Die Pflege und Nutzung von Fischen in diesem Protokoll beschriebenen repräsentativen Ergebnisse generated in voller Übereinstimmung mit den von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee an der Boston Kinderkrankenhaus, Protokoll # 14-05-2673R festgelegten Leitlinien durchgeführt.

1. Rädertier Kultur <ol><li> Grundkomponenten eines Kultursystem mit einem 100 l Kulturgefäß <ol><li> Sammeln Sie alle Komponenten für die Rädertierchen Kultur Setup. Die Rotatorien Kultur Aufbau besteht aus einem Kulturgefäß (CV), um die Rotatorien wachsen; ein ähnliches Gefäß Zuführkopf Rädertierchen (Zuführkopf Kulturgefäß, FCV) aufrecht zu erhalten; ein Rundbrut jar (Feed-Reservoir, FR) für die Lagerung der Algen Futtermischung (AFM); eine Luftzufuhr (AS), um den Lebenslauf, FCV und der FR belüften; eine peristaltische Pumpe mit einem Messtimer (PMT), die Lieferung von Algen Zufuhr in den Lebenslauf und FCV zu steuern; und eine Zahnseide Partikelfilter (FPF), die innerhalb der CV sitzt. HINWEIS: Eine vollständige Liste mit Verbrauchsmaterialien und Komponenten in der Materialliste zur Verfügung gestellt. </li></ol></li><li> Konfiguration <ol><li> Heben die CV und FCV auf einem Ständer oder Tisch, so dass die Kulturen können bequem über eine Ablaufarmatur in einer Sammlung cont geerntet werdenainer (Abbildung 1). Verwenden flexible Luftzufuhrschlauch an den AS zu einer Länge von starren Rohr in jedem Kulturgefäß zu verbinden. Stellen Sie sicher, dass der Schlauch lang genug ist, um Luft in den Boden des CV oder FCV zu liefern. </li><li> Verwenden Sie einen kleinen Leistungsluftleitung, um die AS auf eine Länge von starren Rohrleitung, die auf dem Boden der FR, die die AFM enthält sich zu verbinden. Installieren Sie ein Ventil in jedem Luftlinie um den Luftstrom zu regulieren. Verbinden Sie den FR in die PMT mit Futterförderrohr, und führen Sie den Schlauch von der PMT in ein Loch in der Seite des CV / FCV gebohrt, in der Nähe der Spitze. Abbildung 1. </li></ol></li><li> Anfang <ol><li> Füllen Sie das Kulturgefäß zu 90% des verfügbaren Volumens mit Umkehrosmose (RO). Wenn RO nicht verfügbar ist, verwenden Sie saubere, dechloriert kommunale Wasser; jedoch sollte ein biosecurity Risikobewertung durchgeführt werden, damit keine potentiell pathogenen Organismen im Quellwasser vorhanden sind. HINWEIS: Eine solche Analyse durchgeführt werden kannvon jedem qualifizierten Wasser Prüflabor. </li><li> Dosieren Sie das Kulturgefäß mit Wasser Aquarium Salz in einem Salzgehalt von 15 g / l zu erreichen. Gesetzt den Luftstrom in das Gefäß, so daß sie eine &quot;roll boil&quot; aufrechterhält und dann langsam die gemessene Menge an Salz zu dem Kulturgefäß, bis sie vollständig durch die Belüftung gelöst. Weiterhin Belüften des Wassers für&gt; 1 h, um sicherzustellen, dass sie vollständig mit Sauerstoff angereichert wird. </li><li> Machen Sie das Algenfuttermischung. Bis 3 l sauberem, frischem dechloriert (0 ppm) Wasser mit 100 g NaHCO 3 und 100 g Ammoniakneutralisationsmittel (Natrium hydroxymethylsulfonat). Diese letzte Reagenz bietet den zusätzlichen Vorteil, jede gegen restlichem Chlor aus dem Leitungswasser oder Bleich Rückstände aus Desinfektionskulturtechnik. Es ist entscheidend, um sicherzustellen, daß diese Verbindungen vollständig gelöst. Dann fügen Sie 1 l Algenkonzentrat (Biomasse Trockengewicht ~ 15%). Fügen Sie die Futtermischung an den FR und bei 4 ° C. </li><li> Fügen Sie eine Starterkultur von 5-10000000 <em&gt; Brachionus plicatilis Rädertierchen mit dem CV mit dem belüfteten 15 g / l Salzgehalt Wasser. Wenn die Rotatorien haben während des Transports oder der Lagerung gekühlt worden ist, sollten sie nur langsam (während 30 min oder länger), um die Temperatur des Wassers in dem Kulturgefäß akklimatisiert (25-27 ° C). </li><li> Schalten Sie das PMT und beginnen Pumpen des Algen-Feed in das Rädertierchen Kulturgefäß. Verwendung des Zeitgebers Merkmal der PMT, setzen die Förderrate der Algen Futtermischung, so daß ~ 1,6 ml Algenbeschickungsmischung pro Million Rotatorien in der Kultur pro Tag geliefert. Verteilen der Fütterungen in kleinen Portionen in regelmäßigen Abständen über den Verlauf eines 24-Stunden-Zeitraum; desto häufiger Fütterungen, desto besser. </li><li> Kalibrieren der Fördermenge der Pumpe durch manuelles Einschalten der PMT für einen bestimmten Zeitraum (beispielsweise 1 min) und sammle die Algen, die es während dieser Zeit in einen Messzylinder oder Becherglas pumpt. Zum Beispiel, wenn die PMT Dosen 5 ml von Algen in 1 min, dann wird die Dosisleistung wäre5 ml Algen / min. </li><li> Berechnen Sie die erforderliche