Name: large-scale scanning transmission electron microscopy (nanotomy) of healthy and injured zebrafish brain
Uploaded: 2016-05-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 9 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Large-scale Scanning Transmission Electron Microscopy Nanotomy of Healthy and Injured Zebrafish Brain at JoVE.com

işin çoğunluğu NWO 175-010-2009-023 ve ZonMW 91111006 tarafından desteklenen UMCG Mikroskopi ve Görüntüleme Merkezi (UMIC), en yapılmıştır; BNGG için STW &quot;Mikroskopi Valley 12718&quot;. Bu eser, Marie Curie Kariyer entegrasyon hibe (nöronlar ölüyor tasarruf) Bir ZonMW VENI hibe ve TJvH bir Alzheimer Nederland burs sponsor oldu

Zebra balığı larvaları ile Tüm deneyler ulusal ve AB direktiflerine göre Groningen Üniversitesi Hayvan Deneyleri Komitesi tarafından kabul edildi. 1. Numune Hazırlama <ol><li> Fiksasyon ve Gömme <ol><li> tespit <ol><li> Tricaine (% 0.003), balık larvaları uyuşturan hafifçe alay E3 (5 mM NaCI, 0.17 mM KCI, 0.33 mM CaCl2, 0.33 mM MgSO 4, 10 mM HEPES, pH 7.6) anestezi derinliği zebra balığı su ve test eklendi diseksiyon mikroskobu altında 200 ul pipet ile hareket artık (Şekil 1A) tespit edilene kadar. </li><li> Tarif edildiği gibi agaroz,% 1.8 konfokal veya 2 foton görüntüleme kullanılarak in vivo görüntüleme verileri elde sonra bağlaşık EM için numune işleme tabi tutulduğunda, agaroz 5,15 düzeltme larva Triton-X-100 (% 0.05) ihtiva eden PBS içinde% 4 PFA kullanılmıştır. </li><li> agaroz ve işlem için gelen larva kestibüyük ölçekli EM 5. </li><li> plastik tüplerde, oda sıcaklığında 2 saat süre ile, Triton-X-100 (% 0.05) ihtiva eden PBS içinde, taze% 4 paraformaldehid içinde larvaları düzeltildi. Not: kültür içinde yetiştirilen hücreler bir sonraki aşamada (1.1.1.5) &#39;de tarif edildiği gibi (in vitro), doğrudan, glutaraldehid edilebilir. </li><li> çözüm çıkarın ve 100 ul% 0.5 PFA,% 2 glutaraldehid (GA) ve 0.1 M sodyum kakodilat içinde (pH 7.4) ilave edilir. 4 ° C&#39;de bir gece boyunca muhafaza ediniz. Durulayın numuneler iki kez 0.1 M sodyum kakodilat içinde. </li><li> osmiyum penetrasyonu kolaylaştırmak için Beyin için rostrally larva başlarını kesti. ince şırınga / forseps kullanın. </li><li> % 1 ozmiyum tetroksit içinde Postfix&#39;i larvaları (OsO 4) 2 saat boyunca potasyum ferrosiyanür (K 4 [Fe (CN) 6]) buz üzerinde 0.1 M sodyum kakodilat içinde /1.5% ve çift damıtılmış H2O 3 x 5 dk durulama </li><li> etanol artan konsantrasyonlarda 20 dakika inkubasyon (% 50,% 70, 3 kez% 100) ile etanol içinde kurutmak. </li></ol></li><li>katıştırma <ol><li> EM laboratuvarlarında kullanılan standart tariflere göre epoksi reçine hazırlayın. Not: şöyle epoksi reçine kullanılmaktadır: karıştırın 19.8 g glycid eter 100, bir manyetik karıştırıcı kullanılarak 9.6 g 2-dodesenilsukinik asit anhidrit ve 11.4 gr metilnadik anhidrid. 0.5 g DMP-30 (tris- (dimetilaminometil) fenol) eklenir ve tekrar karıştırılır. </li><li> etanol içinde% 50 epoksi reçine larva gece inkübe (h / h) (RT) dönerken. </li><li> Saf reçine ile sulandırılmış epoksi reçine yerine takın. 30 dakika boyunca inkübe tekrar taze reçine ekleme ve 30 dakika için inkübe edilir. Yine reçine yenilemek ve 58 ° C&#39;de 15 dakika ve düşük basınç altında (200 mbar) altında, oda sıcaklığında 1 saat daha ve ardından oda sıcaklığında 3 saat, inkübe edilir. </li><li> Bir iğne kullanarak bir diseksiyon mikroskobu altında piyasada mevcut silikon düz gömme kalıpları başlarını yönlendirmek ya da kalıp ya da gerektiği gibi tarafına bakacak anterior kürdan (Şekil 1B). </li><li> Epoksi res polimerize58 ° C&#39;de gece boyunca. Epoksi reçine ise de çok yumuşak bir gün polimerize edilmesi ve 58 ° C &#39;de sertleşmeye olanak sağlar. forseps kullanarak basınç uygulayarak test sertlik. Bu kolayca girinti başka bir gün polimerize ve 58 ° C&#39;de sertleşmesine izin bırakır. Numune tamamen sertleştiğinde kırparak ve kesit geçin. </li><li> Saplama kullanılarak Jilet (Şekil 1B) aşırı reçine uzak Trim. </li></ol></li></ol></li><li> , Kesit zıt ve Montaj <ol><li> kesit <ol><li> Bir ultramikrotom kullanılarak Bölüm epoksi reçine blok. </li><li> Cam bıçak ya toluidin mavisi / bazik fuksin için de yarı ince kesitler (500 nm) kesmek için bir elmas histoknife kullanarak (Şekil 1D) doğru konumlanmasını tespit boyama. </li><li> kimin ucu bir alev eriterek kapatılmış bir cam Pasteur pipet ile onları toplayıp mikroskobik slaytlar transfer yarı ince kesitler. sıcak bir plaka u kuruntil su bırakılır. sıcak bir plaka üzerinde, su içinde% 1 toluidin mavisi ile 10 saniye boyunca ve% 1 sodyum tetraborat% 0.05 bazik fuksin ile 10 saniye boyunca su, leke ile durulandıktan sonra leke. 40X için 10X de normal ışık mikroskobu ile incelenmesi. </li><li> Beynin içinde uygun yer / oryantasyon ulaşıldığında, ultra ince bölümleri kesmek için bir elmas bıçak ile epoksi reçine blok kesit devam (~ 70 nm; Şekil 1E) </li><li> kesit ultra ince esnasında ilgi bölgeyi tanımlamak için ve örnek hareket ettirildiğinde kesit açısını ayarlamak için, koku çukurlar, gözler, gri-beyaz cevher sınırları da dahil olmak üzere, beyinde ve çevresinde kolayca tanımlanabilir anatomik yapıları kullanır. </li><li> Tek yuvalı L2 x 1 bakır ızgaralar (Şekil 1F), Mount bölüm ızgara çubukları tarafından kesintisiz edinimi izin vermek. bölümleri desteklemek için Formvar kaplı ızgaralar kullanın. </li></ol></li><li> karşıt <ol><li> ızgara üzerinde leke ince kesitlerReynolds, ardından metanol içinde% 2&#39;lik üranil asetat içinde 2 dakika süreyle s başka bir 2 dakika 16 kurşun sitrat. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. Görüntü Alma <ol><li> Büyük Ölçekli KÖK Not: KÖK algılama kullanarak yüksek çözünürlükte 3,5,7,17 ​​de görüş birden çok büyük alanları edinme yeteneğine sahip bir dış tarama jeneratör ile tarama EM kullanın. Tipik olarak, tek bir görüntü, bu şekilde önemli ölçüde dikiş miktarını azaltarak, ~ 100 Transmisyon elektron mikroskobu (TEM) görüntü bakış alanları eşdeğerdir oluşturulur. <ol><li> Mikroskop Örnek montaj <ol><li> Birden fazla ızgara numune tutucu bölümünde ile ızgara yerleştirin ve SEM odasına transfer. </li></ol></li><li> KÖK Dedektör hizalama <ol><li> kiriş altında numune ile ızgara koyun ve yaklaşık olacak şekilde yukarı hareket ettirin. Lens kutuptan 5 mm. kullanılarak 20 kV bir görüntü eldelens-dedektörü. </li><li> ızgara kenarında odaklanın ve 4,0 mm çalışma mesafesi ayarlayın. </li><li> güvenli bir konuma numune tutucu taşıyın ve KÖK dedektörü getirmek. </li><li> in-lens dedektörü ile maksimum hızda ayarlamalar vidaları ise görüntüleme çevirerek görüntü alanında STEM dedektör delik ortalayın. </li><li> Dikkatle sadece objektif kutup ve detektör arasındaki uyacak numune tutucu geri getir. </li><li> kesit alanı olmak emin olmak için de lens dedektörü ile bir görüntü kazanır. </li><li> Anahtar algılama (kazanç orta ve &#39;eksi&#39; ayarlanmış tüm kadranlar) STEM ve bir görüntü elde ve taranacak alanı seçmek için. </li><li> 21 kV hızlandırma gerilimi yükseltmek ve (yine kararlı görüntünün) ışın stabilizasyonu için bekleyin ve daha sonra 2 kV adımlarla 29 kV gidin. </li></ol></li><li> Görüntüleri Kazanılması <ol><li> örnek Ön-irradiate yakınlaştırma (e-beam neden olduğu parlaklık değişikliklerini önlemek için)taranacak tam alana kadar dışarı görüntü penceresi uyuyor. </li><li> 120 mikron diyafram değiştirin (dedektör kazançları bir adım azaltılması gerekmektedir uygun dinamik aralığı tutmak için). </li><li> De-odak görüntü bulanık yani. </li><li> azaltılmış alan tarama seçeneğini kullanarak mümkün olduğunca sıkı taranan bölgeyi olun. </li><li> Bir çerçeve yaklaşık olarak taranır şekilde ayarlayın tarama hızı. 1-2 sn. Not: boyutu ve doku bağlı olarak bu tipik alır ½ saat (100 x 100 mm FOV) 3 saat (1.000 x 500 mm) kadar kadar. </li><li> En az 100X de yakınlaştırmak ve 10 sn için küçük bir alan taraması. Not: Bu bölge çevresindeki, ışınlama öncesi yeterli karşılaştırıldığında parlaklığı değişmez zaman. </li><li> 30 mikron diyafram geri getir (ve orta kazancı STEM) </li><li> örnek odaklanın. </li><li> wobbler (~ 40,000X büyütmede) kullanarak diyafram hizalayın. </li><li> odak hafif alan / özelliği seçerken, tarama hızını ayarlamak gibi ayrıntılar olduğunugörebilir. </li><li> mikroskop yazılımı dikkatlice dinamik aralığındaki tüm pikselleri tutmak için histogramı izleyerek parlaklığı ve kontrastı ayarlayın. karanlık alan / özellikler için aynı şeyi. </li><li> geri parlak alana gidin ve tekrar kontrol edin. histogram her iki tarafında biraz boşluk var bu yüzden güvenli tarafta olmak. </li><li> taranacak tam alan görüntüleme penceresini uygun şekilde uzaklaştırın ve geniş alan satın alma programını başlatın. </li><li> ekranından bir alanı seçerek bir mozaik kurmak için sihirbazı seçeneğini kullanın. Kullanım piksel boyutu 2 - ayrıntılar gerekli olan ne bağlı 5 nm. KÖK için bekleme süresi 3 uS kullanın. </li><li> Seçeneğini seçin &quot;önceki karo üzerinde otofokus&quot; onay kutusunu, varsayılan şirket ayarları ile büyük ölçekli toplama yazılım otofokus kullanmak &quot;önce yürütme ayarını doğrulamak&quot; ve nerede verileri kaydetmek tanımlayın. </li><li> Basın mikroskop ayarlarını kontrol etmek &quot;optimize&quot;. Not: Şimdi ihtiyaç duyulan zaman sh olacakkendi. Bu kadar 1 x 0,5 mm alanları için 72 saat için olabilir. </li><li> Pencere &quot;maksimum karo çözünürlük&quot; türü 20.000 nedenle bireysel fayans künt kenar etkileri önlemek, daha büyük daha 20k x 20k olmayacaktır. Basın &quot;yürütme&quot;. </li><li> odaklama ve Parlaklık / Kontrast (B / C) kontrol etmek için sorulduğunda, dış tarama jeneratörü kapatmak ve dikkatli bir şekilde mikroskop yazılımı odağı ve astigmat ayarlayın. B / C değiştirmeyin. Not: Sahne taşındı ve büyütme değişti ama büyütme geri istediğiniz piksel boyutuna ayarlanmış olması gerekir edilebilir. </li><li> Yine dış tarama Jeneratör geçmek ve basın &quot;Devam&quot;. </li></ol></li></ol></li></ol> 3. Veri Analizi <ol style="margin-left: 40px;"><li> büyük ölçekli EM dosyası görüntüleyici programı açın ve dosyayı &quot;mozaik bilgi&quot; açın. Bu, tüm kiremitli tif dosyaları açılacaktır. Bu, tercihen yeni satın almalar engel değil başka bir iş istasyonunda gerçekleştirilir. </li><li> seçeneği &#39;au seçinTüm mozaik dikiş (parametreler eşik 0.90, otomatik gürültü azaltma dikiş, yarısı modu üst üste. vaka dikiş kriterlerinde de, zoom yerine elle konumunda karo yerleştirin ve &#39;olduğu gibi devam&#39; düğmesine tıklayın olamaz). </li><li> bir html dosyası olarak ihracat, ya da alternatif olarak tek bir TIF olarak. TIF bir küçültme gerekli olabilir dışa unutmayın. Daha sonra ölçümler sağlayan dosya adı son piksel boyutunu içerir. </li><li> bir resim düzenleme programında açarak TIF dosyasındaki açıklamaları gerçekleştirin. Buna paralel olarak, optimum çözünürlük gözlem için bir web tarayıcısında yakınlaştırılabilen html dosyasını açın. </li></ol>

