Name: scanning electron microscopy of macerated tissue to visualize the extracellular matrix
Uploaded: 2016-06-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 21 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Scanning Electron Microscopy of Macerated Tissue to Visualize the Extracellular Matrix at JoVE.com

This study was funded by grants from the National Institutes of Health (NIH), Heart, Lung, and Blood Institute (NIHLB): K01-HL-121045, K08-HL-094703, 5T32HL007411-35, P20 HL101425, U01 HL100398. 
Imaging and tissue processing (after NaOH maceration) were performed through the use of the Vanderbilt University Medical Center (VUMC) Cell Imaging Shared Resource (CISR) (supported by NIH grants CA68485, DK20593, DK58404, DK59637 and EY08126). We are especially grateful to the VUMC CISR core directors (Dr. Sam Wells and Dr. W. Gray (Jay) Jerome) for valuable technical advice and also for providing core space and resources for the purposes of filming the technique highlighted in this paper. 
We would like to extend our deepest appreciation to Dr. Yan Ru Su and Ms. Kelsey Tomasek in the Cardiology Core Lab for Translational and Clinical Research at Vanderbilt University for providing technical expertise and for collecting human tissue samples used in this study.

Etik Beyanı: Hayvan taşıma için protokoller Vanderbilt Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC tarafından onaylanmış, AAALAC-Uluslararası standartlara göre sayı M / 10/117 (domuz) ve M / 10/219 (fareler) ve yapılan protokoller. banked insan kalp dokularının kullanımı Vanderbilt Üniversitesi Tıp Merkezi IRB (protokol numarası 100887) tarafından onaylandı. 1. Örnek Toplama ve Depolama <ol><li> 0.1 M fosfat tamponu (PB) çözelti içinde, taze% 4 glutaraldehit sağlayın. DİKKAT: Glutaraldehyde, toksik davlumbaz eldiven ve iş giyim. <ol><li> 1000 ml dH 2 O. 21.8 g 2 Na HPO 4 ve 6.4 g NaH 2 PO 4. Kuantum satis (Qs) ile PB, pH 7.4 0.2 M stok solüsyonu yapmak </li><li> PB stok çözeltisi 2.5 ml 2.1 mL dH 2 O% 50 glutaraldehid 400 ul ekle </li></ol></li><li> bir yığın daldırın (hayır daha büyük 2 c% 4 glutaraldehid çözeltisi içine doku m2). Not: Daha küçük parçaları da kullanılabilir ama kolayca protokol daha adımları kolaylaştırmak amacıyla göz tarafından görüntülenmiştir için yeterli bir boyutta (Resim 5 mm&#39;den 2) arasında olmalıdır. </li><li> 4 ° C sıcaklıkta süresiz depolamak, daha sonra 1 saat oda sıcaklığında inkübe edin. </li></ol> Kalp Doku 2. Decellularization <ol><li> 10 g NaOH peletleri / 100 ml DH 2 O kullanılarak taze,% 10 sulu NaOH çözeltisi yapmak DİKKAT: NaOH çözeltileri aşındırıcı ve alkali yanıklara neden olabilir, eldiven giymek. </li><li> DH 2 O. doku durulayın </li><li> 6, oda sıcaklığında% 10 NaOH çözeltisi içinde inkübe - 10 gün boyunca (kadar kırmızımsı-kahverengi bir doku değişiklikleri, kirli beyaz veya beyaz). </li><li> Doku şeffaf hale gelinceye kadar dH 2 O durulayın. </li><li> Oda sıcaklığında 4 saat% 1 tanik asit içinde doku bırakın. 4 ml dH 2 O başına 1 ml% 5&#39;lik stok solüsyonu kullanın DİKKAT: Tannik asitGüçlü tahriş edicidir, eldiven giymek. </li><li> Gecede DH 2 O durulayın. </li></ol> 3. Osmication ve (Güvenlik Çeker Hood) Kalp Dokusu Dehidrasyon <ol><li> 21.4 g sodyum kakodilat, 10.0 g kalsiyum klorür ve 450 mi dH 2 O kullanılarak, sodyum kakodilat tamponu, 0.2 M stok çözelti yapmak 7.4 pH ayarlamak için gerektiği kadar karıştırın, daha sonra hidroklorik asit ilave edin. Qs 500 ml dH 2 O ile DİKKAT: Sodyum kakodilat ve hidroklorik asit, toksik davlumbaz eldiven ve iş giyim. </li><li> 50 ml dH 2 O 1 g osmiyum tetroksit kristal eriterek güvenliği için davlumbaz osmiyum tetroksit% 2&#39;lik sulu stok solüsyonu yapmak DİKKAT: osmiyum tetroksit ciddi inhalasyon tehlikesi; mukozasına veya gözbebekleri buhar tespit mümkündür, dolayısıyla sadece eldiven ile davlumbaz anlaştım. Bir sıçrama koruma tavsiye edilir. </li><li> dH ile 1: stok çözelti 1 mix (0.1 M sodyum kakodilat tampon doku durulayın <sub&gt; 2 O) 5 rotator dakika (ya da yavaşça sallanarak için). </li><li> Üç tampon durulama toplam iki kez önceki adımı yineleyin. </li><li> döndürücü üzerinde 1 saat süreyle: 0.1 M sodyum kakodilat tampon (1 stok sodyum kakodilat ve stok osmiyum tetroksit 1 mix)% 1 osmiyum tetroksit doku daldırın. </li><li> 5 dakika rotator her 0.1 M sodyum kakodilat tamponunda 3 kez doku durulayın. </li><li> döndürücü üzerinde her biri 15 dakika için etanol artan konsantrasyonlarda (% 30,% 50,% 75,% 85,% 95, ve son olarak% 100) kullanılarak doku durulayın. </li></ol> SEM 4. Kesit Yüzey Hazırlama <ol><li> Ayrıca,% 100 etanol ihtiva eden sığ bir Petri kabı,% 100 etanol içinde doku aktarın. </li><li> kenarlarının yassı numune üzerinde bir eşkenar üçgenin iki tarafı meydana getirmek için birbirleriyle ve kesme kenarları haç biçimli parçası ile temas halinde olacak şekilde, iki keskin Jilet tutun. Bunu başarmak için, numunenin sağında bir bıçak yerleştirmek için sol elinizi kullanın vekesim sola. Aynı zamanda, çok örnek ve dilim sağa sol ikinci bıçak yerleştirmek için sağ elinizi kullanın. Böylece, bıçaklar tek pürüzsüz kesim yapmak için ters yönden birbirlerine karşı kaydırılabilir olacaktır. </li><li> numune zarar vermeden tercihen mümkün olduğunca büyük bir yüzey alanı açığa minimum distorsiyon veya güç yırtılma ile numunenin çok temiz bir kesim yapmak için birbirlerine karşı düz bıçak tarafı kaydırın. </li><li> SEM muayene için mümkün olan en temiz kesit yüzeyleri açığa her numune için tekrarlayın. </li></ol> 5. Kritik Nokta Kurutma (CPD) Kalp Doku <ol><li> Doku her zaman% 100 etanol içinde kalmasını sağlayarak, kritik nokta kurutucu (CPD) örnek sahibinin doku transferi için bir spatula ya da cımbız kullanın. tutucu etanol içinde ve transfer birkaç saniye fazla havayla temas doku ile elde edilir batırma olduğundan emin olun. </li><li> Bizim başına CPD İşletER el kitabı, sıvı karbon dioksit ile etanol yerine bir şekilde doldurmayı tasfiye-ve-3 tamamlayın. </li><li> Numunelerin kritik nokta kurutma ulaşmak ve CO 2 kontrollü havalandırma ile atmosfer basıncına onları dönmek için kullanım kılavuzuna başına CPD çalıştırın. </li></ol> SEM Kalp Doku Örneklerinin 6. montajı <ol><li> alüminyum saplama üst yüzeyine bir karbon yapıştırıcı sekmesini kalarak, her numune için bir SEM örnek saplama hazırlayın. </li><li> Bir stereomikroskopta yardımı ile dikkatlice (uzak görünen sekmesinden gelen) yukarı bakacak şekilde ilgi kesit yüzeyi ile yapışkan sekmesine numune uygun ve mümkün olduğunca yakın örnek saplama yüzeyinin düzlemi ile paralel. prob veya ilgi yüzeyine dokunmayın. </li><li> Boya uygulaması için ideal bir konik fırça, elde etmek için bir tahta aplikatör çubuk kırın. saplama bağlılığı geliştiren, taban ve numunenin kenarlarında gümüş ya da karbon boya uygulayın. </li><li> Yere ilgi yüzeyinden bir ücret yolu sağlamak için, ilgilenilen yüzeyin bir kenarına kadar boya gümüş ya da karbon çok ince bir çizgi uzatın. </li><li> şasiye böylece metal saplama karbon sekme yüzeyinden iletken bir yol temin etmek üzere karbon sekmesinin çevresinde gümüş veya C-boya, 2 veya 3 küçük dabs uygulayınız. </li><li> iletken boya iki saat kurumaya bırakın. </li><li> altın-paladyum alaşımı veya altın - bir nispeten ağır kaplama (40 nm 30 hedef aralığı) uygulamak için kullanım kılavuzuna başına püskürtme kaplayıcı çalıştırın. yaklaşık olarak 0.1 mbar numune odacığı içinde, pompa; 40 sn Timer ayarlayın. 