixative for the preservation of actin filaments: fixation of pure actin filament pellets.</a> J. Histochem. Cytochem. 33 (11), 1116-1128 (1985).</li><li>Blackburn, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Examination+of+normal+and+abnormal+placentation+in+the+mouse.">Examination of normal and abnormal placentation in the mouse.</a> Methods Mol. Biol. 136, 185-193 (2000).</li><li>Hoffman, E. A., Frey, B. L., Smith, L. M., Auble, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formaldehyde+crosslinking:+a+tool+for+the+study+of+chromatin+complexes.">Formaldehyde crosslinking: a tool for the study of chromatin complexes.</a> J. Biol. Chem. 290 (44), 26404-26411 (2015).</li><li>Jennings, L. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pel+is+a+cationic+exopolysaccharide+that+cross-links+extracellular+DNA+in+the+Pseudomonas+aeruginosa+biofilm+matrix.">Pel is a cationic exopolysaccharide that cross-links extracellular DNA in the Pseudomonas aeruginosa biofilm matrix.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 112 (36), 11353-11358 (2015).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Parafin gömme ve ince kesit doku örnekleri mikro morfolojik yapılarının görüntüleme sağlar ve ökaryotik dokular üzerinde yaygın olarak kullanılan ve bazı başarı ile mikrobiyal örnekleri8 için uygulanan bir tekniktir klasik histolojik ,9. Cryoembedding endojen ve immünfloresan sinyal güçlü saklamak için izin verirken, Morfoloji16daha iyi koruma sağladığından parafin katıştırma genellikle tercih edilir. Bu yöntem uygulama mikrobiyal biyofilmler için uyum içinde bizim sisteme özgü özellikleri üzerinde duruldu. Biyofilmler daha hassas olma eğilimi olsa hücre ve dokuların matris kez birlikte nispeten sağlam tutulur; Bu nedenle rutin fiksasyon ve örnek saklama en üst düzeye çıkarmak için protokolleri katıştırma balmumu optimize. Örnek üzerinde büyüme substrat Bakımı ve agar hemen önce fiksasyon ile koloni overlaying örnek üst veya temeli kayıp değil sağlar. Ancak, bu adımı sırasında ekstra dikkat edilmelidir böylece kolonileri çok sıcak agar ile overlaying koloniler, zarar verebilir.
Fiksasyon takas, sert dehidrasyon yoluyla yapısını koruyarak için kritik bir adımdır ve infiltrasyon adımlar parafin gömmek için gerekli. Bulduğumuz o lizin-formaldehit fiksasyon en iyi örnek bütünlüğünü korur. Çözünür lizin, bir diamin, aldehitler ile çapraz bağlı polimerler oluşturmak için tepki verebilir ve exopolymeric madde (EPS) mekanik bozulma17,18karşı güçlendirmek için önerilmiştir.
Arka plan Floresans örnek rehidrasyon (adım 9,3) sırasında ardışık yıkar turuncu yağ bazlı Temizleme Aracısı veya uzun süreli maruz kalma, aracılığıyla ile düşüş gözlemledik. Ancak, temizleme aracı ile aşırı tedavi bölüm19' a zor olan kırılgan örneklerinde sonuçlanabilir. Birim veya mum her rehidrasyon sırasında mevcut miktar yansıtacak şekilde yıkar sayısını ayarlamak gerekli olabilir. Artan arka plan Floresans aynı şekilde kontaminasyon reaktifler, biraz autofluorescent olan balmumu, tamamen veya kısmen takas solvent veya aşağıdaki adımları (adım kullanılan etanol karışan nerede işleme doku üzerinden ortaya çıkabilir 6.1 6.4). buna ek olarak, biz bulduk etanol muhabir sinyali azalır ve PBS iki yıkama fluorophore (adım 9.5-9,6) Montaj öncesinde yeniden oluşturmak için önemlidir.
Bu yöntem aynı zamanda kurucu ve organizatörü uygulamalı floresan hücreleri çözünürlükte yerelleştirmesini sağlar. Ancak, biz dikkat ne zaman gen ekspresyonu yorumlamak için bu yöntemi kullanarak öneriyoruz. Fiksasyon, 50 ˚C, önce uygulanan bu iletişim kuralı (Adım 4.2), ortaya çıkan bindirme adım gen ifade desenleri etkileyebilecek ilk büyüme koşullarına göre önemli bir çevresel değişimin sunar. Doğrudan kolonisi, hemen önce bindirmeyi dökme, ama bir maliyetle Morfoloji (isteğe bağlı adım 3.1-3.3) sabitleştirici uygulayarak ifade desenleri doğrulamak yararlı olabilir.
Floresans yorumu etkileyen başka bir bölümün kendisini topografya faktördür. Biyofilm farklı bölgelerinde yapısal bütünlük değişen derecelerde sergi ve az ya da yolu ile fiksasyon, bunun üzerine, bağlı olarak korunması için mükellef varsa, Fonksiyonel grupların bu bileşenlerin sabitleştirici cross-linking için katkıda edebiliyoruz 20. sonuç olarak, Bölüm biyokütle orantısız bölümü yüzeyden bir morfolojik veya metabolik bölgesinden koloni'nın z ekseni boyunca diğerine geçiş kaybedebilirsiniz. Bu bölümünün sağlam bir odak dilim confocal mikroskop düşsel tarafından ele.
Bu teknik ifade floresan protein Mühendisliği suşları için uygulamanın yanı sıra, biz micromorphological özellikleri transmisyon elektron mikroskobu (TEM) ve biyofilm örnekleri belirli floresan boyalar (şekil 3A ile lekeli inceledik ). Jennings ve ark. son zamanlarda Pel, P. aeruginosa PA14 biyofilmler 21tarafından üretilen büyük polisakkarit için boya belirli bir tarif. Yukarıdaki Protokolü ve temsilcisi sonuçları içinde açıklandığı gibi bu boya uygulama bölümlerine görselleştirme PA14 koloni biyofilmler yüksek çözünürlüklü (şekil 3 c) 3Pel dağıtım sağlar. Diğer taraftan, Kongo kırmızısı gibi floresan boyalar büyüme ortamına eklenebilir ve sonrası parça (şekil 3B) görüntüsü. Bir bindirme uygulama aynı zamanda işleme için TEM (3D şekil) boyunca koloni biyofilm morfoloji ve hücre yapısını korur.
Koloni biyofilmler hazırlanması parafin katıştırma üzerinden kesit için burada açıklanan en iyi duruma getirilmiş yöntem sağlar, neyin endojen sinyal ve özellikleri veya complexed boya olabilir vivo içinde üstün çözünürlüğü ile örnek en aza indirerek lokalize kaybı ve yerel koloni makro - ve mikro-türleri Morfoloji koruyarak. Önemli çaba, zaman ve reaktif kullanım bu yöntem için gerekli olduğunu kabul. Ancak, biz bu sakıncaları morfolojik korunması, situ Floresans çözümlenmesi ve amenability öncesi ve sonrası boyama yordamlara veya alternatif işleme stratejileri (örneğin için hazırlık derecesini tarafından karşılık hissediyorum TEM) tanınan bu tekniği ile.