<ol>
	<li>Faas, F. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Virtual+nanoscopy:+generation+of+ultra-large+high+resolution+electron+microscopy+maps.">Virtual nanoscopy: generation of ultra-large high resolution electron microscopy maps.</a> J Cell Biol. 198, 457-469 (2012).</li><li>Kuipers, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLIPPER,+a+combinatorial+probe+for+correlated+live+imaging+and+electron+microscopy,+allows+identification+and+quantitative+analysis+of+various+cells+and+organelles.">FLIPPER, a combinatorial probe for correlated live imaging and electron microscopy, allows identification and quantitative analysis of various cells and organelles.</a> Cell Tissue Res. 360, 61-70 (2015).</li><li>Kuwajima, M., Mendenhall, J. M., Lindsey, L. F., Harris, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+transmission-mode+scanning+electron+microscopy+(tSEM)+for+large+volume+analysis+at+nanoscale+resolution.">Automated transmission-mode scanning electron microscopy (tSEM) for large volume analysis at nanoscale resolution.</a> PLoS One. 8, e59573 (2013).</li><li>Ravelli, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Destruction+of+tissue,+cells+and+organelles+in+type+1+diabetic+rats+presented+at+macromolecular+resolution.">Destruction of tissue, cells and organelles in type 1 diabetic rats presented at macromolecular resolution.</a> Sci Rep. 3, 1804 (2013).</li><li>van Ham, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravital+correlated+microscopy+reveals+differential+macrophage+and+microglial+dynamics+during+resolution+of+neuroinflammation.">Intravital correlated microscopy reveals differential macrophage and microglial dynamics during resolution of neuroinflammation.</a> Dis Model Mech. 7, 857-869 (2014).</li><li>Kuipers, J., de Boer, P., Giepmans, B. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scanning+EM+of+non-heavy+metal+stained+biosamples:+Large-field+of+view,+high+contrast+and+highly+efficient+immunolabeling.">Scanning EM of non-heavy metal stained biosamples: Large-field of view, high contrast and highly efficient immunolabeling.</a> Exp Cell Res. 15477, 202-207 (2015).</li><li>Sokol, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-Scale+Electron+Microscopy+Maps+of+Patient+Skin+and+Mucosa+Provide+Insight+into+Pathogenesis+of+Blistering+Diseases.">Large-Scale Electron Microscopy Maps of Patient Skin and Mucosa Provide Insight into Pathogenesis of Blistering Diseases.</a> J Invest Dermatol. 135, 1763-1770 (2015).</li><li>de Boer, P., Hoogenboom, J. P., Giepmans, B. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlated+light+and+electron+microscopy:+Ultrastructure+lights+up!+Nat+Methods.">Correlated light and electron microscopy: Ultrastructure lights up! Nat Methods.</a> Nat Methods. 12, 503-513 (2015).</li><li>Lam, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Directed+evolution+of+APEX2+for+electron+microscopy+and+proximity+labeling.">Directed evolution of APEX2 for electron microscopy and proximity labeling.</a> Nat Methods. 12, 51-54 (2015).</li><li>Helmstaedter, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Connectomic+reconstruction+of+the+inner+plexiform+layer+in+the+mouse+retina.">Connectomic reconstruction of the inner plexiform layer in the mouse retina.</a> Nature. 500, 168-174 (2013).</li><li>Oosterhof, N., Boddeke, E., van Ham, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immune+cell+dynamics+in+the+CNS:+Learning+from+the+zebrafish.">Immune cell dynamics in the CNS: Learning from the zebrafish.</a> Glia. 63, 719-735 (2015).</li><li>van Ham, T. J., Kokel, D., Peterson, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Apoptotic+cells+are+cleared+by+directional+migration+and+elmo1-+dependent+macrophage+engulfment.">Apoptotic cells are cleared by directional migration and elmo1- dependent macrophage engulfment.</a> Curr Biol. 22, 830-836 (2012).</li><li>Davison, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transactivation+from+Gal4-VP16+transgenic+insertions+for+tissue-specific+cell+labeling+and+ablation+in+zebrafish.">Transactivation from Gal4-VP16 transgenic insertions for tissue-specific cell labeling and ablation in zebrafish.</a> Dev Biol. 304, 811-824 (2007).</li><li>Distel, M., Wullimann, M. F., Koster, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+Gal4+genetics+for+permanent+gene+expression+mapping+in+zebrafish.">Optimized Gal4 genetics for permanent gene expression mapping in zebrafish.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 106, 13365-13370 (2009).</li><li>van Ham, T. J., Mapes, J., Kokel, D., Peterson, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+apoptotic+cells+in+zebrafish.">Live imaging of apoptotic cells in zebrafish.</a> FASEB J. 24, 4336-4342 (2010).</li><li>Reynolds, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+lead+citrate+at+high+pH+as+an+electron-opaque+stain+in+electron+microscopy.">The use of lead citrate at high pH as an electron-opaque stain in electron microscopy.</a> J Cell Biol. 17, 208-212 (1963).</li><li>Kuwajima, M., Mendenhall, J. M., Harris, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-volume+reconstruction+of+brain+tissue+from+high-resolution+serial+section+images+acquired+by+SEM-based+scanning+transmission+electron+microscopy.">Large-volume reconstruction of brain tissue from high-resolution serial section images acquired by SEM-based scanning transmission electron microscopy.</a> Methods Mol Biol. 950, 253-273 (2013).</li><li>Stensaas, L. J., Reichert, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Round+and+amoeboid+microglial+cells+in+the+neonatal+rabbit+brain.">Round and amoeboid microglial cells in the neonatal rabbit brain.</a> Z Zellforsch Mikrosk Anat. 119, 147-163 (1971).</li><li>Mori, S., Leblond, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+microglia+in+light+and+electron+microscopy.">Identification of microglia in light and electron microscopy.</a> J Comp Neurol. 135, 57-80 (1969).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

