We are supported by the University of Wisconsin-Madison Medical School start-up (A.V.G.).

Tüm deneyler Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanım Sağlık Rehberi Ulusal Enstitüleri (NIH Pub. No: 80-23) göre gerçekleştirilmiştir. Bu çalışmalarda kullanılan tüm yöntemler ve protokoller NIH tarafından yayınlanan Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanımı için yönergeler aşağıdaki Wisconsin Hayvan Bakım ve Kullanım Protokolü Komitesi Üniversitesi tarafından onaylanmıştır (yayın No. 85-23, 1996 revize). Bu çalışmada kullanılan tüm hayvanlar Laboratuar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı için Kılavuz uygun olarak, insan sağlığı aldı. 1. Kalp Kaldırma ve Langendorff Perfüzyon <ol><li> Kalp izolasyonu, bir su banyosu ve bir su ceketi ile 37 ° C sıcak bir Tyrode çözeltisi önce. </li><li> % 5 izofluran /% 95 O 2 ile fare anestezisi. </li><li> Ağrı refleksi kaybı kontrol ederek anestezi uygun düzeyde sağlamak. </li><li> torakotomi gerçekleştirin. Kavisli 5.5 &quot;Mayo makas ve 5.5&quot; Kelly hemostatik için kullanarak göğüs açınceps Toraks önünde kesilmiş bir 1 cm yapmak. <ol><li> Çabuk (30 saniye içinde) göğüs kalbini ayıklayın. &quot;Akciğer dokusu kapmak ve 4.3 kullanılarak perikard ile birlikte akciğer, timus ve kalbini kesip kavisli İris forseps&quot; İris makas 4 kullanın. doğrudan kalbi almayın. </li><li> Oksijenli (% 95 O 2/5% CO2) yıkayın, sabit sıcaklık (36.8 ± 0.4 ° C) Tyrode çözeltisi modifiye. (MM olarak) şu çözeltisi bileşimi kullanın: 128.2 NaCl, 4,7 KCİ, 1,19 NaH 2 PO 4, 1.05 MgCI2, 1.3 CaCl2, 20.0 NaHCO 3 ve 11.1 glükoz (pH 7.35 ± 0.05). </li></ol></li><li> aynı çözelti içinde banyo birlikte, akciğer, timus ve yağ dokusu tanımlar. Dikkatle kalpten onları incelemek. 3 &quot;Vannas-Tübingen makas ve 4.3&quot; # 5 forseps kavisli kullanın. </li><li> Sonra aort tanımlamak ve ısmarlama 21 G kanül üzerine cannulate. iki kavisli 4.3 &quot;# 5B güç kullanmayaps. </li><li> Kanülasyon sonra eş zamanlı olarak serpmek (~ 50 ml / dakika bir akış hızında banyosu içinde) (~ 5 ml / dk&#39;lık bir akış hızında bir kanül aracılığıyla bu aort basıncı göre ayarlanmalıdır, aşağıya bakınız) ve Superfuse tüm deney boyunca ısıtıldı ve filtre edildi Tyrode çözeltisi kalp. Koroner dolaşımın tıkanmasını önlemek için bir in-line 11 mikron naylon filtre aracılığıyla perfüzyon çözümü geçirin. </li><li> perfüzyon hattına 3 yollu musluk Luer kilidi üzerinden bağlı bir basınç transdüktörü (ya da bir basınç göstergesi) kullanılarak, aort basıncı izleme ve 60 ve 80 mmHg arasında muhafaza. Bu aralıkta aort basıncı tutmak için gerekirse perfüzyon hızını ayarlayın. </li></ol> Langendorff-perfüze Tüm from the Heart SAN 2. Optik Haritalama <ol><li> aletler <ol><li> yatay kalbi yerleştirin ve p 0,1 mm çaplı işaretçilerine kullanarak odasının silikon kaplı alt ventrikül apeks pinRevent akışı kaynaklı deney sırasında hareket. 12 </li><li> pulmoner ven yoluyla sol ventrikül (LV) içine küçük (0,012 &quot;ID x 0,005&quot;) silikon tüp takın, sol kulakçık (LA) ve mitral kapak (MV). sondaj bağ dokusu bir ipek sütür (4-0) ile tüp sabitleyin. </li><li> Posterior tarafı (Şekil 1A, sol panel) yukarı bakacak şekilde kalbi yerleştirin. </li><li> 0.1 mm çapında minutien işaretçilerine kullanarak odasının silikon altına RA apendiks (RAA) kenarını sabitleyin. RA düz arka yüzeyini yapmak ve kameranın odak düzlemi bulunduğu için izin vermek için kendi seviyesini ayarlayın. Bu atrium maksimal yüzey alanından optik ölçümler sağlayacaktır. </li><li> Ipek sütür (4-0) tarafından kement üstün (SVK) ve alt (IVC) vena kava, streç ve bir silikon kaplı odasına (Şekil 3A bakınız) altına sütür diğer ucunu pin. dikişler blok yok emin olungörüş optik alanı. </li><li> RAA kenarında ısmarlama pace elektrodu yerleştirin. Elektrotları yapmak için kullanımı silikon 0,5 mm arası bir elektrot mesafesi, 0.25 mm çapında bir gümüş tel kaplamalı ve ilerleme hızı sonunda 1 mm uzunluğu için silikon yoksundur. Sonra iki EKG 12 mm iğne (29 gauge) sağ ve sol ventrikül tabanına yakın monopolar elektrotlar yerleştirin. ventriküllerin apeks yakınında zemin EKG elektrot yerleştirin. </li></ol></li><li> boyanma <ol><li> Floresan boyalar ve elektro-mekanik uncoupler blebbistatin hem ışığa duyarlı olduğu için, karanlık bir odada, aşağıda anlatılan bütün işlemleri gerçekleştirmek. İlk dimetil sülfoksit (2.5 mM), kısım içinde bir stok çözeltisi, 1.25 mg / ml olarak (30 ul her biri) voltaja duyarlı boya RH-237 ya da di-4-ANNEPS hazırlama ve -20 ° C&#39;de alikot saklayın. </li><li> ısıtılmış (37 ° C), Tyrode çözeltisi, 1 ml boya stok çözeltisi, 5-10 ul seyreltilir ve daha sonra, koroner perfüzyon hattına enjektebir in-line Luer enjeksiyon ağzının kullanılarak 5-7 dakikalık bir süre içinde. </li><li> Önceden bir stok çözeltisi (dimetil sülfoksit içinde 2 mg / mL, 6.8 mM) ve blebbistatin hazırlamak ve 4 ° C&#39;de saklayın. </li><li> stabilizasyon için 20 dakika sonra, perfüzata ısıtıldı 0.5 ml (37 ° C) ekleme ve blebbistatin ısıtıldı (37 ° C), Tyrode çözeltisi, 1 ml blebbistatin 0.1 ml seyreltin. Daha sonra, bir in-line Luer enjeksiyon ağzının kullanılarak 5-7 dakikalık bir süre içinde, koroner perfüzyon hattına enjekte. </li></ol></li></ol> İzole Atriyal Hazırlık SAN 3. Optik haritalama <ol><li> aletler <ol><li> izole edilmiş atrial hazırlanması için, izole edilmesi ve bütün kalp hazırlanması için aşamaların 1.1-1.5 yukarıda tarif edildiği gibi kalp kanüle. </li><li> uzakta ön taraftan ventriküllerin parçalara ayır. Şekil 1A, sağ paneli ayrıntılar için bkz içerisinde 1. kesti. </li><li> triküspit va yoluyla keserek RA açınTV-SVC ekseni boyunca lve (TV). Şekil 1A, sağ paneli ayrıntılar için bkz içerisinde 2. kesti. </li><li> RAA açmak için crista terminalisin medial ekstremite kesin. Şekil 1A, sağ paneli Bkz içerisinde 3. kesti. </li><li> , RAA sağ alt köşesinde kenarına önceki kesim içerisinde 3. orta hattan bir kesim yaparak ön atriyal serbest duvarını açın düzleştirmek ve silikon kaplı odanın tabanına atriyal ücretsiz duvar pin. 4. kesip, Şekil 1A içi boş ok ile gösterilen yönde bakın. atriyumlardan zarar görmesini önlemek için hazırlık iğneleyerek için ventrikül doku jant koru. </li><li> Benzer şekilde, LA apendiks (SAA) MV-üst köşesinde boyunca MV aracılığıyla keserek açık LA. </li><li> SAA orta jant yakın kadar ön atriyal serbest duvarından açılan SAA ortasından kesilmiş LAA, açın. </li><li> ön atriyal serbest duvar alo açınaynı yöne ng, sonra dümdüz ve