Bakım ve bu protokolü açıklanan temsilcisi sonuçları için oluşturulan balık kullanım Boston Çocuk Hastanesi&#39;nde, protokol # 14-05-2673R Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından belirlenen kurallara tam uygun olarak gerçekleştirilmiştir.

1. Rotifer Kültürü <ol><li> 100 L Kültür Gemi kullanarak Kültür Sisteminin Temel Bileşenleri <ol><li> Rotifer kültür kurulumu için tüm bileşenleri toplayın. Rotifer kültür kurulum rotifer büyümek için bir kültür kabına (CV) oluşur; Benzer bir kap çıktıya da rotatorların (çıktıya da kültür kabı, FCV) korumak; yuvarlak dipli bir kuluçka kavanoz yosun yem karışımı (AFM) depolanması için (Reservoir, FR Yem); bir hava beslemesi (AS) CV, FCV&#39;nin ve FR havalandırmak için; CV ve FCV içine yosun yem verilmesini kontrol etmek için bir ölçüm zamanlayıcısı (PMT) ile bir peristaltik pompa; ve CV içinde oturur bir ipi partikül filtresi (FPF). NOT: malzeme ve bileşenlerinin tam listesi Malzeme Listesi&#39;nde sağlanmaktadır. </li></ol></li><li> Yapılandırma <ol><li> Kültürler kolayca toplama cont içine uydurma bir drenaj yoluyla hasat edilebilir ve böylece bir stand veya masa üzerinde CV ve FCV ElevateAiner (Şekil 1). Her bir kültür kabı içinde sert bir boru uzunluğu konusundaki bağlamak için esnek bir hava besleme hortumu kullanın. Boru CV veya FCV altına hava sağlamak için yeterince uzun olduğundan emin olun. </li><li> AFM içeren FR altına uzanan sert bir boru uzunluğu AS bağlanmak için bir küçük kapasiteli hava hattı kullanın. Hava akışını düzenleyen, her hava hattına bir valf takın. Besleme boru ile PMT ile FR bağlayın ve üstüne yakın, CV / FCV&#39;nin tarafına açılan bir deliğe PMT hortumunu çalıştırın. Şekil 1. </li></ol></li><li> Başlamak <ol><li> Ters osmoz, su (RO) ile birlikte kullanılabilir hacmi% 90 kültür kabı doldurun. RO mevcut değilse, temiz, dechlorinated belediye su kullanın; Bununla birlikte, bir biyo-güvenlik risk değerlendirmesi herhangi bir potansiyel olarak patojenik organizmalar kaynağı, su içinde mevcut olmasını sağlamak için gerçekleştirilmelidir. NOT: Bu tür bir analiz gerçekleştirilebilirHerhangi bir yetkili su test laboratuarı tarafından. </li><li> 15 g / L tuzluluk ulaşmak için akvaryum tuz ile kültür gemi su Doz. Bir &quot;yuvarlanan kaynama&quot; korur, böylece teknenin içine hava akışını alan ve tamamen havalandırma ile eriyene kadar yavaşça kültür teknesine tuz ölçülen miktarını ekleyin. Tam oksijen sağlamak için&gt; 1 saat boyunca su havalandırma devam edin. </li><li> Yosun yem karışımı olun. Temiz 3 L için taze (0 ppm) suda NaHCO 3 100 g ve amonyak nötrleştirici (sodyum hydroxymethylsulfonate) 100 g ilave kloru giderilmiş. Bu son reajanı kültürü ekipman sterilize musluk suyu ya da ağartma kalıntılarından herhangi bir kalıntı klor nötrleştirme edilmesi ilave yararını sağlarlar. Bu bileşiklerin tamamen eriyene olduğundan emin olmak için önemlidir. Daha sonra yosun konsantresi (biyokütle kuru ağırlık ~% 15) 1 L ilave edin. 4 ° C &#39;de FR ve saklamak için besleme karışımı ekleyin. </li><li> 10 milyon - 5 marş kültürü ekle <em&gt; havalandırılmış 15 g / L tuzluluk su içeren CV Brachionus plicatilis rotifer. Rotiferler nakliye ya da depolama sırasında soğutulmuş, bunlar olmalıdır yavaş yavaş kültür kabı içinde suyun sıcaklığına alıştırıldı (30 dakika ya da daha uzun sırasında) (25-27 ° C). </li><li> PMT açın ve rotifer kültürü kabına yosun besleme pompalamaya başlar. PMT zamanlayıcı özelliğini kullanarak, o ~ yosun yem karışımı 1.6 ml günde, kültürde milyon rotifer başına teslim edilir, böylece yosun besleme karışımının doğum hızını ayarlamak. 24 saatlik bir süre boyunca düzenli aralıklarla küçük porsiyonlar halinde beslenmeye dağıtın; besleme daha sık, daha iyi. </li><li> El belirli bir süre (örneğin, 1 dakika) için PMT açarak pompanın teslim oranını kalibre ve bir silindire veya behere bu aralık sırasında pompalar yosun toplamak. Örneğin, PMT dozlarının alg 5 ml 1 dakika içinde, o doz hızı olurdu5 ml yosun / dakika. </li><li> 1.6 ml, milyonlarca, mevcut rotifer sayısı çarpılarak gerekli günlük beslenme oranını hesaplayın. Örneğin, 100,000,000 rotifer bir popülasyon ile Rotifer kültürü ~ gün (100 x 1.6 mi) başına besleme 160 ml gerektirecektir. </li><li> 24 saatlik bir süre boyunca düzenli aralıklarla günlük toplam yem ihtiyacını doz PMT ayarlayın. Örneğin, 160 ml&#39;lik bir toplam günlük besleme miktarı teslim kısımlar halinde teslim edilebilmektedir kez 8 kez günlük 4 dakika boyunca 5 ml / dk&#39;lık bir dozlama pompası oranı ile bir PMT seti kullanılarak bir 24 saatlik bir süre boyunca her 3 st (5 ml / dakika x 4 dak = 20 ml x 8 besleme = 160 ml) eklenmiştir. </li><li> Hasat öncesi, 72 saat - bu gerekli nüfus üretir kadar kültür 48, tipik, büyümeye izin verin. 