EM biyolojik bağlamda makromoleküllerin yüksek çözünürlüklü görüntüleme ile hücresel bağlam analizi sağlar. Bununla birlikte, bu tipik olarak görüş alanını sınırlar. Büyük ölçekli 3D EM karmaşık veri işleme 10 gerektiren, nano ölçekli çözünürlüğü 3 boyutlu rekonstrüksiyon oluşturarak haritalama nöronal bağlantısı için uygundur. Buna karşılık, 2D büyük ölçekli EM görüntüleme verileri tek bir bölümü ve dikiş gerektirir ve verilerin değerlendirilmesi, bir internet tarayıcısına erişimi olan herkes tarafından mümkündür. Biz ve diğerleri, daha önce dokuları ve bütün hayvanların analiz etmek büyük ölçekli EM kullanılır. En yaklaşımlar, TEM ve SEM-tabanlı dikiş gelince kendi avantajları var. Burada, tarama iletim EM (STEM) yüksek çözünürlükte geniş bir görüş alanının oluşturulmasına imkan olduğu kullanılmıştır. Büyük Yıkıldığı görüntüleme, genellikle, tek bir KÖK görüntü yaklaşık olarak 100 TEM görüntüleri, önemli ölçüde dikiş miktarının azaltılması bakış alanları eşdeğerdiryüksek çözünürlükte bakış DS. Daha yüksek çözünürlük gerekli ise, TEM avantajlı olabilir. KÖK olmayan kontrast örnekler iyi bir ince yapı kontrast 6 kullanılabileceğini TEM üzerinde bir avantaja sahiptir. Buna ek olarak, burada açıklanan yöntem basitçe bölümler birden mikroskop sistemleri kullanımının yaygınlaştırılmasının, silis gofret üzerine monte geri saçılan elektron algılama (BSD) ile kullanılmak üzere ayarlanabilir. HTML yakınlaştırılabilen doku EM dosyaları hasta verilerini analiz etmek için, bilimsel araştırma LM ve EM verileri (CLEM) 8, sunum amaçlı birleştirerek, tam içeriği analiz edilmemiş olabilir veri paylaşımı ve eğitim, ölçümü için çok yararlıdır. BSD kullanılabilir, daha genel olarak algılama gövdesinden tarama elektron mikroskobu geçerli olan: Seçenek olarak ise, bir SEM büyük ölçekli EM, ancak bir TEM silis gofret iki ana avantajı olan, kullanılabilir. İkincisi, büyük bölümünün (&gt; 1 mm 2 alanlarda montajıfaiz) basittir. Tek yarıklı ızgaraları montaj emek yoğun ve teknik açıdan zor. TEM, SEM ve KÖK arasında ayrıntılı bir karşılaştırma başka bir yerde 6 ayrıntılı. BSD görüntüleme bir dezavantajı, resim gürültü artmıştır, KÖK göre olmasıdır. Bu, kısmen daha uzun alıcı zamanlarda elde edilen piksel kalma süresini arttırmak sureti ile telafi edilebilir. Numune hazırlama, nispeten standart EM işleme (fiksasyon, gömme ve kesit) için 5-7 ihtiyaç olmasına rağmen, eserleri tamamen yoksun büyük ultra ince bölümleri kesmek için teknik olarak zordur. Bölümler, kolay kırılabilir, çok kırılgan olan kat veya tipik veri kümesi başına birden fazla saat sürer görüntüleme sırasında yok edilir. Ancak, ham tarafsız verilerin çevrimiçi paylaşımı, bu yayınladığı verilere daha kolay karşılaştırmak ve kontrol grubu olarak açık alanda yayınlanan veri kümesi kullanmak mümkün hale gelmelidir. Şu anda, yetenekli la birkaç EM cihazlarırge ölçekli analiz kullanılmakta olan ve çoğu görüntüleme merkezleri işbirlikçi çabaları takdirle karşılıyoruz ama bu nedenle bu tekniği erişilebilirlik, biraz sınırlı. Büyük ölçekli bölümler için doku doğru, numune boyunca sabit olması gerekmektedir. Bu hızlı ama ılımlı fiksatif PFA bir karışımı yavaş ama güçlü fiksatif GA ile birlikte kullanılır nedeni budur. Kesme ve eserler olmadan büyük bölümleri toplayıp zordur. BSD ile birlikte gofret ile çalışma tek delikli ızgaralar ilgili bölümler toplama kıyasla daha kolaydır. Ağır metal sonrası boyama klasik EM göre daha önemlidir. Bütün bölüm görüntülü beri her obje görünür olacaktır. TEM kullanıcılar genellikle zor, çünkü mikroskop operasyonda farkı, bir SEM geçmek için bulabilirsiniz. Sayısallaştırılması ve veri paylaşımı - hücre içi özellikleri miktarının tek EM görüntüler zordur. olasılık ve büyük ölçekli uzaklaştırmak içinÇıkan kolaylıkla hücreler içinde nano ölçümü ile takip edilebilir ilgi hücreleri, belirlenmesini sağlar. Bu veri kümeleri belirli hücre tipleri hızla farklı ölçeklerde saptanabilir özelliklere dayalı tespit ve bu büyük doku kesitlerinde tarafsız bir şekilde ölçülebilir olduğunu göstermektedir. Örneğin mikroglia kendi morfolojisi ve yoğun sitoplazmaya dayalı tespit edilebilir. Daha önce büyük ölçekli EM doku kültürü veri kümesi 2 içinde ER genişliği gösterdi Daha sonra, tek tek hücrelerin üzerinde yakınlaştırma üzerine, bu hücrelerin nano ölçekli hücre içi ve moleküler özellikleri, aynı veri kümesi içinde ölçülebilir. nanotomy bir başka avantajı çevrimiçi büyük ölçekli veri setleri barındırma diğerleri belki diğer özellikler için veri incelemek için izin ve yeni hipotez kendi sonuçlara ulaşmak olacaktır. CLEM - kantitatif EM kolaylaştırılması yanı sıra, büyük ölçekli EM kolay ışık mikroskobik ilişkilendirmek için yaparEM seviyeye 8 pic etiketleme. Bu örnekte, bir zebrabalıkları ablasyon modelinde fagositik mikroglia varlığı gösterilmiştir. nörobilim önemli bir soru, bireysel fonksiyonları ve katkıları mikroglia ve fagositik ve bağışıklık hücrelerinin potansiyel diğer kaynaklardan budur. Erken EM çalışmalar hastalığın 18 mikroglia ayırt edici hücre içi özelliklerini göstermiştir. bu gen ifadesi, morfoloji ve işlev olarak, diğer bağışıklık hücreleri büyük örtüşmeyi sergileyen Ne yazık ki, seçici bir şekilde patolojik bir ortamda, özellikle mikroglia etiket zordur. Bu nedenle, belli olup olmadığı ve ultrastrüktürel düzeyde mikroglia makrofajlar infiltre türetilmiş monosit dahil olmak üzere diğer kaynaklardan bağışıklık hücrelerinin farklı zaman. İşlevsel farklar analizi için bir başlangıç ​​noktası sağlayacaktır bu hücreler arasındaki ultrastrüktürel farklılıklar anlama olup olmadığını. seçici transgenik ya da ifade işaretlerini birleştiren ve CLEM det veriyorultrastrüktürel özellikleri ection belirli nüfusa seçici. Tanı ve sunum ve eğitim - tek bir veri kümesi EM verileri içinde microscale için nano ölçekli görselleştirme ile büyük ölçüde geniş bir kitleye kolaylaştırılır. bağıntılı ve büyük ölçekli EM artan imkanları ve araçları ile temel ve tıbbi araştırmalarda EM&#39;nin bir canlanma öngörüyoruz. Burada temsil edilen Yöntem A zebrabalıkları beyin yaralanması modeli 5&#39;e uygulanır, ancak diyabet 4 ve hücre kültüründe 2 bir fare modelinde, insan dokusu 7, fare beyni 3 kullanılmaktadır ve aynı zamanda, bir TEM ile kombinasyon halinde de kullanılabilir Bu yöntemin çok yönlülük gösteren tabanlı bir yaklaşım 1. mikroskop operatörü artık çok seçilmiş ve dolayısıyla yanlı görüntüler, ancak tüm sayısız ultrastrüktürel özellikleri kaydedildi ve dünya çapında analiz için açık olan kaydediyor.

