Name: the swimmeret system of crayfish: a practical guide for the dissection of the nerve cord and extracellular recordings of the motor pattern
Uploaded: 2014-11-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 45 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern at JoVE.com

Biz bazı rakamlar ile yardımcı olmak için Jos Burgert teşekkür ederiz. Biz Ingo Selbach (ve grubu &quot;Edelkrebsprojekt NRW&quot;) deney hayvanları ile laboratuvar tedarik çabalarıyla minnettarız. Biz yazının ilk sürümlerini kontrol Anna C. Schneider teşekkür ederim. Bu araştırma Emmy Noether DFG hibe SM 206 / 3-1 ve kadın öğretim üyeleri için Köln Üniversitesi başlangıç ​​hibe ile desteklenmiştir.

Bu diseksiyon prosedürü Avrupa Toplulukları Konseyi 22 Direktifi nd Eylül 2010&#39;da (2010/63 / AB) ile uyumludur. 1. Hazırlık <ol><li> Boyutu ≥8 cm her iki cinsten kerevit, Pacifastacus leniusculus (Dana), edinin. Hayvanlar hayati ve karın ve karın uzuvlar sağlam olduğundan emin olun. </li><li> Karapaksla incelemek için özen ve bu manikür sert ve sert olduğunu. Ön ve postmolt hayvanlar yumuşak karapaksla var çünkü birçok parametre değiştirmek deri değiştirme işlemi sırasında deneyler için uygun değildir (örneğin, lokomotor aktivite azalma). </li><li> , Diseksiyon sırasında kullanılan tüm alet ve malzemeleri monte iğneleme ve sinir kordonu desheathing Şekil 2&#39;de gösterilen ve sağlanan takviyeleri listelenen. </li></ol><img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig2highres.jpg" /> Şekil 2: <strong&gt; Malzeme ve araçlar çivileme ve sinir kordonunun desheathing, diseksiyon için kullanılır. (1) buz dolu kova büyük; (2) kerevit tuzlu su; (3) serum dağıtıcı; (4) diseksiyonu mikroskop; (5) diseksiyonu çanak; (6) kuvvetli makas; (7) forseps (8) yaylı makas; Açık sylgard ile kaplı (9) Petri kabı; (10) sabitleme pimleri; (11) Soğuk lamba kaynağı. 2. Brüt Diseksiyon <ol><li> 20 dakika - 15 buz üzerinde hayvan anestezisi. Bir kan kaybı aşamasını kapsamaktadır ve numune prosedürü sırasında kerevit tuzlu su ile durulanır düzenli gerekiyor çünkü lavabonun yanında bir laboratuvar tezgah brüt diseksiyon ilk bölümünü yürütmek. </li><li> Hayvan ventral yüzü yukarı tutun ve göğüs (Şekil 3-1) yakın üslerine hem pençeleri kesmek için güçlü makas kullanın. Sol ve sağ uropod (Şekil 3-2) sökün. </li><li> Siyah sylgard ile kaplı diseksiyon çanak hayvan ventral tarafı yukarı yerleştirin. Elevatelson (Şekil 4A) de karın altında buz ekleyerek ve pin tarafından te Cephalothoraksın. </li><li> 60 ml soğutulmuş kerevit tuzlu ~ ile tuzlu dağıtıcı doldurun. Kıskaç ağzının (Şekil 4B) ile, soğuk tuz ile kerevit serpmek. Aşırı tuzlu uropods de kesikler yoluyla tahliye olacak. Eksanginasyonunun sırasında buz ile kerevit Kapak </li><li> Sadece güçlü makas (Şekil 5A) kullanarak hayvanın gözlerine posterior kesilmiş bir tek enine ile hayvan başını kesmek. Şekil 5B belirtildiği gibi baz eklemlerde yakınındaki bütün yürüyen ayakları çıkarın. </li><li> Cephalothoraksın geri kalanından son göğüs kesimleri ile karın ayırın. İkinci yürüme bacak ağzına makas ucu takmadan ve karşı tarafa keserek ikinci yürüyüş bacaklar düzeyinde (göğüs segmenti 3) bir ilk kesim olun. (Şekil 6A-1). </li><li> T ile her iki taraf için bu ilk kesim uzatınO (Şekil 6A-2) cephalothoraks. </li><li> Iç organların bazı görünür hale getirmek için açık hayvan çevirin. Numunenin ön kısmına belirgin sindirim bezi (Şekil 6B-3) itin ve karın boşluğundan üreme organları kaldırmak için forseps kullanabilir. </li><li> Cephalothoraksın (Şekil 6C) ön kısmını çıkarın. Kalan toraks (Şekil 6D-4) her iki tarafta, solungaçları kapağı karapaksla yan kısımlarını kaldırmak için yan keser kullanın. Solungaçları çıkarın ve soğuk tuzlu su ile durulayın örnek. </li><li> Şekil 6E-5&#39;te gösterildiği gibi, sternum levhanın tüm uzunluğu boyunca bir kesim ile diseksiyon devam edin. Pleuron ve swimmerets (Şekil 6E kırmızı işaretler) arasındaki maksimal yanal konumlarda bu kesim olun. Aynı kesim ile diğer tarafta devam edin. Soğuk tuzlu su ile örnek durulayın. </li><li> Bir dissectio altında kalan diseksiyonu yürütmekn mikroskop. Siyah sylgard ile kaplı ve numune kapsar şekilde kerevit tuzlu su ile dolu diseksiyon çanak kerevit karın ventral tarafı yukarı yerleştirin. Not: Aşağıdaki adımlar (2,12-4,8) sağ elini deneyci için geçerli yönlü talimatları içerir. Aşağıdaki adımları (2,12-6,8) o, soğuk tuzlu su ile, düzenli aralıklarla her 20-30 dakikada bir kerevit tuzlu yerine sağlıklı sinir sistemi tutulması önemlidir. </li><li> Posterior telson de ve öne karapaksla kalıntıları böcek pimleri ile örnek Fix. Sola telzon noktaları ve tablo kenarına paralel olacak şekilde örneği yerleştirin. </li><li> Bir yürüyüş bacak açıklığı (Şekil 7A) ile yakala ve numune açık (Şekil 7B beyaz ok) çekmek için sol elinde kaba forseps kullanın. Onların ventral büyük iki dorsal fleksör kas ipliklerini (Şekil 7B-1 ve C-1) belirlenmesi ve kesimŞekil 7B&#39;de gösterildiği gibi, baz. </li><li> Dorsal (kalp) iner sternum arter (Şekil 7C-2), tanımlama ventral, 4. torakal segmentte. Ventral arter oluşturan, sinir kordonu altında projeler önce bu arter, sağ sinir kablosu (Şekil 7C-3) Yukarıdaki yatıyor. </li><li> Sternum arter transect. Şekil 7C&#39;de gösterildiği gibi, makas bir bıçak kullanarak, ilk arteri kaldırın ve ventral bulunan sinir kablosu görünür olduğunda sadece kesti. </li><li> (Sağ tarafına) öne dorsal fleksör kasları Fix. Onlar vizyon bloke olmayacak şekilde bu pimleri ile maksimum gergin pozisyonda yapılmalı ve numune gergin kalır. Dorsal kas teller (Şekil 8-1), ilgili sinirler ilk karın gangliyonları, A1 ve A2, sabit zaman N1, N2, N3 ve görünür (Şekil 8) vardır. </li><li> Spec kapmak için sol elinde forseps kullanınYürüme ayaklarından biri açılışında imen. Aşağıdaki diseksiyon boyunca adımlar açık örneği tutmak için yavaşça çekin. </li><li> Sinir kablosu en uzak konumda sinirleri N3 transect. (Şekil 8-3). </li><li> Şekil 8-4 gösterildiği gibi ventral apodeme yakın fleksör kasları kesin. Sinir kablosu veya sinirler N2 zarar vermemeye özen gösterin. </li><li> Adımları 2.18 ve sinirler N3 için 2,19 ve A5 kalan karın ganglion A2 fleksör kasları tekrarlayın. </li><li> Son karın ganglion anda, A6, ventral apodeme dorsal fleksör kasları kesmek ve örnek olarak Şekil 9&#39;da gösterildiği bakmak gerekir. </li><li> A6 (Şekil 9-1) sinirlere sternal plaka posterior kesin ve ventral bölümünü (Şekil 9-2) tutun. Fleksör kaslar (Şekil 9-3) ile dorsal kısmını atın. Yürüme bacak açıklıkları yoluyla pimleri ile öne sternum plaka Fix,ve posteriora A6. </li></ol> 3. İnce Diseksiyon <ol><li> Uzakta yönlendirilmiş ön kısmı ve tablolar &#39;kenarına doğru arka kısmı ile mikroskop altında örnek yerleştirin. </li><li> Sefalotorasik göğsüne en ön kısımlarını çıkarmak için Şekil 10A&#39;da gösterildiği gibi, forseps kullanın. NOT: Torasik ganglionlar ve ilişkili sinirler kısmen bacak kas ve sefalotorasik göğsüne kapsamındadır. sefalotorasik sterna birbirinden ve ventral sinir kablosu bulunduğu orta boşluğu