tägliche Förderrate durch Multiplikation der Zahl der anwesenden Rädertierchen, in Mio., um 1,6 ml. Zum Beispiel würde ein rotifer Kultur mit einer Populationsgröße von 100 Millionen Rotatorien ~ erfordern 160 ml Futter pro Tag (100 x 1,6 ml). </li><li> Stellen Sie die PMT, um die gesamte tägliche Futterbedarf in regelmäßigen Abständen während einer 24-Stunden-Zeitraum zu dosieren. Zum Beispiel könnte Lieferung einer gesamten täglichen Futtermenge von 160 ml in Portionen zugeführt werden, wenn alle 3 h über einen Zeitraum von 24 h unter Verwendung einer PMT Set mit einer Dosierpumpe Geschwindigkeit von 5 ml / min für 4 min, 8 Mal täglich (5 ml / min x 4 min = 20 ml x 8 Fütterungen = 160 ml). </li><li> Lassen Sie die Kultur für 48 wachsen, bis es die gewünschte Population erzeugt, in der Regel - 72 h vor der Ernte. Bei 24 Stunden nach der Inbetriebnahme, die Zahnseide Partikelfiltern in den Kulturgefäß und beginnen normale Wartung. </li></ol></li><li> Instandhaltung HINWEIS: Die Kultur arbeitet auf einer kontinuierlichen Basis und erfordert routine Wartung, die im Idealfall zur gleichen Zeit jeden Tag durchgeführt werden, in der folgenden Reihenfolge. <ol><li> Füllen Sie den FCV zu 90% der zur Verfügung stehende Volumen mit sauberen, dechloriert frisches Wasser, mit 10 g / l Aquarien Salze dosiert. Sicherzustellen, daß das Wasser gut vermischt, und das gesamte Salz völlig aufgelöst ist. Stellen Sie den Luftstrom in den Behälter, so dass es eine &quot;rollenden kochen&quot; unterhält. Messen Sie den Salzgehalt mit einem Refraktometer und sicherzustellen, dass der Salzgehalt 10 g / l. Es ist kritisch, um dieses Ziel zu erreichen und es nicht zu überschreiten. </li><li> Probieren Sie die Rädertierchen im Lebenslauf: Stellen Sie sicher, dass die Kultur ist gut gemischt, dann sammeln Sie 3 Proben eines 2 - 3 jeweils mit einer Transferpipette oder autopipettor ml, aus verschiedenen Teilen der Kultur. Kombinieren Sie diese Proben in einem Rohr oder Fläschchen praktische Größe (zB 10 ml). </li><li> Transfer 1-2 ml der kombinierten Probe auf eine Petri-Schale, so dass es unter einem Präpariermikroskop visualisiert werden. Prüfen Sie die Qualität der Kultur (Schwimmverhalten derRädertierchen, Gegenwart abgelöst Eier, verunreinigen Protozoen). </li><li> Immobilisieren Rotiferen in dem verbleibenden kombinierten Probe durch Zugabe von 100 ul 50% Lugols Jodlösung auf die Probe. Innerhalb von Sekunden nach der Zugabe der Lugols, beachten Sie die Rädertierchen zum Schwimmen zu stoppen. Nun, leicht zu zählen die Rädertierchen. HINWEIS: Ethanol, verdünnte Bleichmittel, oder Essig kann anstelle von Lugols verwendet werden. Essig (2 Tropfen / 10 ml) hat den Vorteil, dass nicht gefährliche, Stärke nicht zu verlieren bei der Lagerung als Bleich und Jod-Lösungen, und nicht die Herstellung der Rädertierchen Vertrag, so dass die Korona der Zilien und der &quot;Fuß&quot; bleiben ausgefahren und der Tiere natürlicher aussehen. </li><li> Stellen Sie sicher, dass die Probe gut gemischt (immobilisiert Rotatorien schnell absetzen), dann schnell einen ~ 2 ml Teilprobe in einer Plastikpipette und verzichten 1 ml in ein Sedgewick-Rafter Zählen Schieber (20 x 50 1-mm-Quadrate) (Abbildung 2 ). Mit Hilfe eines Sezieren oder zusammengesetzten Mikroskop, zählen Sie die intakte Rädertierchen und die tesamtanzahl Eier auf diese Rotatorien befestigt (Figur 2). Zählen Sie so viel von der Folienbereich wie nötig, um zu zählen ~ 100 Rädertierchen. Berechnen Sie die Anzahl der Rädertierchen pro ml, und notieren Sie diese in einer Tabellenkalkulation oder Logbuch. </li><li> Ernte ~ 30% des Volumens der Rädertierchen im Lebenslauf: Entfernen Sie die Luftversorgung und Zahnseide-Filter, das Ventil zu öffnen langsam an der Unterseite des CV und lassen Sie das Wasser in eine Planktonkollektor mit einer 53 &amp; mgr; m Sieb fließen. Sammeln das Wasser nach der Filterung in einen Eimer oder Drain aus der Unterseite des Kollektors fließt. Verwenden Sie einen sanften bis mäßige Strömung um eine Beschädigung der Rädertierchen. Erlauben nicht den Rädertierchen, um auf dem Bildschirm zu trocknen. </li><li> Aus Gründen der Einheitlichkeit ist es ratsam, das FCV mit einem Standard-Anzahl von Rädertierchen jeden Tag zu schaffen. Daher basierend auf der bekannten CV rotifer Dichte und Erntevolumen, einstellen FCV Gesamtvolumen auf eine konsistente Enddichte zu erreichen (z. B. 1.500 Rotatorien / ml). Fügen Sie die geerntet rotifers an den FCV: Behutsam die Rädertiere übertragen aus der Sammlung Bildschirm mit Hilfe einer Waschflasche mit sauberem Salzwasser gefüllt (10 bis 15 g / l). Kehren Sie die Bildschirm über den FCV und waschen Sie die Rädertierchen in den FCV mit einem sanften Strom von Salzwasser. Starten Sie das PMT zur Einspeisung in den FCV liefern (~ 1,57 ml pro Million Rädertiere pro Tag). </li><li> Scrub die gesamte Innenseite der CV mit einem sauberen, weichen Nylonbürste oder Scheuerpad. </li><li> Stellen Sie eine neue Mischung aus 15 g / L Wasser durch Zugabe der entsprechenden Menge des Salzes zu einer gemessenen Menge an sauberem RO-Wasser in einem 5-Gallonen-Eimer zu ersetzen, das Volumen des Wassers verloren bis zur Ernte. Fügen Sie das Salz in das Wasser in den Eimer und rühren Sie kräftig, bis es vollständig gelöst ist, und dann an den CV hinzuzufügen. </li><li> Mit Hilfe eines Hochdruck-Spray in einer Spüle, spülen Sie die Filterwatte, bis es frei von Abfall, und dann schicken Sie es an die CV. </li><li> Passen Vorschubgeschwindigkeiten von Algen an den CV durch Änderung der Dauer der einzelnen Dosierereignis geliefert, nach dem Tageszahl von Rädertierchen / ml.Verwenden der Berechnungen in Schritt 1.3.8 vorgesehen ist, über die entsprechende Futtermenge zugeführt werden zu bestimmen. </li><li> Etwa 24 Stunden später, wiederholen Sie den Vorgang. Starten durch Ernten der in der FCV (die nicht für den vorherigen Tag wurden benötigt) verbleibenden Rotatorien in der gleichen Weise wie oben beschrieben (Schritte 1.4.2 - 1.4.10). Konzentrieren sie in 2 l frischem, sauberem entchlortes Wasser (5 g / l Salz). Diese können bei 4 ° C als Sicherungsteil gespeichert werden, oder zur späteren Stadien von Fischfutter, das hinaus, was in diesem Protokoll beschrieben. Hinweis: Dieses Protokoll erlaubt bis zu 2 - 3 Tage von reduzierten Kulturpflege (mit normaler automatischer Zuführung), da die Rädertierchen in der CV können Unterlassung der Ernten ohne schwerwiegende Folgen zu tolerieren. </li></ol></li></ol> 2. Polyculture <ol><li> Konfiguration <ol><li> Sammeln Zebrafischembryonen aus einem Laichereignis durch Gießen hervorgebracht Embryonen durch ein Teesieb und dann sanft Spülen mit sterilem fish Wasser (oder einem anderen nicht-kontaminierten Quelle entsprechend aufbereiteter Lösung, zB Embryomedium, E3, etc.) aus einer Waschflasche in Petrischalen. </li><li> Die Embryonen bei 25 inkubieren - 28 ° C in Petrischalen in einer Dichte von 40 - 50 Embryonen pro Schale für 5 Tage. </li><li> Beginnen Sie den polyculture Phase am 5. Tag nach der Befruchtung, oder wenn mehr als 90% der geschlüpften Larven aktiv schwimmen in der Wassersäule. </li></ol></li><li> Impfung <ol><li> In 500 ml Rädertierchen Kultur direkt von der FCV zu einem 3,5 L Kindergarten Tank; Einbeziehung von Rädertierchen Kulturwasser bietet Algen Feed, den Nährstoffgehalt der Rädertierchen in polyculture hält. </li><li> Gießen Sie vorsichtig die Larven aus einer Petrischale in die Kinderstube Tank. Stellen Sie sicher, dass keine Larven in der Schale bleiben. </li><li> Gib 500 ml sauberem, konditioniert Fischwasser aus einem Kreislaufsystem oder dedizierten Wasserquelle zu dem Behälter, um ein Endvolumen von 1 l und eine endgültige s erreichenalinity von 5 g / L. HINWEIS: Dieser Salzgehalt ist kritisch, weil Zebrafischlarven überleben wird negativ beeinflusst, wenn Salzgehalt&gt; 7 g / l und Rädertierchen Überleben wird negativ beeinflusst werden, wenn Salzgehalt &lt;2 g / L. </li></ol></li><li> Polyculture Phase HINWEIS: Die Polykultur Phase sollte für bis zu 4 Tage nach der Inokulation dauern (insgesamt 5 Tage, entsprechend 5-9 Tage nach der Befruchtung). <ol><li> Mindestens einmal pro Tag während dieser Zeit beobachten die Polykultur Tank um sicherzustellen, dass Rädertiere und Fisch anwesend und wachsen. Stellen Sie sicher, dass die Rädertierchen in der gesamten Wassersäule sichtbar sind. Stellen Sie sicher, dass die die fishs sind auch sichtbar in der Wassersäule, Schwimmen unter den Rädertierchen. </li><li> Starten normalen Wasserdurchfluss durch den Tank. Legen Sie einen Bildschirm oder Schallwand über die Ablauföffnung, dass die Larven zu gewährleisten sind nicht aus dem Tank ausgespült. HINWEIS: Am Ende dieser Phase, die Fische groß genug, um größere Beutetiere wie Artemia konsumierenNauplien oder verarbeitet werden Feed-Einträge in einem Größenbereich von 75 bis 125 &amp; mgr; m. HINWEIS: Die rotifer Populationsdynamik innerhalb eines repräsentativen Polykultursystems Tank wurden durch Abtasten gemessen / gezählt Rotatorien vom Tank in der gleichen Weise wie in den Schritten 1.4.2 - 1.4.5. Dies wurde einmal pro Tag ab dem Beginn des Mischkultur Phase durchgeführt, bis sie abgeschlossen war. </li></ol></li></ol>