Sylgard kaplı odanın tabanına pin. </li><li> Kısmen interatrial septal doku kaldırmak. Bu odakta değil dokudan optik sinyalin saçılma azaltacaktır. Bu nedenle, LA ve RA yanı sıra SAN ve atriyoventriküler kavşak (Avj) de bu hazırlık (Şekil 1B) erişilebilir. </li><li> Epikardiyal ve endokard yüzeyleri hem Superfusion izin vermek için silikon kaplı bölmenin tabanından yaklaşık 0.5 mm nihai hazırlama yukarı kaldırın. </li><li> SVC yakınındaki odaklanmış bir akış 12 ml / dk&#39;lık bir sabit bir hızda ısıtıldı ile preparasyonu (37 ° C), Tyrode çözeltisi Superfuse ve • banyo süperfüzyon için 30 ml / dk. </li><li> Disseke RAA kenarında ısmarlama kalp pili Ag / AgCl 2 elektrot (0.25 mm çapında) yerleştirin. Sonra sırasıyla, iki EKG 12 mm iğne (29G) RAA ve SAA yakın elektrotlar (tek kutuplu) yerleştirin. zemin EKG seçilen yerleştirinAvj yakın sürdü. </li></ol></li><li> boyanma <ol><li> voltaja duyarlı bir boya (RH-237 ya da di-4-ANNEPS) doğrudan bir uygulama gerçekleştirmek. Bunun için, ısıtılmış (37 ° C), Tyrode çözeltisi 1 mm boya stok çözeltisi 1-2 ul seyreltilmiş ve yavaş yavaş 1 mm&#39;lik bir pipet kullanılarak hazırlama yüzeyi üzerinde seyreltilmiş boya bırakın. </li><li> Alternatif olarak, bütün kalp hazırlanması (adım 2.2.1-2.2.2) için yukarıda tarif edilene benzer Langendorff perfüze kalp koroner perfüzyon yoluyla voltaja duyarlı boya atriyal boyama yapar. <ol><li> açıklandığı gibi koroner perfüzyon boyanması sonra, atriyal hazırlık izole. tatmin edici bir floresans seviyesine ulaşmak için gerektiğinde ek yüzey boyama gerçekleştirin. Hızlı atriyal izolasyon boya ağartıcı değildir ve boyama kalitesini etkilemez. </li></ol></li><li> elektro-mekanik uncoupler, blebbistatin ile hazırlık hareketsiz. ble 3-5 ul sulandırmakısıtılmış (37 ° C), Tyrode çözeltisi içinde stok çözeltisi bbistatin yavaşça preparatın yüzeyine ve çevredeki çözeltisi seyreltilmiş blebbistatin bırakın. Blebbistatin hazırlanması ve boyama esnasında ışığa ışığa duyarlı, 13,14 kaçının uzun pozlama olduğu gösterilmiştir beri. </li><li> kasılmasını bastırmak için gerektiği kadar ek blebbistatin uygulamasını gerçekleştirin. Normalde 3 ek uygulamalar (her uygulama başına 3-5 ul) kadar doğru SAN ve atriyal aktivasyon yeniden amacıyla yeterince hareket artifakı bastırmak için kullanılabilir. </li><li> Perfüzat ısıtılan blebbistatin ilave 0.5 ml ilave edilir. Bu işlem sırasında, boya / blebbistatin atrial dokuda leke izin 30 saniye için Superfusion duraklama. </li></ol></li></ol> 4. Optik Haritalama Kurma Not:., Optik eşleme sisteminin ayrıntılı bir açıklama temin edilmiştir 12 <ol><li> Bir tem bir kamera kullanın2.000 kare / sn veya daha yüksek, ve kondansatör lens serisi temporal çözünürlük 100 mm / piksel veya daha yüksek uzaysal çözünürlüğü ulaşmak için. Bu SAN aktivasyonu ve intranodal yayılmasını yeniden gereklidir. </li><li> titreşimli çözümden hareket paraziti azaltmak için, kalp / izole atrial hazırlık üzerine çözeltinin yüzeyinde küçük bir cam kapak düzeltmek. </li><li> Bir sabit akım, düşük gürültü halojen lamba tarafından sağlanan uyarma ışık (520 ± 45 nm dalga boyu) kullanın. esnek çatallı ışık kılavuzu ile hazırlanması üzerine filtrelenmiş ışık demetini yönlendirin. </li><li> Uzun geçiş filtresi (&gt; 715 nm) tarafından yayılan floresan filtre. Toplamak dijital ortama aktarmak ve kamera üreticisi tarafından sağlanan bir bilgisayar kullanarak yazılım üzerinde elde edilen floresan sinyal kaydedin. </li></ol> 5. Veri İşleme NOT: Optik eşleme verileri toplanır ve farklı zaman noktalarında floresan yoğunluğu matrisler bir dizi olarak depolanır. Her piksel hukBelirli bir zaman noktasında doku hazırlanması belirli bir konuma toplanan floresan yoğunluğu bir ölçü NTS. Arkaplan floresan otomatik olarak membran voltaj değişiklikleri ile üretilen ve mikroelektrot sistemleri tarafından ölçülen aksiyon potansiyeli (AP) ile haberleşmek için ters floresan değişiklikleri daha iyi görünüm için izin piksel başına kaldırılır. Görüntü segmentasyonu, uzamsal filtreleme, zamansal filtreleme ve bazal sürüklenme kaldırılması da dahil olmak üzere optik görüntüleme verileri, işleme farklı adımların Detaylar odaklanmış gözden verilmiştir. 15 <ol><li> El ile ya da doku sınırlarını belirlemek için özel bir algoritma (örneğin, bir eşikleme veya kenar algılama) 15 kullanılarak, 1 (dahil piksel) ve 0 (hariç piksel) bir ikili maske oluşturmak ve sırayla her kareye maske uygulayın. Bu işlem daha sonraki işlemler için ilgi alanları vurgular ikili görüntü oluşturur. </li><li> opt sinyal-gürültü oranını geliştirmek için,ical veri, seçilmiş alanlarda dahilinde sinyalleri filtre. Bunun için, örneğin, Butterworth, Chebyshev türü ve / veya zamansal filtreleme ((gürültülü veriler, 5 x 5 için, örneğin 3 x 3, istenen evrişim bin ya da çekirdek tarafından tanımlanan komşu floresan piksellerin yani ortalamasını veya) uzaysal kullanın 1, Chebyshev tip 2, Eliptik vs) (Şekil 2). verileri yorumlarken akılda süzülmüş kaynaklı eserler olasılığını tutun. Daha fazla bilgi için, bkz:. 15 </li><li> gerektiğinde (orijinal sinyale yüksek geçiren filtreleme ya da polinom uydurma kullanarak) optik kayıtlarında bazal sürüklenme çıkarın ve sonra 0 (minimum floresan) 1 (azami floresan) her piksel sinyali normalleştirmek. </li><li> Tek bir AP yayılımı için tüm piksellerin aktivasyon süreleri kapsayan bir zaman penceresini seçin. F flüoresan maksimum upstroke türevinin zaman (dF / dt max, her pikselin kendi aktivasyon zamanı atamace yoğunluk). tüm piksel aktivasyon süreleri kullanarak, eş zaman aktivasyon haritası yeniden. Her isochron böylece aynı anda aktif piksel gösterecektir. </li><li> Her piksel (repolarizasyon, APD 80% 80 gibi) repolarizasyon belirli bir düzeyde aktivasyon zaman ve arasındaki süresini hesaplamak için, AP süresi (AKB) dağılım haritası yeniden inşa etmek. tüm piksel APD değerlerini kullanarak, AKB dağıtım eş zaman haritayı yeniden. Her isochron böylece aynı AKB pikselleri gösterir. </li><li> AP yayılması için iletim hızını hesaplamak için, 5.4 hesaplanan aktivasyon zamanlı veri hazırlama bir yüzey uygun. Bunun için, polinom yüzey uydurma veya yerel çekirdek yüzey pürüzsüzleştirme kullanmak ve daha sonra takılan yüzeyin degrade yerel iletim hızı vektörleri hesaplar. </li><li> Repolarizasyon harita oluşturmak için, her pikselin kendi repolarizasyon süresini atamak, maksimum ikinci türevi olarak tanımlandığı (d 2 F / dt2) OAP veya% 90 repolarizasyon süresinin sonunda optik sinyalin. </li></ol>