Çoğu mikroplar için formu biyofilmler kapasitesine sahip, hücre toplulukları birlikte kendi ürettiği matrisler tarafından düzenlenen. Biyofilmler fiziksel kurulumları, birçok türde besin ve substrat hükmün çeşitli rejimleri ile yetiştirilen olabilir. Biyofilm oluşumu için belirli deneyleri tekrarlanabilir çok hücreli yapıları verim eğilimi ve ortak mimariler topluluk veya makroskopik düzeyinde filogenetik çeşitli türler için gözlenir. Mikroplar bir atmosfer altında katı ortamdaki koloniler yetiştirilmektedir, makroskopik Morfoloji için matris üretim kapasitesi hakkında bilgi veriyor ve sık sık diğer özellikleri 1,2,3ile karşılıklı olarak ilişkilendirir. Mikrobiyal kolonileri iç mimarisini de biyofilm özel kimya ve fizyolojisi ile ilgili ipuçları sağlayabilir ama karakterize için zor olmuştur. Cryoembedding ve cryosectioning teknikleri son uygulamaları bakteri kolonileri için görüntüleme ve görselleştirme benzeri görülmemiş çözünürlük 4,5,6' daki belirli özelliklerin etkinleştirdiniz. Ancak, çalışmalar ile hayvan doku parafin gömme cryoembedding 7 ' ye göre Morfoloji üstün koruma sağlar ve bakteri doku 8,9görselleştirmek için kullanılan göstermiştir. Bu nedenle bir protokol fiksasyon, parafin katıştırma ve mikrobiyal koloni biyofilmler ince kesit için geliştirdik. Burada, Pseudomonas aeruginosa PA14 koloni-biyofilm ince kesitler 10,11hazırlanması anlatacağız ama biz de başarıyla bu teknik bakteriler tarafından kurulan biyofilmler başvuran Pseudomonas synxantha, Bacillus subtilis, ve Vibrio cholerae12.
İşlemi parafin gömme ve ince kesit biyofilmler için basit bir mantık uygulanabilir. İlk olarak, biyofilmler Morfoloji işleme sırasında korumak için agar tabakası kaplı. İkinci olarak, kaplı biyofilmler bir sabitleştirici crosslink oluştururlar sular altında ve micromorphology korumak. Bunlar, bir daha kutup solvent ile temizlenir, alkol ile sıvı kaybı ve Sıvı parafin balmumu ile sızmış. Sızmış bir kez örnekleri kesit için balmumu bloklara yerleştirilmiştir. Bölümler kesmek, slaytların üzerine monte edilmiş ve sonra onları daha yerel bir duruma döndürmek için rehydrated. Bu noktadan sonra onlar lekeli veya montaj orta mikroskobik analizlerin yapıldığı için kapalı.
Bu iletişim kuralı ince mikrobiyal biyofilmler histolojik analiz için uygun bölümlerini üretir. Bu yöntem kullanılarak hazırlanan ince bölümleri tarafından ışık mikroskobu görüntüsü zaman koloni biyofilm kümelendirilebilir görülebilir. Biyofilmler Ayrıca medya içeren floresan lekesi için bireysel özellikleri belirli yetiştirilen veya hemen önce (adım 9.5-9,6) Montaj rehidrasyon aşamada lekeli. Son olarak, mikroplar floresan proteinler hücre dağıtım veya gen ifade bu topluluklar içinde in situ raporlama sağlayan bir kurucu veya düzenlenmiş moda üretmek için tasarlanmış. Koloni biyofilm derinlik, hücre dağıtım, matris dağılım, büyüme kalıpları ve kronolojik zamanmekansal gen ekspresyonu belirlemek için bu yöntemler kullandık.