24 saatte, yukarı post-başlatmak kültür kabına ipi parçacık filtreleri eklemek ve normal bakım başlar. </li></ol></li><li> Bakım NOT: Kültür sürekli olarak çalışır ve rutin gerektirirİdeal aşağıdaki sırayla, her gün aynı saatte yapılmalıdır e bakım. <ol><li> Temiz mevcut hacmin% 90 FCV&#39;nin doldurun, 10 g / L akvaryum tuzları ile dozda tatlı su, kloru giderilmiş. Su kuyusu karışık olduğunu ve tuz hepsi tamamen çözülür emin olun. Bir &quot;yuvarlanan kaynatın&quot; korur, böylece damar içine hava akışını ayarlayın. Bir refraktometre ile tuzluluk ölçün ve tuzluluk 10 g / L olduğundan emin olun. Bunu aşmak için bu hedefe ulaşmak değil, kritik öneme sahiptir. </li><li> Kültür farklı bölgelerinden gelen, 3 ml bir transfer pipet veya autopipettor kullanarak her - daha sonra 2 3 örnekleri toplamak, kültür, iyi karışmış olduğundan emin olun: CV rotifer tadına bakın. Bir tüp içinde, bu örnekleri birleştirin ve uygun boyutu (örneğin, 10 mi) şişesine yerleştirilir. </li><li> Aktarım 1 - bir petri kabı üzerine birleştirilen numunenin 2 ml bir tahlil mikroskobu altında görüntülendi böylece. Kültür kalitesini kontrol edin (davranışını yüzmerotiferler, müstakil yumurta varlığı, kirletici protozoa). </li><li> Örnek 50% Lugols iyot solüsyonu 100 ul ekleyerek kalan Birleştirilen numunede rotatorların hareketsiz. Saniyeler içinde Lugols eklenmesinden sonra, yüzme durdurmak için rotifer gözlemlemek. Şimdi, kolayca rotifer saymak. Not: Etanol, seyreltik ağartma ya da sirke Lugols yerine kullanılabilir. Sirke (2 damla / 10 ml) olmanın avantajları vardır tehlikesiz, ve rotifer sözleşme yapma olamaz ağartıcı ve iyot çözümleri gibi depolama gücünü kaybetme, böylece kirpikler corona ve &quot;ayak&quot; genişletilmiş kalır ve hayvanlar daha doğal görünüyor. </li><li> Daha sonra hızlı bir plastik pipet bir ~ 2 ml&#39;lik alt örnek almak, (hareketsiz rotiferler hızla yerleşmek) numune iyice karıştırılır olduğundan emin olun ve bir Sedgewick-Mertek sayma slayt içine 1 ml dağıtmak (20 x 50 1 mm kareler) (Şekil 2 ). Diseksiyon veya bileşik mikroskop kullanarak, bozulmamış rotifer ve t saymakBu rotifer bağlı yumurta otal numarası (Şekil 2). ~ 100 rotifer saymak için gerekli olarak slayt alanının kadar sayın. Ml başına rotifer sayısını hesaplayın ve bir elektronik tablo veya defterine bu kaydedin. </li><li> Hasat ~ CV rotifer hacminin% 30: yavaşça CV altındaki vanayı açın, hava temini ve diş ipi filtresini çıkarın ve su 53 mikron elek ile birlikte bir plankton toplayıcıya akmasını sağlayın. Bir kova ya da drenaja filtreleme sonra kolektör altından dışarı akan suyu toplamak. Rotifer zarar görmesini önlemek için orta akışına nazik kullanın. Rotifer ekranda kurumasına izin vermeyin. </li><li> Tutarlılık nedenlerden dolayı, rotiferler standart bir sayıda, her gün FCV oluşturulması tavsiye edilir. Bu nedenle, bilinen CV rotifer yoğunluğu ve hasat hacmine göre, tutarlı bir nihai yoğunluk elde etmek FCV toplam hacmini ayarlamak (örn., 1500 rotiferler / ml). Hasat roti ekleFCV için fers: (- 15 g / L 10) yavaşça temiz tuzlu su dolu bir yıkama şişesi kullanılarak tahsilat ekranından rotifer aktarın. FCV üzerinde ekranı ters çevirin ve tuzlu su hafif bir akım ile FCV&#39;nin içine rotifer yıkayın. FCV için (~ günde milyon rotifer başına 1.57 ml) beslemeyi sağlamak için PMT başlatın. </li><li> Temiz, yumuşak bir naylon fırça veya ovma pad ile CV tüm içini fırçalayın. </li><li> Suyun hacmi, hasat kaybı karşılamak üzere, bir 5 galonluk bir kova temiz RO su ölçülü bir miktarda tuz, uygun miktarının ilave edilmesi ile 15 g / L su için yeni bir karışımını yapın. Kova su tuz ekleyin ve tamamen eriyene kadar kuvvetlice karıştırın ve sonra CV ekleyin. </li><li> Bir lavaboda bir yüksek basınçlı püskürtme kullanarak, enkaz serbest kalıncaya kadar ipi filtreyi durulayın ve ardından CV iade. </li><li> Rotifer / ml günlük sayımına göre, her dozlama olayın süresini değiştirerek CV teslim alglerin yem oranlarını ayarlayın.Teslim edilecek besleme uygun miktarını belirlemek için, yukarıdaki aşama 1.3.8 verilen hesaplamalar kullanın. </li><li> Yaklaşık 24 saat sonra, işlemi tekrarlayın. Yukarıda tarif edilen (- 1.4.10 1.4.2 adımları) ile aynı şekilde (bir önceki gün için gerekli değil) FCV kalan rotatorların hasat başlayın. Taze ve temiz kloru giderilmiş su (5 g / L tuz) 2 L bunları konsantre edin. Bu yedek kaynağı olarak 4 ° C&#39;de saklandı veya bu protokolde tarif edilenin ötesinde, balık sonraki aşamalarını beslemek için de kullanılabilir. NOT: Bu protokol 2 kadar izin - CV rotifer ciddi sonuçları olmadan hasat atlandığını tahammül çünkü, (normal otomatik besleme) ile azaltılmış kültür bakımı 3 gün. </li></ol></li></ol> 2. Polikültür <ol><li> Kurmak <ol><li> Nazikçe steril fis ile durulama ardından çay-süzgecinden kökenli embriyolar dökülmesi ve bir yumurtlama olayı Zebra balığı embriyolar toplayınh su (veya uygun koşullu çözümün herhangi diğer non-kontamine kaynak; örneğin, embriyo orta, E3, vb) petri kutularının içine bir yıkama şişesinden. </li><li> 5 gün süre ile çanak başına 50 embriyo - 40 arasında bir yoğunlukta petri kaplarına 28 ° C - 25 ° embriyolar inkübe edin. </li><li> 5 gün sonrası fertilizasyon veya yumurtadan larva% 90 daha aktif su kolonunda kadar yüzme üzerindeki polikültür fazı başlayın. </li></ol></li><li> Aşılama <ol><li> Doğrudan 3.5 L kreş tankına FCV&#39;nin gelen rotifer kültürü 500 ml ekleyin; Rotifer kültür suyun dahil polyculture sırasında rotifer besin içeriği tutar alg besleme sağlar. </li><li> Yavaşça kreş tankına tek petri larvaları dökün. Hiçbir larvalar çanak kalmadığından emin olun. </li><li> 1 L&#39;lik bir son hacim ve son bir