<ol>
	<li>Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+the+heart.">Optical imaging of the heart.</a> Circ Res. 95 (1), 21-33 (2004).</li><li>Herron, T. J., Lee, P., Jalife, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+voltage+and+calcium+in+cardiac+cells+&amp;+tissues.">Optical imaging of voltage and calcium in cardiac cells &amp; tissues.</a> Circ Res. 110 (4), 609-623 (2012).</li><li>Fedorov, V. V., Glukhov, A. V., Chang, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conduction+barriers+and+pathways+of+the+sino-atrial+pacemaker+complex:+their+role+in+normal+rhythm+and+atrial+arrhythmias.">Conduction barriers and pathways of the sino-atrial pacemaker complex: their role in normal rhythm and atrial arrhythmias.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2012).</li><li>Boyett, M. R., Honjo, H., Kodama, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+sinoatrial+node,+a+heterogeneous+pacemaker+structure.">The sinoatrial node, a heterogeneous pacemaker structure.</a> Cardiovasc Res. 47 (4), 658-687 (2000).</li><li>Glukhov, A. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sinoatrial+Node+Reentry+in+a+Canine+Chronic+Left+Ventricular+Infarct+Model:+The+Role+of+Intranodal+Fibrosis+and+Heterogeneity+of+Refractoriness.">Sinoatrial Node Reentry in a Canine Chronic Left Ventricular Infarct Model: The Role of Intranodal Fibrosis and Heterogeneity of Refractoriness.</a> Circ Arrhythm Electrophysiol. , (2013).</li><li>Glukhov, A. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calsequestrin+2+deletion+causes+sinoatrial+node+dysfunction+and+atrial+arrhythmias+associated+with+altered+sarcoplasmic+reticulum+calcium+cycling+and+degenerative+fibrosis+within+the+mouse+atrial+pacemaker+complex.">Calsequestrin 2 deletion causes sinoatrial node dysfunction and atrial arrhythmias associated with altered sarcoplasmic reticulum calcium cycling and degenerative fibrosis within the mouse atrial pacemaker complex.</a> Eur Heart J. 36 (11), 686-697 (2015).</li><li>John, R. M., Kumar, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sinus+Node+and+Atrial+Arrhythmias.">Sinus Node and Atrial Arrhythmias.</a> Circulation. 133 (19), 1892-1900 (2016).</li><li>Swaminathan, P. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxidized+CaMKII+causes+cardiac+sinus+node+dysfunction+in+mice.">Oxidized CaMKII causes cardiac sinus node dysfunction in mice.</a> J Clin Invest. 121 (8), 3277-3288 (2011).</li><li>Glukhov, A. V., Fedorov, V. V., Anderson, M. E., Mohler, P. J., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+anatomy+of+the+murine+sinus+node:+high-resolution+optical+mapping+of+ankyrin-B+heterozygous+mice.">Functional anatomy of the murine sinus node: high-resolution optical mapping of ankyrin-B heterozygous mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 299 (2), H482-H491 (2010).</li><li>Egom, E. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+sinoatrial+node+function+and+increased+susceptibility+to+atrial+fibrillation+in+mice+lacking+natriuretic+peptide+receptor+C.">Impaired sinoatrial node function and increased susceptibility to atrial fibrillation in mice lacking natriuretic peptide receptor C.</a> J Physiol. 593 (5), 1127-1146 (2015).</li><li>Torrente, A. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Burst+pacemaker+activity+of+the+sinoatrial+node+in+sodium-calcium+exchanger+knockout+mice.">Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (31), 9769-9774 (2015).</li><li>Lang, D., Sulkin, M., Lou, Q., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+mapping+of+action+potentials+and+calcium+transients+in+the+mouse+heart.">Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart.</a> J Vis Exp. (55), e3275 (2011).</li><li>Fedorov, V. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+blebbistatin+as+an+excitation-contraction+uncoupler+for+electrophysiologic+study+of+rat+and+rabbit+hearts.">Application of blebbistatin as an excitation-contraction uncoupler for electrophysiologic study of rat and rabbit hearts.</a> Heart Rhythm. 4 (5), 619-626 (2007).</li><li>Swift, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+blebbistatin+for+cardiac+optical+mapping+and+other+imaging+applications.">Properties of blebbistatin for cardiac optical mapping and other imaging applications.</a> Pflugers Arch. 464 (5), 503-512 (2012).</li><li>Laughner, J. I., Ng, F. S., Sulkin, M. S., Arthur, R. M., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Processing+and+analysis+of+cardiac+optical+mapping+data+obtained+with+potentiometric+dyes.">Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (7), H753-H765 (2012).</li><li>Liu, J., Dobrzynski, H., Yanni, J., Boyett, M. R., Lei, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organisation+of+the+mouse+sinoatrial+node:+structure+and+expression+of+HCN+channels.">Organisation of the mouse sinoatrial node: structure and expression of HCN channels.</a> Cardiovasc Res. 73 (4), 729-738 (2007).</li><li>Verheijck, E. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+features+of+the+mouse+sinoatrial+node+in+relation+to+connexin+distribution.">Electrophysiological features of the mouse sinoatrial node in relation to connexin distribution.</a> Cardiovasc Res. 52 (1), 40-50 (2001).</li><li>Krishnaswamy, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+parasympathetic+nervous+system+regulation+of+the+sinoatrial+node+in+Akita+diabetic+mice.">Altered parasympathetic nervous system regulation of the sinoatrial node in Akita diabetic mice.</a> J Mol Cell Cardiol. 82, 125-135 (2015).</li><li>Nygren, A., Lomax, A. E., Giles, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+of+action+potential+durations+in+isolated+mouse+left+and+right+atria+recorded+using+voltage-sensitive+dye+mapping.">Heterogeneity of action potential durations in isolated mouse left and right atria recorded using voltage-sensitive dye mapping.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (6), H2634-H2643 (2004).</li><li>Efimov, I. R., Fedorov, V. V., Joung, B., Lin, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+cardiac+pacemaker+circuits:+methodological+puzzles+of+the+sinoatrial+node+optical+mapping.">Mapping cardiac pacemaker circuits: methodological puzzles of the sinoatrial node optical mapping.</a> Circ Res. 106 (2), 255-271 (2010).</li><li>Aschar-Sobbi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+atrial+arrhythmia+susceptibility+induced+by+intense+endurance+exercise+in+mice+requires+TNFalpha.">Increased atrial arrhythmia susceptibility induced by intense endurance exercise in mice requires TNFalpha.</a> Nat Commun. 6, 6018 (2015).</li><li>Hansen, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atrial+fibrillation+driven+by+micro-anatomic+intramural+re-entry+revealed+by+simultaneous+sub-epicardial+and+sub-endocardial+optical+mapping+in+explanted+human+hearts.">Atrial fibrillation driven by micro-anatomic intramural re-entry revealed by simultaneous sub-epicardial and sub-endocardial optical mapping in explanted human hearts.</a> Eur Heart J. 36 (35), 2390-2401 (2015).</li><li>Lang, D., Petrov, V., Lou, Q., Osipov, G., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+control+of+heart+rate+in+a+rabbit+heart.">Spatiotemporal control of heart rate in a rabbit heart.</a> J Electrocardiol. 44 (6), 626-634 (2011).</li><li>Kanlop, N., Sakai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+mapping+study+of+blebbistatin-induced+chaotic+electrical+activities+in+isolated+rat+atrium+preparations.">Optical mapping study of blebbistatin-induced chaotic electrical activities in isolated rat atrium preparations.</a> J Physiol Sci. 60 (2), 109-117 (2010).</li><li>Glukhov, A. V., Flagg, T. P., Fedorov, V. V., Efimov, I. R., Nichols, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+K(ATP)+channel+pharmacology+in+intact+mouse+heart.">Differential K(ATP) channel pharmacology in intact mouse heart.</a> J Mol Cell Cardiol. 48 (1), 152-160 (2010).</li><li>Wu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+sinoatrial+node+function+and+intra-atrial+conduction+in+murine+gain-of-function+Scn5a+/DeltaKPQ+hearts+suggest+an+overlap+syndrome.">Altered sinoatrial node function and intra-atrial conduction in murine gain-of-function Scn5a+/DeltaKPQ hearts suggest an overlap syndrome.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302 (7), H1510-H1523 (2012).</li></ol>