<table><tbody><tr><td>5 3/4&quot; Pasteur pipette</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-6A</td><td>Purchased from univeristy biostores&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Agar&amp;nbsp;</td><td>Teknova&amp;nbsp;</td><td>A7777</td><td></td></tr><tr><td>Buchner Aspirator (Vacuum) Flask&amp;nbsp;</td><td>Pyrex</td><td>5340</td><td>Purchased from univeristy biostores&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Chemically-resistant Marking Pen</td><td>VWR</td><td>103051-182</td><td>Manufacturer: Leica</td></tr><tr><td>Clear Fingernail Polish&amp;nbsp;</td><td>********</td><td>********</td><td>Store bought</td></tr><tr><td>Congo Red Indicator Grade</td><td>VWR</td><td>AAAB24310-14</td><td>Manufacturer: Alfa Aesar</td></tr><tr><td>Coomassie Blue&amp;nbsp;</td><td>VWR</td><td>EM-3340</td><td>Manufacturer: EMD Millipore</td></tr><tr><td>TRIS-buffered Mounting Medium (w/ DAPI)&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>50 247 04</td><td>Manufacturer: Electron Microscopy Sciences</td></tr><tr><td>Embedding Mold&amp;nbsp;</td><td>********</td><td>********</td><td>3D printed in-house</td></tr><tr><td>Embedding Mold (commercial)&amp;nbsp;</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>70182</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 200P</td><td>Decon Labs, Inc.&amp;nbsp;</td><td>2701</td><td>Purchased from univeristy biostores&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Fine-tipped Brush</td><td>********</td><td>********</td><td>Store bought, paint brush</td></tr><tr><td>Glass Coverslips 60x22mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-519-21C</td><td></td></tr><tr><td>Glass Rehydration Mailer&amp;nbsp;</td><td>Ted Pella</td><td>21043</td><td>20 slide mailer&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Histoclear-II, orange oil-based clearing agent&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>50 899 90150</td><td>Manufacturer: National Diagnostics&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Histosette, Embedding Casette</td><td>Fisher Scientific</td><td>15 182 701A</td><td></td></tr><tr><td>L-lysine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP386 100</td><td></td></tr><tr><td>Low Profile Microtome Blades</td><td>Fisher Scientific</td><td>22 210 048</td><td>Manufacturer: Sturkey&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Micropipette&amp;nbsp;</td><td>VWR</td><td>89080-004</td><td>Promo-pack</td></tr><tr><td>Micropipette Tips&amp;nbsp;</td><td>See comments section</td><td>See comments section</td><td>p10 (Fisher Scientific, 02 707 469), p200 (VWR, 89079-474), p1250 (VWR, 89079-486)</td></tr><tr><td>Microtome&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>905200U/00016050</td><td>Model: HM355S, Manufacturer: Microm, NON-CATALOG, Vendor Catalog # 905200U/00016050</td></tr><tr><td>Formaldehyde, 37% Aqueous (Formalin)</td><td>Ricca Chemical</td><td>RSOF0010-500A</td><td></td></tr><tr><td>Paraplast Xtra (paraffin wax)</td><td>VWR</td><td>15159-486</td><td>Manufacturer: McCormick Scientific&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Petri Dishes Square 100x100x15mm</td><td>Laboratory Disposable Products&amp;nbsp;</td><td>D210-16</td><td></td></tr><tr><td>Potassium chloride&amp;nbsp;</td><td>EMD Chemicals&amp;nbsp;</td><td>PX1405-1</td><td>Component of phosphate buffered saline, prepared in-house&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Potassium phosphate&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>P380-500</td><td>Component of phosphate buffered saline, prepared in-house&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Razor Blades&amp;nbsp;</td><td>VWR</td><td>55411-050</td><td>Purchased from univeristy biostores&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Slide Warmer&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC0865259</td><td>NON-CATALOG, Vendor Catalog # 12857D</td></tr><tr><td>Sodium chloride&amp;nbsp;</td><td>VWR</td><td>0241-1KG</td><td>Component of phosphate buffered saline, prepared in-house&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Sodium phosphate&amp;nbsp;</td><td>VWR</td><td>BDH9296.500</td><td>,Component of phosphate buffered saline, prepared in-house&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Suprafrost Histology Slides&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-544-2</td><td></td></tr><tr><td>Tissue Flotation Water Bath&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC0815797</td><td>Manufacturer: Ted Pella, Vendor Catalog # 28156-B</td></tr><tr><td>Automatic Tissue Processor&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>813160U/Q#00009061</td><td>Model: STP120 Tissue Processor</td></tr><tr><td>Tryptone&amp;nbsp;</td><td>Teknova&amp;nbsp;</td><td>T9012</td><td></td></tr><tr><td>Yeast extract</td><td>Teknova&amp;nbsp;</td><td>Y9010</td><td></td></tr></tbody></table>

paraffin embedding and thin sectioning of microbial colony biofilms for microscopic analysis