yürüme bacak yanal olarak yer alan boşluklar ayıran bir iskelet oluşturur. </li><li> Kalan exoskeletal Şekil 10B belirtildiği gibi yapıların -1 ve B2 arasındaki kasları kesin. Kapmak ve ventral sinir kordonu (Şekil 10C) ön ucunu kaldırmak için forseps kullanın. NOT: sinir kordonu sürecinde zarar görür, böylece NERV toplayıp önlemeke kablosu birden çok kez. </li><li> Sinir kablosunu (Şekil 10C-3) kaldırırken yanal göğüs sinirleri kesin. Çivileme için uygun uzunlukta bu sinirleri tutun. Forseps ile tutuklanmıştı ganglionlar, zincirinin sıkılmış kısmını çıkarın, (Şekil 10C-4) T4 tüm doku anterior uzak keserek. </li><li> Sola ön kısmı ile örnek yerleştirin ve A1 odaklanmak. Uygun uzunlukta (maks. 1 cm) onları bağlantılarını için de A1 sinirler N1 N2 ve kesin. </li><li> A2 odaklanın ve sinirleri N1, N2, ve bu segmentin N3 (Şekil 11) tespit. Karın ganglion A2-A5 sinirleri N1 her segmentin (Şekil 11A-1) iki sternum cuticular infoldings arasında ikamet ve kas ile kaplıdır. Posterior sternum cuticular içe katlanması boyunca bir kesim olun. Karın yan kenarının başlayın ve Şekil 11A gösterildiği gibi orta hat doğru devam edin. </li><li> Hedef N1 hala koy isedoku ile kırmızı kas demeti kesen, Şekil 11B (kırmızı ok) gösterildiği, ancak bu sefer ön sternum cuticular infoldings ve sinir N1 hem (Şekil 11B-2). </li><li> Mümkün (Şekil 11C-3) gibi distalde sinir N1 kesin. Sinir N1 tamamen görünür ve anterior ve posterior dalı (Şekil 11C) tespit edilebilir. </li><li> Taraf sinir N1 geçin ve ilk ganglion (Şekil 11D) yakınında, medial başlayan, arka sternum cuticular içe katlanması boyunca kasları kesti. Sinir hala dokusu ile örtülüdür ise, kas demeti kesen, ancak bu sefer ön sternum cuticular infoldings ve sinir N1 hem benzer 11B-2 Şekil. Kadar distalde mümkün olduğunca sinir N1 kesin. </li><li> Uygun uzunlukta (yaklaşık. 0.5 cm) bağlantılarını için bu ganglion sinirler N2 kesin. </li><li> Tekrar A3-A5 sinirler için 3,7-3,11 adımları. </li><li> Ner Cutolarak distalde mümkün (Şekil 12A) olarak ganglion A6 ves. Bu ganglion kaldırın ve sternum plaka ganglionlar zincirini izole başlamak için A6 birden sinirleri kapmak için forseps kullanın. </li><li> Sinir kablosu kaldırırken Şekil 12B (beyaz ok) gösterildiği gibi, ön yönde yavaşça çekin. Bireysel ganglion kaldırılır gibi, sinir kablosu (Şekil 12C), ventral tarafına tutturulabilir, ventral arter çıkarın. Sinir kordonu tamamen izole olduğu kadar bu (nazikçe) kesilmiş çekin dizisi devam edin. </li><li> Açık sylgard ile kaplı ve kerevit tuzlu (Şekil 12D) ile dolu bir Petri kabı ganglionlar izole zincirini aktarın. </li></ol> 4. Petri Dish içine Sinir Kablosu İğneleme NOT: Sinir kablosunu pin (takviyeleri bakınız) paslanmaz çelik tel kesilmiş küçük işaretçilerine kullanın. Forseps ile biten sadece sinir dokunun ve Squeez yokconnectives veya ganglionlar e. <ol><li> Yumuşak streç uygularken, düz bir çizgi olarak ganglion zincirini Pin. </li><li> Yukarı bakacak şekilde sırt tarafında ile Petri kabındaki sinir kablosunu (Şekil 13, siyah çizgi) düzenleyin. ganglionlar ventral tarafı kendi konveksite tarafından tespit edilebilir; sırt tarafı düz. Kenarlarına göğüs sinirleri Pin. Uzunlamasına ekseni boyunca sinir kablosu germe, A6 sinirler ile devam edin. </li><li> Sinir kablosu için 90 ° açıyla A1 sinirleri dışarı Pin. </li><li> A2 geçin ve sinir kablosu (Şekil 1A) 35-45 ° göreli bir açıyla sinirler N2 pin. </li><li> . Şekil 14&#39;de gösterildiği gibi çivileme önce anterior ve posterior dalları sinirleri N1 ayırın sinir N1 arka dalı forseps bir çift ön ve diğer pick up ince forseps iki çift kullanın. Sadece en uzak ucunu almak için özensinir dallarının s. Şimdi dikkatle onları ayrı çekin. </li><li> Sinir kablosu (Şekil 1A) bir 90 ° açıyla sinir N1 ön dalı Pin. Ön N1 şube ve sinir N2 arasındaki sinir N1 posterior dalı Pin. </li><li> Ganglionlar A3-A5 sinirler için adımlar 4,4-4,6 tekrarlayın. Boyuna sinir kordonu streç o yanı sıra çapraz yön sabitleme yaparken. </li></ol> 5. gangliyonlar Desheathing <ol><li> Deneycinin elleri hep sallayarak önlemek için kararlı bir düzlem üzerinde dinlenirken böyle bir şekilde hazırlanmasını yerleştirin. Desheath için ganglionlar alttan sinir kablosunu aydınlatır. </li><li> A5 herhangi karın ganglion A1 odaklanın. Ganglion ve sinirler N2 ve N3 (Şekil 15A kırmızı ok) arasında posterior, ganglion kılıf içinden küçük bir yan kesim yapmak için ince yaylı makas kullanın. </li><li> Çok f kullanarak ganglion kılıfı Pick upŞekil 15A-1 &#39;de belirtildiği gibi ine forseps ve bağlaçlar, yukarıda kılıf boyunca enine kesim. Sıkmak veya makas ile sinir kablosunu kesmek için özen gösterin. </li><li> Hala tutarak ve forseps ganglion (Şekil 15B-2 ve -3) lateral sınırları boyunca kesmek devam ile ganglion kılıfı kaldırma. Kılıfını çıkarın. Alternatif olarak sabit, ancak sinir kablosu sıkışmayacak şekilde eklemlerin her iki tarafına da pin. </li><li> Tekrar A5 tüm karın ganglion A1 için 5,2-5,4 adımları. </li><li> Göğüs ganglionlar ve benzer bir şekilde ganglion A6 Desheathe. Ganglion A6 başlangıç ​​anterior ve posterior desheathe yönde devam etmek için. Ganglion zincirinin arka ucuna A6 ganglion kılıfını Pin. </li></ol> Motor Nöronlar 6. Ekstraselüler Kayıtlar <ol><li> I gösterilen hücre dışı kayıtlar için kullanılan tüm alet ve malzemeleri birleştirinn Şekil 16B ve takviyeleri sıraladı. Kayıt kurulumu genel bir bakış Şekil 16A gösterilmiştir. Amplifikatör kayıttan önce en az 30 dakika boyunca ısınmak böylece, bu deney (Şekil 16C) kullanılan tüm elektronik ekipman başlatın. Bilgisayarı açın ve kayıt yazılımı başlatın. </li><li> Mikroskop masaya ganglionlar zincirini yerleştirin ve aşağıdan aydınlatır. Ganglionlar (Şekil 17A ve B) hedef sinir ve yakın bir konumda referans elektrot yakın, ancak yan sylgard içine kayıt elektrodu yerleştirin. Kayıt elektrot (Şekil 17C) etrafında hedef sinir bükün. </li><li> Elektrot ve sinir arasındaki teması sağlamak ve yan (F igure 17D) onu pin, biraz sinir gerin. Modelleme kil kullanılarak mikroskop masaya elektrot kablolarını Fix, böylece istenilen konumda kalmak. </li><li> Kullanınvazelin ve (yuvarlatılmış ucu olan) bir 20 gauge iğne ile doldurulmuş şırınga (Şekil 17E-3) yıkama çözeltisine hedef sinir izole etmek. İlk kayıt elektrot etrafında sylgard bazı vazelin hafifçe sürün. Sonuç bir kayıt elektrotu (Şekil 17E-4) bulunduğu kısımda Sylgard kapsayan vazelin katmanıdır. Doğrudan bu katmanda hava kabarcıkları sinir üzerine kurulamak ve önlemek için dikkat edin. </li><li> Tuzlu (Şekil 17F) yüzey seviyesine kadar her taraftan vazelin ile kayıt elektrodu Seal. </li><li> Olan etkinlik izlenmelidir tüm hedef sinirler için bu işlemi tekrarlayın. </li><li> Kaydetmeye başlayın. Sürekli ya da boşluk serbest edinim modu ve 5 kHz örnekleme hızı kullanın. Aşağıdaki parametrelere dışı amplifikatör ayarlayın; (sinyalini 1.000 kez güçlendirir kazanım yazılım ayarlarında bu büyütme parametresini dahil özen) 1.000 kazanmak bir2.000 Hz (yüksek kesim) 300 Hz (düşük kesim) ve da band geçiren filtre aralığı. </li></ol>