Son teknik gelişmeler ultrastrüktürel analiz canlanma lider, EM çok yönlülük, uygulanabilirliğini ve nicel doğa düzeldi. Gelişmeler doğrudan EM seviyesine 8-10 mikroskobik analiz diğer modları karşılaştırmak için 3D EM, büyük ölçekli 2D EM ve ilişkili ışık mikroskobu ve elektron mikroskobu (CLEM) için geliştirilmiş yöntemler ve belirteçler bulunmaktadır. Büyük ölçekli 2D EM ölçmek ve insan patoloji (yeni) hastalığı özelliklerini belirlemek, hastalık ve doku kültürü modelleri için hayvan modelleri çalışma özellikle uygundur. Nedeniyle görünüm genellikle küçük alanı ile bir doku, geniş ölçekli yüksek büyütme değişiklikleri ilişkilendirmek için, hem de tarafsız bir ve kantitatif ultrastrüktürel özellikleri analiz etmek zordur. İnsan doku ya da hayvan modellerinde, patoloji değerlendirmesi, hematoksilin ve eozin (H &amp; E) renkli gömülü formaldehid sabit parafin kesitleri (FFPE) tis patolojik analizi içinsue standarttır. Basit yanı sıra H &amp; E boyama immün da patolojik anormallikleri tespit etmek için yapılır. Bu dokular EM DÜZEYİ, özel hücre tipleri de analiz edildi ve edilebilseydi hücre içi değişiklik tespit edilememiştir. Büyük ölçekli EM tarafsız doğa hastalığın beklenmedik ve yeni özellikler bulmak sağlar. Büyük ölçekli tarafından milimetre karelik EM alanlar kadar görülebilir. Biz ve diğerleri, daha önce pankreas adacık 4 sıçan nanotomy, hücre kültürü 2, sıçan beyin 3, deri ve mukoza 7 ve tüm Zebra balığı larvaları 1,5 (www.nanotomy.org) uygulanır. Balığı, beyin bağışıklık hücreleri 11 de dahil olmak üzere, memeli dokularında erişilmesi zor olan hücre tipleri görselleştirmek için, özellikle de, in vivo görüntüleme için son derece uygundur. Burada nanotomy prosedürü nöronal ile metronidazol dönüştürülmesiyle koşullu nöronal ablasyon uygulanan zebra balığı kafaları koronal bölümlerine uygulanan ayrıntılı olarak tarif edilmiştirifade nitroredüktaz (www.nanotomy.org) 5,12-14. Tüm ham veri doku ölçekli değişikliklere moleküler görselleştirme, yakınlaştırılabilen HTML dosyaları olarak sunulmaktadır. Ham verilerin sunumu, dünya çapında uzmanlar tarafından diğer açılardan veri setleri tarafsız analizler sağlar.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Chemicals&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>low melting point agarose</td><td>VWR</td><td>444152G</td><td></td></tr><tr><td>tricaine</td><td>Sigma</td><td>E10521</td><td></td></tr><tr><td>triton-X-100</td><td>Sigma</td><td>X100</td><td></td></tr><tr><td>glutaraldehyde</td><td>Polysciences</td><td>1909</td><td></td></tr><tr><td>sodium cacodylate</td><td>Sigma</td><td>C0250</td><td></td></tr><tr><td>osmium tetroxide</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>19114</td><td></td></tr><tr><td>potassium ferrocyanide (K&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;[Fe(CN)]&lt;sub&gt;6&lt;/sub&gt;)</td><td>Merck</td><td>4984</td><td></td></tr><tr><td>ethanol</td><td>VWR</td><td>20821.365</td><td></td></tr><tr><td>uranyl acetate&amp;nbsp;</td><td>Merck</td><td>8473</td><td></td></tr><tr><td>sodium tetraborate</td><td>Merck</td><td>1063808</td><td></td></tr><tr><td>toluidene blue</td><td>Merck</td><td>1273</td><td></td></tr><tr><td>basic fuchsin</td><td>BDH</td><td>340324</td><td></td></tr><tr><td>lead citrate</td><td>BDH</td><td>discontinued</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;EPON&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2-dodecenylsuccinicacid anhydride&amp;nbsp;</td><td>Serva</td><td>20755</td><td></td></tr><tr><td>methylnadic anhydride</td><td>Serva</td><td>29452</td><td></td></tr><tr><td>glycid ether 100</td><td>Serva</td><td>21045</td><td></td></tr><tr><td>DMP-30&amp;nbsp;</td><td>Polysciences</td><td>553</td><td></td></tr><tr><td>standard flat embedding mold</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>70901</td><td></td></tr><tr><td>diamond knife</td><td>Diatome Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>copper grids&amp;nbsp;</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>double sided carbon tape&amp;nbsp;</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>scanning EM Zeiss Supra55</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ultramicrotome Leica EM UC7</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>atlas external scan generator&amp;nbsp;</td><td>Fibics</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