Parafin katıştırma üzerinden kesit bir genel olarak kurulan ökaryotik sistemlerinde bir tekniktir. Burada biz gömme ve bozulmamış mikrobiyal koloni biyofilmler periosteum parafin balmumu kullanarak kesit fiksasyon için bir yöntem sağlayın. Bu yöntem koloni biyofilmler kullanmak için adapte, agar overlayer ile laminasyon ve her örnek, büyüme substrat olarak muhafaza geliştirilen ve lizin sabitleştirici çözümü eklendi. Bu en iyi duruma getirmeleri örnek saklama ve koruma micromorphological özellikleri geliştirmek. Bu şekilde hazırlanan numune kesit ve ışığı, floresan ve transmisyon elektron mikroskobu ile düşsel ince mükellef bulunmaktadır. Bu teknik, Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas synxantha, Bacillus subtilisve Vibrio choleraekoloni biyofilmler için başvurdum. Ayrıntı bu yöntemle oluşturulan örneklerinde görünür yüksek düzeyde muhabir gerilme ile birlikte mühendislik veya belirli boya, kullanımı heyecan verici yorumlara fizyolojisi ve mikrobiyal topluluklar gelişimi sağlayabilir.

Bu yöntem biyofilm ince-neyin farklı Morfolojik özellikleri ve gen ekspresyonu bölgeleri DIC, Floresans mikroskobu ve TEM tarafından yansıması bölümleri oluşturur. DIC görüntüleme 40 X yağı daldırma amacı istimal bazı Morfolojik özellikleri (şekil 2E) göstermek yeterli olabilir, biz o floresan bulduk mikroskobu yapısal ifade floresan protein Mühendisliği suşları sağlar gelişmiş hücre dağıtım örnek (şekil 2B) içinde görselleştirme. Tek tek bölümler görüntülerini birlikte tüm koloni (2B şekil) bir kesit oluşturmak için ve genel morfolojisi (Karşılaştır makroskopik düzeyde içinde yapısal özellikleri yerelleştirme için bağlam sağlamak için dikişli Şekil 2A, B ve C). Morfolojik özellikleri ve floresan sinyallerini kullanarak görüntüleme yazılımı14ölçülebilir. Yapıları biyofilm veya gen ekspresyonu bölgeleri arasında geçişler içinde sonra metabolitleri veya kimyasal degradeler11 dağıtımları ile ilişkili olabilir.
Bu iletişim kuralı değiştirilmiş ve birkaç şekilde uyarlanmış. Belirli bir organizatörü kontrol altında ifade floresan protein için tasarlanmış bir yük görselleştirme gen ekspresyonu (şekil 3A) dağılımı sağlar. Koloniler boya, içeren ortamda yetiştirilen olabilir veya boya sonrası kesit eklenebilir, belirli polisakkaritler leke (3B ve C rakamlar). Son olarak, bu iletişim kuralı değiştirilmiş bir sürümü hazır örnekleri DIC tarafından etkin daha yüksek çözünürlükte görüntüleme için izin vermek için TEM (şekil 3D) veya floresan mikroskopi tarafından incelenebilir.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57196/57196fig1.jpg"> Resim 1: Kurulum fiksasyon önce koloni büyüme için tasvir şematik. (A) koloniler agar katılaşmış büyüme orta (üst ve alt) iki kat üzerinde büyüdü ve o zaman koloni morfolojisi koruyan ek katmanı ile (bindirme), overlaid (B). (C) bindirme ve üst tabaka arasında gözükeceksin koloni sonra işlenmesi için alt katmana ayrılır. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57196/57196fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57196/57196fig2.jpg"> Resim 2: Micromorphological özellikleri ve YFP floresan kesit parafin gömülü kolonileri içinde. Yapısal YFP ifade bir Pseudomonas aeruginosa PA14 Δateran koloni için15 temsilcisi veri ve % 1 tryptone, %1 agar Kongo kırmızısı ve Coomassie içeren 3 gün boyunca mavi büyüdü. (A) üst-görünümü, bir koloni fiksasyon önce yarısı gösterilen floresan görüntü. (B) kesit parafin gömme sonra tüm koloninin. Kutulu alan bir 10 X objektif lens (C) görüntüsü. (C) kutulu alanda o zaman 40 X yağı daldırma objektif lens floresan (D) ve DIC (E) kullanarak yansıma. Ölçek çubukları 2 mm (A), 500 µm (B) ve 100 µm (C-E) temsil eder. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57196/57196fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57196/57196fig3.jpg"> Şekil 3: Gazeteci ifade, öncesi ve sonrası biyofilm özellikleri ve TEM görüntüleme parafin gömülü koloni biyofilm örnekleri boyama. (a) mexGPr-GFP muhabir floresan 3 gün boyunca üzerinde % 1 tryptone, %1 agar yetiştirilen bir P. aeruginosa PA14 koloni. (B) ilişkili Kongo kırmızısı 5 gün için boya içeren bir ortamda yetişen bir P. synxantha koloni floresan. (C) Pel polisakkarit kesit sonra uygulanan (2 gün için % 1 tryptone, %1 agar içeren Kongo kırmızısı ve Coomassie mavi yetiştirilen) bir P. aeruginosa PA14 Δateran Colony, Wisteria floribunda lektin leke floresan. (D) TEM görüntüsü (% 1 tryptone, %1 agar Kongo kırmızısı ve Coomassie içeren 3 gün boyunca mavi büyüdü), P. aeruginosa PA14 Δateran kolonisi ve parafin katıştırma üzerinden kesit için işlenen *. Ölçek çubuğu 40 µm (A-B), 20 µm (C) ve 5 mikron (D) temsil eder. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/57196/57196fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
* Bu örnek ile adım adım 4.1-4.3, atlama 4 yukarıdaki iletişim kuralı, parafin katıştırma üzerinden kesit için işlenen ve ayrı olarak işlenen TEM analiz için.