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	<li>Ribas, L., Piferrer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+(Danio+rerio)+as+a+model+organism,+with+emphasis+on+applications+for+finfish+aquaculture+research.">The zebrafish (Danio rerio) as a model organism, with emphasis on applications for finfish aquaculture research.</a> Reviews in Aquaculture. 6, 209-240 (2014).</li><li>Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+understanding+tissue+regenerative+capacity+and+mechanisms+in+animals.">Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals.</a> Nature reviews. Genetics. 11, 710-722 (2010).</li><li>Gemberling, M., Bailey, T. J., Hyde, D. R., Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+as+a+model+for+complex+tissue+regeneration.">The zebrafish as a model for complex tissue regeneration.</a> Trends in genetics TIG. 29, 611-620 (2013).</li><li>Santoriello, C., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hooked!+modeling+human+disease+in+zebrafish.">Hooked! modeling human disease in zebrafish.</a> Journal of Clinical Investigation. 122, 2337-2343 (2012).</li><li>Selderslaghs, I. W. T., Blust, R., Witters, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feasibility+study+of+the+zebrafish+assay+as+an+alternative+method+to+screen+for+developmental+toxicity+and+embryotoxicity+using+a+training+set+of+27+compounds.">Feasibility study of the zebrafish assay as an alternative method to screen for developmental toxicity and embryotoxicity using a training set of 27 compounds.</a> Reproductive Toxicology. 33 (2), 142-154 (2012).</li><li>Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+husbandry+of+zebrafish+(Danio+rerio):+A+review.">The husbandry of zebrafish (Danio rerio): A review.</a> Aquaculture. 269, 1-20 (2007).</li><li>Harper, C., Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Laboratory Zebrafish (Laboratory Animal Pocket Reference). , (2010).</li><li>Nusslein-Volhard, C., Dahm, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Zebrafish, A Practical Approach. , (2002).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish. , (2007).</li><li>Carvalho, P., Arau, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+zebrafish+(Danio+rerio)+larvae+without+live+food:+evaluation+of+a+commercial,+a+practical+and+a+purified+starter+diet+on+larval+performance.">Rearing zebrafish (Danio rerio) larvae without live food: evaluation of a commercial, a practical and a purified starter diet on larval performance.</a> Aquaculture Research. 37, 1107-1111 (2006).</li><li>Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+behaviour+and+ecology+of+the+zebrafish,+Danio+rerio.">The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio.</a> Biol Rev Camb Philos Soc. 83 (1), 13-34 (2008).</li><li>Best, J., Adatto, I., Cockington, J., James, A., Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+rearing+first-feeding+larval+zebrafish:+polyculture+with+Type+L+saltwater+rotifers+(Brachionus+plicatilis).">A novel method for rearing first-feeding larval zebrafish: polyculture with Type L saltwater rotifers (Brachionus plicatilis).</a> Zebrafish. 7 (3), 289-295 (2010).</li><li>Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+zebrafish+husbandry+and+management.">Advances in zebrafish husbandry and management.</a> Methods in Cell Biology. 104, 429-451 (2011).</li><li>Lawrence, C., Sanders, E., Henry, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+culturing+saltwater+rotifers+(Brachionus+plicatilis)+for+rearing+larval+zebrafish.">Methods for culturing saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) for rearing larval zebrafish.</a> Zebrafish. 9, 140-146 (2012).</li><li>Tucker, C. S., Hargreaves, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology and Culture of Channel Catfish. 34, 634-657 (2004).</li></ol>