<ol>
	<li>Hughes, G. M., Wiersma, C. A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Co-Ordination+of+Swimmeret+Movements+in+the+Crayfish,+Procambarus-Clarkii+(Girard).">The Co-Ordination of Swimmeret Movements in the Crayfish, Procambarus-Clarkii (Girard).</a> J Exp Biol. 37 (4), 657-670 (1960).</li><li>Mulloney, B., Smarandache, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fifty+Years+of+CPGs:+Two+Neuroethological+Papers+that+Shaped+the+Course+of+Neuroscience.">Fifty Years of CPGs: Two Neuroethological Papers that Shaped the Course of Neuroscience.</a> Front Behav Neurosci. 4, 45 (2010).</li><li>Murchison, D., Chrachri, A., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Separate+Local+Pattern-Generating+Circuit+Controls+the+Movements+of+Each+Swimmeret+in+Crayfish.">A Separate Local Pattern-Generating Circuit Controls the Movements of Each Swimmeret in Crayfish.</a> J Neurophys. 70 (6), 2620-2631 (1993).</li><li>Mulloney, B., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+organization+of+crayfish+abdominal+ganglia.+III.+Swimmeret+motor+neurons.">Functional organization of crayfish abdominal ganglia. III. Swimmeret motor neurons.</a> J Comp Neurol. 419 (2), 233-243 (2000).</li><li>Davis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lobster+Righting+Responses+and+Their+Neural+Control.">Lobster Righting Responses and Their Neural Control.</a> Proc R Soc Ser B-Bio. 170 (1021), 435-456 (1968).</li><li>Mulloney, B., Smarandache-Wellmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiology+of+the+crustacean+swimmeret+system.">Neurobiology of the crustacean swimmeret system.</a> Prog Neurobiol. 96 (2), 242-267 (2012).</li><li>Huxley, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The crayfish: An introduction to the study of zoology. , (1980).</li><li>Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Wright, T. M., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Five+types+of+nonspiking+interneurons+in+local+pattern-generating+circuits+of+the+crayfish+swimmeret+system.">Five types of nonspiking interneurons in local pattern-generating circuits of the crayfish swimmeret system.</a> J Neurophys. 110 (2), 344-357 (2013).</li><li>Skinner, F. K., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intersegmental+coordination+of+limb+movements+during+locomotion:+mathematical+models+predict+circuits+that+drive+swimmeret+beating.">Intersegmental coordination of limb movements during locomotion: mathematical models predict circuits that drive swimmeret beating.</a> J Neurosci. 18 (10), 3831-3842 (1998).</li><li>Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=During+fictive+locomotion,+graded+synaptic+currents+drive+bursts+of+impulses+in+swimmeret+motor+neurons.">During fictive locomotion, graded synaptic currents drive bursts of impulses in swimmeret motor neurons.</a> J Neurosci. 23 (13), 5953-5962 (2003).</li><li>Smarandache-Wellmann, C., Gr&#228;tsch, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+coordination+in+distributed+neural+circuits:+Encoding+coordinating+information.">Mechanisms of coordination in distributed neural circuits: Encoding coordinating information.</a> J Neurosci. 34 (16), 5627-5639 (2014).</li><li>Mulloney, B., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+commissural+interneurons+integrate+information+from+intersegmental+coordinating+interneurons.">Local commissural interneurons integrate information from intersegmental coordinating interneurons.</a> J Comp Neurol. 466 (3), 366-376 (2003).</li><li>Mulloney, B., Harness, P. I., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bursts+of+information:+Coordinating+interneurons+encode+multiple+parameters+of+a+periodic+motor+pattern.">Bursts of information: Coordinating interneurons encode multiple parameters of a periodic motor pattern.</a> J Neurophys. 95 (2), 850-861 (2006).</li><li>Smarandache, C., Hall, W. M., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+of+Rhythmic+Motor+Activity+by+Gradients+of+Synaptic+Strength+in+a+Neural+Circuit+That+Couples+Modular+Neural+Oscillators.">Coordination of Rhythmic Motor Activity by Gradients of Synaptic Strength in a Neural Circuit That Couples Modular Neural Oscillators.</a> J Neurosci. 29 (29), 9351-9360 (2009).</li><li>Smarandache-Wellmann, C., Weller, C., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+Coordination+in+Distributed+Neural+Circuits:+Decoding+and+Integration+of+Coordinating+Information.">Mechanisms of Coordination in Distributed Neural Circuits: Decoding and Integration of Coordinating Information.</a> J Neurosci. 34 (3), 793-803 (2014).</li><li>Chrachri, A., Neil, D., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=State-Dependent+Responses+of+2+Motor+Systems+in+the+Crayfish,+Pacifastacus+leniusculus.">State-Dependent Responses of 2 Motor Systems in the Crayfish, Pacifastacus leniusculus.</a> J Comp Physiol A. 175 (3), 371-380 (1994).</li><li>Chrachri, A., Neil, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interaction+and+Synchronization+between+2+Abdominal+Motor+Systems+in+Crayfish.">Interaction and Synchronization between 2 Abdominal Motor Systems in Crayfish.</a> J Neurophys. 69 (5), 1373-1383 (1993).</li><li>Skinner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Structure+of+the+4th+Abdominal-Ganglion+of+the+Crayfish,+Procambarus-Clarki+(Girard)+II.+Synaptic+Neuropils.">The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) II. Synaptic Neuropils.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 182-191 (1985).</li><li>Skinner, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Structure+of+the+4th+Abdominal-Ganglion+of+the+Crayfish,+Procambarus-Clarki+(Girard)+I.+Tracts+in+the+Ganglionic+Core.">The Structure of the 4th Abdominal-Ganglion of the Crayfish, Procambarus-Clarki (Girard) I. Tracts in the Ganglionic Core.</a> J Comp Neurol. 234 (2), 168-181 (1985).</li><li>Mulloney, B., Tschuluun, N., Hall, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Architectonics+of+crayfish+ganglia.">Architectonics of crayfish ganglia.</a> Microsc Res Techniq. 60 (3), 253-265 (2003).</li><li>Braun, G., Mulloney, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholinergic+modulation+of+the+swimmeret+motor+system+in+crayfish.">Cholinergic modulation of the swimmeret motor system in crayfish.</a> J Neurophys. 70 (6), 2391-2398 (1993).</li><li>Davis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motoneuron+Morphology+and+Synaptic+Contacts+-+Determination+by+Intracellular+Dye+Injection.">Motoneuron Morphology and Synaptic Contacts - Determination by Intracellular Dye Injection.</a> Science. 168 (3937), 1358-1360 (1970).</li><li>Altman, J. S., Tyrer, N. M., Strausfeld, N. J., Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Filling+Selected+Neurons+with+Cobalt+through+Cut+Axons.">Filling Selected Neurons with Cobalt through Cut Axons.</a> Neuroanatomical Techniques. , 373-402 (1980).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