s ulaşmak için tanka bir sirkülasyon sisteminde veya özel su kaynağından, temiz durumunu balık suyu 500 ml ilave edilir5 g / L alinity. NOT: Bu tuzluluk Zebra balığı larvaları hayatta olumsuz tuzluluk olumsuz etkiledi olacak&gt; 7 g / L ve rotifer hayatta ise etkilenecek çünkü kritik tuzluluk &lt;2 g / L ise. </li></ol></li><li> Polikültür aşaması NOT: polikültür fazı (gün 5-9 sonrası fertilizasyon karşılık, 5 gün toplam) en fazla 4 gün sonrası aşılama için sürmelidir. <ol><li> Rotifer ve balık mevcut ve büyüyen olduğundan emin olmak için, bu dönemde en az bir kez günde polikültür tankı gözlemleyin. Rotifer su kolonu boyunca görünür olduğundan emin olun. Fishs rotifer arasında yüzme, su sütunu içinde de görünür olduğundan emin olun. </li><li> Tanktan normal su akışını başlatın. Bir ekran yerleştirin veya tankın dışarı atılır olmadığını larvaların sağlamak için drenaj portu üzerinden bölme. NOT: Bu fazın sonunda, balık, Artemia gibi daha büyük avlarını tüketmek için yeterince büyük olacak125 mikron - 75 boyut aralığında nauplii veya işlenmiş yem öğeler. Not: Örnek polyculture tankı içindeki rotiferin popülasyon dinamikleri adımları 1.4.2 tarif edildiği gibi aynı şekilde tanktan rotatorların / sayma örnekleme ile ölçüldü - 1.4.5. Tamamlanana kadar bu polyculture aşamasının başından itibaren günde bir kez yapılmıştır. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Ribas, L., Piferrer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+(Danio+rerio)+as+a+model+organism,+with+emphasis+on+applications+for+finfish+aquaculture+research.">The zebrafish (Danio rerio) as a model organism, with emphasis on applications for finfish aquaculture research.</a> Reviews in Aquaculture. 6, 209-240 (2014).</li><li>Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+understanding+tissue+regenerative+capacity+and+mechanisms+in+animals.">Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals.</a> Nature reviews. Genetics. 11, 710-722 (2010).</li><li>Gemberling, M., Bailey, T. J., Hyde, D. R., Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+as+a+model+for+complex+tissue+regeneration.">The zebrafish as a model for complex tissue regeneration.</a> Trends in genetics TIG. 29, 611-620 (2013).</li><li>Santoriello, C., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hooked!+modeling+human+disease+in+zebrafish.">Hooked! modeling human disease in zebrafish.</a> Journal of Clinical Investigation. 122, 2337-2343 (2012).</li><li>Selderslaghs, I. W. T., Blust, R., Witters, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feasibility+study+of+the+zebrafish+assay+as+an+alternative+method+to+screen+for+developmental+toxicity+and+embryotoxicity+using+a+training+set+of+27+compounds.">Feasibility study of the zebrafish assay as an alternative method to screen for developmental toxicity and embryotoxicity using a training set of 27 compounds.</a> Reproductive Toxicology. 33 (2), 142-154 (2012).</li><li>Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+husbandry+of+zebrafish+(Danio+rerio):+A+review.">The husbandry of zebrafish (Danio rerio): A review.</a> Aquaculture. 269, 1-20 (2007).</li><li>Harper, C., Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Laboratory Zebrafish (Laboratory Animal Pocket Reference). , (2010).</li><li>Nusslein-Volhard, C., Dahm, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Zebrafish, A Practical Approach. , (2002).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish. , (2007).</li><li>Carvalho, P., Arau, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+zebrafish+(Danio+rerio)+larvae+without+live+food:+evaluation+of+a+commercial,+a+practical+and+a+purified+starter+diet+on+larval+performance.">Rearing zebrafish (Danio rerio) larvae without live food: evaluation of a commercial, a practical and a purified starter diet on larval performance.</a> Aquaculture Research. 37, 1107-1111 (2006).</li><li>Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+behaviour+and+ecology+of+the+zebrafish,+Danio+rerio.">The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio.</a> Biol Rev Camb Philos Soc. 83 (1), 13-34 (2008).</li><li>Best, J., Adatto, I., Cockington, J., James, A., Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+rearing+first-feeding+larval+zebrafish:+polyculture+with+Type+L+saltwater+rotifers+(Brachionus+plicatilis).">A novel method for rearing first-feeding larval zebrafish: polyculture with Type L saltwater rotifers (Brachionus plicatilis).</a> Zebrafish. 7 (3), 289-295 (2010).</li><li>Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+zebrafish+husbandry+and+management.">Advances in zebrafish husbandry and management.</a> Methods in Cell Biology. 104, 429-451 (2011).</li><li>Lawrence, C., Sanders, E., Henry, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+culturing+saltwater+rotifers+(Brachionus+plicatilis)+for+rearing+larval+zebrafish.">Methods for culturing saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) for rearing larval zebrafish.</a> Zebrafish. 9, 140-146 (2012).</li><li>Tucker, C. S., Hargreaves, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology and Culture of Channel Catfish. 34, 634-657 (2004).</li></ol>