EG Henry wird von Reed Mariculture, Inc., einem Unternehmen, das Rädertiere, Algen Konzentrate und andere Lieferungen stellt der Aquakultur und Fischhobbymärkten beschäftigt.

Erfolgreiche Umsetzung der Rädertierchen polyculture Verfahren zum Zuführen frühen Larvenzebrafisch erfordert effektive Protokolle für zwei Aufgaben: die Schaffung und Aufrechterhaltung eines kontinuierlichen Rädertierchen Kultursystem, um die Fische zu füttern und das Züchten der ersten Fütterung Zebrafisch-Larven zusammen mit Rädertierchen in der gleichen Tank. Die Einrichtung für eine kontinuierliche salz rotifer Produktionssystem für Laboratorien Zebrafisch zuerst von Lawrence...

Der Zebrafisch (Danio rerio) ist ein herausragender Labortier in einer wachsenden Zahl von wissenschaftlichen Disziplinen verwendet, einschließlich, aber nicht Entwicklungsgenetik, Toxikologie, Verhalten, Aquakultur, Regenerationsbiologie und der Modellierung von vielen menschlichen Erkrankungen 1 begrenzt - 5. Obwohl die Spezies ist relativ einfach im Labor zu erhalten, gibt es eine Anzahl von Management-Herausforderungen mit ihrer Kultur 6 verbunden. Der prominenteste von ihnen ist Larvenaufzucht, vor allem, wenn der Fisch zuerst beginnen zu füttern im Anschluss an Gasblase Inflation 7. Unter normalen, kontrollierten Bedingungen erfolgt diese Entwicklungs Ereignis bei ~ 5 Tage nach der Befruchtung (DPF), mit den folgenden 3-5 Tagen Wachstum besonders kritisch 7. Die zentrale technische Schwierigkeit in dieser Phase ist es, die ernährungsphysiologischen Anforderungen der ersten Fütterung Larven adäquat zu begegnen - Futterteile müssen von geeigneter Größe sein, Digesvereinbar, attraktiv, und auf einem nahezu kontinuierlichen Basis, ohne dass übermäßige Abfälle in Kultivierungstanks. Historisch gesehen hat sich in der Regel durch die Bereitstellung von zahlreichen kleinen Futtermengen, um die Fische in Tanks, zusammen mit Routine Wasseraustausch 8,9 erreicht. Während diese Methoden sind zu einem gewissen Grad erfolgreich, sind sie ineffizient, erfordern einen hohen Arbeitseinsatz, und kehren nur variabel und begrenzten Wachstumsraten und Überlebensrate 10. In der Natur, Zebrafisch-Larven ernähren sich vermutlich in der Wassersäule 11 reichlich kleines Geschenk Zooplankton. Aus diesem Grund larviculture Protokolle, die Live-Feeds, wie Paramecium, Rädertierchen und Artemia übernehmen in der Regel die effizienteste 7. Im Jahr 2010, Top und Co-Autoren gezeigt, dass es möglich war, Larven Zebrafisch in statischen, Brackwasser sowie Salzwasserrädertierchen für die ersten 5 Tage exogene Fütterung 12 wachsen. Dieser Ansatz, der nutzbares die natürliche hohe Produktivität der Rädertierchen Kulturen zu reichlich, sehr nahrhaft Beute belasten das Wasser nicht zu schaffen, die Renditen sehr hohe Larven Wachstum und Überleben mit niedrigen Arbeitseinsatz 12,13. In den letzten Jahren haben immer mehr Labors auf der ganzen Welt Variationen dieses Protokoll anzuwenden sind, und viele jetzt Kultivierung Rädertierchen in einer kontinuierlichen Weise in den Kindergarten-Systeme 14 zu unterstützen. In den vergangenen Jahren wurden Methoden für die beiden Rädertierchen / Zebrafisch polyculture und Rädertierchen Produktion verfeinert und verbessert, um mehr standardisiert und leicht skalierbar sein. Dieser Artikel enthält Schritt-für-Schritt-Anleitungen für 1) stetig und robust Rädertierchen Produktion und 2) die Einrichtung der Rädertierchen / Zebrafisch Polykultursystems verwendet werden, um ein robustes Wachstum der Fische für die ersten 5 Tage von exogenen Zuführung zu unterstützen.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Rotifer Culture Infrastructure&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>100 L Culture Vessel</td><td>Aquaneering</td><td>Custom</td><td>Polycarbonate culture vessel, conical bottomed, with drain valve</td></tr><tr><td>5 Gallon Culture Bucket Kit</td><td>Reed Mariculture</td><td>CCS Starter Kit</td><td>Small volume culture vessel for small facilities</td></tr><tr><td>Rigid Clear Tubing 1/2&quot; O.D., 36&amp;rdquo;</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>16025</td><td>Rigid clear tubing for air delivery</td></tr><tr><td>Mesh tube</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>RT444X</td><td>Mesh tube support for floss filter</td></tr><tr><td>Rotifer Floss</td><td>Reed Mariculture</td><td>Rotifer floss 12&amp;rdquo; x 42&amp;rdquo;</td><td>Particulate waste trap</td></tr><tr><td>Peristaltic Metering Timer Pump, 5 GPD</td><td>Grainger</td><td>38M003&amp;nbsp;</td><td>Metering pump with timer for dosing feed to rotifers</td></tr><tr><td>Peristaltic Metering Timer Pump, 1-100 mL/hr (for smaller-scale culture)</td><td>Coral Vue</td><td>SKU: IC-LQD-DSR</td><td>Metering pump with timer for dosing feed to rotifers</td></tr><tr><td>Silicone Tubing&amp;nbsp;</td><td>Cole Parmer</td><td></td><td>Tubing for algae delivery to rotifer vessel</td></tr><tr><td>Rigid Clear Tubing &quot; O.D.,36&amp;rdquo;</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>16025</td><td>Rigid clear tubing for air delivery to algae paste</td></tr><tr><td>Rigid Clear Tubing O.D., 36&amp;rdquo;</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>16025</td><td>Rigid clear tubing for algae delivery</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Rotifers&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Live Rotifers Brachionus plicatilis Type L</td><td>Reed Mariculture</td><td>Type L 5 million</td><td>Rotifer stock culture for system startup</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Rotifer Feed&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydroxymethylsulfonate</td><td>Reed Mariculture</td><td>ClorAm-X&lt;sup&gt;&amp;reg;&lt;/sup&gt; 1lb tub</td><td>Ammonia reducer for algae feed mix</td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25533B</td><td>pH buffer for algae feed mix</td></tr><tr><td>Microalgae concentrate</td><td>Reed Mariculture</td><td>Rotigrow Plus&lt;sup&gt;&amp;reg;&lt;/sup&gt; 1 liter bag</td><td>Nutritionally optimized rotifer feed</td></tr><tr><td>RG Complete</td><td>Reed Mariculture</td><td>RG Complete 6 oz bottle</td><td>All in one microalgae based feed for small scale cultures</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Water Preparation&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;Reef Crystals Reef Salt</td><td>That Fish Place</td><td>198210</td><td>Salt for making culture water (NOTE: this item is an example only; any contaminant free salt formulations may be used).&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Refractometer</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>SR6</td><td>measuring salinity</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Rotifer Culture Equipment&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plankton Collectors 12&quot; Dia, 53 microns</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>BBPC20</td><td>Mesh screen for collecting rotifers</td></tr><tr><td>Scrub Pads</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>SCR-58</td><td>Scrub pad for cleaning inside of culturing vessels</td></tr><tr><td>Scrub Brush</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bucket</td><td>Grainger Supply&amp;nbsp;</td><td>43Y530</td><td>Graduated bucket for mixing culture water</td></tr><tr><td>Hatching Jar</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>J30</td><td>Storage of algae feed mix</td></tr><tr><td>Lugol&amp;rsquo;s Solution, Dilute</td><td>Fisher Scientific</td><td>S99481</td><td>Agent used to immobilize live rotifers for counting</td></tr><tr><td>Sedgewick-Rafter plankton counting slide with grid&amp;nbsp;</td><td>Pentair Aquatic Eco-Systems</td><td>M415</td><td>Counting rotifers</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;&lt;strong&gt;Miscelleneous&lt;/strong&gt;&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tea Strainer</td><td>Kitchenworks</td><td>971972</td><td>Used for collecting zebrafish embryos after spawning</td></tr></tbody></table>

the complete and updated "rotifer polyculture method" for rearing first feeding zebrafish