<html> Kerevit anatomisi ve karın ganglionlar önce 5, 18, ​​19, 20 tarif edilmiştir ve önemli sinirlerin kesilmesi önlemek için diseksiyon önce onlarla aşina olmak için tavsiye edilir. Bu izole sinir kablosu bozulmasını önlemek için 23 ° C&#39;nin altındaki sıcaklıklarda hazırlık tutmak için kritik öneme sahiptir. Bu yıkama çözeltisine, soğuk kerevit tuzlu su ile 20-30 dk değiştirilmesiyle kolayca elde edilebilir. Bu koşullar altında, gangliyonların zincir kadar 12 saat boyunca elektrofizyolojik deneyler için kullanılabilir. Bazen yüzgeç motor nöronları aktif değildir ve hiçbir spontan patlama aktivite gösterirler. kolinerjik agonist karbakol Bu terkiplerde patlama hareketliliğine sebep için kullanılır. Soğuk kerevit tuzlu su içinde çözülmüş, 1-3 uM karbakol banyo uygulamaları yüzgeç ritmi 21 aktif hale getirmek için yeterlidir. &quot;ove_content&gt; kurgusal lokomosyon ve bu sistemde kayıtlı uzuvların özellikle koordinasyonu ritmik aktivite ve koordinasyon hücresel özellikleri hakkında birçok bilgi sağlamaktadır. Bu sistemde nöronal bileşenleri yerel microcircuits 8-10 tespit ve ayrıca edilir koordine ağ hücresel ayrıntılı 11,14,15 bilinmektedir. dışı kayıtları ile yapılan deneylerde elde edilen sonuçlar, daha önce matematiksel modeller ve roboticists için tahminler verir. Tüm yüzgeç nöronlar dendritik Yanal neuropil içinde dallanma ve hücre bu dendritler kaydedilebilir göstermektedir. Şekil 20&#39;de, PS motor nöronun hücre içi kayıt gösterilmiştir. 1 M KAc + 0.1 M KCl (35 arası elektrot direnci - 45 MΩ) ile dolu bu keskin mikroelektrot (takviyeleri bakınız) Yanal neuropil üstüne yerleştirilir. salınım membran potansiyelleri welektrot sinir N1 üssü yakınlarında takıldığında PS ve RS motor nöron dendritler ell sivri kaydedilebilir. Şekil 21&#39;de gösterildiği gibi, hücre içinde ayrı ayrı nöronlar (örn motor nöronları) leke için, keskin bir mikroelektrot ek olarak 1 M Kac + 0.1 M KCI içinde çözülmüş bir floresan boya (örneğin,% 1 dekstran Teksas Kırmızısı, bakınız ek) ile doldurulur. 2 Hz 250 ms süresi 1 nA darbeleri kutuplaştırıcı, iyontoforez ile hücre motor nöronları doldurmak için en az 10 dakika süreyle uygulanır. Pozitif yüklü boyalar bakliyat depolarizan ve negatif yüklü boyalar için kullanmak için hiperpolarizan darbeleri kullanın. Uzun dolgular güçlü etiketli nöron sonuçlanır. Görselleştirme için sinir kablosu, susuz sabit ve 22 monte edilmelidir. Motor nöron bir havuz leke için bir yöntem, sinir N1 gelen Dolgularda kullanmaktır (Şekil 22) 4, 23. PS motor nöronların havuzu doldurmak için sinir N1 posterior dalı etrafında vazelin bir kuyu yerleştirin. SC motorun havuzu leke iyi sinir N1 ön dalı üzerine yerleştirilir nöronlar. kuyudaki kerevit tuzlu GKD 2 O. tarafından değiştirilir Sonra kuyunun içinde bu sinir kesmek ve oda sıcaklığında GKD 2 O (RT) 15 dakika bekletin. Veya% 5 NicL 2 - - vazelin ile (GKD 2 O çözünmüş) çözüm ve yakın kuyular Bundan sonra, 5% CoCl 2 biriyle kuyularda GKD 2 O değiştirin. Örnek 4 ° C&#39;de en az 15 saat süre ile inkübe edilmesi gerekir. , Kuyu açmak için boya kaldırmak ve tuzlu su ile örneklemin 3 kez yıkayın. Oda sıcaklığında 20 dakika boyunca başlık altında, Dithiooxamid Petri tabağına, her 10 mi kerevit tuzlu su için (% 100 EtOH içinde eritilir, doymuş solüsyon) 10 damla Ni 2+ veya Co + 2 iyonlarının çökmesi. Ni 2+ - iyonları mavi Ni (SCH) ve Co 2+ için çökelecektir </sup&gt; turuncu CoS için -ions. sinir kordonu susuz, sabit ve kamera ile donatılmış bir ışık mikroskobu altında etiketli hücrelerin görüntüleri elde etmek için monte edilmelidir.

kerevit swimmerets duruş kontrolünde bir işlevi yerine ve hayvanlar ileri yüzmek ritmik zaman yendi, kendi Burrows veya kadın kendi yumurta 5, 6 havalandırır havalandırın. Sinyal kerevit, Pacifastacus leniusculus ve swimmerets, beşte ikinci gelen çiftler meydana Karın 7 her tarafında bir uzuv ile karın segment. merkezi sinir sistemi hayvanda yanı sıra izole edilmiş sinir kablosu hazırlanmasında yüzgeç hareketini tahrik kendi ritmik motorlu kalıbında üretir. Duyu geri bildirim veya azalan girişi mevcut olduğunda üretilen ritmik motorlu model kurgusal lokomosyon 1, 2 denir. Yüzgeç sisteminde bu motorun model sağlam hayvan ölçülen swimmerets aktivitesi herhangi parametrede farklı değildir. Her bir yüzgeç hareketi bulunan ve bir c sınırlı bir mikro devre ile tahrik edilirhemiganglion 1 orresponding -. 3 Her mikrodevre beş tanımlanan olmayan çivileme internöronlardan içeren bir desen üreten çekirdek vardır. Onlar işlevsel olarak karakterize edilebilir ya Güç İnme önleyici (IPS) ya da Return İnme önleyici (IRS) 8. Kendi alternatif aktivite karşılıklı inhibisyonu 9 ile tahrik edilir ziyade bu IPS ve IRS internöron, endojen osilatörler değildir. Bu internöron doğrudan yüzgeç motor nöronları inhibe Çünkü, alternatif PS-RS hareketi 10 oluşturulur. Hareket ancak, sadece, aynı zamanda farklı bağımsız microcircuits koordinasyon aktivitesi üretilmesini gerektirir, ancak değildir. Yüzgeç sisteminde bu koordinasyon uzuvlar doğru zamanlarda aktif olmasını sağlar koordine mikro devre ile kurulur. Bu mikrodevreli, her segmentteki 11-15 belirlenmiş üç nöronlar tarafından inşa edilmiştir. Bu protokol, th sağlare ilk kez bir adım-adım diseksiyonu kılavuz ganglionlar (A6 T4, Şekil 1) zincirini izole etmek. Biz izole karın sinir kablosunu pin ve her ganglion desheathe nasıl gösterir. Bu izole edilmiş sinir sistemi hazırlanırken, yüzgeç hareketten sorumlu nöronlar elektrofizyolojik ve morfolojik deneylerinde kullanılmak üzere hazırdır. Bu protokolün ikinci bölümü yüzgeç motorlu modelinin temel özelliklerini gösterir. Bu hücre dışı kayıt için bir adım-adım kılavuzunu yüzgeç motor nöronların aktivitesini içerir. RS motor nöronların aksonları PS motor nöronların aksonları aynı sinirin posterior dalı ile (Şekil 1) proje ise, sinir N1 ön dalı ile proje 4. Bu nedenle onların faaliyet diferansiyel pim elektrotlar ile bu şubelerden kaydedilebilir. <img alt="Şekil 1," fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig1highres.jpg" width="200" /><br/&gt; Şekil 1: karın ganglion 6 (A6) ve T4 şematik diyagram göğüs ganglion 4 (T4) İzole sinir sistemi:. Torasik ganglion 4; T5: Torasik ganglion 5; A1, A2 ... A6 karın ganglion 1, karın ganglion 2 ... karın ganglion 6; N1: sinir N1; N2: sinir N2; N3: sinir N3; PS: Güç-inme; RS: dönüş inme. Yön kısaltmalar: A = ön; P = arka. Bu diseksiyon prosedürü ve gösterdi elektrofizyolojik tekniği lisans öğrencileri için uygundur ve fizyoloji öğrenci uygulamalı dersler tamamlayabilir. gangliyonların izole zincir sinir sistemi işlevini, koordinasyon veya yüzgeç microcircuits 6 modülasyonunu olarak hareket yeteneği 16, 17 adaptif davranış nöronal kontrol çalışması için deneyler bir dizi kullanılmıştır. kerevit yüzgeç sistemi böylece çok büyük bir miktarını temin ilginç öğretim veya tTüm kerevit ve kurgusal motorlu modelinin dışı kayıt ventral sinir kordonu diseksiyonu ile başlayan fırsatlar yağıyor.