AK Henry Reed kültür balıkçılığı, Inc., su ürünleri yetiştiriciliği ve balık hobisi pazarlara rotifer, alg konsantreleri ve diğer malzemeleri sağlayan bir şirket tarafından istihdam edilmektedir.

Aynı tankta rotifer birlikte Zebra balığı larvaları ilk besleme balık beslemek için sürekli rotifer kültürü sisteminin kurulması ve bakımı ve kültüre: erken larva zebrafish beslenmesi için rotifer polikültür yönteminin başarılı bir şekilde uygulanması etkili iki görevler için protokoller gerektirir. İlk Lawrence ve yazarları 14 tarafından açıklanan Zebra balığı laboratuvarlar için sürekli bir tuzlu su rotifer üretim sistemi kurulum değiştiri...

Zebra balığı (Danio rerio), bilimsel disiplinlerin giderek artan sayıda kullanılan bir seçkin laboratuvar hayvanları da dahil olmak üzere, ancak gelişim genetiği, toksikoloji, davranış, yetiştiricilik, rejeneratif biyoloji ve birçok insan bozukluklarının 1 modellenmesi ile sınırlı değildir - 5. Türlerin laboratuarda bakımı nispeten kolay olmasına rağmen, kendi kültürlerine 6 ile ilgili yönetim zorlukları bir dizi vardır. Bunların en göze çarpan balık ilk gaz mesane enflasyon 7 sonraki beslemeye başlar, özellikle larva yetiştiriciliği olduğunu. Büyüme 5 gün özellikle kritik 7 olmak - Normal, kontrollü koşullar altında, bu gelişimsel olay aşağıdaki 3 5 ~ at gün sonrası döllenme (dpf) oluşur. Yem öğeleri, Diges uygun büyüklükte olmalıdır - bu aşamada merkezi teknik zorluk yeterince birinci besleme larvaların beslenme ihtiyaçlarını karşılamak içinkültür tankları aşırı atık oluşturmadan neredeyse sürekli olarak cazip ve uygun ludur,. Tarihsel bu rutin su değişimi 8,9 ile birlikte, tanklarda balık yem sayısız küçük miktarlarda sunarak genellikle elde edilmiştir. Bu yöntemler, bir dereceye kadar başarılı olsa da, bunlar, verimsiz yüksek işçilik girdileri gerektirir ve sadece değişken ve büyüme ve hayatta kalma 10 sınırlı fiyat döndürür. Doğada, Zebra balığı larvaları muhtemelen su kolonu 11 bol küçük zooplankton mevcut beslenirler. Bu nedenle, bu tür Paramecium, rotifer ve Artemia olarak canlı yayınları dahil larva protokolleri genellikle 7 en verimli. 2010 yılında, En İyi ve ortak yazarlar bu eksojen beslenme 12 ilk 5 gün tuzlu su rotifer ile birlikte statik, tuzlu suda larva zebrafish büyümek mümkün olduğunu gösterdi. Koşum Bu yaklaşım,es rotifer kültürlerin doğal yüksek verimlilik, düşük emek girdisi 12,13 ile larva büyüme ve hayatta kalma verimleri çok yüksek fiyatlar, su kirletmeden bol, oldukça besleyici av sağlamak. Son yıllarda, tüm dünyada laboratuvarlar giderek artan sayıda, bu protokolün varyasyonlarını benimsemiş ve birçok şimdi yetiştirme sistemlerinin 14 desteklemek için sürekli bir şekilde rotifer kültüre edilir. Geçtiğimiz birkaç yıl içinde, rotifer / Zebra balığı polyculture ve rotifer üretimi hem yöntemleri rafine ve daha standart ve kolayca ölçeklenebilir olma geliştirilmiştir. Bu makalede, 1 için adım adım yönergeler) sürekli ve sağlam rotifer üretimi ve 2) eksojen beslenmenin ilk 5 gün balık sağlam büyümeyi desteklemek için kullanılan rotifer / Zebra balığı polikültür sisteminin kurulmasını sağlar.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Rotifer Culture Infrastructure&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>100 L Culture Vessel</td><td>Aquaneering</td><td>Custom</td><td>Polycarbonate culture vessel, conical bottomed, with drain valve</td></tr><tr><td>5 Gallon Culture Bucket Kit</td><td>Reed Mariculture</td><td>CCS Starter Kit</td><td>Small volume culture vessel for small facilities</td></tr><tr><td>Rigid Clear Tubing 1/2&quot; O.D., 36&amp;rdquo;</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>16025</td><td>Rigid clear tubing for air delivery</td></tr><tr><td>Mesh tube</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>RT444X</td><td>Mesh tube support for floss filter</td></tr><tr><td>Rotifer Floss</td><td>Reed Mariculture</td><td>Rotifer floss 12&amp;rdquo; x 42&amp;rdquo;</td><td>Particulate waste trap</td></tr><tr><td>Peristaltic Metering Timer Pump, 5 GPD</td><td>Grainger</td><td>38M003&amp;nbsp;</td><td>Metering pump with timer for dosing feed to rotifers</td></tr><tr><td>Peristaltic Metering Timer Pump, 1-100 mL/hr (for smaller-scale culture)</td><td>Coral Vue</td><td>SKU: IC-LQD-DSR</td><td>Metering pump with timer for dosing feed to rotifers</td></tr><tr><td>Silicone Tubing&amp;nbsp;</td><td>Cole Parmer</td><td></td><td>Tubing for algae delivery to rotifer vessel</td></tr><tr><td>Rigid Clear Tubing &quot; O.D.,36&amp;rdquo;</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>16025</td><td>Rigid clear