No conflicts of interest are declared.

Langendorff-perfüze bütün kalbi 1) bozulmamış SAN, ve 2) SAN izole olarak, atriyal hazırlık açtı: Burada, fare SAN hazırlıkları iki tür sundu. hazırlık Bu iki tip farklı deneysel amaçlara hizmet eder. Langendorff perfüze bütün kalp hazırlanmasında, sağlam atriyal yapısı mümkün evresel taşiaritmileri sırasında San ve atriyum arasındaki karmaşık atriyal atriyal fibrilasyon gibi aritmiler gibi etkileşimler üzerinde çalışmak için yapar korunur. 6 aksine, izole edilmiş atriyal hazırlanmasında , atrium üç boyutlu anatomik demetleri rahatsız sözde iki boyutlu bir yapı halinde açılır ve düzleşir. Bu atriyal aritmogenez çalışmak için ideal değil izole atriyal hazırlık yapar evresel yollarının anatomisini etkileyebilir. Ancak, bu hazırlık türü, önde gelen kalp pili (lar) siteleri, intranodal iletim konumunu ve AP yayılım p kullanarakattern doğru görüntülenmiştir ve ayrıntılı olarak incelenmiştir edilebilir. izole edilmiş preparasyon, bütün atriyal yüzeyli optik eşleme için kullanılabilir Buna ek olarak, sağlam kulakçıklar posterior görünümü ile sınırlı görünmektedir. Ayrıca, izole edilmiş atriyal hazırlanması Şekil 4&#39;te görüldüğü gibi, trabeküler ağ kompleks mikro çözümleyerek atrium yapısal-fonksiyonel haritalama sağlar. Bunun için, yüksek uzaysal (100 mikron / piksel veya daha yüksek) ve temporal (2.000 FPS ya da daha yüksek) çözünürlükleri Bundan başka, karşılık gelen yapıları ile üst üste edilebilir hem de atriyal ve SAN aktivasyon örüntüleri, zikretmek için önemli olduğu için kullanılmalıdır. 1000 fps zamansal çözünürlük (10 sürer - 20 msn) atriyal aktivasyon yeniden minimum olabilir iken, 2000 fps ~ 5 ms sürer ve böylece düşük cevapsız olabilir intranodal iletim (asgari temporal çözünürlük olarak kabul edilmelidir çözünürlükler) ve SAN hareketŞekil 4&#39;ten görüldüğü gibi ivation ölçümleri. Bu yüksek fibrozis olanlar ile önemli fonksiyonel biçimlenme bölgelerin süperpozisyon ortaya çıkabileceğini atriyal fibrilasyon / flutter sırasında aritmojen &quot;sıcak noktalar&quot; (örneğin ektopik odakların veya demirlemiş iniş gibi) lokalizasyonu izin verebilir ve / veya azaltılmış hücre-hücre bağlantı. Buna ek olarak 21,22, açıklanan yaklaşım SAN çıkış blokları, duraklamalar, taşikardi-bradikardi aritmiler, hasta sinüs sendromu vb dahil SAN anomalilerinin elektrofizyolojik mekanizmaları, incelemek için kullanılabilir. ikinci (hatta üçüncü) floresan prob tanıştırarak, kalsiyum taşıma yanı sıra metabolik ve diğer değişikliklerle birlikte elektriksel aktivitenin çok parametrik optik haritalama yapmak mümkün olacaktır. boyalar farklı kombinasyonları aynı anda gerilim kalsiyum, rasyometrik gerilim / kalsiyum veya mitokondriyal potansiyel görüntüleme için kullanılabilir. kısa fluorofor toplama dönemi nedeniyle yüksek zamansal çözünürlüklü optik haritalama için, daha zayıf bir sinyal-gürültü oranı sinyalleri takdir olabilir. Gerektiğinde Bu nedenle, bir ortalama alma işleme prosedürü sinüs kalp ritim sinyalleri veya ilerleme hızı serisi sinyallere uygulanır. DF / dt max uzun bir süre kayıtta her sinyal için tespit edilir. Bu aktivasyon süresi noktalar daha sonra hizalanır. Gerektiğinde, bu zaman noktalarında merkezli kayıt bir ayar süresi APS kesilmiş ve ortalama her veya seçilir. Enstrümantasyon doğru kullanımı ve doğru boyama işlemi ile, iletim hızı (Şekil 3C ve 4D S1 aktivasyon haritalar karşılaştırmak), spontan SAN ritim ve SAN hazırlık (Şekil 5) uzun ömürlü olmak üzere atriyal elektrofizyolojik parametreler için sabit kalır, hangi etkilenmez 3 ya da daha fazla saat. Önemli bir şekilde, sürekli bir MonitEKG ORing kalbin normal elektrik fonksiyonunu sağlamak için tüm boyama işlemi üzerinde yapılmalıdır. Blebbistatin uygulaması geçici kalp hızı yavaşlama neden olabilir, ama bunun dışında, aynı zamanda daha önce tarif edildiği gibi AP morfoloji kalp pili sitelerini veya değişikliklere yol açan herhangi bir vardiya yol açmaz. 13 İzole atriyal hazırlık yüzey boyama kritik bir adımdır. Bunun için, doku yüzeyi üzerine seyreltilmiş boyanın hızlı uygulama kaçınılmalıdır; yerine boya nedeniyle boya ve blebbistatin dilüsyonları her ikisi için kullanılan DMSO yüksek yoğunluk, serbestçe hazırlanması düşmek gerekir. dramatik kalp hızı değişikliklere neden etmeyecek şekilde uygun toplam yükleme miktarı ve hızı ayarlanabilir olmalıdır. Sinyal makul bir seviyeye ulaşana kadar boyama işlemi birkaç kez uygulanabilir. Boya doğrudan uygulama SAN dokuya zarar ve pacem etkileyebilecek unutulmamalıdıraking. Bu nedenle, boya seyreltilmelidir ve uygulanan miktar, dikkatli bir şekilde kontrol edilmelidir. Uygun yüzey boyama karşılaştırılabilir kalp hızı ve iletim hızının tarafından değerlendirilir hazırlık veya SAN 23 zarar vermemelidir. Alternatif boyama protokolleri de dikkate alınmalıdır. Bu 35 ± 1 ° C 10,19 voltaj duyarlı bir boya (RH-237 ya da di-4-ANEPPS) SAN / atriyal preparatın 10-15 dakika Superfusion veya preparatın 30 dakikalık bir inkübasyon da içerebilir voltaja duyarlı gösterge ihtiva eden bir Tyrode çözeltisi içinde, oda sıcaklığında (20-22 ° C). 11 Langendorff-perfüze tüm kalbinden SAN optik haritalama için, önemli enstrümantasyon adımlar LV içine küçük bir tüp yerleştirilmesini ve SVK ve IVC kapatılması sayılabilir. Eski sonraki i yanı sıra uzun vadeli deneyler sırasında çözüm tıkanıklığı bir basınç artışı önlerPerfüzyon çözeltisinin blebbistatin ve asitleştirme ile ventriküler kasılma bastırılması sonra schemia gelişimi. İkincisi, böylece perfüzyon çözeltisi ile atrium doldurma ve optik haritalama için tüm SAN alanını ortaya çıkarmak için intercaval bölgeyi düzleşme intra-atriyal basınç belli bir düzeyde tutmak için RA sağlar. Son olarak, koroner boyama, boya yükleme alanı yanı sıra, önemli ölçüde daha önceki çalışmalarda kullanılan saf yüzey boyama ile karşılaştırıldığında daha uzun sürebilir SAN OAPs yoğunluğunu arttırabilir. 8,9 blebbistatin kullanımı için, dikkatle kullanılan, düşük toksisite, daha az belirgin yan etkiler ve yıkama direnci dahil olmak üzere diğer elektromekanik eşleşmeyenler kıyasla çok avantajlara sahiptir. O sıcaklıklarda çözülür az 37 ° C. 14 Blebbistatin kristalleri yerel neden böylece normal vasküler akışını kesmek olabilir ve zaman Blebbistatin çökeltileriiskemi ve provoke aritmik olaylar. Buna ek olarak 24, GFP veya diğer yeşil / sarı boyaların kullanımı çalışmalarda, blebbistatin yağış dikkate alınmalıdır etiketli hücreleri için yanlış olabilir. Çökeltme blebbistatin önlenmesi, yani basittir, tek bir 37 (a önceden ısıtılmış blebbistatin çözmek için var ° C ve daha yüksek) ve kuvvetli bir şekilde karıştırıldı ortam. APD, (10 uM) blebbistatin yüksek konsantrasyonda kullanılabilir. 13,14,25 analiz etmek. kasılmayı arttıran herhangi bir ilaç kullanılması durumunda Benzer şekilde, blebbistatin ek uygulama tavsiye edilir. Fare SAN elektriksel aktivitesini, düşük çözünürlüklü çoklu elektrot dizisi (bir kare 8 x 8 64 ayrı elektrotlar, 0.55 mm&#39;lik bir elektrot arası mesafe ile konfigürasyonu) 26 arasındaki kısa mesafe yapılan ardışık cam mikroelektrot kayıtları incelemek için alternatif bir yöntem olarak impalements <s17&gt; kadar kullanılır. Bu nispeten düşük maliyetli yaklaşımları temsil edebilir rağmen, her ikisi de ciddi sınırlamaları vardır. Çok elektrot dizileri yaklaşık (metal elektrotların fiziksel büyüklüğü ve elektrot arası mesafe ile sınırlıdır alt uzaysal çözünürlüğü 10 kat ve optik için 550 mm / piksel vs kadar 50 mikron / piksel çözünürlüğe sahip haritalama) ve AP morfoloji ya da eş zamanlı voltaj ve kalsiyum optik haritalama) gibi çok parametrik görüntüleme (için analiz etmek kullanılamaz. Cam mikroelektrot kayıtları AP genlik ve dinlenme potansiyelinin mutlak değerler de dahil olmak üzere AP morfolojisi hakkında daha fazla bilgi sağlamak olsa da, aynı zamanda düşük uzaysal çözünürlüğü ile sınırlıdır. Bu nedenle, sadece önde gelen kalp pilinin kararlı konumu için kullanılan ve lider kalp pili konumda atımdan-atıma değişiklikleri yakalamak için geçerli değildir olabilir. Aynı zamanda, daha önce 3,20 gösterdi ve bu çalışmada vurgulanan SAN OAB COiki fazlı bir sinyalin nsists whichincludes SAN ve atriyal miyokard AP parçaları (Şekil 4B) hem de. Bu nedenle saf SAN sinyali ayıklamak ve doğru SAN AP morfolojisi tahmin etmek zor hale getirir. Bu amaçla, cam Mikroelektronlar 17 veya izole SAN miyositler mevcut kelepçe yaklaşımı dikkate alınmalıdır.