<table><tbody><tr><td>4-channel extracellular amplifier: MA 102&amp;nbsp;</td><td>Amplifier</td><td>Elektroniklabor, Zoologie, Universit&amp;auml;t zu K&amp;ouml;ln, Germany</td><td></td></tr><tr><td>air-table</td><td></td><td>Technical Manufacturing Corporation&lt;br/&gt; (TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA</td><td>63-534</td></tr><tr><td>Axon Digidata 1440A</td><td>Digitizer</td><td>Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA</td><td>DD1440A</td></tr><tr><td>big bucket&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Clampex &amp;amp; Clampfit</td><td>pClamp 10, recording and analysis software</td><td>Molecular Devices Design, Union City, CA</td><td>pClamps 10 Standard</td></tr><tr><td>cold lamp source</td><td>with flexible light guide (fiber optic bundle)&amp;nbsp;</td><td>Euromex microscopes holland, Arnhem, BD</td><td>LE.5211 &amp;amp; LE.5235</td></tr><tr><td>computer and monitor</td><td>equipped with recording software</td><td></td><td></td></tr><tr><td>container and pipette for liquid waste&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>crayfish saline&amp;nbsp;</td><td>contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4.&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable)</td><td>fluorescent dye, lysine fixable</td><td>Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany</td><td>D3328</td></tr><tr><td>dissection dish&amp;nbsp;</td><td>(l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>faraday cage</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>fixing pins</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>forceps (biology, Dumont #5)</td><td>Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>11252-20</td></tr><tr><td>forceps (biology, Dumont #55)</td><td>Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>11255-20</td></tr><tr><td>forceps (electronic, Dumont #5)</td><td>Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>11251-20</td></tr><tr><td>intracellular electrode</td><td>Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament</td><td>Sutter Instruments, Novato, CA</td><td>BF100-50-10</td></tr><tr><td>Leica S8 Apo StereoZoom</td><td>Dissection Microscope&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; Zoom 1x - 8x</td><td>Leica, Germany</td><td>10446298</td></tr><tr><td>microscope table</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>mirror</td><td>to illuminate preparation from below</td><td></td><td></td></tr><tr><td>modeling clay</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Olympus SZ61</td><td>Dissection Microscope&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; Zoom 0.67x - 4.5x</td><td>Olympus, Germany</td><td></td></tr><tr><td>petri dish&amp;nbsp;</td><td>94 x 16 mm; lined with clear silicone</td><td>Greiner bio-one, Germany</td><td>633180</td></tr><tr><td>ring scissors</td><td>ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>14054-13</td></tr><tr><td>spring scissors or alternative: Vannas spring scissors</td><td>cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>15024-10 or&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 15000-08</td></tr><tr><td>student Vannas&amp;nbsp; spring scissors or alternative:&amp;nbsp; Moria Spring Scissors</td><td>cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm</td><td>Fine Science Tools (FST), Germany</td><td>91500-09 or&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 15396-00</td></tr><tr><td>sylgard</td><td>184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon</td><td>Dow Corning, Midland, MI, USA</td><td></td></tr><tr><td>syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

the swimmeret system of crayfish: a practical guide for the dissection of the nerve cord and extracellular recordings of the motor pattern

Burada kerevit karın sinir kordonu diseksiyonu göstermektedir. Hazırlık son iki göğüs gangliyonları (T4, T5) ve karın ganglionlar zincirini (A6 A1) içermektedir. Yüzgeç sistemi: ganglion Bu zincir pleopods (swimmerets) koordineli lokomosyon sürücüler santral sinir sistemi (MSS) kısmını kapsamaktadır. Bu kerevit her yüzgeç ritmik alternatif aktivite 1-3 üretir kendi bağımsız desen üreten çekirdek tarafından tahrik beş yılı aşkın bir süredir bilinmektedir. motor nöronlar, her yüzgeç ve kas anatomik ve fonksiyonel olarak farklı popülasyonlar 4 iki içermektedir innerve. Bir yüzgeç geri çekilmesi (güç inme, PS) sorumludur. Diğer yüzgeç protraksiyonuna (dönüş inme, RS) sürücüler. Yüzgeç sisteminin motor nöronlar kendiliğinden in vivo olarak kaydedilen model ile aynı olan bir hayali motor modelini üretmek mümkün </em&gt; 1. Bu raporun amacı, ritim üreten ağları ve öğrencilerin pratik laboratuar dersleri için bağımsız microcircuits koordinasyonu çalışmak için ilginç ve kullanışlı bir model sistemini tanıtmaktır. sağlanan protokol, ganglionlar izole zincirinin çivileme ganglionlar desheathing ve izole sinir sisteminden ekstraselüler swimmerets kurgusal motorlu desen kayıt, kerevit karın sinir kordonu diseksiyon için adım adım yönergeler içerir. Ayrıca, biz dendritler hücre kaydedilen yüzgeç nöronların aktivitesini izleyebilirsiniz. İşte biz de kısaca bu teknikleri tanımlamak ve bazı örnekler sunmak. Ayrıca, yüzgeç nöronların morfolojisi çeşitli boyama teknikleri kullanılarak değerlendirilebilir. Burada boya dolu nöronlar ve yüzgeç motor nöron havuzları Dolgularda (iyontoforez ile) hücre içi örnekler sunmak. Bizim laboratuvardaBiz hücresel düzeyde microcircuits arasındaki kurgusal lokomosyon, MSS aktivitesine duyusal geribildirim etkisi ve koordinasyon temel fonksiyonlarını incelemek için bu hazırlık kullanın.