tubing for air delivery to algae paste</td></tr><tr><td>Rigid Clear Tubing O.D., 36&amp;rdquo;</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>16025</td><td>Rigid clear tubing for algae delivery</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Rotifers&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Live Rotifers Brachionus plicatilis Type L</td><td>Reed Mariculture</td><td>Type L 5 million</td><td>Rotifer stock culture for system startup</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Rotifer Feed&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydroxymethylsulfonate</td><td>Reed Mariculture</td><td>ClorAm-X&lt;sup&gt;&amp;reg;&lt;/sup&gt; 1lb tub</td><td>Ammonia reducer for algae feed mix</td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25533B</td><td>pH buffer for algae feed mix</td></tr><tr><td>Microalgae concentrate</td><td>Reed Mariculture</td><td>Rotigrow Plus&lt;sup&gt;&amp;reg;&lt;/sup&gt; 1 liter bag</td><td>Nutritionally optimized rotifer feed</td></tr><tr><td>RG Complete</td><td>Reed Mariculture</td><td>RG Complete 6 oz bottle</td><td>All in one microalgae based feed for small scale cultures</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Water Preparation&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;Reef Crystals Reef Salt</td><td>That Fish Place</td><td>198210</td><td>Salt for making culture water (NOTE: this item is an example only; any contaminant free salt formulations may be used).&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Refractometer</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>SR6</td><td>measuring salinity</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Rotifer Culture Equipment&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plankton Collectors 12&quot; Dia, 53 microns</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>BBPC20</td><td>Mesh screen for collecting rotifers</td></tr><tr><td>Scrub Pads</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>SCR-58</td><td>Scrub pad for cleaning inside of culturing vessels</td></tr><tr><td>Scrub Brush</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bucket</td><td>Grainger Supply&amp;nbsp;</td><td>43Y530</td><td>Graduated bucket for mixing culture water</td></tr><tr><td>Hatching Jar</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>J30</td><td>Storage of algae feed mix</td></tr><tr><td>Lugol&amp;rsquo;s Solution, Dilute</td><td>Fisher Scientific</td><td>S99481</td><td>Agent used to immobilize live rotifers for counting</td></tr><tr><td>Sedgewick-Rafter plankton counting slide with grid&amp;nbsp;</td><td>Pentair Aquatic Eco-Systems</td><td>M415</td><td>Counting rotifers</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Miscelleneous&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tea Strainer</td><td>Kitchenworks</td><td>971972</td><td>Used for collecting zebrafish embryos after spawning</td></tr></tbody></table>

the complete and updated "rotifer polyculture method" for rearing first feeding zebrafish

The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science. One of the most demanding technical aspects of culture of this species in the laboratory is rearing first-feeding larvae to the juvenile stage with high rates of growth and survival. The central management challenge of this developmental period revolves around delivering highly nutritious feed items to the fish on a nearly continuous basis without compromising water quality. Because larval zebrafish are well-adapted to feed on small zooplankton in the water column, live prey items such as brachionid rotifers, Artemia, and Paramecium are widely recognized as the feeds of choice, at least until the fish reach the juvenile stage and are able to efficiently feed on processed diets. This protocol describes a method whereby newly hatched zebrafish larvae are cultured together with live saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) in the same system. This polyculture approach provides fish with an "on-demand", nutrient-rich live food source without producing chemical waste at levels that would otherwise limit performance. Importantly, because the system harnesses both the natural high productivity of the rotifers and the behavioral preferences of the fish, the labor involved with maintenance is low. The following protocol details an updated, step-by-step procedure that incorporates rotifer production (scalable to any desired level) for use in a polyculture of zebrafish larvae and rotifers that promotes maximal performance during the first 5 days of exogenous feeding.

