Name: cardiopulmonary bypass in a mouse model: a novel approach
Uploaded: 2017-09-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 8 s
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Os autores têm sem agradecimentos.

todas as experiências em animais foram realizadas em conformidade com a lei alemã de proteção Animal (TierSchG) e foram aprovadas pelo Comitê de bem-estar dos animais locais (Baixa Saxônia Secretaria de defesa do consumidor e da segurança alimentar, protocolo TSA 14/1556). O peso mínimo de mouse apropriado para este modelo é de 25 g.
 1. preparativos pré-operatório Nota: todos os procedimentos são realizados sob condições limpas, não estéril, com instrumentos esterilizados.
<ol><li>Lugar 50-60 8 cm longo propileno oco fibras em paralelo em um tubo e se conectar com um adaptador T em ambos os lados. Preencher o espaço entre as fibras ocas e o ramo externo do adaptador em T com cola.
	<ol><li>Permitir pelo menos 24 h para a cola endurecer. Cortar as fibras ocas que se estendem do T-adaptador usando um micrótomo padrão e encostar o tubo do silicone para os sites de conexão.</li>
	</ol></li> <li>Agulha 27G metal (a partir de um branule de 26G) Introduza uma cânula de poliuretano 2 Fr. Use uma lâmina cirúrgica e microtesoura sob um microscópio (ampliação de X 8-12), para fazer três ou quatro fenestrações de cerca de 0,15 cm cada dentro do terço distal da cânula para assegurar ideal venoso retorna fluxo.
	<ol><li>Remover o fio quando concluído. Use cotonetes para dissecção romba e retração de estruturas. Usar compressas de gaze (2 de 5 x 5 cm) para absorver o excesso de líquido para evitar a desidratação do tecido.</li>
	</ol></li> <li>Preparar o volume de escorva. Conclusão, adicione 30 UI de heparina por mL de solução e 2,5% v/v de uma solução de 8,4% de NaHCO 3 para o buffer de escorva. Armazene esta solução a 4 ° C até usado.</li>
	<li>Encher o circuito de CEC (ou seja,, bomba, caçador de ar, tubulação e ambas as cânulas) com solução de escorva µ l 850 através da cânula venosa. Uma vez preenchido, mantenha o CPB circular até que o animal está pronto para canulação.</li>
</ol> 2. Anestesia animal <ol><li>para administrar anestesia, coloque o animal em uma câmara de indução abaixo dos 2,5% mistura de isoflurano/oxigênio v/v. Confirme a anestesia adequada avaliando o reflexo de retirada de pedal, reflexo de pitada de cauda e reflexo de piscar de olhos. Aplicar a pomada veterinária para evitar ressecamento do olho.</li>
	<li>Colocar o animal sobre uma almofada de aquecimento com função de regulação de temperatura. Medir a temperatura do corpo com uma sonda inserida no reto e conectado ao sistema de aquisição de dados.</li>
	<li>Após anestesia completa é alcançada, entubar o animal orotracheally usando um braunule de plástico de 20G, inseri-lo oralmente e empurrá-lo para a traqueia sob controle visual. Inicie ventilação mecânica usando um vaporizador de isoflurano, ligado a um ventilador de rato. Dependendo do peso do animal, ajustar a ventilação para que seja alcançado um volume tidal de 250-350 µ l.</li>
	<li>Para garantir a completa analgesia, injetar carprofeno animais de peso corporal de 5 mg/kg por via subcutânea. É recomendável que a concentração de isoflurano ser mantido entre 1,3-2,5% de oxigênio. Concentração de isoflurano pode ser ajustada manualmente dependendo da fase do procedimento.</li>