RS ve PS, bir ganglion motor nöronların eşzamanlı dışı kayıtları ile, bu motor nöron havuzları alternatif etkinliği, kurgusal lokomosyon desen temsil (Şekil 18) izlenebilir. <img alt="Şekil 18" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig18highres.jpg" /> Şekil 18: Bir ganglion ve diferansiyel pim elektrot yerleştirme şematik Hücre dışı SC motor nöronların kayıt (üst iz) ve PS motor nöronlar (düşük iz).. PS 5 motor nöronların ipsilateral PS 2 hücre dışı PS aktivitesi yüzgeç sistemi (Şekil 19A) içinde intersegmental koordinasyon ilginç yönlerini vurgulamaktadır. İlk &lt;, etkinlik her zaman A5 (Şekil 19A, 4. iz) bir PS patlama ile başlar ve uyarma dalga (ön yönünde ilerleyenstrong&gt; Şekil 19A, yeşil hat). İkinci olarak, her segmentte (bir sonraki kaymasının başlangıcı bir kaymasının başlangıcından itibaren ölçülen zaman) süresi sabiti (Şekil 19A, mavi ok) kalır. Bu sürece sonraki bir gangliyondan bilgi akışı bozulmamış ve deneysel koşullar değişiklik yok gibi, doğrudur. Farklı preparatlar içinde ya da farklı deneysel koşullar altında dönemleri ve patlama süreler esas değişebilir: 0.25 dönemlerinde 1 sn. Farklı hazırlıkları arasında bu parametreleri karşılaştırmak amacıyla, onlar normalleştirilmiş ve bir faz histogramı (Şekil 19B) olarak grafikle gerekir. Bu, motor desen üçüncü ilginç yönünü ortaya koymaktadır: segmentler arasındaki faz-lag, intersegmental gecikme, sabit ve ritim frekanstan bağımsız kalır. Bir faz histogram hesaplamak için aşağıdaki ölçümler ve hesaplamalar nece vardırssary: İlk olarak, bir referans izi seçilmelidir. Genellikle biz ms (örneğin, PS 5) referans birkaç segment (Şekil 19A) .Sonra genelinde kaydedilen yüzgeç ritim, dönemi ölçmek faz histogramı için (zaman 0 olmak) gibi (en arka ganglion PS iz kullanmak ) Bir PS 5 kaymasının (zaman = 0 başlangıcından ritim sonraki PS 5 kaymasının (Şekil 19A, mavi ok) yönelik olarak, bu döngü başlangıcında Şekil 19A, portakal noktalı çizgi), ms ​​gecikmeleri (ölçmek PS diğer ganglionlar her patlama arasında) PS 5 patlama (zaman 0) ve start (patlama başlangıçlı, Şekil 19A ve B, portakal oklar) ve sonu başlangıcı arasında (), Şekil 19A ve B menekşe oklarını ofset . Bu nedenle faz başlangıcı hesaplamak ve her latans eşzamanlı döneme göre ayrılır patlama dengelemek için. Bu ölçümler, sayısal v neden olurŞekil 19B gösterildiği gibi 0 ile 1 arasında edilen değerler Son olarak, bir faz Histogramda bu değerleri arsa. Elde edilen faz histogramı (Şekil 19B) her segmentte patlama PS görev döngüsü hakkında bilgi içerir. Ve komşu segmentler arasında 0.25 ~ olan intersegmental faz-lag açıkça görülebilir. <img alt="Şekil 19" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig19highres.jpg" /> Şekil 19: (A) elektrot yerleştirme ve faz histogram için gerekli PS 2. (B) Ölçüler ve hesaplamalar ipsilateral PS 5 hücre dışı kayıt şematik. On ardışık patlamaları (n = 10) hesaplanan faz histogramı ~ 0.25 intersegmental faz gecikmesini gösterir. Daha gelişmiş deneyci için, motor nöronların dendrit keskin Mikroelektronlar ile hücre içi kayıtları yararlı olabilir. membran potansiyelleribireyin hücre kaydedildi PS motor nöronların aynı hemiganglion tüm PS motor nöronların hücre dışında kaydedilen aktivitesi ile faz-içi salınımları (Şekil 20, gri paneller) gösterir. Seçenek olarak ise, RS motor nöronlar ya da internöron aynı şekilde hücre kaydedilebilir (veriler gösterilmemiştir). <img alt="Şekil 20" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig20highres.jpg" /> Şekil 20:. Elektrot yerleştirme şematik bir hücre kaydedildi PS motor nöron (üst iz) membran potansiyeli ekstraselüler kaydedilen PS aktivitesi (düşük iz) ile faz (gri paneller) olarak salınır. Hücre kaydedilen nöronlar (internöron veya motor nöronlar) tanımlanması için, hücreler keskin Mikroelektronlar ve iyontoforez (tartışma) kullanılarak doldurulmuş boyamaktadır olabilir. Şekil 21, iki hücre dolu boyamaktadır PS motor nöronlar gösterilir. Onların ventral somataSinir N1 tabanına posterior yer almaktadır. Yanal nöropil (Şekil 21A ve B-3) kapsamında birincil akson öne projeler (Şekil 21B-2) ve dalları; yüzgeç kas (Şekil 21B-4) sinir N1 posterior dalı ile akson projeleri. <img alt="Şekil 21," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig21highres.jpg" /> Şekil 21: Bir karın ganglion (A) şematik (B) İki hücre lekeli PS motor nöronlar.. (1) somata; (2) Birinci nevritler; Yan nöropil dallanma (3) dendritik; (4) sinir N1 posterior dalı ile projeyi aksonlar; Çubuk = 100 um. Az gelişmiş deneyci veya karın ganglion morfolojisi incelemek isteyenler için, sinir N1 yoluyla PS ve RS motor nöron havuzlarından Dolgularda, ilginç bir egzersiz vardır. Şekil 2&#39;de2, SC ve bir hemiganglion PS motor nöronlar, sırasıyla Co2 + (SC) ve Ni2 + iyonları (PS) ile boyandı. PS motor nöronların Somata sinir N1 (Şekil 22-1) tabanına posterior yer almaktadır. SC motor nöron tüm somata sinir N1 (Şekil 22-2) tabanına anterior bulunmaktadır. <img alt="Şekil 22," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig22highres.jpg" /> Şekil 22: anterior (turuncu, Co 2+) ve posterior (mavi, Ni 2+) sinir N1 dalı gelen Dolgularda (1) PS motor nöronların Somata;. SC motor nöronların (2) somata. Çubuk = 100 um. <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig3highres.jpg" /> Şekil 3: Temizleme tırnakların (1) ve uropods (2). Kırmızı hatlar (1) ve (2) kesik konumlarını göstermektedir. Bar = 5 sm. Şekil 4:. (A) Hayvan telson en ventral yüzü yukarı tutturulmuş ve sabit (B) kerevit soğuk tuzlu su ile pençe deliğinden kansızlaştırıldı edilir. Çubuklar = 5 sm. <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig5highres.jpg" /> Şekil 5 (A) Dekapitasyon ve yürüme bacakların (B) çıkarılması. Kırmızı çizgiler kesim pozisyonlarını göstermektedir. Barlar = 1 cm. <img alt="Şekil 6," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig6highres.jpg" /> Şekil 6: (A, B, C ve D), ön ve Cephalothoraksın yanal kısımlarının çıkarılması. Yan tarafı boyunca karın E. açıldı.Kırmızı hatlar (1), (2), (4) ve (5) kesik konumlarını göstermektedir. (3) Sindirim bezi. Kırmızı oklar zaten açılmış karın boşluğuna işaret. Barlar = 1 cm. <img alt="Şekil 7," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig7highres.jpg" /> Şekil 7 (A) örnek yürüme bacaklar (kırmızı oklar) bir açıklığa kapar numune açıkken (B), dorsal, kas şeritler (1) çapraz olarak kesilmiştir edilir.. Beyaz ok sternum plaka çekti hangi yönünü gösteriyor. Sternum arter (2) ve sinir kablosu ile karın boşluğu (C) Genel (3). <img alt="Şekil 8," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig8highres.jpg" /> Şekil 8: Sabit dorsal kas şeritlerinin (1) ile kerevit karın Enine görünümü ve sternum arter (2); Kırmızı hatlar (3) ve (4) kesik konumlarını göstermektedir. Barlar= 5 mm olmalıdır. <img alt="Şekil 9," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig9highres.jpg" /> Şekil 9: Sırt ve karın ventral kısımları birbirinden ayrılır (1) Kırmızı hat kesme konumunu gösterir.. Ventral sinir kablosu ile sternum plaka (2); Karın (3) bir bölümünü dorsal. <img alt="Şekil 10," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig10highres.jpg" /> Şekil 10:.. (A) forseps Pozisyonlar ön sefalotorasik sterna kaldırmak için (B) Kırmızı çizgiler (1) ve (2) nerede kalan sefalotorasik göğsüne arasındaki kasları kesmek göstermektedir (C) göğüs sinirler de nakledilmiş olan kırmızı çizgiler (3) çevreleyen dokudan göğüs ganglionlar izole etmek. Kırmızı çizgi (4) T3 ve T4 arasındaki kesim gösterir. Çubuklar = 5 mm. Şekil 11: (A ve B) A2 sternum plaka Görünüm. sinir N1 arka sternum cuticular içe katlanması (1) ve anterior sternal cuticular infoldings (B 2) hem de birlikte bir kesim ile dokudan izole edilmiştir. izole sinir N1 (C) A2 çevresindeki bölgenin yüksek büyütme,. ( benzer kesim ile karşı tarafta sinir N1 D) İzolasyon. Kırmızı hatları (2) ve (3) kesik pozisyonlarını gösterir; (1) ön ve sternum cuticular infoldings posterior; Çubuklar = 5 mm. <img alt="Şekil 12," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig12highres.jpg" /> Şekil 12: (A ve B), A6 dokudan izole edilir ve sinir kablosu A6 sinirler de kaldırılabilir (° C). </strong&gt; ventral karın arter karın ganglionlar tüm bağlantıları transekte edilir. (D) İzole sinir kablosu açık sylgard ile kaplı bir Petri kabı aktarılır ve tuzlu su ile doldurulur. Kırmızı çizgiler kesim pozisyonlarını göstermektedir. Çubuklar = 5 mm. <img alt="Şekil 13," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig13highres.jpg" /> Şekil 13:. Sinir kablosu dorsal ve ventral tarafında (siyah çizgi) bir ganglion tanımlanması Yanal görünümü. Bar = 5 mm <img alt="Şekil 14," src="/files/ftp_upload/52109/52109fig14highres.jpg" /> Şekil 14:. N1 arka dalı Bar = 5 mm ayrılır sinirin ön dalı. <img alt="Şekil 15" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig15highres.jpg" /> Şekil 15: bağlaçlar (kırmızı ok) kılıftan ilk küçük kesilmiş bir karın ganglion (A) Pozisyon desheathing talimatı, gangliyona lateral ve posterior yerleştirildi. Bağ yukarıdaki kılıftan sonraki kesim (1). (B) Kırmızı çizgiler (1) ve (2) ganglion yanal sınırları boyunca keser işaretlemek kırmızı çizgi ile işaretlenir. kılıf sonradan gangliyondan çekilebilir. Çubuklar = 1 mm arasındadır. <img alt="Şekil 16" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig16highres.jpg" /> Şekil 16:. Kayıt kurulumu (A) Genel (B) Malzemeler ve hücre dışı kayıtlar için gerekli araçlar. Elektrofizyolojik kayıt için gerekli C Ekipmanları. (1) Soğuk lamba kaynağı; (2) Faraday kafesi; (3) stereo mikroskop; (4) Hava-tablo; (5) mikroskop tablosu; (6) ayna; (7) diferansiyel pim elektrotlar; (8) şırınga petrol dolujöle; (9) modelleme kil; (10) forseps; (11) sıvı atık bertaraf; (12) sayısallaştırıcı; (13) hücre dışı bir amplifikatör; (14), bilgisayar, kayıt yazılımı ve monitör ile donatılmıştır. <img alt="Şekil 17" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig17highres.jpg" /> Şekil 17: (A ve B) (1) ve referans (2) pim elektrot kayıt pozisyonu. (C ve D) N1 kayıt elektrot etrafında viraj olan sinirin posterior dalı. Kayıt elektrot E. tabanı (4) vazelin ile izole edilir. F. tam kayıt elektrot banyo çözeltisinden vazelin ile izole edilir. Vazelin ile dolu (3) Şırınga. Çubuklar = 2 mm arasındadır.