08:00 pozisyonu (orta Argon gazı akışı) Açık Set valfi. Başlat tuşuna basın 30 mA püskürtme kaplama başlatmak için. Mor kızdırma deşarj numune odasında görünür olmalıdır. </li></ol> Kalp Doku Örneklerinin 7. SEM Sınav <ol><li> Görüntüleme P en aza indirmek için, nispeten düşük bir ivmelendirici gerilim taramalı elektron mikroskopuyla gerçekleştirmenumunedeki zayıf şarj yayılımı ile ilişkili GİDERME (şarj). Önerilen ilk görüntüleme koşulu vardır: 5 kV 10 mm çalışma mesafesi, gerilim hızlandırılması. </li><li> Deneyimli bir operatör yardımı ile, istihdam z boyutta önemli bir uzunluğu boyunca uzanan birden fazla odak düzlemlerinde liflerin veya lif odak gerektiren görüntüleme koşulları bu alanda derinliğinin genişletmek için çalışma mesafesi artmıştır. <ol><li> Burada kullanılan mikroskop için kullanıcı arabirimi erişimi, sağ üst taraftaki Gezinti sekmesini (Malzeme Tablo). </li><li> Sahne menüsünden Koordinatlar sekmesine erişin. Daha sonra girilen çalışma mesafesi örnek sahne taşımak için sekmesinden Git tıklayın koordinat Z için milimetre daha büyük bir değer girin, çalışma mesafesini arttırmak için. </li></ol></li><li> deneyimli bir operatörün yardımı ile, elektron ışını faiz dik yüzeyini yerleştirmek için örnek tilt ve döndürme kullanır. 10 degr 30 Ek eğimees bu pozisyondan matris yapısının gözlem ve dokümantasyon artırabilir. <ol><li> Odaklı çalışma mesafesi belirterek, burada kullanılan mikroskop için, (Malzeme Tabloya bakınız) kullanıcı arayüzünde, ilgi hazırlanan yüzey düzlemine çevresine yakın örneği odaklanmak, sonra sola veya sağa kaydırın tıklayın ve sağ fare düğmesini basılı tutun . </li><li> Yüzey ve tekrar odak karşıt kenarına yakın taşımak için Manuel Kullanıcı Arabirimi joystick ile gidin. çalışma mesafesi birinci konuma yaklaşık olarak eşit değilse, eğim numune (7.2) ve T bir eğim değeri koordinat girmek Sahne menüsünden koordinatları sekmesini kullanarak iki yerde yaklaşık anlaşmaya ulaşmak için. </li><li> Numune doksan derece döndürün (alan Koordinat R içine değeri girin) ve tüm pozisyonları yaklaşık olarak aynı çalışma mesafesinde odaklı kadar işlemi tekrarlayın. Not: Değişken basınç SEM yük dağılımı geliştirmek için kullanılabilirmümkün ise. Yüksek vakum taramalı elektron mikroskobu için standart çalışma modudur. </li></ol></li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Kesit yüzey hazırlama protokolü sırasında en kritik adımdır. kritik nokta Kurutma işlemi tanıtıldı kadar ince yapısını korumak için, susuz örnekleri her zaman% 100 etanol içinde kalmalıdır. Bu nedenle örneklerin dilimleme örnekleri sığ bir çanak etanol submersed ise EM muayene için yüzeyler yapılmalıdır elde etmek. Açıkta kalan yüzeyi, temas ya da daha sonraki işlem esnasında problanmış değildir de önemlidir. protokol SEM bölümü ne olursa olsun örnek kökenli temel elektron mikroskobu sorun giderme gerektirebilir, ancak hiçbir önemli değişiklikler, benzer matris gözlemler için diğer doku tiplerine Bu tekniğin uygulanması için öngörülmüştür. lifli örneklerinden derlenen Görüntüler ( &quot;şarj&quot;) kötü şarj dağılımı ile getirilen eserler yatkındır. Şarj sorunlar genellikle, tarama hızının artması gerilimi hızlanan (de denir bekleme süresini azaltarak minimize edilebilir) Ve elektron ışınının nokta boyutunu küçültme. Birkaç taramalar entegrasyonu daha yavaş, daha kaliteli tek bir tarama görüntüde mevcut şarj eserler olmadan gürültü kalitesi karşılaştırılabilir sinyalin bir görüntü üretecek şarj eserler önlemek için yeterince hızlı bir şekilde toplandı. Bu teknik doğası gereği nitel ve böylece kantitatif ölçümlerin (örneğin, Masson trikrom veya picoserius kırmızı boyama, hidroksiprolin içeriği, kütle spektrometresi ve RNASeq ölçümü) görüntülenmiştir yapısal farklılıklar çeşitli gelişimsel ya da hastalık durumlarıyla ilgili olabilir nasıl anlamak için birlikte değerlendirildiğinde tamamlar. hücre dışı matriks vücuttaki hemen hemen her organın önemli bir bileşeni olduğundan, ancak bu sınırlamaya rağmen, yöntem, özellikle kardiyak fibrozis ötesinde önemlidir. kalbinde, kalp matris def sürekli kompleksi ile karakterize pompalama germe, büküm, ve kritik mekanik destek sağlarOrtalama insan ömrü boyunca meydana gelen&gt; 2,5 milyar atım için oksijenli ve oksijenden arındırılmış kan 49 optimal giriş ve akışını kazandıran ormation. Kalp dokusunun aşırı düşük rejeneratif kapasitesi göz önüne alındığında, bağlamsal ihtiyaçlara göre yenilenmiş olabilir dinamik bir matris mantıklı mantıklı. hayal sadece hafif bir streç ile, bir ters fibrozis sınırlarken, iyileşme sürecini geliştirmek için matris biçimlenme işlemek için terapötik hedefler olduğu konusunda sonucuna olabilir. en azından gösterdi tekniğin uygulanması kalp matrisinin sofistike ve güzelliği sergiliyor ve bunu yaparken de daha işlevsel önemini vurgulamaktadır. nicel önlemlerin değeri hemen hemen tüm deneysel çalışmaların değerlendirilmesi için bir temel ilke iken, teknik burada standart matris ölçümleri tamamlayacak sadece bu nitel ultrastrüktürel varyasyonlarını ortaya çıkarmak için kullanılabilir vurgulananama niteliksel değişiklikleri altını temel biyokimyasal değişiklikler anlamak için alternatif soruşturma yolları önerebilir. Bu tekniğin gelecekte beklenen uygulamalar matris değişiklikleri hastalık sürecinin bir bileşeni olan diğer organları incelemek için onun kalp hastalığı modelleri ve matris değişiklikleri değerlendirmek için tamamlayıcı bir araç olarak insan dokularında kullanımı yanı sıra genişlemiş kullanımı vardır.