Burada açıklanan sürekli rotifer kültürü sistemi dinamik ve günlük beslenme ve hasat oranlarında farklılıklar varsa rotifer numaraları zamanla küçük bir ölçüde dalgalanması için normaldir. Boston Çocuk Hastanesi su tesislerinde aktif kültürlerin bir rotiferler nüfusu, yukarıda tarif edilen şekilde hazırlanmış, 30 gün (Şekil 3) izlendi. Bu süre içinde ortalama kültür yoğunluğu 1.330 rotiferler / ml&#39;lik bir maksimum...

Watch this Scientific Journal Video about The Complete and Updated "Rotifer Polyculture Method" for Rearing First Feeding Zebrafish at JoVE.com

The Complete and Updated "Rotifer Polyculture Method" for Rearing First Feeding Zebrafish

Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This "polyculture" strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.

Yetiştirme İlk Besleme Zebra balığı için komple ve Güncelleme &quot;Rotifer Polikültür Metodu&quot;

The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science.  One of the most demanding technical aspects of ...

the-complete-updated-rotifer-polyculture-method-for-rearing-first

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

15.3K Görüntüleme.  Boston Children's Hospital. Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This "polyculture" strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.

Video: The Complete and Updated "Rotifer Polyculture Method" for Rearing First Feeding Zebrafish

Profiling DNA Replication Timing Using Zebrafish as an In Vivo Model System

DNA replication timing is an important cellular characteristic, exhibiting significant relationships with chromatin structure, transcription, and DNA mutation rates. Changes in replication timing occur during development and in cancer, but the role replication timing plays in development and disease is not known. Zebrafish were recently established as an in vivo model system to study replication timing. Here is detailed the protocols for using the zebrafish to determine DNA replication timing. After sorting cells from embryos and adult zebrafish, high-resolution genome-wide DNA replication timing patterns can be constructed by determining changes in DNA copy number through analysis of next generation sequencing data. The zebrafish model system allows for evaluation of the replication timing changes that occur in vivo throughout development, and can also be used to assess changes in individual cell types, disease models, or mutant lines. These methods will enable studies investigating the mechanisms and determinants of replication timing establishment and maintenance during development, the role replication timing plays in mutations and tumorigenesis, and the effects of perturbing replication timing on development and disease.

Profiling DNA Replication Timing Using Zebrafish as an In Vivo Model System

Zebrafish were recently used as an in vivo model system to study DNA replication timing during development. Here is detailed the protocols for using zebrafish embryos to profile replication timing. This protocol can be easily adapted to study replication timing in mutants, individual cell types, disease models, and other species.

Zebra balığı bir Vivo içinde Model sistemi olarak kullanarak DNA çoğaltma zamanlaması profil oluşturma

DNA replication timing is an important cellular characteristic, exhibiting significant relationships with chromatin structure, transcription, and DNA ...

Genetik

Development of an Ethanol-induced Fibrotic Liver Model in Zebrafish to Study Progenitor Cell-mediated Hepatocyte Regeneration

Sustained liver fibrosis with continuation of extracellular matrix (ECM) protein build-up results in the loss of cellular competency of the liver, leading to cirrhosis with hepatocellular dysfunction. Among multiple hepatic insults, alcohol abuse can lead to significant health problems including liver failure and hepatocellular carcinoma. Nonetheless, the identity of endogenous cellular sources that regenerate hepatocytes in response to alcohol has not been properly investigated. Moreover, few studies have effectively modeled hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury. We recently reported on establishing an ethanol (EtOH)-induced fibrotic liver model in zebrafish in which hepatic progenitor cells (HPCs) gave rise to hepatocytes upon near-complete hepatocyte loss in the presence of fibrogenic stimulus. Furthermore, through chemical screens using this model, we identified multiple small molecules that enhance hepatocyte regeneration. Here we describe in detail the procedures to develop an EtOH-induced fibrotic liver model and to perform chemical screens using this model in zebrafish. This protocol will be a critical tool to delineate the molecular and cellular mechanisms of how hepatocyte regenerates in the fibrotic liver. Furthermore, these methods will facilitate potential discovery of novel therapeutic strategies for chronic liver disease in vivo.

Sustained fibrosis with deposition of excessive extracellular matrix proteins leads to cirrhosis. Alcohol abuse is one of the main causes of severe liver disease. We established an ethanol-induced zebrafish fibrotic liver model to study the mechanisms and strategies of promoting hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury.

Zebra balığı bir Etanol kaynaklı Fibrotik Karaciğer Modelinin Geliştirilmesi progenitör hücre-aracılı Hepatosit Rejenerasyon Eğitim

Sustained liver fibrosis with continuation of extracellular matrix (ECM) protein build-up results in the loss of cellular competency of the liver, leading ...