Watch this Scientific Journal Video about The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern at JoVE.com

The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.

Kerevit ve yüzgeç Sistemi: Sinir Kordon ve Motorlu Pattern Extracellular Recordings ve Diseksiyon için Pratik Kılavuzu

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of ...

the-swimmeret-system-crayfish-practical-guide-for-dissection-nerve

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.0K Görüntüleme.  University of Cologne. Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons. 

Video: The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Physiological Recordings of High and Low Output NMJs on the Crayfish Leg Extensor Muscle

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor neurons innervating the extensor muscle in the walking leg of a crayfish. Distinct differences are present in the physiology and morphology of the phasic and tonic nerve terminals. The tonic axon contains many more mitochondria, enabling it to take a vital stain more intensely than the phasic axon. The tonic terminals have varicosities, and the phasic terminal is filiform. The tonic terminals are low in synaptic efficacy but show dramatic facilitated responses. In contrast, the phasic terminals are high in quantal efficacy but show synaptic depression with high frequency stimulation. The quantal output is measured with a focal macropatch electrode placed directly over the visualized nerve terminals. Both phasic and tonic terminals innervate the same muscle fibers, which suggests that inherent differences in the neurons, rather than differential retrograde feedback from the muscle, account for the morphological and physiological differentiation.

This article demonstrates how to conduct electrophysiological recordings of synaptic responses on the extensor muscle in the walking leg of a crayfish and how the nerve terminals are visualized to show the gross morphological differences of high- and low-output nerve terminals.

Kerevit Bacak ekstansör kas Yüksek ve Düşük Çıkış NMJs Fizyolojik Kayıtlar

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor ...

Nörobilim

Membrane Potentials, Synaptic Responses, Neuronal Circuitry, Neuromodulation and Muscle Histology Using the Crayfish: Student Laboratory Exercises

The purpose of this report is to help develop an understanding of the effects caused by ion gradients across a biological membrane. Two aspects that influence a cell's membrane potential and which we address in these experiments are: (1) Ion concentration of K+ on the outside of the membrane, and (2) the permeability of the membrane to specific ions. The crayfish abdominal extensor muscles are in groupings with some being tonic (slow) and others phasic (fast) in their biochemical and physiological phenotypes, as well as in their structure; the motor neurons that innervate these muscles are correspondingly different in functional characteristics. We use these muscles as well as the superficial, tonic abdominal flexor muscle to demonstrate properties in synaptic transmission. In addition, we introduce a sensory-CNS-motor neuron-muscle circuit to demonstrate the effect of cuticular sensory stimulation as well as the influence of neuromodulators on certain aspects of the circuit. With the techniques obtained in this exercise, one can begin to answer many questions remaining in other experimental preparations as well as in physiological applications related to medicine and health. We have demonstrated the usefulness of model invertebrate preparations to address fundamental questions pertinent to all animals.

The experiments demonstrate an easy approach for students to gain experience in examining muscle structure, synaptic responses, the effects of ion gradients and permeability on membrane potentials. Also, a sensory-CNS-motor-muscle circuit is presented to show a means to test effects of compounds on a neuronal circuit.

Membran Potansiyelleri, Synaptic Yanıtları, Sinir Devresi, Nöromodülasyon ve Kerevit kullanarak kas Histoloji: Öğrenci Laboratuvarı Egzersizler

The purpose of this report is to help develop an understanding of the effects caused by ion gradients across a biological membrane. Two aspects that ...

Muscle Receptor Organs in the Crayfish Abdomen: A Student Laboratory Exercise in Proprioception 

The primary purpose of this experiment is to demonstrate primary sensory neurons conveying information of joint movements and positions as proprioceptive information for an animal. An additional objective of this experiment is to learn anatomy of the preparation by staining, dissection and viewing of neurons and sensory structures under a dissecting microscope. This is performed by using basic neurophysiological equipment to record the electrical activity from a joint receptor organ and staining techniques. The muscle receptor organ (MRO) system in the crayfish is analogous to the intrafusal muscle spindle in mammals, which aids in serving as a comparative model that is more readily accessible for electrophysiological recordings. In addition, these are identifiable sensory neurons among preparations. The preparation is viable in a minimal saline for hours which is amenable for student laboratory exercises. The MRO is also susceptible to neuromodulation which encourages intriguing questions in the sites of modulatory action and integration of dynamic signals of movements and static position along with a gain that can be changed in the system.

Muscle Receptor Organs in the Crayfish Abdomen: A Student Laboratory Exercise in Proprioception

The primary purpose of this experiment is to understand how primary sensory neurons convey information of joint movements and positions as proprioceptive information for an animal. An additional objective of this report is present the anatomy of the preparation by dissection and viewing of neurons under a dissecting microscope.

Kerevit Karın kas Reseptör Organlar: Propriyoseptör Öğrenci Laboratuvar Egzersiz

The primary purpose of this experiment is to demonstrate primary sensory neurons conveying information of joint movements and positions as proprioceptive ...

Physiological Experimentation with the Crayfish Hindgut: A Student Laboratory Exercise

The purpose of the report is to describe dissection techniques for preparing the crayfish hindgut and to demonstrate how to make physiological recordings with a force transducer to monitor the strength of contraction. In addition, we demonstrate how to visually monitor peristaltic activity, which can be used as a bioassay for various peptides, biogenic amines and neurotransmitters. This preparation is amenable to student laboratories in physiology and for demonstrating pharmacological concepts to students. This preparation has been in use for over 100 years, and it still offers much as a model for investigating the generation and regulation of peristaltic rhythms and for describing the mechanisms underlying their modulation. The pharmacological assays and receptor sub-typing that were started over 50 years ago on the hindgut still contribute to research today. This robust preparation is well suited to training students in physiology and pharmacology.