Fibrosis disrupts the normal myocardial collagen network, which is critical for normal mechanistic functions of cardiomyocytes 1,2 as well as for inter-cellular communication, intracellular signaling, and cell survival 3. The development of fibrosis is a major determinant of cardiac function, and fibrotic remodeling of the cardiac interstitium arising from a variety of etiologies leads to increased left ventricular stiffness and diastolic dysfunction 4. Myocardial fibrosis may also lead to arrhythmias, and whether the progression of fibrotic remodeling is a general or local phenomenon, it is highly associated with a poor prognosis in patients with ischemic and non-ischemic cardiomyopathy 5. Likewise, the absence of myocardial fibrosis is a strong predictor of ventricular functional recovery and long-term survival 6. 
The hallmark of fibrosis is the deposition of excess collagen, which has the tensile strength of steel 7 and can adversely affect cardiomyocyte function on multiple levels. Mechanical forces resulting from an excessively collagenous matrix can lead to cardiomyocyte atrophy 8,9, passive tissue stiffness 10, tonic contraction-induced myocardial stiffness 11-13, and reduced delivery of oxygen to the remaining population of cardiomyocytes. Gap junction coupling of cardiomyocytes and myoFbs can also compromise the heart's electrical characteristics, creating a greater risk for the development of arrhythmias 14-16. Perivascular fibrosis alters vasomotor reactivity of intramural coronary arteries and arterioles 17 and contributes to luminal narrowing that reduces the supply of oxygen and thus the survival of cardiomyocytes 17-22. Pathogenic fibrotic and electrical remodeling, emanating from an initial site of ischemic injury or energy imbalance, inevitably progresses to heart failure. 
Cardiomyocyte necrosis initiates the fibrotic response, and subsequent adverse fibrotic remodeling can occur irrespective of etiology. Finding a way to control cardiac fibrosis would be clinically beneficial for the treatment of ischemic and idiopathic cardiomyopathies, hypertensive heart disease, hypertrophic cardiomyopathy, valvular heart disease and dystrophinopathies 23-42. Regardless of how the fibrotic disease process begins, soluble, profibrotic factors can cross the interstitial space and provoke activation of interstitial and adventitial fibroblasts at sites remote to the initial fibrotic scar, creating a cascade effect that ultimately leads to heart failure. The optimum scenario would be to exploit the fibrillogenic process using a targeted therapeutic that can be applied during the compensative hypertrophic stage of cardiomyopathy before it progresses to systolic pump failure, diastolic heart failure, or other end-stage outcomes. The ultimate goal would be to reverse fibrosis so that dead cardiomyocytes can be replaced and heart function restored completely. 
The importance of the matrix is widely understood, yet methods to study the matrix are limited mainly to quantitative measurements of major structural components, particularly collagen, and relative levels of different matrix and matricellular proteins. This protocol highlights a rarely used technique that is useful for assessing qualitative differences in the cardiac matrix. This technique has been recently used to compare and contrast fundamental differences in heart matrices from different etiologies of heart disease (in human explants), to examine hearts from post-infarcted pigs treated with the glial growth factor (GGF) isoform of neuregulin-1&#946;, relative to untreated animals 43, and to probe for differences in the matrices of cardiac tissues from mdx mice (a commonly used animal model of Duchenne Muscular Dystrophy) at different ages and compared to wild-type controls. This technique was first introduced by Drs. Caulfield and Borg in 1979 44, but few studies have since employed this powerful technique 45-47, re-introduced here with only slight modification. This methodology is a valuable research tool, because it provides qualitative information about extracellular matrix ultrastructure that might otherwise be overlooked when simply measuring matrix component content and/or level of fibrosis.