The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science. One of the most demanding technical aspects of culture of this species in the laboratory is rearing first-feeding larvae to the juvenile stage with high rates of growth and survival. The central management challenge of this developmental period revolves around delivering highly nutritious feed items to the fish on a nearly continuous basis without compromising water quality. Because larval zebrafish are well-adapted to feed on small zooplankton in the water column, live prey items such as brachionid rotifers, Artemia, and Paramecium are widely recognized as the feeds of choice, at least until the fish reach the juvenile stage and are able to efficiently feed on processed diets. This protocol describes a method whereby newly hatched zebrafish larvae are cultured together with live saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) in the same system. This polyculture approach provides fish with an "on-demand", nutrient-rich live food source without producing chemical waste at levels that would otherwise limit performance. Importantly, because the system harnesses both the natural high productivity of the rotifers and the behavioral preferences of the fish, the labor involved with maintenance is low. The following protocol details an updated, step-by-step procedure that incorporates rotifer production (scalable to any desired level) for use in a polyculture of zebrafish larvae and rotifers that promotes maximal performance during the first 5 days of exogenous feeding.

Die hier beschriebene kontinuierliche Rädertierchen Kultursystem ist dynamisch, und es ist normal, Rädertierchen Nummern zu einem geringen Teil im Laufe der Zeit schwanken, wenn Variationen in der täglichen Fütterung und Ernteraten. Die Bevölkerung der Rädertierchen in einem der aktiven Kulturen in den Aquakulturanlagen an der Boston-Kinderklinik, in der oben beschriebenen Weise gehalten wurde, wurde für 30 Tage (Abbildung 3) überwacht. Die Durchschnittskulturdic...

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The Complete and Updated "Rotifer Polyculture Method" for Rearing First Feeding Zebrafish

Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This "polyculture" strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.

Die vollständige und aktualisierte &quot;Rädertier Polyculture-Methode&quot; für die Aufzucht Erste Fütterung Zebrafisch

The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science.  One of the most demanding technical aspects of ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

15.3K Aufrufe.  Boston Children's Hospital. Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This "polyculture" strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.

Serie: The Complete and Updated "Rotifer Polyculture Method" for Rearing First Feeding Zebrafish

Profiling DNA Replication Timing Using Zebrafish as an In Vivo Model System

DNA replication timing is an important cellular characteristic, exhibiting significant relationships with chromatin structure, transcription, and DNA mutation rates. Changes in replication timing occur during development and in cancer, but the role replication timing plays in development and disease is not known. Zebrafish were recently established as an in vivo model system to study replication timing. Here is detailed the protocols for using the zebrafish to determine DNA replication timing. After sorting cells from embryos and adult zebrafish, high-resolution genome-wide DNA replication timing patterns can be constructed by determining changes in DNA copy number through analysis of next generation sequencing data. The zebrafish model system allows for evaluation of the replication timing changes that occur in vivo throughout development, and can also be used to assess changes in individual cell types, disease models, or mutant lines. These methods will enable studies investigating the mechanisms and determinants of replication timing establishment and maintenance during development, the role replication timing plays in mutations and tumorigenesis, and the effects of perturbing replication timing on development and disease.

Profiling DNA Replication Timing Using Zebrafish as an In Vivo Model System

Zebrafish were recently used as an in vivo model system to study DNA replication timing during development. Here is detailed the protocols for using zebrafish embryos to profile replication timing. This protocol can be easily adapted to study replication timing in mutants, individual cell types, disease models, and other species.

DNA-Replikation Timing mit Zebrafisch als ein In Vivo Modell-System-Profiling

DNA replication timing is an important cellular characteristic, exhibiting significant relationships with chromatin structure, transcription, and DNA ...

Forschung

Genetik

Development of an Ethanol-induced Fibrotic Liver Model in Zebrafish to Study Progenitor Cell-mediated Hepatocyte Regeneration

Sustained liver fibrosis with continuation of extracellular matrix (ECM) protein build-up results in the loss of cellular competency of the liver, leading to cirrhosis with hepatocellular dysfunction. Among multiple hepatic insults, alcohol abuse can lead to significant health problems including liver failure and hepatocellular carcinoma. Nonetheless, the identity of endogenous cellular sources that regenerate hepatocytes in response to alcohol has not been properly investigated. Moreover, few studies have effectively modeled hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury. We recently reported on establishing an ethanol (EtOH)-induced fibrotic liver model in zebrafish in which hepatic progenitor cells (HPCs) gave rise to hepatocytes upon near-complete hepatocyte loss in the presence of fibrogenic stimulus. Furthermore, through chemical screens using this model, we identified multiple small molecules that enhance hepatocyte regeneration. Here we describe in detail the procedures to develop an EtOH-induced fibrotic liver model and to perform chemical screens using this model in zebrafish. This protocol will be a critical tool to delineate the molecular and cellular mechanisms of how hepatocyte regenerates in the fibrotic liver. Furthermore, these methods will facilitate potential discovery of novel therapeutic strategies for chronic liver disease in vivo.

Sustained fibrosis with deposition of excessive extracellular matrix proteins leads to cirrhosis. Alcohol abuse is one of the main causes of severe liver disease. We established an ethanol-induced zebrafish fibrotic liver model to study the mechanisms and strategies of promoting hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury.