</ol> 3. Procedimentos cirúrgicos <ol><li>após intubação e anestesia completa é alcançada, realizar uma incisão de pele no pescoço com uma tesoura bem afiada, separe os músculos de forma contundente e expor o direito de veia jugular e carótida esquerda. Durante a preparação, coagular pequenos vasos usando um Coagulador veterinário ligado a pinça bipolar para garantir a perda de sangue mínima.</li>
	<li>Após a preparação dos vasos jugular, cranialmente ligate do segmento distal da artéria carótida comum esquerda até sua bifurcação usando suturas de seda de 8-0.</li>
	<li>Conectar-se a extremidade distal de uma cânula de 27 G para a tubagem de influxo arterial usando um conector de silicone (ID de 0,5 mm, 1 mm OD), deslizamento de sutura seda lugar 8-0 nós no segmento proximal da artéria e inserir a ponta da cânula na artéria carótida.</li>
	<li>Após o correto posicionamento da ponta da cânula, avançar a ponta da cânula para que ela põe de 3 a 4 mm proximal para o arco aórtico. Fixar a ponta da cânula fixando com nodos seda 8-0.</li>
	<li>Usando microcirúrgico fórceps e a tesoura, faz dissecação romba e afiada, expor a veia jugular direita por uma preparação sem corte de tecido lateralmente ao músculo esternocleidomastoideo, perto da clavícula e coloque um nó de seda de 8-0 na extremidade distal e um 8-0 laço na extremidade proximal.</li>
	<li>Depois da ligadura da extremidade distal da veia jugular, coloque a ponta da cânula venosa na veia jugular certa e progresso para o átrio direito e fixá-lo com o nó de seda. Para retorno venoso ideal, pode ser necessário avançar a ponta venosa no ventrículo direito.</li>
	<li>Uma vez que a posição correta da cânula é alcançada, realizar heparinização sistémica adicionando 2,5 UI de heparina por grama do peso do corpo animal através de injeção intravenosa direta na veia jugular.</li>
	<li>Para monitorização de pressão invasiva em tempo real, Canule a artéria femoral esquerda. Expor a zona da virilha e suavemente separar a artéria femoral comum a veia femoral e o nervo femoral sob 25 ampliação X.
	<ol><li>Ligam a parte distal da artéria femoral. Temporariamente occlude a parte proximal com um deslizamento-nó e faça uma pequena incisão na parede anterior usando microfórceps.</li>
		<li>Depois, introduza uma cânula de poliuretano 1 Fr na artéria femoral e fixe-o com uma seda sutura de 10-0. Esta cânula é usada para extrair amostras de sangue para gasometria arterial.</li>
	</ol></li> <li>Após a colocação do sucesso das cânulas arteriais e venosas, iniciar extracorpórea por ligar a bomba. O tempo de intubação para arranque do CPB é aproximadamente 45 min. iniciar usando uma taxa de fluxo de 0,5 mL/min, dependendo as medições da pressão sistêmica e aumento do fluxo sanguíneo dentro de 2 min para o fluxo total (4-6 mL/min), aumentando a velocidade da bomba.</li>
	<li>Sob monitoramento completo, para executar uma esternotomia superior usando a tesoura afiada, a partir do manúbrio e indo 5 mm na direção caudal. Coagular as bordas esternais imediatamente para evitar sangramento. Expor o arco aórtico, puxando a artéria carótida direita em direção cranial.</li>
	<li>Controle ótimo, circunferencialmente gratuitamente o arco aórtico do Timo e do tecido circundante, para facilitar a fixação. Coloque um laço de seda de 8-0 em torno da aorta ascendente. Para colocar a braçadeira transversal para cardioplegia, puxe o laço de seda na direção cranial para expor melhor a aorta ascendente.</li>
</ol> 4. Bypass cardiopulmonar e gasometria arterial <ol><li>para gasometria arterial (BGA), usar tubos capilares de vidro para coletar sangue arterial de 60-90 µ l através do cateter de artéria femoral.