Watch this Scientific Journal Video about Paraffin Embedding and Thin Sectioning of Microbial Colony Biofilms for Microscopic Analysis at JoVE.com

Paraffin Embedding and Thin Sectioning of Microbial Colony Biofilms for Microscopic Analysis

Parafin gömme ve ince mikrobiyal koloni biyofilmler mikroskobik analizlerin yapıldığı için kesit

Fiksasyon, parafin katıştırma ve mikrobiyal koloni biyofilmler için ince parça teknikler açıklanmaktadır. Hazır örnekleri, mikroskobu tarafından biyofilm altyapı ve muhabir ifade desenleri görüntülenmeyecektir.

Sectioning via paraffin embedding is a broadly established technique in eukaryotic systems. Here we provide a method for the fixation, embedding, and ...

paraffin-embedding-thin-sectioning-microbial-colony-biofilms-for

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

14.3K Görüntüleme.  Columbia University. Fiksasyon, parafin katıştırma ve mikrobiyal koloni biyofilmler için ince parça teknikler açıklanmaktadır. Hazır örnekleri, mikroskobu tarafından biyofilm altyapı ve muhabir ifade desenleri görüntülenmeyecektir.

Video: Paraffin Embedding and Thin Sectioning of Microbial Colony Biofilms for Microscopic Analysis

A Method for Obtaining Serial Ultrathin Sections of Microorganisms in Transmission Electron Microscopy

Observing cells and cell components in three dimensions at high magnification in transmission electron microscopy requires preparing serial ultrathin sections of the specimen. Although preparing serial ultrathin sections is considered to be very difficult, it is rather easy if the proper method is used. In this paper, we show a step-by-step procedure for safely obtaining serial ultrathin sections of microorganisms. The key points of this method are: 1) to use the large part of the specimen and adjust the specimen surface and knife edge so that they are parallel to each other; 2) to cut serial sections in groups and avoid difficulty in separating sections using a pair of hair strands when retrieving a group of serial sections onto the slit grids; 3) to use a 'Section-holding loop' and avoid mixing up the order of the section groups; 4) to use a 'Water-surface-raising loop' and make sure the sections are positioned on the apex of the water and that they touch the grid first, in order to place them in the desired position on the grids; 5) to use the support film on an aluminum rack and make it easier to recover the sections on the grids and to avoid wrinkling of the support film; and 6) to use a staining tube and avoid accidentally breaking the support films with tweezers. This new method enables obtaining serial ultrathin sections without difficulty. The method makes it possible to analyze cell structures of microorganisms at high resolution in 3D, which cannot be achieved by using the automatic tape-collecting ultramicrotome method and serial block-face or focused ion beam scanning electron microscopy.

This study presents reliable and easy procedures for obtaining serial ultrathin sections of a microorganism without expensive equipment in transmission electron microscopy.

Transmisyon elektron mikroskobu mikroorganizmaların seri Ultrathin bölümler elde etmek için bir yöntem

Observing cells and cell components in three dimensions at high magnification in transmission electron microscopy requires preparing serial ultrathin ...

Mühendislik

Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors

This work assesses different methodologies to study the impact of small molecule biofilm inhibitors, such as D-amino acids, on the development and resilience of Bacillus subtilis biofilms. First, methods are presented that select for small molecule inhibitors with biofilm-specific targets in order to separate the effect of the small molecule inhibitors on planktonic growth from their effect on biofilm formation. Next, we focus on how inoculation conditions affect the sensitivity of multicellular, floating B. subtilis cultures to small molecule inhibitors. The results suggest that discrepancies in the reported effects of such inhibitors such as D-amino acids are due to inconsistent pre-culture conditions. Furthermore, a recently developed protocol is described for evaluating the contribution of small molecule treatments towards biofilm resistance to antibacterial substances. Lastly, scanning electron microscopy (SEM) techniques are presented to analyze the three-dimensional spatial arrangement of cells and their surrounding extracellular matrix in a B. subtilis biofilm. SEM facilitates insight into the three-dimensional biofilm architecture and the matrix texture. A combination of the methods described here can greatly assist the study of biofilm development in the presence and absence of biofilm inhibitors, and shed light on the mechanism of action of these inhibitors.

Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors

This study presents the development of reproducible methodologies to study biofilm inhibitors and their effects on Bacillus subtilis multicellularity.

Araştırma yöntemleri<em&gt; B. subtilis</emKüçük Molekül Biyofilm İnhibitörleri Karakterizasyonu için Bir Model Olarak&gt; Biyofilmler

This work assesses different methodologies to study the impact of small molecule biofilm inhibitors, such as D-amino acids, on the development and ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

A New Method for Qualitative Multi-scale Analysis of Bacterial Biofilms on Filamentous Fungal Colonies Using Confocal and Electron Microscopy

Bacterial biofilms frequently form on fungal surfaces and can be involved in numerous bacterial-fungal interaction processes, such as metabolic cooperation, competition, or predation. The study of biofilms is important in many biological fields, including environmental science, food production, and medicine. However, few studies have focused on such bacterial biofilms, partially due to the difficulty of investigating them. Most of the methods for qualitative and quantitative biofilm analyses described in the literature are only suitable for biofilms forming on abiotic surfaces or on homogeneous and thin biotic surfaces, such as a monolayer of epithelial cells.
While laser scanning confocal microscopy (LSCM) is often used to analyze in situ and in vivo biofilms, this technology becomes very challenging when applied to bacterial biofilms on fungal hyphae, due to the thickness and the three dimensions of the hyphal networks. To overcome this shortcoming, we developed a protocol combining microscopy with a method to limit the accumulation of hyphal layers in fungal colonies. Using this method, we were able to investigate the development of bacterial biofilms on fungal hyphae at multiple scales using both LSCM and scanning electron microscopy (SEM). This report describes the protocol, including microorganism cultures, bacterial biofilm formation conditions, biofilm staining, and LSCM and SEM visualizations.

This protocol describes a new method to grow and qualitatively analyze bacterial biofilms on fungal hyphae by confocal and electron microscopy.

Yeni Bir Yöntem Filamentli Mantar kolonileri ile ilgili Bakteriyel Biyofilmler Niteliksel Çok ölçekli Analizi için kullanılması Eşodaklı ve Elektron Mikroskobu

Bacterial biofilms frequently form on fungal surfaces and can be involved in numerous bacterial-fungal interaction processes, such as metabolic ...

Yeast Colony Embedding Method

Patterning of different cell types in embryos is a key mechanism in metazoan development. Communities of microorganisms, such as colonies and biofilms also display patterns of cell types. For example, in the yeast S. cerevisiae, sporulated cells and pseudohyphal cells are not uniformly distributed in colonies. The functional importance of patterning and the molecular mechanisms that underlie these patterns are still poorly understood.
One challenge with respect to investigating patterns of cell types in fungal colonies is that unlike metazoan tissue, cells in colonies are relatively weakly attached to one another. In particular, fungal colonies do not contain the same extensive level of extracellular matrix found in most tissues . Here we report on a method for embedding and sectioning yeast colonies that reveals the interior patterns of cell types in these colonies. The method can be used to prepare thick sections (0.5 &mu;) useful for light microscopy and thin sections (0.1 &mu;) suitable for transmission electron microscopy. Asci and pseudohyphal cells can easily be distinguished from ovoid yeast cells by light microscopy , while the interior structure of these cells can be visualized by EM.
The method is based on surrounding colonies with agar, infiltrating them with Spurr's medium, and then sectioning. Colonies with a diameter in the range of 1-2 mm are suitable for this protocol. In addition to visualizing the interior of colonies, the method allows visualization of the region of the colony that invades the underlying agar.

A method for embedding yeast colonies allowing sectioning for light and electron microscopy. This protocol allows determination of the distribution of sporulated cells and pseudohyphal cells within colonies providing a new tool toward understanding the organization of cell types within a fungal community.

Maya Colony Gömme Yöntemi

Patterning of  different cell types in embryos is a key mechanism in metazoan development. Communities of microorganisms, such as colonies and biofilms ...

Biyoloji

Rigid Embedding of Fixed and Stained, Whole, Millimeter-Scale Specimens for Section-free 3D Histology by Micro-Computed Tomography

For over a hundred years, the histological study of tissues has been the gold standard for medical diagnosis because histology allows all cell types in every tissue to be identified and characterized. Our laboratory is actively working to make technological advances in X-ray micro-computed tomography (micro-CT) that will bring the diagnostic power of histology to the study of full tissue volumes at cellular resolution (i.e., an X-ray Histo-tomography modality). Toward this end, we have made targeted improvements to the sample preparation pipeline. One key optimization, and the focus of the present work, is a straightforward method for rigid embedding of fixed and stained millimeter-scale samples. Many of the published methods for sample immobilization and correlative micro-CT imaging rely on placing the samples in paraffin wax, agarose, or liquids such as alcohol. Our approach extends this work with custom procedures and the design of a 3-dimensional printable apparatus to embed the samples in an acrylic resin directly into polyimide tubing, which is relatively transparent to X-rays. Herein, sample preparation procedures are described for the samples from 0.5 to 10 mm in diameter, which would be suitable for whole zebrafish larvae and juveniles, or other animals and tissue samples of similar dimensions. As proof of concept, we have embedded the specimens from Danio, Drosophila, Daphnia, and a mouse embryo; representative images from 3-dimensional scans for three of these samples are shown. Importantly, our methodology leads to multiple benefits including rigid immobilization, long-term preservation of laboriously-created resources, and the ability to re-interrogate samples.