Entwicklung einer fibrotischen Leber Modell in Zebrabärbling Ethanol-induzierte zur Untersuchung Progenitor-vermittelte Zell Hepatozyten-Regeneration

Sustained liver fibrosis with continuation of extracellular matrix (ECM) protein build-up results in the loss of cellular competency of the liver, leading ...

Entwicklungsbiologie

Culture and Transfection of Zebrafish Primary Cells

Zebrafish embryos are transparent and develop rapidly outside the mother, thus allowing for excellent in vivo imaging of dynamic biological processes in an intact and developing vertebrate. However, the detailed imaging of the morphologies of distinct cell types and subcellular structures is limited in whole mounts. Therefore, we established an efficient and easy-to-use protocol to culture live primary cells from zebrafish embryos and adult tissue.
In brief, 2 dpf zebrafish embryos are dechorionated, deyolked, sterilized, and dissociated to single cells with collagenase. After a filtration step, primary cells are plated onto glass bottom dishes and cultivated for several days. Fresh cultures, as much as long term differenciated ones, can be used for high resolution confocal imaging studies. The culture contains different cell types, with striated myocytes and neurons being prominent on poly-L-lysine coating. To specifically label subcellular structures by fluorescent marker proteins, we also established an electroporation protocol which allows the transfection of plasmid DNA into different cell types, including neurons. Thus, in the presence of operator defined stimuli, complex cell behavior, and intracellular dynamics of primary zebrafish cells can be assessed with high spatial and temporal resolution. In addition, by using adult zebrafish brain, we demonstrate that the described dissociation technique, as well as the basic culturing conditions, also work for adult zebrafish tissue.

We present an efficient and easy-to-use protocol for preparing primary cell cultures of zebrafish embryos for transfection and live cell imaging as well as a protocol to prepare primary cells from adult zebrafish brain.

Kultur und Transfektion von Primärzellen Zebrafisch

Zebrafish embryos are transparent and develop rapidly outside the mother, thus allowing for excellent in vivo imaging of dynamic biological processes in ...

Optimierung von GF Zebrafischmodellen: Erzeugung, Pflege und mikrobielle Studien

Generation, Maintenance, and Identification of Germ-Free Zebrafish Models from Larvae to Juvenile Stages

Zebrafish serve as valuable models for research on growth, immunity, and gut microbiota due to their genomic similarities with mammals, transparent embryos developed in a relatively clean chorion environment, and extremely rapid development of larvae compared to rodent models. Germ-free (GF) zebrafish (Danio rerio) are crucial for evaluating pollutant toxicity and establishing human-like disease models related to microbial functions. In comparison to conventionally raised (CR) models (fish in common husbandry), GF zebrafish allow for more accurate manipulation of the host microbiota, aiding in determining the causal relationship between microorganisms and hosts. Consequently, they play a critical role in advancing our understanding of these relationships. However, GF zebrafish models are typically generated and researched during the early life stages (from embryos to larvae) due to limitations in immune function and nutrient absorption. This study optimizes the generation, maintenance, and identification of early GF zebrafish models without feeding and with long-term feeding using GF food (such as Artemia sp., brine shrimp). Throughout the process, daily sampling and culture were performed and identified through multiple detections, including plates and 16S rRNA sequencing. The aseptic rate, survival, and developmental indexes of GF zebrafish were recorded to ensure the quality and quantity of the generated models. Importantly, this study provides details on bacterial isolation and infection techniques for GF fish, enabling the efficient creation of GF fish models from larvae to juvenile stages with GF food support. By applying these procedures in biomedical research, scientists can better understand the relationships between intestinal bacterial functions and host health.

Autor im Rampenlicht: Etablierung keimfreier Zebrafische für Mikrobiota-Wirt-Beziehungsstudien

This protocol outlines the primary steps for obtaining germ-free (GF) fish embryos and maintaining them from larvae until the juvenile stage, including sampling and detecting their sterile status. The use of GF models with infection is important for understanding the role of microbes in host health.

Generierung, Pflege und Identifizierung von keimfreien Zebrafischmodellen von der Larve bis zum Jungstadium

Zebrafish serve as valuable models for research on growth, immunity, and gut microbiota due to their genomic similarities with mammals, transparent ...

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish (Danio rerio) Laboratory: An Introduction

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and behavioural research. As a vertebrate, zebrafish share considerable genetic sequence similarity with humans and are being used as an animal model for various human disease conditions. The advantages of zebrafish in comparison to other common vertebrate models include high fecundity, low maintenance cost, transparent embryos, and rapid development. Due to the spur of interest in zebrafish research, the need to establish and maintain a productive zebrafish housing facility is also increasing. Although literature is available for the maintenance of a zebrafish laboratory, a concise video protocol is lacking. This video illustrates the protocol for regular housing, feeding, breeding and raising of zebrafish larvae. This process will help researchers to understand the natural behaviour and optimal conditions of zebrafish husbandry and hence troubleshoot experimental issues that originate from the fish husbandry conditions. This protocol will be of immense help to researchers planning to establish a zebrafish laboratory, and also to graduate students who are intending to use zebrafish as an animal model.

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

This protocol outlines regular maintenance and care to maintain optimal conditions for zebrafish husbandry. The video illustrates the protocol for system maintenance, regular housing, feeding, breeding, and raising of zebrafish larvae.

Regelmäßige Pflege und Wartung eines Zebrafisch (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Labor: Eine Einführung

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and ...