<table><tbody><tr><td>Calcium Chloride</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>12340</td><td>100 g</td></tr><tr><td>Carbon Adhesive</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>12664</td><td>30 g</td></tr><tr><td>Carbon Adhesive Tabs</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>77825</td><td>order to fit stubs</td></tr><tr><td>Double Edge Razor Blades Stainless Steel</td><td>Ted Pella, Inc</td><td>121-6</td><td>250/pkg</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15055</td><td>450 ml</td></tr><tr><td>Gluteraldehyde, 50% Solution</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>16310</td><td>EM grade, distillation purified</td></tr><tr><td>Hydrochloric Acid</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>16760 or 16770</td><td>100 ml</td></tr><tr><td>Monosodium Phosphate NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9251-250G</td><td>250 g</td></tr><tr><td>Osmium Tetroxide</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>19100</td><td>1 g</td></tr><tr><td>Silver Conductive Adhesive</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>12686-15</td><td>15 g</td></tr><tr><td>Sodium hydroxide (NaOH)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8045-1KG</td><td>1 kg</td></tr><tr><td>Sodium Phosphate Dibasic (Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3264-500G</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Tannic Acid, 5% Aqueous&amp;nbsp;</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>21702-5</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Trihydrate Sodium Cacodylate</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>12300</td><td>100 g</td></tr><tr><td>Gold-palladium Alloy or Gold</td><td>Refining Systems, Inc.&amp;nbsp;</td><td>varies</td><td>specific to the sputter coater make and model</td></tr><tr><td>Critical Point Dryer</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>850</td><td></td></tr><tr><td>Plain Wooden Applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-102</td><td></td></tr><tr><td>Quanta 250 Environmental SEM</td><td>FEI</td><td>Q250 SEM</td><td></td></tr><tr><td>Sputter Coater</td><td>Cressington Scientific Instruments Ltd.</td><td>Model 108</td><td></td></tr><tr><td>Alluminum SEM Sample Stubs</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>75220-12</td><td>specific to the miscroscope</td></tr></tbody></table>

scanning electron microscopy of macerated tissue to visualize the extracellular matrix

Fibrosis is a component of all forms of heart disease regardless of etiology, and while much progress has been made in the field of cardiac matrix biology, there are still major gaps related to how the matrix is formed, how physiological and pathological remodeling differ, and most importantly how matrix dynamics might be manipulated to promote healing and inhibit fibrosis. There is currently no treatment option for controlling, preventing, or reversing cardiac fibrosis. Part of the reason is likely the sheer complexity of cardiac scar formation, such as occurs after myocardial infarction to immediately replace dead or dying cardiomyocytes. The extracellular matrix itself participates in remodeling by activating resident cells and also by helping to guide infiltrating cells to the defunct lesion. The matrix is also a storage locker of sorts for matricellular proteins that are crucial to normal matrix turnover, as well as fibrotic signaling. The matrix has additionally been demonstrated to play an electromechanical role in cardiac tissue. Most techniques for assessing fibrosis are not qualitative in nature, but rather provide quantitative results that are useful for comparing two groups but that do not provide information related to the underlying matrix structure. Highlighted here is a technique for visualizing cardiac matrix ultrastructure. Scanning electron microscopy of decellularized heart tissue reveals striking differences in structure that might otherwise be missed using traditional quantitative research methods.