We developed protocols and designed a custom apparatus to enable embedding of millimeter-scale specimens. We present sample preparation procedures with an emphasis on embedding in acrylic resin and polyimide tubing to achieve rigid immobilization and long-term storage of specimens for the interrogation of tissue architecture and cell morphology by micro-CT.

Katı, sabit ve lekeli, genel olarak, milimetre ölçekli örnekler için bölüm ücretsiz 3D Histoloji mikro bilgisayarlı tomografi tarafından katıştırma

For over a hundred years, the histological study of tissues has been the gold standard for medical diagnosis because histology allows all cell types in ...

Biyomühendislik

Microscopy Techniques for Interpreting Fungal Colonization in Mycoheterotrophic Plants Tissues and Symbiotic Germination of Seeds

Structural botany is an indispensable perspective to fully understand the ecology, physiology, development, and evolution of plants. When researching mycoheterotrophic plants (i.e., plants that obtain carbon from fungi), remarkable aspects of their structural adaptations, the patterns of tissue colonization by fungi, and the morphoanatomy of subterranean organs can enlighten their developmental strategies and their relationships with hyphae, the source of nutrients. Another important role of symbiotic fungi is related to the germination of orchid seeds; all Orchidaceae species are mycoheterotrophic during germination and seedling stage (initial mycoheterotrophy), even the ones that photosynthesize in adult stages. Due to the lack of nutritional reserves in orchid seeds, fungal symbionts are essential to provide substrates and enable germination. Analyzing germination stages by structural perspectives can also answer important questions regarding the fungi interaction with the seeds. Different imaging techniques can be applied to unveil fungi endophytes in plant tissues, as are proposed in this article. Freehand and thin sections of plant organs can be stained and then observed using light microscopy. A fluorochrome conjugated to wheat germ agglutinin can be applied to the fungi and co-incubated with Calcofluor White to highlight plant cell walls in confocal microscopy. In addition, the methodologies of scanning and transmission electron microscopy are detailed for mycoheterotrophic orchids, and the possibilities of applying such protocols in related plants is explored. Symbiotic germination of orchid seeds (i.e., in the presence of mycorrhizal fungi) is described in the protocol in detail, along with possibilities of preparing the structures obtained from different stages of germination for analyses with light, confocal, and electron microscopy.

This protocol aims to provide detailed procedures for collecting, fixing, and maintaining mycoheterotrophic plant samples, applying different microscopy techniques such as scanning and transmission electron microscopy, light, confocal, and fluorescence microscopy to study fungal colonization in plants tissues and seeds germinated with mycorrhizal fungi.

Mikoheterotrofik Bitki Dokularında Mantar Kolonizasyonunu Yorumlamak ve Tohumların Simbiyotik Çimlenmesi için Mikroskopi Teknikleri

Structural botany is an indispensable perspective to fully understand the ecology, physiology, development, and evolution of plants. When researching ...

Histological Sample Preparation for Light Microscopy

Histology is the study of cells and tissues, which is typically aided by the use of a light microscope. The preparation of histological samples can vary greatly based on the inherent properties of the samples such as size and hardness as well as expected post-processing which includes planned staining techniques or other down-stream applications. As described in this video, specimen preparation typically begins with a fixation procedure to prevent degradation of the sample by naturally occurring enzymes that are released by the cells upon death. Once fixed, samples are placed into an embedding medium that is able to sufficiently support the sample. Most commonly this is paraffin wax, but other materials such as a glycerin based freezing medium and agars are also used to surround the sample during sectioning. Sectioning then takes place on a microtome or other cutting device that allows the user to shave the sample into thin slices ranging from a few microns to a few millimeters in thickness. Once cut, sections are mounted on a glass slide and stained to bring out specific features of the sample before being imaged on a microscope.

Histological Sample Prep for a Light Microscope

Histology is the study of cells and tissues, which is typically aided by the use of a light microscope.  The preparation of histological samples can vary ...

Education

JoVE Science Education

Temel Biyoloji

Genel Laboratuvar Teknikleri

Formalin-Fixed Paraffin Embedded (FFPE) Tissue Preservation: A Method for Studying Tissue Morphology

Source: Nagaraj A.S., et al., <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/58569/establishment-analysis-tumor-slice-explants-as-prerequisite-for">Establishment and Analysis of Tumor Slice Explants As a Prerequisite for Diagnostic Testing.</a> J. Vis. Exp. (2018)
The following video describes how to preserve morphology of a tissue with formalin fixation and paraffin embedding.