Novel scientific breakthroughs that lead to leaps in the understanding of human physiology are often preceded by technological advances. Fluorescent optical mapping, for example, enables investigation of multiple physiological parameters in both cells and tissues.1,2 It significantly improved our understanding of how the anatomical structure is associated with electrophysiological functions and dysfunctions. In the heart, the natural pacemaker and conduction systems such as the sinoatrial node (SAN) and the atrioventricular junction consist of nodal myocytes that are insulated by the surrounding atrial myocytes.3-5 Such organization creates complex three-dimensional structures with specialized electrical properties. Both structural and functional remodeling of these pacemaker structures has been recognized to form significant electrophysiological heterogeneities.6,7 Understanding the mechanism underlying how such heterogeneities result in SAN dysfunctions and atrial arrhythmogenesis will dramatically benefit the clinical treatment of these diseases. It requires a technique to visualize the propagation of electrical signals at the tissue level, such as optical mapping. 
Recently, accumulating evidence has proven the advance of optical mapping in studies of atrial electrophysiology and pathology.2 However, novel and rigorous studies are dependent on the accurate interpretation of experimental data, whose validity and stability rely on careful experiment protocols. Genetically modified mice are extensively used for research as animal models of human diseases including sick sinus syndrome, pacemaker abnormalities and atrial arrhythmias.6,8-11 Thus, a combination of fluorescent optical mapping with transgenic mouse models provides a powerful tool to study cardiac electrical abnormalities associated with various pathologies. In this paper, we present a protocol for high-resolution optical mapping of the mouse SAN and atrium. Specifically, we discuss and compare different dye loading approaches, time effects on dye bleaching and heart rate stability during the experiment.

<table><tbody><tr><td>water jacket</td><td>Radnoti</td><td>1660 Series Tissue Bath for Large Organ or Single Cell Isolation Procedures</td><td></td></tr><tr><td>water bath / circulator</td><td>Fisher Scientific</td><td>1016S</td><td></td></tr><tr><td>pressure amplifier</td><td>AD Instruments</td><td>MLT0670</td><td></td></tr><tr><td>EMD Millipore Nylon Net Filters</td><td>Fisher Scientific</td><td>NY1102500</td><td></td></tr><tr><td>Pressure transducer</td><td>AD Instruments</td><td>MLT0670</td><td></td></tr><tr><td>Stainless Steel Minutien Pins - 0.1 mm Diameter</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Perfusion pump</td><td>World Precision Instruments</td><td>PERIPRO-4LS</td><td></td></tr><tr><td>Superfusion pump</td><td>World Precision Instruments</td><td>PERIPRO-4HS</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Tubingen scissors&amp;nbsp;</td><td>World Precision Instruments</td><td>503379</td><td></td></tr><tr><td>Dumont forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>501201, 500085</td><td></td></tr><tr><td>Mayo scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501750</td><td></td></tr><tr><td>Kelly hemostatic forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>501241</td><td></td></tr><tr><td>Iris forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>15917</td><td></td></tr><tr><td>Iris scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501263</td><td></td></tr><tr><td>ECG 12 mm needle (29-gauge) electrodes (monopolar)&amp;nbsp;</td><td>AD Instruments</td><td>MLA1203</td><td></td></tr><tr><td>in-line Luer injection port</td><td>Ibidi</td><td>10820</td><td></td></tr><tr><td>Ultima-L CMOS camera&amp;nbsp;</td><td>SciMedia</td><td>MiCAM-05&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>halogen lamp</td><td>Moritex USA Inc</td><td>MHAB-150W</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>S271-1</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; (2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>C79-500</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>S217-500</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; (6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>M33-500</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; (H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>S369-500</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher Scientific</td><td>S233-3</td><td></td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Fisher Scientific</td><td>D16-1</td><td></td></tr><tr><td>Blebbistatin</td><td>Tocris Bioscience</td><td>1760</td><td></td></tr><tr><td>RH237</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>S1109</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl sulphoxide (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2650</td><td></td></tr></tbody></table>

high-resolution optical mapping of the mouse sino-atrial node

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The development of novel pharmacological therapies to cure these patients relies on the thorough understanding of both normal physiology and pathophysiology of the SAN. Among the studies of cardiac pacemaking, the mouse SAN is widely used due to its feasibility for modifications in the expression of different genes that encode SAN ion channels or calcium handling proteins. Emerging evidence from electrophysiological and histological studies has also proved the representativeness and similarity of the mouse SAN structure and functions to larger mammals, including the presence of specialized conduction pathways from the SAN to the atrium and a complex pacemakers' hierarchy within the SAN. Recently, the technique of optical mapping has greatly facilitated the exploration and investigation of the origin of excitation and conduction within and from the mouse SAN, which in turn has extended the understanding of the SAN and benefited clinical treatments of SAN dysfunction associated diseases. In this manuscript, we have described in detail how to perform the optical mapping of the mouse SAN from the intact, Langendorff-perfused heart and from the isolated atrial preparation. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of mouse SAN physiology and pathophysiology.