large-scale scanning transmission electron microscopy (nanotomy) of healthy and injured zebrafish brain

Büyük ölçekli 2D elektron mikroskobu (EM), ya da nanotomy, nano ölçekli çözünürlük elektron mikroskobu doku çapında bir uygulamadır. Diğer ve daha önce insan derisi pankreatik adacıklar, doku kültürü ve bütün zebra balığı larvası 1-7 büyük ölçekli EM uygulanır. Burada alt-hücresel ve moleküler özelliklerinin tarafsız tespiti için doku ölçekli tarama EM için evrensel olarak uygulanabilir bir yöntem açıklanmaktadır. Nanotomy sağlıklı ve nörodejeneratif zebra balığı beyin araştırmak için uygulanmıştır. Bizim yöntemi standart EM numune hazırlama protokolleri dayanmaktadır: Fiksasyon gluteraldehit ve osmiyum ile, epoksi reçine gömme ardından kesit ve uranil ve kurşun post boyanması ve ardından tek delikli ızgaralar üzerinde ultra ince kesitlerin, montaj ultra ince. Büyük ölçekli 2D EM mozaik görüntüleri EM tarama iletim EM (STEM) kullanarak harici bir geniş alan tarama jeneratöre bağlı bir tarama kullanılarak elde edilir. 50 G piksel i - Büyük ölçekli EM görüntülerin genellikle ~ 5 vardırn boyutu ve en iyi online coğrafi HTML haritalarına benzer herhangi bir web tarayıcısında açılabilir yakınlaştırılabilen HTML dosyaları, kullanarak inceledi. Bu yöntem, (insan), doku, çapraz Bütün hayvanlar bölümleri hem de doku kültürü 1-5&#39;e uygulanabilir. Burada, zebrafish beyinler non-invaziv nöronal ablasyon modelinde analiz edildi. Biz nöronlar ve mikroglia, beynin makrofajlar dahil olmak üzere çeşitli hücre tiplerinde ölçülebilir bir hücresel tek veri kümesi doku ve hücre içi değişiklikler içinde görselleştirmek. Büyük yüzey alanı, daha önce görüntülü Buna ek olarak, nanotomy floresan mikroskopi kullanılarak, aynı doku ışık mikroskobu (Clem) EM korelasyonunu 8 kolaylaştıran, daha sonra nano anatomisi (nanotomy) arasında ortaya çıkan, geniş bir alan EM tabi tutulabilir dokular. Toplamda, nanotomy bir doku çapında ölçülebilir bir şekilde EM düzeyinde özelliklerin tarafsız algılanmasını sağlar.