Gelişim Biyolojisi

Culture and Transfection of Zebrafish Primary Cells

Zebrafish embryos are transparent and develop rapidly outside the mother, thus allowing for excellent in vivo imaging of dynamic biological processes in an intact and developing vertebrate. However, the detailed imaging of the morphologies of distinct cell types and subcellular structures is limited in whole mounts. Therefore, we established an efficient and easy-to-use protocol to culture live primary cells from zebrafish embryos and adult tissue.
In brief, 2 dpf zebrafish embryos are dechorionated, deyolked, sterilized, and dissociated to single cells with collagenase. After a filtration step, primary cells are plated onto glass bottom dishes and cultivated for several days. Fresh cultures, as much as long term differenciated ones, can be used for high resolution confocal imaging studies. The culture contains different cell types, with striated myocytes and neurons being prominent on poly-L-lysine coating. To specifically label subcellular structures by fluorescent marker proteins, we also established an electroporation protocol which allows the transfection of plasmid DNA into different cell types, including neurons. Thus, in the presence of operator defined stimuli, complex cell behavior, and intracellular dynamics of primary zebrafish cells can be assessed with high spatial and temporal resolution. In addition, by using adult zebrafish brain, we demonstrate that the described dissociation technique, as well as the basic culturing conditions, also work for adult zebrafish tissue.

We present an efficient and easy-to-use protocol for preparing primary cell cultures of zebrafish embryos for transfection and live cell imaging as well as a protocol to prepare primary cells from adult zebrafish brain.

Kültür ve zebra balığı primer hücre Transfection

Zebrafish embryos are transparent and develop rapidly outside the mother, thus allowing for excellent in vivo imaging of dynamic biological processes in ...

GF Zebra Balığı Modellerinin Optimize Edilmesi: Üretim, Bakım ve Mikrobiyal Çalışmalar

Generation, Maintenance, and Identification of Germ-Free Zebrafish Models from Larvae to Juvenile Stages

Zebrafish serve as valuable models for research on growth, immunity, and gut microbiota due to their genomic similarities with mammals, transparent embryos developed in a relatively clean chorion environment, and extremely rapid development of larvae compared to rodent models. Germ-free (GF) zebrafish (Danio rerio) are crucial for evaluating pollutant toxicity and establishing human-like disease models related to microbial functions. In comparison to conventionally raised (CR) models (fish in common husbandry), GF zebrafish allow for more accurate manipulation of the host microbiota, aiding in determining the causal relationship between microorganisms and hosts. Consequently, they play a critical role in advancing our understanding of these relationships. However, GF zebrafish models are typically generated and researched during the early life stages (from embryos to larvae) due to limitations in immune function and nutrient absorption. This study optimizes the generation, maintenance, and identification of early GF zebrafish models without feeding and with long-term feeding using GF food (such as Artemia sp., brine shrimp). Throughout the process, daily sampling and culture were performed and identified through multiple detections, including plates and 16S rRNA sequencing. The aseptic rate, survival, and developmental indexes of GF zebrafish were recorded to ensure the quality and quantity of the generated models. Importantly, this study provides details on bacterial isolation and infection techniques for GF fish, enabling the efficient creation of GF fish models from larvae to juvenile stages with GF food support. By applying these procedures in biomedical research, scientists can better understand the relationships between intestinal bacterial functions and host health.

Yazar Spotlight: Mikrobiyota-Konak İlişkisi Çalışmaları için Mikropsuz Zebra Balığı Oluşturma

This protocol outlines the primary steps for obtaining germ-free (GF) fish embryos and maintaining them from larvae until the juvenile stage, including sampling and detecting their sterile status. The use of GF models with infection is important for understanding the role of microbes in host health.

Larvalardan Gençlik Dönemlerine Kadar Mikropsuz Zebra Balığı Modellerinin Üretimi, Bakımı ve Tanımlanması

Zebrafish serve as valuable models for research on growth, immunity, and gut microbiota due to their genomic similarities with mammals, transparent ...

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish (Danio rerio) Laboratory: An Introduction

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and behavioural research. As a vertebrate, zebrafish share considerable genetic sequence similarity with humans and are being used as an animal model for various human disease conditions. The advantages of zebrafish in comparison to other common vertebrate models include high fecundity, low maintenance cost, transparent embryos, and rapid development. Due to the spur of interest in zebrafish research, the need to establish and maintain a productive zebrafish housing facility is also increasing. Although literature is available for the maintenance of a zebrafish laboratory, a concise video protocol is lacking. This video illustrates the protocol for regular housing, feeding, breeding and raising of zebrafish larvae. This process will help researchers to understand the natural behaviour and optimal conditions of zebrafish husbandry and hence troubleshoot experimental issues that originate from the fish husbandry conditions. This protocol will be of immense help to researchers planning to establish a zebrafish laboratory, and also to graduate students who are intending to use zebrafish as an animal model.

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

This protocol outlines regular maintenance and care to maintain optimal conditions for zebrafish husbandry. The video illustrates the protocol for system maintenance, regular housing, feeding, breeding, and raising of zebrafish larvae.

Bir Zebra balığı Düzenli Bakım ve Onarım (<em&gt; Br.rerio</em&gt;) Laboratuvar: An Introduction

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and ...