Langendorff-perfüze Kalpten bozulmamış SAN Optik Haritalama Spontan sinüs ritmi için yeniden bir RA aktivasyon kontur haritası tipik bir örnek, bir Langendorff-perfüze fare kalp için Şekil 3&#39;te gösterilmiştir. Erken aktivasyon noktası SAN anatomik tanımlanan SVC yakın intercaval bölge içinde yer almaktadır. 1.0 ve 0.5 milisaniye örnekleme hızında elde edilen 3,16 İki RA aktivasyon kontur haritaları Şekil 3B gösterilmiştir. SAN işleyişini değerlendirmek için, biz 10-12 Hz en az 1 dakika boyunca RAA pili sonra SAN iyileşme süresini (SANRT). 9 ölçülen elektriksel stimülasyon durduruldu ve SANRT son çekilen AP arasındaki zaman aralığı olarak hesaplanmıştır ilk spontan AP (Şekil 3C). SANRT kalp hızı (yani SANRT &lt;için düzeltilmiştirSANRT ve temel döngüsü uzunluğu arasındaki fark hesaplanarak sub&gt; c). Buna ek olarak, ilk post-pace kalp pilinin yeri tespit edilmiştir. Bu örnek için, SANRTc yaklaşık 49 msn. İzole Atria ve SAN Aktivasyon Spontan sinüs ritmi sırasında izole atrial hazırlanması aktivasyonu Şekil 4A&#39;da gösterilmiştir. Bu septal yönüne üst ve alt SAN kenarları ve tam blok yakınında iki tercihli iletim yön ile, RA boyunca eşyönsüz yayılmış geniş bir dalga ön SVC yakınlarındaki SAN tanımlanan anatomik kökenli (Şekil 4A aktivasyon haritalarında işaretlenmiş) . 1 msn örnekleme hızında elde edilen aktivasyon haritası erken aktivasyon geniş bir alanı göstermektedir. 0.5 msn 0.3 msn örnekleme oranında bir artış bizi lider kalp pili konumu hassas bölgeyi tanımlamak için izin verir. WE gözlenen tipik bir atımdan-dövmek önce cam Mikroelektronlar 17 ve optik haritalama 8-11,18,19 tarafından yanı sıra connexin45 ve HCN4 için immunolabeling ile elektrofizyolojik karakterize primer kalp pili alanına karşılık gelen kalp pilinin istikrarlı monofokal konumunu . 6,16 Yavaş artan SAN bileşeni ve atriyal miyokardın hızla yükselen yukarı doğru vuruş (atriyal bileşen) (Şekil 4B), 20 ışık yayılmasına bağlı olarak. Daha önce gösterildiği gibi, SAN, optik aksiyon potansiyeli iki ayrı bileşeni içerir, iki fazlı sinyali oluşmaktadır işlemler, OAB doku içindeki hücrelerin çok katmanlı kaynaklanan bir ortalama elektrik aktivitesi gösterir. saçılma derinliği ve genişliği ışık saçılması ve emme özellikleri ile belirlenir ve 1.5-2 mm kadar ulaşabilir bir uzay sabiti, tarafından yönetilir. Çünkü SAN Condu arasındaction gecikmesi, SAN AP daima fizyolojik aktivasyon (Şekil 4B) sırasında atriyal aktivite önce gelir. Atriyuma SAN geçişi hesaplamak için (yani SAN iletim süresi, Sanct), biz çift bileşenli SAN sinyali 50 SAN bileşeni genlik% ya da iki-tepe ilk zirveye ulaşır zaman noktasını ya kullanılan OAB, ilk türevi (dF / dt). RA en erken SAN aktivasyon bölgesinden Sanct cam mikro elektrod ile ölçülen benzer ~ 5 msn oldu. SAN Toparlanma Süresi Benzer şekilde, SANRT izole atrial hazırlanması (Şekil 4D) &#39;de ölçülmüştür. Bunun için, atriyal preparasyonlar en az 1 dakika boyunca RAA köşesinde bulunan bir düzenleme elektrotu ile 12 Hz tempolu. 9 Bu örnekte, SANRTc Langendorff perfüze ölçülen ile karşılaştırılabilir yaklaşık 34 msn oldu kalp (Şekil 3C). Buna ek olarak, ilk post-pace kalp pilinin yeri tespit edilmiştir. Kalp Ritim ve Floresan Sinyal Kararlılık Zamanla Cerrahi ve boya yükleme prosedürleri uygun takip edilirse, atrium fizyolojik özelliklerinde önemli bir değişiklik olmamalıdır. Şekil 5&#39;te, önceki ve atriyal izolasyon prosedürü sonra 3 saat perfüzyon sırasında ölçülen kalp ritmi sunulmuştur. kalp hızının anlamlı bir değişiklik atrium izolasyonu sırasında veya boya yüklemeden sonra ya gözlendi. arteryel boyama bir boya büyük bir miktarda gerektirebilir de, San bölgesindeki doku floresan sinyalinin stabilitesi, bu yükleme yöntemi kullanarak daha iyi olduğu görülmektedir. Şekil 6, biz hem koroner ve yüzey boyama için zamanla sinyal yoğunluğu çürümesine sunuyoruz. t<html> O SAN doku, (sinyal yoğunluğu% 50 vefat etti süreyi gösterir) IC 50 neredeyse iki kat daha uzun yüzey boyanma olduğu gibi koroner boyamadan sonra yaklaşık 107 dakika vardır. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/54773/54773fig1.jpg" /> Şekil 1:. Fare Atriyal Hazırlanışı izolasyonu (A) Cerrahi girişimler fare atriyal hazırlık izole etmek için yapıldı. kalbin arka görünümü gösterilir. Tüm kesimler noktalı kırmızı çizgilerle gösterilen ve yapılan sırayla numaralarıyla etiketlenir. Metinde ayrıntılara bakın. (; Gri oval etiketli SAN) (B) sol ve sağ atriyal ekleri trabeküler yapının yanı sıra Çin-atriyal düğümün konumu dahil olmak üzere ana anatomik özelliklerini gösteren izole fare atriyal hazırlık şematik anahat. Tüm kısaltmalar şekilde açıklanmıştır.tp_upload / 54773 / 54773fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız. <img alt="şekil 2" src="/files/ftp_upload/54773/54773fig2.jpg" /> Şekil 2:. 0.3, 0.5 ve 1 milisaniye / karede kaydedilen ham ve işlenmiş sinyaller Ham sinyaller tek bir piksel tahsil edilir. 3 x 3 binning sonra sinyaller alçak geçiren Butterworth algoritması kullanılarak süzülür. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54773/54773fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/54773/54773fig3.jpg" /> Şekil 3:. SAN (A) Sol Tüm kalp Optik Haritalama, bozulmamış kalbinden SAN haritalama için kullanılan tipik bir hazırlık fotoğraf. mavi kare optik alanını gösterirgörünümü (6 mm 6 mm). Sağ, görüş optik alan kamera ile çekilen ve anatomik yerler ile üst üste. SVC ve IVC: superior ve inferior vena kava; RAA: sağ kulakçık; RV ve LV: sağ ve sol karıncıklar; PV&#39;ler: pulmoner venler. (B) Renk kontur aktivasyon haritaları (solda) 1.0 msn 0.5 msn (sağda) örnekleme oranıyla satın aldı. Her haritanın sağında, atriyal aktivasyon zamanı gösteren karşılık gelen renk zaman ölçeği gösterilir (erken aktivasyon noktasından kırmızı ile gösterilen son aktivasyon noktasına, mavi gösterilmiştir). erken atriyal aktivasyon sitesi bir yıldızla işaretlenmiştir. (C) SAN toparlanma zamanı (SANRT) bütün kalp hazırlık ölçtük. son ilerleme hızı uyarıcı (S1) ve ilk pacing sonrası atriyal yendi (A1) için yeniden atriyal aktivasyon kontur haritaları temsili örnekleri üstünde temsili OAB iz seçilen atım için gösterilmiştir.erken atriyal aktivasyonun Siteler bir yıldızla işaretlenmiştir. BCL. Temel döngü uzunluğu <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54773/54773fig3large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 4," src="/files/ftp_upload/54773/54773fig4.jpg" /> Şekil 4: İzole Atria Endokardial Surface adlı Fare Çin-atriyal düğüm (SAN) Yüksek çözünürlüklü optik haritalama tipik bir fare SAN hazırlık (6 mm x 6 mm) (A) Fotoğraf ve karşılık gelen aktivasyon kontur haritaları. 1.0 ms, 0.5 milisaniye ve 0.3 msn örnekleme oranları elde. SAN ve komşu blok bölge oklarla gösterilmiştir. Renk zaman ölçekleri atriyal aktivasyon zamanı gösterir. yıldız önde gelen kalp pilinin konumunu belirtir. RAA: sağ kulakçık, SVC ve INC: üst ve alt vena kava, RV: sağ ventrikül, Avj: atriyo-ventrikül<html> ar kavşak, CT: crista terminalis, IAS: arası atriyal septum. (B) Fare SAN alanından OAB kayıt çift bileşenlerinin Mekanizması. Metinde ayrıntılara bakın. . (C) OAPs SAN alanı (mavi), erken atriyal uyarma sitesi (yeşil) ve en son RA aktivasyon sitesinden (kırmızı) merkezinden kaydedildi Insets: 5 eşit bir toplam iletim süresi ile atriyal dalga formuna düğüm geçiş msn. 11 msn eşit toplam RA aktivasyonu için gecikme süresi ile karşılaştırın. (D) SAN toparlanma zamanı (SANRT) izole atrial hazırlık ölçtük. son ilerleme hızı uyarıcı (S1) ve ilk pacing sonrası atriyal yendi (A1) için yeniden atriyal aktivasyon kontur haritaları temsili örnekleri gösterilmiştir. erken atriyal aktivasyonun bir site bir yıldızla işaretlenmiştir. BCL - Temel döngü uzunluğu.k &quot;&gt; bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız. <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/54773/54773fig5.jpg" /> Şekil 5: Kalp Ritim Öncesi ve Atriyal İzolasyon Prosedürü (A) sonra ve 3 saat Perfüzyonunun (B) sırasında ölçülmüştür. (A) Spontan atan kalp hızı öncesi ve atriyal lekelenme iki tip atriyal izolasyon sonra gösterilmektedir: atriyal izolasyon öncesi yüzey boyama izolasyon sonra (önceden koroner boyama) ve koroner boyanma. 3 saat perfüzyon üzerine (B) Spontan kalpte ritim istikrar olmayan lekeli atriyal hazırlıkları için ve floresan boya için gösterilen ve lekeli atriyal hazırlıkları blebbistatin edilir. Veriler ortalama ± SEM olarak gösterilmektedir. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54773/54773fig5large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a><img alt="Şekil 6," src="/files/ftp_upload/54773/54773fig6.jpg" /> Şekil 6:. Sinyal Şiddeti Çürüme Zaman İçinde hem yükleme yöntemleri sinyallerin şiddetleri (koroner yükleme kırmızı belirtilen ve yüzey yükleme mavi belirtilen) ölçülen ve zamanla çizildi. trabecula (TRAB), sinüs düğümü (SAN), sağ atrium uzantısı (RAA) ve koroner sinüs (CS): sinyal yoğunlukları sağ atrium dört tipik yerlerde 7 7 piksel alanı ortalamaları alındı. IC50 değerleri hesaplanır ve tüm bozunma eğrileri etiketli bulundu. Her iki yükleme yöntemleri sinyal yoğunluğu çürüme TRAB ve RAA benzerdi. CS arteriyel yükleme IC 50 yaklaşık 20 dk daha uzundu. SAN, arteriyel yükleme bu değer arteriyel yükleme yöntemleri SAN Tiss boyanın daha iyi denge sonuçlandı belirten yüzey yükleme kıyasla yaklaşık iki kat daha büyüktüzamanla ue. Veriler ortalama ± SEM olarak gösterilmektedir. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54773/54773fig6large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node at JoVE.com

High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node

Burada, bir yüksek uzaysal ve zamansal çözünürlükte, farenin sağ atrium ve özellikle Çin-atriyal düğümden elektriksel aktivitenin optik haritalama için bir protokol mevcut.

Fare Çin-atriyal düğüm yüksek çözünürlüklü optik Haritalama

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The ...

high-resolution-optical-mapping-of-the-mouse-sino-atrial-node

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

15.6K Görüntüleme.  University of Wisconsin-Madison School of Medicine and Public Health.  Burada, bir yüksek uzaysal ve zamansal çözünürlükte, farenin sağ atrium ve özellikle Çin-atriyal düğümden elektriksel aktivitenin optik haritalama için bir protokol mevcut. 