	<ol><li>Usar uma pinça pequena do tubo do silicone e retire o tubo do cateter. Liberar a pressão lentamente sobre a mordaça para permitir o enchimento controlado do tubo capilar.</li>
		<li>Reanexar o tubo do silicone para o cateter. Inserir os tubos capilares o analisador de gás do sangue para medições nos seguintes pontos tempo: 10 min após início da CEC com ventilação (BGA1) após 25 min de CEC e a 15 min de parada respiratória (BGA2) após 40 min de CEC e 30 min de parada respiratória (BGA3) após 55 min de CEC, 45 min de respiratória e 20 min de parada cardíaca (BGA4)</li></ol></li> <li>sob fluxo estável do CPB, initia parada respiratória te parando ventilação.</li>
	<li>Após o término da ventilação, conjunto a almofada de aquecimento para 28 ° c e começar a refrigeração topicamente o animal à temperatura de 28 º c dentro o primeiro 20 min de parada respiratória, usando gaze embebida em soro fisiológico frio.</li>
	<li>Uma vez atingida uma temperatura de 28 º c e depois de um total de 30 min de parada respiratória, administrar 0,3 mL de solução de KCl de 7,45% no circuito CPB para iniciar cardioplégica.</li>
	<li>Para cruzar o aperto da aorta, puxe o laço de seda previamente colocado (etapa 3.10) na direção cranial para melhor exposição e coloque uma pinça de micro-serrefine na parte ascendente da aorta.</li>
	<li>Realizar um total de 60 min de parada respiratória e 30 min de parada cardíaca. Retire o grampo de micro-serrefine para iniciar a reperfusão do coração, a aorta ascendente. Simultaneamente, re-ventilar e aquecer o animal a 37 ° C.</li>
	<li>Após a reperfusão é concluída e o animal chegou a normotermia, encerrar o CPB, desligando a bomba e continuar a monitorar medidas fisiológicas (por exemplo, a temperatura do corpo, ECG e pressão arterial invasiva) por 20 min.</li>
	<li>No final do experimento, extrair sangue do animal sob anestesia completa (5% de isoflurano) e coletar sangue e órgãos para ainda mais análise 14.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Edmunds, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiopulmonary+Bypass+after+50+Years.">Cardiopulmonary Bypass after 50 Years.</a> N. Engl. J. Med. 351 (16), 1601-1603 (2004).</li><li>Goto, T., Maekawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+dysfunction+after+coronary+artery+bypass+surgery.">Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery.</a> J. Anesth. 28 (2), 242-248 (2014).</li><li>Uysal, S., Reich, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurocognitive+outcomes+of+cardiac+surgery.">Neurocognitive outcomes of cardiac surgery.</a> J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27 (5), 958-971 (2013).</li><li>Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. 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Os autores não têm nada para divulgar.

Nós desenvolvemos um modelo clinicamente relevante pleno funcionamento da CEC em um rato. Com mais de 30 cepas de ratos a ter doenças cardiovasculares, nosso modelo poderia ser um ponto de partida para o desenvolvimento de novos protocolos potenciais relacionados à CEC. Além disso, devido a infinidade de reagentes específicos de rato e camundongos nocaute-para fora, este modelo não pode apenas substituir o actual modelo de rato da CEC, mas irá facilitar a dissecação dos mecanismos moleculares envolvidos em danos nos órgãos relacionados ao CPB. Até à data, CPB não foi aplicada em camundongos devido microcirúrgicos desafios na técnica de canulação, bem como os desafios técnicos, incluindo o desenvolvimento de um micro-oxigenador tendo um volume de escorva suficientemente pequeno. Aproximadamente 90 trilhas e o trabalho diligente de um experiente micro-cirurgião eram necessários para alcançar um modelo estável. Mais de 15 protótipos da máquina CPB tendo rolo diferentes bombas, tubulação e reservatórios diversos foram testados e constantemente melhorados. Mais de 10 versões diferentes oxigenadores foram construídas e testadas para alcançar os resultados atuais. Nosso novo modelo exigido uma reformulação completa da configuração do modelo do rato existente de circulação extracorporais. Em primeiro lugar, nós construímos os menor possível micro-oxigenador permitindo escorva volumes &#60; 0,3 mL. O oxigenador foi redesenhada usando um sistema invertido, onde o sangue flui através das fibras ocas e não entre eles, permitindo uma redução significativa no volume de escorva.
Durante o desenvolvimento do nosso modelo, encontramos várias dificuldades técnicas. Nossos primeiros circuitos protótipo necessários volumes de escorva grandes de até 6 mL. Isto resultou em hemodiluição extrema com valores de hemoglobina abaixo de 4G/dL e hematócrito valores de aproximadamente 15 anos. Apesar de BGA, mostrando boa oxigenação, observamos sinais de hipoxemia, levando a rápida parada cardíaca durante o procedimento. Para conseguir a oxigenação adequada do tecido, valores de hematócrito devem ser acima de 25. Ajustando o tamanho da tubulação, alterando o design da bomba do rolo, produzindo um caçador aéreo miniaturizado, e otimizando cânulas venosas e arteriais, o volume de escorva foi significativamente reduzido para &#60; 0,9 mL.