Formalinle Sabit Parafin Gömülü (FFPE) Doku Koruma: Doku Morfolojisini İncelemek İçin Bir Yöntem

Source: Nagaraj A.S., et al., Establishment and Analysis of Tumor Slice Explants As a Prerequisite for Diagnostic Testing. J. Vis. Exp. (2018)
The ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Kanser Araştırmaları

Akciğer Kanseri

Ex vivo çalışma

A Method for Sample Preparation to Visualize Biofilm Forming Bacteria on Fungal Hyphae

Source: Guennoc, Cora Miquel, et al, <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/54771">A New Method for Qualitative Multi-scale Analysis of Bacterial Biofilms on Filamentous Fungal Colonies Using Confocal and Electron Microscopy.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a method to grow and qualitatively analyze bacterial biofilms on fungal hyphae using microscopy. Bacterial biofilms frequently form on fungal surfaces and involve numerous bacterial-fungal interaction processes, such as metabolic cooperation, competition, or predation.

Mantar Hifleri Üzerinde Biyofilm Oluşturan Bakterileri Görselleştirmek için Numune Hazırlama Yöntemi

1. Preparation of an In Vitro Biofilm of Bacteria on the Fungal Colony

	Centrifuge the bacterial culture at 5,000 x g for 3 min and suspend the pellet in ...

İmmünoloji

İmmünodiyagnostik

İn Vitro ve İn Vivo Modeller

Fixation and Sectioning

Two basic types of preparation are used to visualize specimens with a light microscope: wet mounts and fixed specimens.
The simplest type of preparation is the wet mount, in which the specimen is placed in a drop of liquid on the slide. A liquid specimen can be directly deposited on the slide using a dropper. Solid specimens, such as skin scraping, can be placed on the slide before adding a drop of liquid to prepare the wet mount. Sometimes the liquid is simply water, but stains are often added to enhance contrast. Once the liquid has been added to the slide, a coverslip is placed on top, and the specimen is ready for examination under the microscope.
The second method of preparing specimens for light microscopy is fixation. The &#8220;fixing&#8221; of a sample refers to the process of attaching cells to a slide. Fixation is often achieved by heating (heat fixing) or chemically treating the specimen. In addition to attaching the specimen to the slide, fixation also kills microorganisms in the specimen, stopping their movement and metabolism while preserving the integrity of their cellular components for observation.
To heat-fix a sample, a thin layer of the specimen is spread on the slide (called a smear), and the slide is then briefly heated over a heat source. Chemical fixatives are often preferable to heat for tissue specimens. Chemical agents such as acetic acid, ethanol, methanol, formaldehyde (formalin), and glutaraldehyde can denature proteins, stop biochemical reactions, and stabilize cell structures in tissue samples.
In addition to fixation, staining is almost always applied to color certain features of a specimen before examining it under a light microscope. Stains, or dyes, contain salts made up of a positive ion and a negative ion. Depending on the type of dye, the positive or the negative ion may be the chromophore (the colored ion); and the other uncolored ion is called the counterion. If the chromophore is the positively charged ion, the stain is classified as a basic dye; if the negative ion is the chromophore, the stain is considered an acidic dye.
Dyes are selected for staining based on the chemical properties of the dye and the specimen being observed, which determine how the dye will interact with the specimen. In most cases, it is preferable to use a positive stain, a dye that will be absorbed by the cells or organisms being observed, adding color to objects of interest to make them stand out against the background. However, there are scenarios where it is advantageous to use a negative stain absorbed by the background but not by the cells or organisms in the specimen. Negative staining produces an outline or silhouette of the organisms against a colorful background.
Because cells typically have negatively charged cell walls, the positive chromophores in basic dyes tend to stick to the cell walls, making them positive stains. Thus, basic dyes such as basic fuchsin, crystal violet, malachite green, methylene blue, and safranin typically serve as positive stains. On the other hand, the negatively charged chromophores in acidic dyes are repelled by negatively charged cell walls, making them negative stains. Commonly used acidic dyes include acid fuchsin, eosin, and rose bengal.
Some staining techniques involve the application of only one dye to the sample; others require more than one dye. In simple staining, a single dye is used to emphasize particular structures in the specimen. A simple stain will generally make all of the organisms in a sample appear the same color, even if the sample contains more than one type of organism. In contrast, differential staining distinguishes organisms based on their interactions with multiple stains. In other words, two organisms in a differentially stained sample may appear different colors. Differential staining techniques commonly used in clinical settings include Gram staining, acid-fast staining, endospore staining, flagella staining, and capsule staining.
This text is adapted from <a href="https://openstax.org/books/microbiology/pages/2-4-staining-microscopic-specimens">Openstax, Microbiology 2e, Section 2.4: </a><a href="https://openstax.org/books/microbiology/pages/2-4-staining-microscopic-specimens">Staining microscopic specimens</a>

Fiksasyon ve Kesit Alma

Two basic types of preparation are used to visualize specimens with a light microscope: wet mounts and fixed specimens.
The simplest type of preparation ...