Video: High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node

Multiparametric Optical Mapping of the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not have been accomplished by other approaches1. With the use of the calcium- and voltage-sensitive dyes, optical mapping allows measurement of transmembrane action potentials and calcium transients with high spatial resolution without the physical contact with the tissue. This makes measurements of the cardiac electrical activity possible under many conditions where the use of electrodes is inconvenient or impossible1. For example, optical recordings provide accurate morphological changes of membrane potential during and immediately after stimulation and defibrillation, while conventional electrode techniques suffer from stimulus-induced artifacts during and after stimuli due to electrode polarization1. 
The Langendorff-perfused rabbit heart is one of the most studied models of human heart physiology and pathophysiology. Many types of arrhythmias observed clinically could be recapitulated in the rabbit heart model. It was shown that wave patterns in the rabbit heart during ventricular arrhythmias, determined by effective size of the heart and the wavelength of reentry, are very similar to that in the human heart2. It was also shown that critical aspects of excitation-contraction (EC) coupling in rabbit myocardium, such as the relative contribution of sarcoplasmic reticulum (SR), is very similar to human EC coupling3. Here we present the basic procedures of optical mapping experiments in Langendorff-perfused rabbit hearts, including the Langendorff perfusion system setup, the optical mapping systems setup, the isolation and cannulation of the heart, perfusion and dye-staining of the heart, excitation-contraction uncoupling, and collection of optical signals. These methods could be also applied to the heart from species other than rabbit with adjustments to flow rates, optics, solutions, etc.
Two optical mapping systems are described. The panoramic mapping system is used to map the entire epicardium of the rabbit heart4-7. This system provides a global view of the evolution of reentrant circuits during arrhythmogenesis and defibrillation, and has been used to study the mechanisms of arrhythmias and antiarrhythmia therapy8,9. The dual mapping system is used to map the action potential (AP) and calcium transient (CaT) simultaneously from the same field of view10-13. This approach has enhanced our understanding of the important role of calcium in the electrical alternans and the induction of arrhythmia14-16.

This article describes the basic procedures for conducting optical mapping experiments in the Langendorff-perfused rabbit heart using the panoramic imaging system, and the dual (voltage and calcium) imaging modality.

Çok parametreli Langendorff perfüze Tavşan Kalp Optik Haritalama

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not ...

Biyomühendislik

Optical Mapping of Action Potentials and Calcium Transients in the Mouse Heart

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. Cardiovascular physiological phenotyping of the mouse heart can be easily done using fluorescence imaging employing various probes for transmembrane potential (Vm), calcium transients (CaT), and other parameters. Excitation-contraction coupling is characterized by action potential and intracellular calcium dynamics; therefore, it is critically important to map both Vm and CaT simultaneously from the same location on the heart1-4. Simultaneous optical mapping from Langendorff perfused mouse hearts has the potential to elucidate mechanisms underlying heart failure, arrhythmias, metabolic disease, and other heart diseases. Visualization of activation, conduction velocity, action potential duration, and other parameters at a myriad of sites cannot be achieved from cellular level investigation but is well solved by optical mapping1,5,6. In this paper we present the instrumentation setup and experimental conditions for simultaneous optical mapping of Vm and CaT in mouse hearts with high spatio-temporal resolution using state-of-the-art CMOS imaging technology. Consistent optical recordings obtained with this method illustrate that simultaneous optical mapping of Langendorff perfused mouse hearts is both feasible and reliable.

This paper details the dissection procedure, instrumental setup, and experimental conditions during optical mapping of transmembrane potential (Vm) and intracellular calcium transient (CaT) in intact isolated Langendorff perfused mouse hearts.

Fare Kalp Aksiyon Potansiyelleri ve Kalsiyum Geçici Optik Haritalama

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. ...

High-Resolution Endocardial and Epicardial Optical Mapping in a Sheep Model of Stretch-Induced Atrial Fibrillation

Atrial fibrillation (AF) is a complex cardiac arrhythmia with high morbidity and mortality.1,2 It is the most common sustained cardiac rhythm disturbance seen in clinical practice and its prevalence is expected to increase in the coming years.3 Increased intra-atrial pressure and dilatation have been long recognized to lead to AF,1,4 which highlights the relevance of using animal models and stretch to study AF dynamics. Understanding the mechanisms underlying AF requires visualization of the cardiac electrical waves with high spatial and temporal resolution. While high-temporal resolution can be achieved by conventional electrical mapping traditionally used in human electrophysiological studies, the small number of intra-atrial electrodes that can be used simultaneously limits the spatial resolution and precludes any detailed tracking of the electrical waves during the arrhythmia. The introduction of optical mapping in the early 90's enabled wide-field characterization of fibrillatory activity together with sub-millimeter spatial resolution in animal models5,6 and led to the identification of rapidly spinning electrical wave patterns (rotors) as the sources of the fibrillatory activity that may occur in the ventricles or the atria.7-9 Using combined time- and frequency-domain analyses of optical mapping it is possible to demonstrate discrete sites of high frequency periodic activity during AF, along with frequency gradients between left and right atrium. The region with fastest rotors activates at the highest frequency and drives the overall arrhythmia.10,11 The waves emanating from such rotor interact with either functional or anatomic obstacles in their path, resulting in the phenomenon of fibrillatory conduction.12 Mapping the endocardial surface of the posterior left atrium (PLA) allows the tracking of AF wave dynamics in the region with the highest rotor frequency. Importantly, the PLA is the region where intracavitary catheter-based ablative procedures are most successful terminating AF in patients,13 which underscores the relevance of studying AF dynamics from the interior of the left atrium. Here we describe a sheep model of acute stretch-induced AF, which resembles some of the characteristics of human paroxysmal AF. Epicardial mapping on the left atrium is complemented with endocardial mapping of the PLA using a dual-channel rigid borescope c-mounted to a CCD camera, which represents the most direct approach to visualize the patterns of activation in the most relevant region for AF maintenance.

This report provides a detailed description of the methodology and results of simultaneous endocardial and epicardial optical mapping of electrical excitation in the intact left atrium of a Langendorff-perfused sheep heart during stretch-induced atrial fibrillation.

Stretch Bağlı Atriyal Fibrilasyon Koyun Modelinde Yüksek Çözünürlüklü Endokardial ve Epikardiyal Optik Haritalama

 Atrial fibrillation (AF) is a complex cardiac arrhythmia with high morbidity and mortality.1,2 It is the most common sustained cardiac rhythm disturbance ...

Tıp

Optical Mapping of Langendorff-perfused Rat Hearts

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in experimental models that range in scale from cell cultures to whole-organs[1, 2]. Using state-of-the-art optical imaging systems, generation and propagation of action potentials during normal cardiac rhythm or throughout initiation and maintenance of arrhythmias can be visualized almost instantly[1]. The latest commercially-available systems can provide information at exceedingly high spatiotemporal resolutions and were based on custom-built equipment initially developed to overcome the obstacles imposed by more conventional electrophysiological methods[1]. Advancements in high-resolution and high-speed complementary metal-oxide-semiconductor (CMOS) cameras and intensely-bright, light-emitting diodes (LEDs) as well as voltage-sensitive dyes, optics, and filters have begun to make electrical signal acquisition practical for cardiovascular cell biologists who are more accustomed to working with microscopes. Although the newest generation of CMOS cameras can acquire 10,000 frames per second on a 16,384 pixel array, depending on the type of sample preparation, long-established fluorescence acquisition technologies such as photodiode arrays, laser scanning systems, and cooled charged-coupled device (CCD) cameras still have some distinct advantages with respect to dynamic range, signal-to-noise ratio, and quantum efficiency[1, 3]. In the present study, Lewis rat hearts were perfused ex vivo with a crystalloid perfusate (Krebs-Henseleit solution) at 37&deg;C on a modified Langendorff apparatus. After a 20 minute stabilization period, the hearts were intermittently perfused with 11 mMol/L 2,3-butanedione monoxime to eliminate contraction-associated motion during image acquisition. For optical mapping, we loaded hearts with the fast-response potentiometric probe di-8-ANEPPS[4] (5 &mu;Mol/L) and briefly illuminated the preparation with 475&plusmn;15 nm excitation light. During a typical 2 second period of illumination, &gt;605 nm light emitted from the cardiac preparation was imaged with a high-speed CMOS camera connected to a horizontal macroscope. For this demonstration, hearts were paced at 300 beats per minute with a coaxial electrode connected to an isolated electrical stimulation unit. Simultaneous bipolar electrographic recordings were acquired and analyzed along with the voltage signals using readily-available software. In this manner, action potentials on the surface of Langendorff-perfused rat hearts can be visualized and registered with electrographic signals.

This article describes a high temporal and spatial resolution technique to optically image action potential movement on the surface of Langendorff-perfused rat hearts using a potentiometric dye (di-8-ANEPPS).

Langendorff perfüze sıçan Kalpler Optik Haritalama

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in ...