Vurgulanan teknik kullanılmayan bir insan kalp nakli donör (Şekil 1), transplant alıcılarında, yabani tip ve distrofik farelerin (Şekil 3) den kalplerin eksplante dokulardan kalp dokularına ve domuz post-miyokard infarktüsü, kalp örneklerinde uygulandı kalp yaralanma modeli (Şekil 2). Şekil 1 &#39;de gösterildiği gibi, insan kalp matris kesitte görüntülendiğinde bir petek benzeri bir desen görüntülenir çapraz bağlı proteinlerin karmaşık bir dokumadır. Her &#39;petek&#39; yapısı Şekil 1&#39;de düzlemsel görünümü dikkate alındığında interkalat diskler tarafından bağlandığında bir çubuk zaman metafor &#39;tünelden&#39; üzerinden uzunlamasına çalışan yaklaşık olarak 40 mikron genişliğinde, normalde tek bir myocyte engellemeyi., Birkaç kardiyomyositler öngörülen edilebilir üç boyutluluk kadar uzatılmıştır. Ayrıca 1 vurgular ŞekilKesme işlemi (Şekil 1, sağ üst) sırasında &quot;çökerttiğini&quot; bölümlere göre daha hassas daha revelatory topografik verileri verimli ile kesme işleminin önemi, (Şekil 1, sol üst). ikamet kalp hücreleri, kan damarları ve SEM işleme öncesinde dolaşım hücrelerinin çıkarılması bütün kalp dokusu blok SEM az kayda değer olacaktır ilave ultra yapısal ayrıntılarını ortaya çıkarır. Her bir kollajen &quot;payanda&quot;, örneğin, (Şekil 1, alt paneller) görünüşte düzenli aralıklarla hizalanmış ve sarkomer myofibril diktir. Bu düzenleme gerilme karşı kumaş gövdesi ve formu temin edilmesine yardımcı olur tekstil &#39;çözgü ve atkı&#39; benzer kasılma ve gevşeme döngüleri sırasında uygulanan karşı etkili deformasyonlar, kalp yapısını korumak yardımcı olmak için uygundur. fo: keep-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/54005/54005fig1.jpg" /> Şekil 1:. Bir Kullanılmayan İnsan Donör Kalpten elde edilen decellularized Sol Ventriküler Doku Ekstraselüler Matrix üç boyutlu Düzenlemenin Temsilcisi Taramalı Elektron Mikrografikleridir üst iki paneller, düşük büyütme (barlar = 500 mikron) en kesitte matris göstermek normal insan kalp dokusunun mimarisinin bir havadan görünümü sağlar. yüksek büyütmede, bir daha düzenli aralıklı myofibers için mekanik destek (orta sol ve sağ panel çubukları = 100 mikron ve 50 mikron, sırasıyla) sağlayan destekleyici liflerin tipik petek benzeri bir yapı gözlemleyebilirsiniz. Yakından incelenmesi üzerine, her &#39;petek&#39; dik ikamet kardiyomiyositlere (sol alt ve sağ panel çubukları = sırasıyla 10 mm ve 5 um) birbirlerine süre ile paralel olarak düzenlenen liflerin oluşmaktadır.ttps: //www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54005/54005fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız. yapısal bilgi sağlamasına ek olarak, hücresizleştirilmiş doku SEM yaralanma veya kardiyomiyopatinin zararlı olmayan formlara karşılık olarak hücre dışı matris değişiklikleri anlamlı, kalitatif olarak izin verir. Örneğin, bu teknik, en son sonrası enfarkte domuz kalp doku 43, hücre dışı matrislerin incelemek için kullanılmıştır. Bu büyük hayvan deney sırasında, kalp matris içinde değişiklikler çarpıcı sergiledi kalp yetmezliği, damar içi NRG-1β yönetimini alınan post-infarkt domuz için potansiyel bir terapötik olarak NRG-1 p GGF2 izoformunun etkinliğini değerlendirmek için özel olarak tasarlanmış post-infarkt hayvanların tedavi edilmemiş kalp dokulara göre. Bu sonuçlar daha sonra te 43 yayınlanmış edildi vechnique bu ilk, şans eseri keşif üzerine bina için değerli bir araç olarak kalmıştır. 2 tedavi edilmemiş ve NRG-1β ile tedavi edilen matrisler arasındaki şiddetli matris farklılıkları vurgulamak Bu çalışmanın seyri sırasında üretilen örnek mikrograflar, içerir Şekil. <img alt="şekil 2" src="/files/ftp_upload/54005/54005fig2.jpg" /> Şekil 2:. İşlenmemiş ve NRG-1 β ile tedavi edilen Domuzlar Sol Ventrikül Ekstraselüler Matrix Temsilcisi Taramalı Elektron Mikrografikleridir NaOH yumuşatmadan sonra kesitte matris işlenmemiş sonrası miyokard infarktüsü liflerin düzenli mekansal düzenlemesini vurgular (post-MI) domuzlar (sol üst), post-MI NRG-1β ile tedavi edilen hayvanların (sağ üstte) karşılaştırıldı. boylam bakıldığında, işlenmemiş domuz matris NRG-1β ile tedavi edilen domuz matrisinin oysa kalın, mat benzeri bir görünüm (sol alt), sergilerlifler düzenli mekansal düzenlemesini (altta sağda) gösterir. Beyaz çubuk = 40 mikron (dört panel). Daha detaylı sonuçları ve rakamlar ilişkili yazıda 43 dahil edilmiştir. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54005/54005fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> distrofik kalplerinde meydana matriks değişiklikleri Keşif ayrıca Duchenne kas distrofisi kardiyomiyopati (DMD) bir hayvan modelinde ilerlemesi geliştirmede ve niteliksel bilgiler sağlamıştır. MDX fareler, DMD yaygın olarak kullanılan bir fare modelinde, vahşi tip ve tespit ve NaOH tedaviden sonra SEM tarafından görüntülenen MDX kalpleri arasında önemli ve yaşa bağlı farklılıklar vardır. Şekil 3&#39;te gösterildiği gibi, matris bileşenleri, normal farelere fonksiyonel distrofin göreli yoksun 6 haftalık MDX kalplerin nispeten normal idi. Daha interesting, hücre dışı matris kuruluş merkezinde DMD progresif doğasını gösterir, açık bir şekilde bozulduğu veya daha küçük MDX farelere kıyasla daha büyük distrofin eksikliği olan farelerde muhtemelen bozulmuş edildi. Mdx fareler nedeniyle onlar çok daha hafif kardiyomiyopati fenotip ve DMD 48 insanlarda daha yavaş mortalite oranı sergileyen gerçeğine insan DMD kardiyomiyopati kötü temsilcisini çünkü böyle derin farklılıklar beklenen değildi. Bu kalp fonksiyonları bile küçük değişiklikler Bu yazıda sunulan görselleştirme tekniği kullanılarak yakalanabilir düşündürmektedir. Bu metodoloji de yok şu anda aynı şekilde mevcut fibroz hedefleme tedaviler var olan diğer organların, hücre dışı matrislerin, kolayca adapte olmalıdır. <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/54005/54005fig3.jpg" /> Şekil 3: Sol Ven Temsilcisi Taramalı Elektron MikrografikleridirMDX farelere karşı yabani-türde olduğundan ventriküler Ekstrasellüler matris. vahşi tip farelerde sol ventriküler kardiyak matrisi (üst panel) için diğer türler gözlenene benzemektedir. 6 haftalıkken de MDX farelerde matris görünüm (orta panel) her ne kadar biraz &quot;hafif&quot;, nispeten normal görünüyor. Tersine, eski mdx farelerin kalp matris distrofik süreci niteliksel sabit NaOH-yumuşatılmış dokularda SEM kullanılarak yakalanabilir belirten, (alt panel) ciddi dejenere görünür. Beyaz çubuk = 10 mikron (her üç panel). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54005/54005fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Scanning Electron Microscopy of Macerated Tissue to Visualize the Extracellular Matrix at JoVE.com

Scanning Electron Microscopy of Macerated Tissue to Visualize the Extracellular Matrix

Shown here is a method for visualizing extracellular matrix ultrastructure in decellularized cardiac tissues.

Macerated Tissue taramalı elektron mikroskobu Ekstraselüler Matrix Visualize&#39;a

Fibrosis is a component of all forms of heart disease regardless of etiology, and while much progress has been made in the field of cardiac matrix ...

scanning-electron-microscopy-macerated-tissue-to-visualize

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

9.9K Görüntüleme.  Vanderbilt University Medical Center. Shown here is a method for visualizing extracellular matrix ultrastructure in decellularized cardiac tissues.