In this report we demonstrate techniques that can be used to investigate the biology of the crayfish hindgut. We show how to dissect a crayfish abdomen and study the associated anatomy, physiology and modulation of activity. The peristaltic activity and strength of contractions are measured using a force transducer.

Kerevit Hindgut Fizyolojik Deney: Öğrenci Laboratuvar Egzersiz

The purpose of the report is to describe dissection techniques for preparing the crayfish hindgut and to demonstrate how to make physiological recordings ...

Continuous Noninvasive Measuring of Crayfish Cardiac and Behavioral Activities

A crayfish is a pivotal aquatic organism that serves both as a practical biological model for behavioral and physiological studies of invertebrates and as a useful biological indicator of water quality. Even though crayfish cannot directly specify the substances that cause water quality deterioration, they can immediately (within a few seconds) warn humans of water quality deterioration via acute changes in their cardiac and behavioral activities.
In this study, we present a noninvasive method that is simple enough to be implemented under various conditions due to a combination of simplicity and reliability in one model.
This approach, in which the biological organisms are implemented into environmental evaluation processes, provides a reliable and timely alarm for warning of and preventing acute water deterioration in an ambient environment. Therefore, this noninvasive system based on crayfish physiological and ethological parameter recordings was investigated for the detection of changes in an aquatic environment. This system is now applied at a local brewery for controlling&#160;quality of the water used for beverage production, but it can be used at any water treatment and supply facility for continuous, real-time water quality evaluation and for regular laboratory investigations of crayfish cardiac physiology and behavior.

This article presents a noninvasive biomonitoring system for the continuous recording and analyses of crayfish cardiac and locomotor activities. This system consists of a near-infrared optical sensor, a video-tracking module, and software for evaluating crayfish heartbeats that reflects its physiological condition and characterizes crayfish behavior during heartbeat fluctuations.

Kerevit kardiyak ve davranışsal faaliyetlerinin sürekli noninvaziv ölçme

A crayfish is a pivotal aquatic organism that serves both as a practical biological model for behavioral and physiological studies of invertebrates and as ...

Davranış

Recordings of Neural Circuit Activation in Freely Behaving Animals

The relationship between patterns of neural activity and corresponding behavioral expression is difficult to establish in unrestrained animals. Traditional non-invasive methods require at least partially restrained research subjects, and they only allow identification of large numbers of simultaneously activated neurons. On the other hand, small ensembles of neurons or individual neurons can only be measured using single-cell recordings obtained from largely reduced preparations. Since the expression of natural behavior is limited in restrained and dissected animals, the underlying neural mechanisms that control such behavior are difficult to identify. 
Here, I present a non-invasive physiological technique that allows measuring neural circuit activation in freely behaving animals. Using a pair of wire electrodes inside a water-filled chamber, the bath electrodes record neural and muscular field potentials generated by juvenile crayfish during natural or experimentally evoked escape responses. The primary escape responses of crayfish are mediated by three different types of tail-flips which move the animals away from the point of stimulation. Each type of tail-flip is controlled by its own neural circuit; the two fastest and most powerful escape responses require activation of different sets of large &#8220;command&#8221; neurons. In combination with behavioral observations, the bath electrode recordings allow unambiguous identification of these neurons and the associated neural circuits. Thus activity of neural circuitry underlying naturally occurring behavior can be measured in unrestrained animals and in different behavioral contexts.

Non-invasive measurements of neural activity patterns in freely behaving animals are obtained by combining neurophysiological recordings with high speed videography.

Serbestçe Hayvanlar Behaving Sinir Devre Etkinleştirme kayıtları

The relationship between patterns of neural activity and corresponding behavioral expression is difficult to establish in unrestrained animals. ...

Biyoloji

Neural Circuit Recording from an Intact Cockroach Nervous System

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological effects of insecticides. This article describes the scope of cockroach sensory modalities that can be used to assay how an insect nervous system responds to environmental perturbations. Emphasis here is on the escape behavior mediated by cerci to giant fiber transmission in Periplaneta americana. This in situ preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of neuronal activity. Peptides or other chemical reagents can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline. Insecticides could also be administered prior to dissection and the escape circuit can serve as a proxy for the excitable state of the central nervous system. In this context the assays described herein would also be useful to researchers interested in limb regeneration and the evolution of nervous system development for which P. americana is an established model organism.

This article describes the cockroach ventral nerve cord dissection and extracellular recordings from the cercal nerve and connectives. Evoked responses are generated by electrical stimulation of the cercal nerve or direct mechanical stimulation of the cerci.

Sinir Devre Kaydı bir Bozulmamış Hamamböceği Sinir Sistemi

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological ...

Measures of Heart and Ventilatory Rates in Freely Moving Crayfish

The fear, flight or fight response serves as the fundamental physiological basis for examining an organism's awareness of its environment under an impending predator attack.  Although it is not known whether invertebrates posses an autonomic nervous system identical to that of vertebrates, evidence shows invertebrates have a  sympathetic-like  response to regulate the internal environment and ready the organism to act behaviorally to a given stimuli.  Furthermore, this physiological response can be feasibly measured and it acts as a biological index for the animal's internal state.  Measurements of the physiological response can be directly related to internal and external stressors through changes in the central nervous system controlled coordination of the cardio-vascular and respiratory systems.   More specifically, monitoring heart and ventilation rates provide quantifiable measures of the stress response not always behaviorally observed. Crayfish are good model organisms for heart and ventilatory rate measurements due to the feasibility of recording, as well as the rich history known of the morphology of the crayfish, dating back to Huxley in 1888, and the well-studied typical behaviors.

Invertebrates show an autonomic sympathetic-like response similar to that described for vertebrates. The coordination of the cardio-vascular and ventilatory systems allows for measurement of a biological index in which to assess an organism internal state.

Serbestçe Kerevit Hareketli Kalp ve Ventilatuar Oranları Ölçüleri

The fear, flight or fight response serves as the fundamental physiological basis for examining an organism's awareness of its environment under an ...

Historical View and Physiology Demonstration at the NMJ of the Crayfish Opener Muscle

Here we present some of the key important discoveries made with the opener neuromuscular (NMJ) preparation of crustaceans and illustrate that there is still much to learn from this model preparation. In understanding the history one can appreciate why even today this NMJ still offers a rich playground to address questions regarding pre- and post-synaptic function and plasticity. The viability and ease of access to the terminal for intracellular as well as extracellular electrophysiology and imaging are significant advantages. The mechanisms behind the modulation of vesicular kinetics and fusion within the high- and low-output terminals are begging for investigation. The preparation also offers a testable model system for computational assessments and manipulations to examine key variables in theoretical models of synaptic function, for example calcium dynamics during short-term facilitation. The synaptic complexity of active zone and statistical nature of quantal release is also an open area for future investigation both experimentally and computationally.

The opener muscle of the crayfish leg is presented for its historical importance and experimental versatility in muscle phenotype, synaptic physiology and plasticity.

Kerevit Açıcı Kas NMJ Tarihsel ve Fizyolojisi gösteri

Here we present some of the key important discoveries made with the opener neuromuscular (NMJ) preparation of crustaceans and illustrate that there is ...

Proprioception and Tension Receptors in Crab Limbs: Student Laboratory Exercises

The primary purpose of these procedures is to demonstrate for teaching and research purposes how to record the activity of living primary sensory neurons responsible for proprioception as they are detecting joint position and movement, and muscle tension. Electrical activity from crustacean proprioceptors and tension receptors is recorded by basic neurophysiological instrumentation, and a transducer is used to simultaneously measure force that is generated by stimulating a motor nerve. In addition, we demonstrate how to stain the neurons for a quick assessment of their anatomical arrangement or for permanent fixation. Staining reveals anatomical organization that is representative of chordotonal organs in most crustaceans. Comparing the tension nerve responses to the proprioceptive responses is an effective teaching tool in determining how these sensory neurons are defined functionally and how the anatomy is correlated to the function. Three staining techniques are presented allowing researchers and instructors to choose a method that is ideal for their laboratory.

Physiological and anatomical techniques are demonstrated to address function and structure for joint proprioceptors and muscle tension receptors in crustacean walking limbs.

Yengeç Parmak Propriyoseptör ve Gerilim reseptörleri: Öğrenci Laboratuvarı Egzersizler

The primary purpose of these procedures is to demonstrate for teaching and research purposes how to record the activity of living primary sensory neurons ...