Biyoloji

Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping

Recent genome-wide association studies targeting atrial fibrillation (AF) have indicated a strong association between the genotype and electrophysiological phenotype in the atria. That encourages us to utilize a genetically-engineered mouse model to elucidate the mechanism of AF. However, it is difficult to evaluate the electrophysiological properties in murine atria due to their small size. This protocol describes the electrophysiological evaluation of atria using an optical mapping system with a high temporal and spatial resolution in Langendorff perfused murine hearts. The optical mapping system is assembled with dual high-speed complementary metal oxide semiconductor cameras and high magnification objective lenses, to detect the fluorescence of a voltage-sensitive dye and Ca2+ indicator. To focus on the assessment of murine atria, optical mapping is performed with an area of 2 mm &#215; 2 mm or 10 mm x 10 mm, with a 100 &#215; 100 resolution (20 &#181;m/pixel or 100 &#181;m/pixel) and sampling rate of up to 10 kHz (0.1 ms) at maximum. A 1-French size quadripolar electrode pacing catheter is placed into the right atrium through the superior vena cava avoiding any mechanical damage to the atrium, and pacing stimulation is delivered through the catheter. An electrophysiological study is performed with programmed stimulation including constant pacing, burst pacing, and up to triple extrastimuli pacing. Under a spontaneous or pacing rhythm, the optical mapping recorded the action potential duration, activation map, conduction velocity, and Ca2+ transient individually in the right and left atria. In addition, the programmed stimulation also determines the inducibility of atrial tachyarrhythmias. Precise activation mapping is performed to identify the propagation of the excitation in the atrium during an induced atrial tachyarrhythmia. Optical mapping with a specialized setting enables a thorough electrophysiological evaluation of the atrium in murine pathological models.

This protocol describes the electrophysiological evaluation of murine atria utilizing an optical mapping system with a high temporal and spatial resolution, including dual recordings of the membrane voltage and Ca2+ transient under programmed stimulation through a specialized electrode catheter.

Yüksek çözünürlüklü optik eşleştirmenin fare Atria Elektrofizyolojik değerlendirme

Recent genome-wide association studies targeting atrial fibrillation (AF) have indicated a strong association between the genotype and ...

Kapsamlı kardiyak görüntüleme için ışık tabakası mikroskobu ve doku temizleme

Light-Sheet Imaging to Reveal Cardiac Structure in Rodent Hearts

Light-sheet microscopy (LSM) plays a pivotal role in comprehending the intricate three-dimensional (3D) structure of the heart, providing crucial insights into fundamental cardiac physiology and pathologic responses. We hereby delve into the development and implementation of the LSM technique to elucidate the micro-architecture of the heart in mouse models. The methodology integrates a customized LSM system with tissue clearing techniques, mitigating light scattering within cardiac tissues for volumetric imaging. The combination of conventional LSM with image stitching and multiview deconvolution approaches allows for the capture of the entire heart. To address the inherent trade-off between axial resolution and field of view (FOV), we further introduce an axially swept light-sheet microscopy (ASLM) method to minimize out-of-focus light and uniformly illuminate the heart across the propagation direction. In the meanwhile, tissue clearing methods such as iDISCO enhance light penetration, facilitating the visualization of deep structures and ensuring a comprehensive examination of the myocardium throughout the entire heart. The combination of the proposed LSM and tissue clearing methods presents a promising platform for researchers in resolving cardiac structures in rodent hearts, holding great potential for the understanding of cardiac morphogenesis and remodeling.

Yazar Spotlight: Kemirgen Kalplerinde Miyokard Yapılarını Araştırmak için Özelleştirilmiş Işık Sayfası Görüntüleme

The protocol utilizes advanced light-sheet microscopy along with adapted tissue clearing methods to investigate intricate cardiac structures in rodent hearts, holding great potential for the understanding of cardiac morphogenesis and remodeling.

Kemirgen kalplerinde kalp yapısını ortaya çıkarmak için ışıklı tabaka görüntüleme

Light-sheet microscopy (LSM) plays a pivotal role in comprehending the intricate three-dimensional (3D) structure of the heart, providing crucial insights ...

Whole-Mount Immunofluorescence Staining, Confocal Imaging and 3D Reconstruction of the Sinoatrial and Atrioventricular Node in the Mouse

The electrical signal physiologically generated by pacemaker cells in the sinoatrial node (SAN) is conducted through the conduction system, which includes the atrioventricular node (AVN), to allow excitation and contraction of the whole heart. Any dysfunction of either SAN or AVN results in arrhythmias, indicating their fundamental role in electrophysiology and arrhythmogenesis. Mouse models are widely used in arrhythmia research, but the specific investigation of SAN and AVN remains challenging.
The SAN is located at the junction of the crista terminalis with the superior vena cava and AVN is located at the apex of the triangle of Koch, formed by the orifice of the coronary sinus, the tricuspid annulus, and the tendon of Todaro. However, due to the small size, visualization by conventional histology remains challenging and it does not allow the study of SAN and AVN within their 3D environment.
Here we describe a whole-mount immunofluorescence approach that allows the local visualization of labelled mouse SAN and AVN. Whole-mount immunofluorescence staining is intended for smaller sections of tissue without the need for manual sectioning. To this purpose, the mouse heart is dissected, with unwanted tissue removed, followed by fixation, permeabilization and blocking. Cells of the conduction system within SAN and AVN are then stained with an anti-HCN4 antibody. Confocal laser scanning microscopy and image processing allow differentiation between nodal cells and working cardiomyocytes, and to clearly localize SAN and AVN. Furthermore, additional antibodies can be combined to label other cell types as well, such as nerve fibers.
Compared to conventional immunohistology, whole-mount immunofluorescence staining preserves the anatomical integrity of the cardiac conduction system, thus allowing the investigation of AVN; especially so into their anatomy and interactions with the surrounding working myocardium and non-myocyte cells.

We provide a step-by-step protocol for whole-mount immunofluorescence staining of the sinoatrial node (SAN) and atrioventricular node (AVN) in murine hearts.

Faredeki Sinoatriyal ve Atriyoventriküler Düğümün Tam Montajlı İmmünofloresan Boyama, Konfokal Görüntüleme ve 3D Rekonstrüksiyonu

The electrical signal physiologically generated by pacemaker cells in the sinoatrial node (SAN) is conducted through the conduction system, which includes ...

Microelectrode Array Recording of Sinoatrial Node Firing Rate to Identify Intrinsic Cardiac Pacemaking Defects in Mice

The sinoatrial node (SAN), located in the right atrium, contains the pacemaker cells of the heart, and dysfunction of this region can cause tachycardia or bradycardia. Reliable identification of cardiac pacemaking defects requires the measurement of intrinsic heart rates by largely preventing the influence of the autonomic nervous system, which can mask rate deficits. Traditional methods to analyze intrinsic cardiac pacemaker function include drug-induced autonomic blockade to measure in vivo heart rates, isolated heart recordings to measure intrinsic heart rates, and sinoatrial strip or single-cell patch-clamp recordings of sinoatrial pacemaker cells to measure spontaneous action potential firing rates. However, these more traditional techniques can be technically challenging and difficult to perform. Here, we present a new methodology to measure intrinsic cardiac firing rate by performing microelectrode array (MEA) recordings of whole-mount sinoatrial node preparations from mice. MEAs are composed of multiple microelectrodes arranged in a grid-like pattern for recording in vitro extracellular field potentials. The method described herein has the combined advantage of being relatively faster, simpler, and more precise than previous approaches for recording intrinsic heart rates, while also allowing easy pharmacological interrogation.

This protocol aims to describe a new methodology to measure intrinsic cardiac firing rate using microelectrode array recording of the whole sinoatrial node tissue to identify pacemaking defects in mice. Pharmacological agents can also be introduced in this method to study their effects on intrinsic pacemaking.

Farelerde İçSel Kardiyak Pacemaking Kusurlarını Belirlemek için Sinoatrial Düğüm Ateşleme Hızının Mikroelekrod Dizisi Kaydı

The sinoatrial node (SAN), located in the right atrium, contains the pacemaker cells of the heart, and dysfunction of this region can cause tachycardia or ...

Fare Çin-atriyal düğüm yüksek çözünürlüklü optik Haritalama

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Çok parametreli Langendorff perfüze Tavşan Kalp Optik Haritalama

Fare Kalp Aksiyon Potansiyelleri ve Kalsiyum Geçici Optik Haritalama

Stretch Bağlı Atriyal Fibrilasyon Koyun Modelinde Yüksek Çözünürlüklü Endokardial ve Epikardiyal Optik Haritalama

Langendorff perfüze sıçan Kalpler Optik Haritalama

Yüksek çözünürlüklü optik eşleştirmenin fare Atria Elektrofizyolojik değerlendirme

Kemirgen kalplerinde kalp yapısını ortaya çıkarmak için ışıklı tabaka görüntüleme

Kemirgen kalplerinde kalp yapısını ortaya çıkarmak için ışıklı tabaka görüntüleme

Kemirgen kalplerinde kalp yapısını ortaya çıkarmak için ışıklı tabaka görüntüleme

Faredeki Sinoatriyal ve Atriyoventriküler Düğümün Tam Montajlı İmmünofloresan Boyama, Konfokal Görüntüleme ve 3D Rekonstrüksiyonu

Farelerde İçSel Kardiyak Pacemaking Kusurlarını Belirlemek için Sinoatrial Düğüm Ateşleme Hızının Mikroelekrod Dizisi Kaydı