1 haftalık Zebra balığı larvalarının baş koronal kesitlerin Büyük ölçekli EM veri kümesi tek bir büyük ölçekli görüntüde birçok doku ve hücre özelliklerini gösterir (www.nanotomy.org). Kontrol beyin bölümlerinin Nanotomy koku elyaf demetlerinin, nöronal çekirdekleri ve sinaps da dahil olmak üzere nöronal alt bölümlerinde (Şekil 2A, www.nanotomy.org) de dahil olmak üzere, rostral önbeyin nöral dokuya tipik ultrastrüktürel özelliklerini ortaya koymaktadır. ayırt edilebilir kafasına hücre tipleri alt çene büyük vakuoller, koku sinir hücrelerinin osmiophilic miyelin, küçük bir kabın endotel hücreleri, yapılar Meninx (meninkslerin Zebra balığı meslektaşı membranöz tabaka kaplayan dahil olan kondrositler dahil memeli beyin). Hücre alt yapıları farklı cel içinde epidermisin Glikokaliks, farklı nükleer morfolojiye ve odaklar bulunmaktadır<html> Golgi aygıtı, endoplazmik retikulum (ER), mitokondri ve sinaptik veziküllerin ve post-sinaptik yoğunlukları da dahil olmak üzere l türleri ve organeller. Beklenmedik ventrikül döşeyen hücrelerin çekirdekleri beyinde daha yanal dağılmış diğer hücrelere göre çok elektron yoğun. Buna ek olarak, bu ventriküler çekirdekler beyinde diğer hücrelere mevcut değildir ve fagositik mikroglia (Şekil 2) çekirdeklerinde bulunan heterokromatin, boyut ve yapıda farklı görünür koyu odaklar göstermektedir. zebrafish gelişmekte olan ventrikül astar hücreleri daha farklılaşmış hücrelerden daha bir değişmiş kromatin durumunu yansıtıyor olabilir çoğunlukla radyal glial hücreler ve nöronal atalarıdır bulunmaktadır. dokuda kök hücreler genellikle oldukça nadir olduğu için, nanotomy EM nedenle kök hücrelerin mikroskopik özelliklerini belirlemek için kullanılabilir, doku ölçekli kök hücre markörleri için doku etiketleme ilişkilendirmek için. ve_content: nöronal ablasyonu uygulanan bir Zebra balığı larva bir koronal bölümünde &quot;fo tutmak-together.within sayfa =&quot; 1 &quot;&gt; Büyük ölçekli EM (www.nanotomy.org) bulunmayan birçok özel dokular ve hücresel ve moleküler özellikleri ortaya Hücresel özellikleri fagositik mikroglia içerir ve büyük olasılıkla ölmekte olan hücre (Şekil 2B, www.nanotomy.org) temsil eden, hücrelerinin boyutunu vaküol kontrol hayvanlarında.. Önceki EM çalışmaları omurgalılarda 18,19 mikroglia tanımlanmıştır. mikroglia karakteristik özellikleri uzatılmış çekirdek içerir bir sonraki uzun dar sisternala- nispeten karanlık / yoğun sitoplazmalı ve bu fagozomların, lipid damlacıkları ve lizozomlar gibi çok sayıda kapanım, nükleer zarf, belirgin Golgi aygıtı, ücretsiz poliribozomların, granüllü endoplazmik retikulum (ER) yamalı kromatin kümeleri. Tüm bu memeli dokularında mikroglia atfedilen diğerlerinden ayıran, aynı zamanda zebra balığı beyinlerinde bu hücreler (Şekil 2B, www.nanotomy.org) bulundu. &lt;keep-together.within sayfa = &quot;1&quot;&gt;: fo p class = &quot;jove_content&quot; <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/53635/53635fig1.jpg" /> Şekil 1: Zebra balığı Brain üzerine Büyük ölçekli Doku Elektron Mikroskobu iş akışı. (A) 7 günlük bir Zebra balığı larva. (B) epoksi reçine yan yana gömülü Zebra balığı larva kafaları. Yarı kesit ve numune yönlendirilmesi -thin için (C) Cam bıçak. (D) iki gösteren Temsilcisi yarı ince toluidin mavisi lekeli bölüm yan yana (F).. ultra ince (70 nm) bölümleri kesmek için (E) Elmas bıçak Zebra balığı larvaları gömülü konumlandırma belirtmek için tek delikli ızgara üzerinde tüm Zebra balığı larva beyin bölümünün (D) görüntü Düzenlendi. (G) Bu çalışmada büyük ölçekli 2D EM için kullanılan mikroskopi sistemi. görüntü işleme (H) Akış. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53635/53635fig1large.jpg" target="_blank">tıklayınız</a>Bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için. <img alt="şekil 2" src="/files/ftp_upload/53635/53635fig2.jpg" /> . Şekil 2: Nanotomy Sonuçlar:. Makromolekül itibaren Doku tedavi 7 gün sonra döllenme kontrolü ve (B) beyin (A) Nanotomy (nöronal ablasyonu; Şekil 1), nöron spesifik özellikler gösteren dejeneratif beyin ablasyon (B) Bu hücre ölümünü ve nöral doku ((A) ve (B)) süngerimsi görünümünü geçiren fagositik mikroglia koyu hücreleri bulunur. (5 uyarlanmıştır) Üst paneller: Bölgenin 10X büyütülmüş görünümü orta paneller belirtti. Orta paneller: Bölgenin 10X büyütülmüş görünümü alt paneller belirtti. (A, orta panel) (A, alt panel) içinde neuropil gösteren sinaps yüksek büyütme görünümü, sinaptik veziküller (SVS) vepostsinaptik yoğunluğu (PD). (B, Orta panel) belirgin Golgi aygıtı (G) gibi tipik amoeboid mikroglial özelliklerini (alt panel) gösteren muhtemelen amoeboid mikroglia veya makrofaj (orta panel, M) Yüksek büyütme görünümü, lizozomal vakuol (L) dahil kapanımlar. Ölçek çubukları: 50 um (üst), 5 um (orta) ve 0.5 um (alt). Bu rakam 5 ile modifiye edilmiştir. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53635/53635fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için buraya tıklayınız</a> , veya tam veri çevrimiçi ziyaret (nanotomy.org).

Watch this Scientific Journal Video about Large-scale Scanning Transmission Electron Microscopy Nanotomy of Healthy and Injured Zebrafish Brain at JoVE.com

Large-scale Scanning Transmission Electron Microscopy Nanotomy of Healthy and Injured Zebrafish Brain

Large-scale 2D electron microscopy (EM), or nanotomy, is the tissue-wide application of nanoscale resolution EM. Here we describe a universal method for nanotomy applied to investigate the zebrafish larval brain in health and upon non-invasive brain injury.

Sağlıklı ve Yaralı Zebra balığı Beyin büyük ölçekli Tarama Transmisyon Elektron Mikroskobu (Nanotomy)

Large-scale 2D electron microscopy (EM), or nanotomy, is the tissue-wide application of nanoscale resolution electron microscopy. Others and we previously ...

large-scale-scanning-transmission-electron-microscopy-nanotomy

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Large-scale Scanning Transmission Electron Microscopy (Nanotomy) of Healthy and Injured Zebrafish Brain

11.1K Görüntüleme.  UMC Groningen. Large-scale 2D electron microscopy (EM), or nanotomy, is the tissue-wide application of nanoscale resolution EM. Here we describe a universal method for nanotomy applied to investigate the zebrafish larval brain in health and upon non-invasive brain injury. 

Video: Large-scale Scanning Transmission Electron Microscopy Nanotomy of Healthy and Injured Zebrafish Brain

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such imaging experiments in higher vertebrates such as mammals generally requires surgical access to the system under study. The optical accessibility of embryonic and larval zebrafish allows such invasive procedures to be circumvented and permits imaging in the intact organism. Indeed the zebrafish is now a well-established model to visualize dynamic cellular behaviors using in vivo microscopy in a wide range of developmental contexts from proliferation to migration and differentiation. A more recent development is the increasing use of zebrafish to study subcellular events including mitochondrial trafficking and centrosome dynamics. The relative ease with which these subcellular structures can be genetically labeled by fluorescent proteins and the use of light microscopy techniques to image them is transforming the zebrafish into an in vivo model of cell biology. Here we describe methods to generate genetic constructs that fluorescently label organelles, highlighting mitochondria and centrosomes as specific examples. We use the bipartite Gal4-UAS system in multiple configurations to restrict expression to specific cell-types and provide protocols to generate transiently expressing and stable transgenic fish. Finally, we provide guidelines for choosing light microscopy methods that are most suitable for imaging subcellular dynamics.

Imaging the dynamic behavior of organelles and other subcellular structures in vivo can shed light on their function in physiological and disease conditions. Here, we present methods for genetically tagging two organelles, centrosomes and mitochondria, and imaging their dynamics in living zebrafish embryos using wide-field and confocal microscopy.

Yaşayan Zebra balığı Embriyo Hücre alt yapıları görüntüleme

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

Gelişim Biyolojisi

Live Imaging of the Zebrafish Embryonic Brain by Confocal Microscopy

In this video, we demonstrate the method our lab has developed to analyze the cell shape changes and rearrangements required to bend and fold the developing zebrafish brain (Gutzman et al, 2008). Such analysis affords a new understanding of the underlying cell biology required for development of the 3D structure of the vertebrate brain, and significantly increases our ability to study neural tube morphogenesis. The embryonic zebrafish brain is shaped beginning at 18 hours post fertilization (hpf) as the ventricles within the neuroepithelium inflate. By 24 hpf, the initial steps of neural tube morphogenesis are complete. Using the method described here, embryos at the one cell stage are injected with mRNA encoding membrane-targeted green fluorescent protein (memGFP). After injection and incubation, the embryo, now between 18 and 24 hpf, is mounted, inverted, in agarose and imaged by confocal microscopy. Notably, the zebrafish embryo is transparent making it an ideal system for fluorescent imaging. While our analyses have focused on the midbrain-hindbrain boundary and the hindbrain, this method could be extended for analysis of any region in the zebrafish to a depth of 
80-100 &mu;m.