Biologie

Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

The zebrafish embryo is now commonly used for basic and biomedical research to investigate the genetic control of developmental processes and to model congenital abnormalities. During the first day of life, the zebrafish embryo progresses through many developmental stages including fertilization, cleavage, gastrulation, segmentation, and the organogenesis of structures such as the kidney, heart, and central nervous system. The anatomy of a young zebrafish embryo presents several challenges for the visualization and analysis of the tissues involved in many of these events because the embryo develops in association with a round yolk mass. Thus, for accurate analysis and imaging of experimental phenotypes in fixed embryonic specimens between the tailbud and 20 somite stage (10 and 19 hours post fertilization (hpf), respectively), such as those stained using whole mount in situ hybridization (WISH), it is often desirable to remove the embryo from the yolk ball and to position it flat on a glass slide. However, performing a flat mount procedure can be tedious. Therefore, successful and efficient flat mount preparation is greatly facilitated through the visual demonstration of the dissection technique, and also helped by using reagents that assist in optimal tissue handling. Here, we provide our WISH protocol for one or two-color detection of gene expression in the zebrafish embryo, and demonstrate how the flat mounting procedure can be performed on this example of a stained fixed specimen. This flat mounting protocol is broadly applicable to the study of many embryonic structures that emerge during early zebrafish development, and can be implemented in conjunction with other staining methods performed on fixed embryo samples.

Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

The zebrafish embryo is an excellent model for developmental biology research. During embryogenesis, zebrafish develop with a yolk mass, which presents three-dimensional challenges for sample observation and analysis. This protocol describes how to create two-dimensional flat mount preparations of whole mount in situ (WISH) stained zebrafish embryo specimens.

Wohnung Berge Vorbereitung für Beobachtung und Analyse der Zebrafisch-Embryo Proben von Bunt Ganze Berge<em&gt; In situ</em&gt; Hybridisierung

The zebrafish embryo is now commonly used for basic and biomedical research to investigate the genetic control of developmental processes and to model ...

Construction of an Affordable and Easy-to-Build Zebrafish Facility

In vivo biomedical research is pivotal to translate in vitro findings into clinical advances. Small academic institutions with limited resources find it virtually impossible to build and maintain typical rodent facilities for research. Zebrafish research has been demonstrated to be a valuable alternative for in vivo research in pharmacology, physiology, development and genetic studies. This article demonstrates that a functional zebrafish facility can be built in an easy and affordable manner. We demonstrate that such a facility could be built in about one working day with minimal tools and expertise. The cost of the 27 1.8 L fish tank zebrafish facility constructed in this study was approximately $1,500. We estimate that the maintenance of an initial working 150 fish colony for 3 months is $1,000. This project involved students, who were introduced to aquaculturing of zebrafish for research proposes.

A Zebrafish facility suitable for breeding and in vivo research is built in an easy and affordable manner. Maintenance is minimal. This facility is ideal for student involvement and independent research.

Bau eines erschwinglichen und einfach zu bauen Zebrafisch Einrichtung

In vivo biomedical research is pivotal to translate in vitro findings into clinical advances. Small academic institutions with limited resources find it ...

High-throughput Measurement of Gut Transit Time Using Larval Zebrafish

Zebrafish are used as alternative model organisms for drug safety testing. The gastrointestinal (GI) tract of zebrafish has genetic, neuronal, and pharmacological similarities to that of the mammals. GI intolerance during clinical testing of drug candidates is common and may pose a serious threat to human health. Testing for GI toxicity in preclinical mammalian models can be expensive in terms of time, test compound, and labor. The high-throughput method presented here may be used to predict GI safety issues. Compared to mammalian models, this method allows for more expedient assessment of test compound effects on GI transit while using low quantities of compound. In this method, larval zebrafish (7 days post fertilization) are fed food containing a fluorescent label. After feeding, each larval fish is placed into a well of a 96-conical-bottom-well plate and dosed with test compound (dissolved in water) or the vehicle. As gut transit occurs, fecal matter accumulates on the bottom of the wells, and the rate at which this happens is monitored by measuring fluorescence from the bottom of the well repeatedly over time using a plate spectrophotometer. The fluorescence from larvae in a given treatment group are averaged and these values are graphed along with standard error, for each measurement time, yielding a curve representing average transit of food over time. Effects on gut transit time are identified by comparing the area under the curve for each treatment group to that of the vehicle-treated group. This method detected changes in zebrafish GI transit time induced by drugs with known clinical GI effects; it can be employed to interrogate dozens of treatments for GI effects per day. As such, safer compounds can be quickly prioritized for mammalian testing, which expedites discovery and proffers 3Rs advancement.

The goal of this protocol is to measure the transit time of fluorescently labeled food through the gut of larval zebrafish in a high throughput fashion.

Die vollständige und aktualisierte "Rädertier Polyculture-Methode" für die Aufzucht Erste Fütterung Zebrafisch

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

DNA-Replikation Timing mit Zebrafisch als ein In Vivo Modell-System-Profiling

Entwicklung einer fibrotischen Leber Modell in Zebrabärbling Ethanol-induzierte zur Untersuchung Progenitor-vermittelte Zell Hepatozyten-Regeneration

Kultur und Transfektion von Primärzellen Zebrafisch

Generierung, Pflege und Identifizierung von keimfreien Zebrafischmodellen von der Larve bis zum Jungstadium

Generierung, Pflege und Identifizierung von keimfreien Zebrafischmodellen von der Larve bis zum Jungstadium

Generierung, Pflege und Identifizierung von keimfreien Zebrafischmodellen von der Larve bis zum Jungstadium

Regelmäßige Pflege und Wartung eines Zebrafisch (

Wohnung Berge Vorbereitung für Beobachtung und Analyse der Zebrafisch-Embryo Proben von Bunt Ganze Berge

Bau eines erschwinglichen und einfach zu bauen Zebrafisch Einrichtung

Hochdurchsatz-Messung der Darm Transitzeit mit Larven Zebrafisch