Biyoloji

Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

The zebrafish embryo is now commonly used for basic and biomedical research to investigate the genetic control of developmental processes and to model congenital abnormalities. During the first day of life, the zebrafish embryo progresses through many developmental stages including fertilization, cleavage, gastrulation, segmentation, and the organogenesis of structures such as the kidney, heart, and central nervous system. The anatomy of a young zebrafish embryo presents several challenges for the visualization and analysis of the tissues involved in many of these events because the embryo develops in association with a round yolk mass. Thus, for accurate analysis and imaging of experimental phenotypes in fixed embryonic specimens between the tailbud and 20 somite stage (10 and 19 hours post fertilization (hpf), respectively), such as those stained using whole mount in situ hybridization (WISH), it is often desirable to remove the embryo from the yolk ball and to position it flat on a glass slide. However, performing a flat mount procedure can be tedious. Therefore, successful and efficient flat mount preparation is greatly facilitated through the visual demonstration of the dissection technique, and also helped by using reagents that assist in optimal tissue handling. Here, we provide our WISH protocol for one or two-color detection of gene expression in the zebrafish embryo, and demonstrate how the flat mounting procedure can be performed on this example of a stained fixed specimen. This flat mounting protocol is broadly applicable to the study of many embryonic structures that emerge during early zebrafish development, and can be implemented in conjunction with other staining methods performed on fixed embryo samples.

Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

The zebrafish embryo is an excellent model for developmental biology research. During embryogenesis, zebrafish develop with a yolk mass, which presents three-dimensional challenges for sample observation and analysis. This protocol describes how to create two-dimensional flat mount preparations of whole mount in situ (WISH) stained zebrafish embryo specimens.

Tüm Dağı ile Zebra balığı Embriyo örnekler Vitray gözlenmesi ve Analiz Daire Dağı Hazırlık<em&gt; In situ</em&gt; Melezleme

The zebrafish embryo is now commonly used for basic and biomedical research to investigate the genetic control of developmental processes and to model ...

Construction of an Affordable and Easy-to-Build Zebrafish Facility

In vivo biomedical research is pivotal to translate in vitro findings into clinical advances. Small academic institutions with limited resources find it virtually impossible to build and maintain typical rodent facilities for research. Zebrafish research has been demonstrated to be a valuable alternative for in vivo research in pharmacology, physiology, development and genetic studies. This article demonstrates that a functional zebrafish facility can be built in an easy and affordable manner. We demonstrate that such a facility could be built in about one working day with minimal tools and expertise. The cost of the 27 1.8 L fish tank zebrafish facility constructed in this study was approximately $1,500. We estimate that the maintenance of an initial working 150 fish colony for 3 months is $1,000. This project involved students, who were introduced to aquaculturing of zebrafish for research proposes.

A Zebrafish facility suitable for breeding and in vivo research is built in an easy and affordable manner. Maintenance is minimal. This facility is ideal for student involvement and independent research.

Bir Ekonomik ve Kolay oluşturun Zebra balığı Tesisi İnşaatı

In vivo biomedical research is pivotal to translate in vitro findings into clinical advances. Small academic institutions with limited resources find it ...

High-throughput Measurement of Gut Transit Time Using Larval Zebrafish

Zebrafish are used as alternative model organisms for drug safety testing. The gastrointestinal (GI) tract of zebrafish has genetic, neuronal, and pharmacological similarities to that of the mammals. GI intolerance during clinical testing of drug candidates is common and may pose a serious threat to human health. Testing for GI toxicity in preclinical mammalian models can be expensive in terms of time, test compound, and labor. The high-throughput method presented here may be used to predict GI safety issues. Compared to mammalian models, this method allows for more expedient assessment of test compound effects on GI transit while using low quantities of compound. In this method, larval zebrafish (7 days post fertilization) are fed food containing a fluorescent label. After feeding, each larval fish is placed into a well of a 96-conical-bottom-well plate and dosed with test compound (dissolved in water) or the vehicle. As gut transit occurs, fecal matter accumulates on the bottom of the wells, and the rate at which this happens is monitored by measuring fluorescence from the bottom of the well repeatedly over time using a plate spectrophotometer. The fluorescence from larvae in a given treatment group are averaged and these values are graphed along with standard error, for each measurement time, yielding a curve representing average transit of food over time. Effects on gut transit time are identified by comparing the area under the curve for each treatment group to that of the vehicle-treated group. This method detected changes in zebrafish GI transit time induced by drugs with known clinical GI effects; it can be employed to interrogate dozens of treatments for GI effects per day. As such, safer compounds can be quickly prioritized for mammalian testing, which expedites discovery and proffers 3Rs advancement.

The goal of this protocol is to measure the transit time of fluorescently labeled food through the gut of larval zebrafish in a high throughput fashion.

Yetiştirme İlk Besleme Zebra balığı için komple ve Güncelleme "Rotifer Polikültür Metodu"

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Zebra balığı bir Vivo içinde Model sistemi olarak kullanarak DNA çoğaltma zamanlaması profil oluşturma

Zebra balığı bir Etanol kaynaklı Fibrotik Karaciğer Modelinin Geliştirilmesi progenitör hücre-aracılı Hepatosit Rejenerasyon Eğitim

Kültür ve zebra balığı primer hücre Transfection

Larvalardan Gençlik Dönemlerine Kadar Mikropsuz Zebra Balığı Modellerinin Üretimi, Bakımı ve Tanımlanması

Larvalardan Gençlik Dönemlerine Kadar Mikropsuz Zebra Balığı Modellerinin Üretimi, Bakımı ve Tanımlanması

Larvalardan Gençlik Dönemlerine Kadar Mikropsuz Zebra Balığı Modellerinin Üretimi, Bakımı ve Tanımlanması

Bir Zebra balığı Düzenli Bakım ve Onarım (

Tüm Dağı ile Zebra balığı Embriyo örnekler Vitray gözlenmesi ve Analiz Daire Dağı Hazırlık

Bir Ekonomik ve Kolay oluşturun Zebra balığı Tesisi İnşaatı

Yüksek işlem hacmi ölçüm larva zebra balığı kullanarak Gut Transit süre