In this video, we demonstrate a method by which to analyze the developing vertebrate brain in live zebrafish embryos at single cell resolution by confocal microscopy. This includes the method by which we inject the single-cell zebrafish embryo and subsequently mount and image the developing brain.

Konfokal Mikroskop Zebra balığı Embriyonik Beyin Görüntüleme Canlı

In this video, we demonstrate the method our lab has developed to analyze the cell shape changes and rearrangements required to bend and fold the ...

Biyoloji

Visualizing the Developing Brain in Living Zebrafish using Brainbow and Time-lapse Confocal Imaging

Development of the vertebrate nervous system requires a precise coordination of complex cellular behaviors and interactions. The use of high resolution in vivo imaging techniques can provide a clear window into these processes in the living organism. For example, dividing cells and their progeny can be followed in real time as the nervous system forms. In recent years, technical advances in multicolor techniques have expanded the types of questions that can be investigated. The multicolor Brainbow approach can be used to not only distinguish among like cells, but also to color-code multiple different clones of related cells that each derive from one progenitor cell. This allows for a multiplex lineage analysis of many different clones and their behaviors simultaneously during development. Here we describe a technique for using time-lapse confocal microscopy to visualize large numbers of multicolor Brainbow-labeled cells over real time within the developing zebrafish nervous system. This is particularly useful for following cellular interactions among like cells, which are difficult to label differentially using traditional promoter-driven colors. Our approach can be used for tracking lineage relationships among multiple different clones simultaneously. The large datasets generated using this technique provide rich information that can be compared quantitatively across genetic or pharmacological manipulations. Ultimately the results generated can help to answer systematic questions about how the nervous system develops.

In vivo imaging is a powerful tool that can be used to investigate the cellular mechanisms underlying nervous system development. Here we describe a technique for using time-lapse confocal microscopy to visualize large numbers of multicolor Brainbow-labeled cells in real time within the developing zebrafish nervous system.

Brainbow ve Time-lapse Konfokal Görüntüleme kullanarak Yaşayan Zebrabalıklarında Gelişen Beyni Görselleştirme

Development of the vertebrate nervous system requires a precise coordination of complex cellular behaviors and interactions. The use of high resolution in ...

Stab Wound Injury of the Zebrafish Adult Telencephalon: A Method to Investigate Vertebrate Brain Neurogenesis and Regeneration

Adult zebrafish have an amazing capacity to regenerate their central nervous system after injury. To investigate the cellular response and the molecular mechanisms involved in zebrafish adult central nervous system (CNS) regeneration and repair, we developed a zebrafish model of adult telencephalic injury.
In this approach, we manually generate an injury by pushing an insulin syringe needle into the zebrafish adult telencephalon. At different post injury days, fish are sacrificed, their brains are dissected out and stained by immunohistochemistry and/or in situ hybridization (ISH) with appropriate markers to observe cell proliferation, gliogenesis, and neurogenesis. The contralateral unlesioned hemisphere serves as an internal control. This method combined for example with RNA deep sequencing can help to screen for new genes with a role in zebrafish adult telencephalon neurogenesis, regeneration, and repair.

To shed light on the cellular and molecular mechanisms of zebrafish adult neurogenesis and regeneration, we developed a protocol for invasive surgery causing mechanical injuries in the zebrafish adult telencephalon and subsequent monitoring of changes in the stabbed hemisphere by immunohistochemistry or in situ hybridization.

Zebra balığı Yetişkin telencephalon stab Yara Yaralanma: Omurgalı Beyin nöron ve Rejenerasyon Soruşturma Bir Yöntem

Adult zebrafish have an amazing capacity to regenerate their central nervous system after injury. To investigate the cellular response and the molecular ...

Nörobilim

Stab Wound Injury Model of the Adult Optic Tectum Using Zebrafish and Medaka for the Comparative Analysis of Regenerative Capacity

While zebrafish have a superior capacity to regenerate their central nervous system (CNS), medaka has a lower CNS regenerative capacity. A brain injury model was developed in the adult optic tectum of zebrafish and medaka and comparative histological and molecular analyses were performed to elucidate the molecular mechanisms regulating the high regenerative capacity of this tissue across these fish species. Here a stab wound injury model is presented for the adult optic tectum using a needle and histological analyses for proliferation and differentiation of the neural stem cells (NSCs). A needle was manually inserted into the central region of the optic tectum, and then the fish were intracardially perfused, and their brains were dissected. These tissues were then cryosectioned and evaluated using immunostaining against the appropriate NSC proliferation and differentiation markers. This tectum injury model provides robust and reproducible results in both zebrafish and medaka, allowing for comparing NSC responses after injury. This method is available for small teleosts, including zebrafish, medaka, and African killifish, and enables us to compare their regenerative capacity and investigate unique molecular mechanisms.

A mechanical brain injury model in the adult zebrafish is described to investigate the molecular mechanisms regulating their high regenerative capacity. The method explains to create a stab wound injury in the optic tectum of multiple species of small fish to evaluate the regenerative responses using fluorescent immunostaining.

Rejeneratif Kapasitenin Karşılaştırmalı Analizi için Zebra Balığı ve Medaka Kullanan Yetişkin Optik Tektumunun Bıçak Yarası Yaralanma Modeli

While zebrafish have a superior capacity to regenerate their central nervous system (CNS), medaka has a lower CNS regenerative capacity. A brain injury ...

Using Zebrafish Larvae to Study the Pathological Consequences of Hemorrhagic Stroke

Despite being the most severe subtype of stroke with high global mortality, there is no specific treatment for patients with intracerebral hemorrhage (ICH). Modelling ICH pre-clinically has proven difficult, and current rodent models poorly recapitulate the spontaneous nature of human ICH. Therefore, there is an urgent requirement for alternative pre-clinical methodologies for study of disease mechanisms in ICH and for potential drug discovery.
The use of zebrafish represents an increasingly popular approach for translational research, primarily due to a number of advantages they possess over mammalian models of disease, including prolific reproduction rates and larval transparency allowing for live imaging. Other groups have established that zebrafish larvae can exhibit spontaneous ICH following genetic or chemical disruption of cerebrovascular development. The aim of this methodology is to utilize such models to study the pathological consequences of brain hemorrhage, in the context of pre-clinical ICH research. By using live imaging and motility assays, brain damage, neuroinflammation and locomotor function following ICH can be assessed and quantified.
This study shows that key pathological consequences of brain hemorrhage in humans are conserved in zebrafish larvae highlighting the model organism as a valuable in vivo&#160;system for pre-clinical investigation of ICH. The aim of this methodology is to enable the pre-clinical stroke community to employ the zebrafish larval model as an alternative complementary model system to rodents.

Here we present a protocol to quantify brain injury, locomotor deficits and neuroinflammation following bleeding in the brain in zebrafish larvae, in the context of human intracerebral hemorrhage (ICH).

Hemorajik Inme patolojik sonuçlarını Incelemek için zebrafish larva kullanma

Despite being the most severe subtype of stroke with high global mortality, there is no specific treatment for patients with intracerebral hemorrhage ...