Video: Scanning Electron Microscopy of Macerated Tissue to Visualize the Extracellular Matrix

Glycoproteomics of the Extracellular Matrix: A Method for Intact Glycopeptide Analysis Using Mass Spectrometry

Fibrosis is a hallmark of many cardiovascular diseases and is associated with the exacerbated secretion and deposition of the extracellular matrix (ECM). Using proteomics, we have previously identified more than 150 ECM and ECM-associated proteins in cardiovascular tissues. Notably, many ECM proteins are glycosylated. This post-translational modification affects protein folding, solubility, binding, and degradation. We have developed a sequential extraction and enrichment method for ECM proteins that is compatible with the subsequent liquid chromatography tandem mass spectrometry (LC-MS/MS) analysis of intact glycopeptides. The strategy is based on sequential incubations with NaCl, SDS for tissue decellularization, and guanidine hydrochloride for the solubilization of ECM proteins. Recent advances in LC-MS/MS include fragmentation methods, such as combinations of higher-energy collision dissociation (HCD) and electron transfer dissociation (ETD), which allow for the direct compositional analysis of glycopeptides of ECM proteins. In the present paper, we describe a method to prepare the ECM from tissue samples. The method not only allows for protein profiling but also the assessment and characterization of glycosylation by MS analysis.

This paper describes a methodology to prepare cardiovascular tissue samples for MS analysis that allows for (1) the analysis of ECM protein composition, (2) the identification of glycosylation sites, and (3) the compositional characterization of glycan forms. This methodology can be applied, with minor modifications, to the study of the ECM in other tissues.

Hücre dışı Matrix Glycoproteomics: Kütle Spektrometresi kullanarak Sağlam GLİKOPEPTİT Analizi için Bir Yöntem

Fibrosis is a hallmark of many cardiovascular diseases and is associated with the exacerbated secretion and deposition of the extracellular matrix (ECM). ...

Biyokimya

Observing and Quantifying Fibroblast-mediated Fibrin Gel Compaction

Cells embedded in collagen and fibrin gels attach and exert traction forces on the fibers of the gel. These forces can lead to local and global reorganization and realignment of the gel microstructure. This process proceeds in a complex manner that is dependent in part on the interplay between the location of the cells, the geometry of the gel, and the mechanical constraints on the gel. To better understand how these variables produce global fiber alignment patterns, we use time-lapse differential interference contrast (DIC) microscopy coupled with an environmentally controlled bioreactor to observe the compaction process between geometrically spaced explants (clusters of fibroblasts). The images are then analyzed with a custom image processing algorithm to obtain maps of the strain. The information obtained from this technique can be used to probe the mechanobiology of various cell-matrix interactions, which has important implications for understanding processes in wound healing, disease development, and tissue engineering applications.

Time-lapse microscopy and image processing techniques were used to observe and analyze fibroblast-mediated gel compaction and fibrin fiber realignment in an environmentally controlled bioreactor over a 48 hr&#160;period.

Fibroblast aracılı Fibrin Jel Sıkıştırmayı Gözlemleme ve Ölçme

Cells embedded in collagen and fibrin gels attach and exert traction forces on the fibers of the gel. These forces can lead to local and global ...

Biyomühendislik

Long-term Intravital Immunofluorescence Imaging of Tissue Matrix Components with Epifluorescence and Two-photon Microscopy

Besides being a physical scaffold to maintain tissue morphology, the extracellular matrix (ECM) is actively involved in regulating cell and tissue function during development and organ homeostasis. It does so by acting via biochemical, biomechanical, and biophysical signaling pathways, such as through the release of bioactive ECM protein fragments, regulating tissue tension, and providing pathways for cell migration. The extracellular matrix of the tumor microenvironment undergoes substantial remodeling, characterized by the degradation, deposition and organization of fibrillar and non-fibrillar matrix proteins. Stromal stiffening of the tumor microenvironment can promote tumor growth and invasion, and cause remodeling of blood and lymphatic vessels. Live imaging of matrix proteins, however, to this point is limited to fibrillar collagens that can be detected by second harmonic generation using multi-photon microscopy, leaving the majority of matrix components largely invisible. Here we describe procedures for tumor inoculation in the thin dorsal ear skin, immunolabeling of extracellular matrix proteins and intravital imaging of the exposed tissue in live mice using epifluorescence and two-photon microscopy. Our intravital imaging method allows for the direct detection of both fibrillar and non-fibrillar matrix proteins in the context of a growing dermal tumor. We show examples of vessel remodeling caused by local matrix contraction. We also found that fibrillar matrix of the tumor detected with the second harmonic generation is spatially distinct from newly deposited matrix components such as tenascin C. We also showed long-term (12 hours) imaging of T-cell interaction with tumor cells and tumor cells migration along the collagen IV of basement membrane. Taken together, this method uniquely allows for the simultaneous detection of tumor cells, their physical microenvironment and the endogenous tissue immune response over time, which may provide important insights into the mechanisms underlying tumor progression and ultimate success or resistance to therapy.

The extracellular matrix undergoes substantial remodeling during wound healing, inflammation and tumorigenesis. We present a novel intravital immunofluorescence microscopy approach to visualize the dynamics of fibrillar as well as mesh-like matrix components with high spatial and temporal resolution using epifluorescence or two-photon microscopy.

Epifluoresan ile Doku Matrix Bileşenler ve İki foton Mikroskopi uzun vadeli Intravital İmmünofloresan Görüntüleme

Besides being a physical scaffold to maintain tissue morphology, the extracellular matrix (ECM) is actively involved in regulating cell and tissue ...