In vivo Imaging of Fully Active Brain Tissue in Awake Zebrafish Larvae and Juveniles by Skull and Skin Removal

Understanding the ephemeral changes that occur during brain development and maturation requires detailed high-resolution imaging in space and time at cellular and subcellular resolution. Advances in molecular and imaging technologies have allowed us to gain numerous detailed insights into cellular and molecular mechanisms of brain development in the transparent zebrafish embryo. Recently, processes of refinement of neuronal connectivity that occur at later larval stages several weeks after fertilization, which are for example control of social behavior, decision making or motivation-driven behavior, have moved into focus of research. At these stages, pigmentation of the zebrafish skin interferes with light penetration into brain tissue, and solutions for embryonic stages, e.g., pharmacological inhibition of pigmentation, are not feasible anymore.
Therefore, a minimally invasive surgical solution for microscopy access to the brain of awake zebrafish is provided that is derived from electrophysiological&#160;approaches. In teleosts, skin and soft skull cartilage can be carefully removed by micro-peeling these layers, exposing underlying neurons and axonal tracts without damage. This allows for recording neuronal morphology, including synaptic structures and their molecular contents, and the observation of physiological changes such as Ca2+ transients or intracellular transport events. In addition, interrogation of these processes by means of pharmacological inhibition or optogenetic manipulation is feasible. This brain exposure approach provides information about structural and physiological changes in neurons as well as the correlation and interdependence of these events in live brain tissue in the range of minutes or hours. The technique is suitable for in vivo brain imaging of zebrafish larvae up to 30 days post fertilization, the latest developmental stage tested so far. It, thus, provides access to such important questions as synaptic refinement and scaling, axonal and dendritic transport, synaptic targeting of cytoskeletal cargo or local activity-dependent expression. Therefore, a broad use for this mounting and imaging approach can be anticipated.

Here we present a method to image the zebrafish embryonic brain in vivo upto larval and juvenile stages. This microinvasive procedure, adapted from electrophysiological approaches, provides access to cellular and subcellular details of mature neuron and can be combined with optogenetics and neuropharmacological studies for characterizing brain function and drug intervention.

Kafatası ve Deri Temizleme ile Uyanık Zebra Balığı Larvaları ve Yavrularında Tam Aktif Beyin Dokusunun In vivo Görüntülemesi

Understanding the ephemeral changes that occur during brain development and maturation requires detailed high-resolution imaging in space and time at ...

A Scalable Model to Study the Effects of Blunt-Force Injury in Adult Zebrafish

Blunt-force traumatic brain injuries (TBI) are the most common form of head trauma, which spans a range of severities and results in complex and heterogenous secondary effects. While there is no mechanism to replace or regenerate the lost neurons following a TBI in humans, zebrafish possess the ability to regenerate neurons throughout their body, including the brain. To examine the breadth of pathologies exhibited in zebrafish following a blunt-force TBI and to study the mechanisms underlying the subsequent neuronal regenerative response, we modified the commonly used rodent Marmarou weight drop for the use in adult zebrafish. Our simple blunt-force TBI model is scalable, inducing a mild, moderate, or severe TBI, and recapitulates many of the phenotypes observed following human TBI, such as contact- and post-traumatic seizures, edema, subdural and intracerebral hematomas, and cognitive impairments, each displayed in an injury severity-dependent manner. TBI sequelae, which begin to appear within minutes of the injury, subside and return to near undamaged control levels within 7 days post-injury. The regenerative process begins as early as 48 hours post-injury (hpi), with the peak cell proliferation observed by 60 hpi. Thus, our zebrafish blunt-force TBI model produces characteristic primary and secondary injury TBI pathologies similar to human TBI, which allows for investigating disease onset and progression, along with the mechanisms of neuronal regeneration that is unique to zebrafish.

We modified the Marmarou weight drop model for adult zebrafish to examine a breadth of pathologies following blunt-force traumatic brain injury (TBI) and the mechanisms underlying subsequent neuronal regeneration. This blunt-force TBI model is scalable, induces a mild, moderate, or severe TBI, and recapitulates injury heterogeneity observed in human TBI.

Yetişkin Zebra Balıklarında Künt Kuvvet Yaralanmasının Etkilerini Incelemek İçin Ölçeklenebilir Bir Model

Blunt-force traumatic brain injuries (TBI) are the most common form of head trauma, which spans a range of severities and results in complex and ...

In vivo (İn canlı) Zebra Balığı Larvalarının Tüm Beyin Görüntülemesi

In Vivo Whole-Brain Imaging of Zebrafish Larvae Using Three-Dimensional Fluorescence Microscopy

As a vertebrate model animal, larval zebrafish are widely used in neuroscience and provide a unique opportunity to monitor whole-brain activity at the cellular resolution. Here, we provide an optimized protocol for performing whole-brain imaging of larval zebrafish using three-dimensional fluorescence microscopy, including sample preparation and immobilization, sample embedding, image acquisition, and visualization after imaging. The current protocol enables in vivo imaging of the structure and neuronal activity of a larval zebrafish brain at a cellular resolution for over 1 h using confocal microscopy and custom-designed fluorescence microscopy. The critical steps in the protocol are also discussed, including sample mounting and positioning, preventing bubble formation and dust in the agarose gel, and avoiding motion in images caused by incomplete solidification of the agarose gel and paralyzation of the fish. The protocol has been validated and confirmed in multiple settings. This protocol can be easily adapted for imaging other organs of a larval zebrafish.

Yazar Spotlight: Üç Boyutlu Floresan Mikroskobu Kullanılarak Zebra Balığı Larvalarının İn Vivo Tüm Beyin Görüntülemesi  

Presented here is a protocol for in vivo whole-brain imaging of larval zebrafish using three-dimensional fluorescence microscopy. The experimental procedure includes sample preparation, image acquisition, and visualization.

İn Vivo Üç Boyutlu Floresan Mikroskobu Kullanılarak Zebra Balığı Larvalarının Tüm Beyin Görüntülemesi

As a vertebrate model animal, larval zebrafish are widely used in neuroscience and provide a unique opportunity to monitor whole-brain activity at the ...

Sağlıklı ve Yaralı Zebra balığı Beyin büyük ölçekli Tarama Transmisyon Elektron Mikroskobu (Nanotomy)

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Yaşayan Zebra balığı Embriyo Hücre alt yapıları görüntüleme

Konfokal Mikroskop Zebra balığı Embriyonik Beyin Görüntüleme Canlı

Brainbow ve Time-lapse Konfokal Görüntüleme kullanarak Yaşayan Zebrabalıklarında Gelişen Beyni Görselleştirme

Zebra balığı Yetişkin telencephalon stab Yara Yaralanma: Omurgalı Beyin nöron ve Rejenerasyon Soruşturma Bir Yöntem

Rejeneratif Kapasitenin Karşılaştırmalı Analizi için Zebra Balığı ve Medaka Kullanan Yetişkin Optik Tektumunun Bıçak Yarası Yaralanma Modeli

Hemorajik Inme patolojik sonuçlarını Incelemek için zebrafish larva kullanma

Kafatası ve Deri Temizleme ile Uyanık Zebra Balığı Larvaları ve Yavrularında Tam Aktif Beyin Dokusunun In vivo Görüntülemesi

Yetişkin Zebra Balıklarında Künt Kuvvet Yaralanmasının Etkilerini Incelemek İçin Ölçeklenebilir Bir Model

İn Vivo Üç Boyutlu Floresan Mikroskobu Kullanılarak Zebra Balığı Larvalarının Tüm Beyin Görüntülemesi

İn Vivo Üç Boyutlu Floresan Mikroskobu Kullanılarak Zebra Balığı Larvalarının Tüm Beyin Görüntülemesi