Improving 2D and 3D Skin In Vitro Models Using Macromolecular Crowding

The glycoprotein family of collagens represents the main structural proteins in the human body, and are key components of biomaterials used in modern tissue engineering. A technical bottleneck is the deposition of collagen in vitro, as it is notoriously slow, resulting in sub-optimal formation of connective tissue and subsequent tissue cohesion, particularly in skin models. Here, we describe a method which involves the addition of differentially-sized sucrose co-polymers to skin cultures to generate macromolecular crowding (MMC), which results in a dramatic enhancement of collagen deposition. Particularly, dermal fibroblasts deposited a significant amount of collagen I/IV/VII and fibronectin under MMC in comparison to controls.
The protocol also describes a method to decellularize crowded cell layers, exposing significant amounts of extracellular matrix (ECM) which were retained on the culture surface as evidenced by immunocytochemistry. Total matrix mass and distribution pattern was studied using interference reflection microscopy. Interestingly, fibroblasts, keratinocytes and co-cultures produced cell-derived matrices (CDM) of varying composition and morphology. CDM could be used as &#34;bio-scaffolds&#34; for secondary cell seeding, where the current use of coatings or scaffolds, typically from xenogenic animal sources, can be avoided, thus moving towards more clinically relevant applications.
In addition, this protocol describes the application of MMC during the submerged phase of a 3D-organotypic skin co-culture model which was sufficient to enhance ECM deposition in the dermo-epidermal junction (DEJ), in particular, collagen VII, the major component of anchoring fibrils. Electron microscopy confirmed the presence of anchoring fibrils in cultures developed with MMC, as compared to controls. This is significant as anchoring fibrils tether the dermis to the epidermis, hence, having a pre-formed mature DEJ may benefit skin graft recipients in terms of graft stability and overall wound healing. Furthermore, culture time was condensed from 5 weeks to 3 weeks to obtain a mature construct, when using MMC, reducing costs.

Improving 2D and 3D Skin In Vitro Models Using Macromolecular Crowding

We present a protocol to obtain cell-derived matrices rich in extracellular matrix proteins, using macromolecular crowders (MMC). In addition, we present a protocol which incorporates MMC in 3D organotypic skin co-culture generation, which reduces culture time while maintaining maturity of construct.

Geliştirilmesi 2D ve 3D Cilt<em&gt; İn Vitro</emMakromoleküler Dışlamasını Kullanma&gt; Modeller

The glycoprotein family of collagens represents the main structural proteins in the human body, and are key components of biomaterials used in modern ...

Visualizing Macrophage Extracellular Traps Using Confocal Microscopy

A primary method used to define the presence of neutrophil extracellular traps (NETs) is confocal microscopy. We have modified established confocal microscopy methods to visualize macrophage extracellular traps (METs). These extracellular traps are defined by the presence of extracellular chromatin with co-expression of other components such as granule proteases, citrullinated histones, and peptidyl arginase deiminase (PAD). The expression of METs is generally measured after exposure to a stimulus and compared to un-stimulated samples. Samples are also included for background and isotype control. Cells are analyzed using well-defined image analysis software. Confocal microscopy may be used to define the presence of METs both in vitro and in vivo in lung tissue.

Macrophage extracellular traps are a newly described entity. This article will concentrate on confocal microscopy methods and how they are visualized in vitro and in vivo from lung samples.

Makrofaj hücre dışı tuzaklar Confocal mikroskobu kullanılarak görüntülenmesi

A primary method used to define the presence of neutrophil extracellular traps (NETs) is confocal microscopy. We have modified established confocal ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Quantitative Measurement of Invadopodia-mediated Extracellular Matrix Proteolysis in Single and Multicellular Contexts 

Cellular invasion into local tissues is a process important in development and homeostasis. Malregulated invasion and subsequent cell movement is characteristic of multiple pathological processes, including inflammation, cardiovascular disease and tumor cell metastasis1. Focalized proteolytic degradation of extracellular matrix (ECM) components in the epithelial or endothelial basement membrane is a critical step in initiating cellular invasion. In tumor cells, extensive in vitro analysis has determined that ECM degradation is accomplished by ventral actin-rich membrane protrusive structures termed invadopodia2,3. Invadopodia form in close apposition to the ECM, where they moderate ECM breakdown through the action of matrix metalloproteinases (MMPs). The ability of tumor cells to form invadopodia directly correlates with the ability to invade into local stroma and associated vascular components3. 
Visualization of invadopodia-mediated ECM degradation of cells by fluorescent microscopy using dye-labeled matrix proteins coated onto glass coverslips has emerged as the most prevalent technique for evaluating the degree of matrix proteolysis and cellular invasive potential4,5. Here we describe a version of the standard method for generating fluorescently-labeled glass coverslips utilizing a commercially available Oregon Green-488 gelatin conjugate. This method is easily scaled to rapidly produce large numbers of coated coverslips. We show some of the common microscopic artifacts that are often encountered during this procedure and how these can be avoided. Finally, we describe standardized methods using readily available computer software to allow quantification of labeled gelatin matrix degradation mediated by individual cells and by entire cellular populations. The described procedures provide the ability to accurately and reproducibly monitor invadopodia activity, and can also serve as a platform for evaluating the efficacy of modulating protein expression or testing of anti-invasive compounds on extracellular matrix degradation in single and multicellular settings.

Quantitative Measurement of Invadopodia-mediated Extracellular Matrix Proteolysis in Single and Multicellular Contexts

We describe the prototypical method for producing microscope coverslips coated with fluorescent gelatin for visualizing invadopodia-mediated matrix degradation. Computational techniques using available software are presented for quantifying the resultant levels of matrix proteolysis by single cells within a mixed population and for multicellular groups encompassing entire microscopic fields.

Tek ve Çok hücreli Bağlamlarda Invadopodia aracılı Ekstrasellüler Matriks Proteoliz Kantitatif Ölçümü

Cellular invasion into local tissues is a process important in development and homeostasis.  Malregulated invasion and subsequent cell movement is ...

Biyoloji

Enrichment of Extracellular Matrix Proteins from Tissues and Digestion into Peptides for Mass Spectrometry Analysis

The extracellular matrix (ECM) is a complex meshwork of cross-linked proteins that provides biophysical and biochemical cues that are major regulators of cell proliferation, survival, migration, etc. The ECM plays important roles in development and in diverse pathologies including cardio-vascular and musculo-skeletal diseases, fibrosis, and cancer. Thus, characterizing the composition of ECMs of normal and diseased tissues could lead to the identification of novel prognostic and diagnostic biomarkers and potential novel therapeutic targets. However, the very nature of ECM proteins (large in size, cross-linked and covalently bound, heavily glycosylated) has rendered biochemical analyses of ECMs challenging. To overcome this challenge, we developed a method to enrich ECMs from fresh or frozen tissues and tumors that takes advantage of the insolubility of ECM proteins. We describe here in detail the decellularization procedure that consists of sequential incubations in buffers of different pH and salt and detergent concentrations and that results in 1) the extraction of intracellular (cytosolic, nuclear, membrane and cytoskeletal) proteins and 2) the enrichment of ECM proteins. We then describe how to deglycosylate and digest ECM-enriched protein preparations into peptides for subsequent analysis by mass spectrometry.

This protocol describes a procedure for enriching ECM proteins from tissues or tumors and deglycosylating and digesting the ECM-enriched preparations into peptides to analyze their protein composition by mass spectrometry.

Kütle Spektrometresi Analizi için Peptitler içine Dokular ve Sindirim gelen Ekstrasellüler Matriks Proteinleri zenginleştirilmesi

The extracellular matrix (ECM) is a complex meshwork of cross-linked proteins that provides biophysical and biochemical cues that are major regulators of ...

A Rapid, Scalable Method for the Isolation, Functional Study, and Analysis of Cell-derived Extracellular Matrix

The extracellular matrix (ECM) is recognized as a diverse, dynamic, and complex environment that is involved in multiple cell-physiological and pathological processes. However, the isolation of ECM, from tissues or cell culture, is complicated by the insoluble and cross-linked nature of the assembled ECM and by the potential contamination of ECM extracts with cell surface and intracellular proteins. Here, we describe a method for use with cultured cells that is rapid and reliably removes cells to isolate a cell-derived ECM for downstream experimentation.
Through use of this method, the isolated ECM and its components can be visualized by in situ immunofluorescence microscopy. The dynamics of specific ECM proteins can be tracked by tracing the deposition of a tagged protein using fluorescence microscopy, both before and after the removal of cells. Alternatively, the isolated ECM can be extracted for biochemical analysis, such as sodium dodecyl sulphate-polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE) and immunoblotting. At larger scales, a full proteomics analysis of the isolated ECM by mass spectrometry can be conducted. By conducting ECM isolation under sterile conditions, sterile ECM layers can be obtained for functional or phenotypic studies with any cell of interest. The method can be applied to any adherent cell type, is relatively easy to perform, and can be linked to a wide repertoire of experimental designs.

The extracellular matrix plays a major role in defining the microenvironment of cells and in modulating cell behavior and phenotype. We describe a rapid method for the isolation of cell-derived extracellular matrix, which can be adapted to different scales for microscopic, biochemical, proteomic, or functional studies.

Hücre kaynaklı Ekstrasellüler Matrix A Hızlı, İzolasyon, Fonksiyonel Çalışmaları Ölçeklenebilir Yöntem ve Analiz

The extracellular matrix (ECM) is recognized as a diverse, dynamic, and complex environment that is involved in multiple cell-physiological and ...

<meta charset="utf8"></head><body>Delinme Yarası Hemostazı ve Montajlı Elektron Mikroskobu

Puncture Wound Hemostasis and Preparation of Samples for Montaged Wide-Area Electron Microscopy Analysis

Hemostasis, the process of normal physiological control of vascular damage, is fundamental to human life. We all suffer minor cuts and puncture wounds from time to time. In hemostasis, self-limiting platelet aggregation leads to the formation of a structured thrombus in which bleeding cessation comes from capping the hole from the outside. Detailed characterization of this structure could lead to distinctions between hemostasis and thrombosis, a case of excessive platelet aggregation leading to occlusive clotting. An imaging-based approach to puncture wound thrombus structure is presented here that draws upon the ability of thin-section electron microscopy to visualize the interior of hemostatic thrombi. The most basic step in any imaging-based experimental protocol is good sample preparation. The protocol provides detailed procedures for preparing puncture wounds and platelet-rich thrombi in mice for subsequent electron microscopy. A detailed procedure is given for in situ fixation of the forming puncture wound thrombus and its subsequent processing for staining and embedding for electron microscopy. Electron microscopy is presented as the end imaging technique because of its ability, when combined with sequential sectioning, to visualize the details of the thrombus interior at high resolution. As an imaging method, electron microscopy gives unbiased sampling and an experimental output that scales from nanometer to millimeters in 2 or 3 dimensions. Appropriate freeware electron microscopy software is cited that will support wide-area electron microscopy in which hundreds of frames can be blended to give nanometer-scale imaging of entire puncture wound thrombi cross-sections. Hence, any subregion of the image file can be placed easily into the context of the full cross-section.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: Yapısal Hematolojideki Gelişmelerle Trombosit Dinamiklerini Ortaya Çıkarma

A puncture wound procedure for hemostatic thrombus formation is presented here. The formed thrombi are large and are hundreds of microns in diameter. Hence, volume imaging approaches are appropriate. We suggest montaged wide-area transmission electron microscopy as a high-resolution approach available to many and detail a preparative protocol.

Delinme Yara Hemostazı ve Montajlı Geniş Alan Elektron Mikroskobu Analizi için Örneklerin Hazırlanması

Hemostasis, the process of normal physiological control of vascular damage, is fundamental to human life. We all suffer minor cuts and puncture wounds ...

Macerated Tissue taramalı elektron mikroskobu Ekstraselüler Matrix Visualize'a

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Hücre dışı Matrix Glycoproteomics: Kütle Spektrometresi kullanarak Sağlam GLİKOPEPTİT Analizi için Bir Yöntem

Fibroblast aracılı Fibrin Jel Sıkıştırmayı Gözlemleme ve Ölçme

Epifluoresan ile Doku Matrix Bileşenler ve İki foton Mikroskopi uzun vadeli Intravital İmmünofloresan Görüntüleme

Geliştirilmesi 2D ve 3D Cilt

Makrofaj hücre dışı tuzaklar Confocal mikroskobu kullanılarak görüntülenmesi

Tek ve Çok hücreli Bağlamlarda Invadopodia aracılı Ekstrasellüler Matriks Proteoliz Kantitatif Ölçümü

Kütle Spektrometresi Analizi için Peptitler içine Dokular ve Sindirim gelen Ekstrasellüler Matriks Proteinleri zenginleştirilmesi

Hücre kaynaklı Ekstrasellüler Matrix A Hızlı, İzolasyon, Fonksiyonel Çalışmaları Ölçeklenebilir Yöntem ve Analiz

Delinme Yara Hemostazı ve Montajlı Geniş Alan Elektron Mikroskobu Analizi için Örneklerin Hazırlanması

Delinme Yara Hemostazı ve Montajlı Geniş Alan Elektron Mikroskobu Analizi için Örneklerin Hazırlanması