Apesar de perfusão adequada fluxo de 4-6 mL/min, fornecendo o refluxo venoso suficiente é essencial. Colocação da cânula venosa no átrio direito ou, melhor ainda, no ventrículo direito, alivia o problema. Aumentar o fluxo de perfusão leva a qualquer sucção da cânula venosa ou overperfusion-relacionados a perda de fluido e tecido edema. Para evitar a retenção de CO2 no mouse, que tem um metabolismo rápido, achamos que manter o suprimento de oxigênio através do oxigenador no FiO2 80%, com um fluxo de 600 mL/min é ideal para a oxigenação dos tecidos.
Outra questão que um pode encontrar é gradual perda de volume intravascular para o interstício, necessitando substituição de repetição volume cada 30-40 min. A Hiperosmolalidade de soluções de eletrólitos contendo amido hidroxietil (HES) impede a perda de volume intravascular, mas quando usada exclusivamente, sua alta viscosidade provoca um aumento enorme na pressão sistêmica durante a CEC. Isto leva a fuga no oxigenador e o tubo proximal para a cânula arterial. Portanto, para alcançar um equilíbrio entre Hiperosmolalidade e viscosidade moderada, uma mistura 1:1 de soluções contendo HES e outro fluido balanceado isotônico foi encontrado para ser o ideal.
A condução eletrônica da bomba de roletes foram modificada para aumentar a velocidade de rotação, permitindo um fluxo suficiente dentro dos tubos de pequeno diâmetro. Sob a forte sucção produzida pela bomba de roletes, é comum ter bolhas de ar microscópicas no sistema venoso. Construção de um caçador de ar miniaturizada com volume de escorva abaixo de 0,15 mL resolvido este problema. Adicionar 0,1 mL de volume extra e reduzindo o fluxo CPB, além de verificar o correto posicionamento da cânula venosa eliminados embolia no circuito.
Para testar a viabilidade técnica de um modelo de romance extracorpórea, múltiplas coletas de sangue são necessárias. Remoção de mais de 0,2 mL de sangue é normalmente letal para um rato saudável. Para garantir o oxigênio e estabilidade hemodinâmica, a quantidade de amostras de sangue em nossa experiência foi muito além deste valor e quase atingiu 0,9 mL ao final do experimento. Não obstante, parâmetros hemodinâmicos e oxigenação estável foram observados apesar da diminuição constante da valores hematológicos. Portanto, o nosso modelo de viabilidade inicial foi desenhado principalmente como um protocolo de aguda, não-sobrevivência. Estamos agora a desenvolver um modelo de sobrevivência minimamente invasiva que, por necessidade, terá menos de amostra de sangue.

Desde a introdução do extracorpórea (CEC), para a clínica, ele tem desempenhado um papel essencial na cirurgia cardíaca1. Na moderna cirurgia cardíaca, prolongado tempo de CEC é essencial para realizar procedimentos combinados e extensas reconstruções da aorta. Embora os avanços tecnológicos têm sido tremendos, o uso de circulação extracorporais é associado com intra e pós-operatória sistêmica e órgão local danificar2,3.
Grandes modelos animais foram desenvolvidos para investigar o papel da CEC em processos fisiológicos4,5. Embora estes modelos forneceu insights sobre alguns do CPB associada a complicações, eles são extremamente caros e ferramentas moleculares (por exemplo, anticorpos) são muito limitadas. Desenvolveu-se uma alternativa mais custo-eficiente em pequenos animais. Desde o seu desenvolvimento, vários estudos têm sido realizados para otimizar um modelo CPB em ratos e coelhos5,6,7,8,9. Esses modelos fornecem uma boa base para medições de processos fisiopatológicos da doença; no entanto, eles são ainda insuficientes para investigar Imunologia celular e humoral, devido à falta de reagentes e anticorpos pertinentes. Isto prejudica o seu papel neste campo de pesquisa.
Recentemente desenvolvemos um modelo do rato do CPB. Devido a uma grande variedade de reagentes específicos de rato e camundongos geneticamente modificados, modelos de mouse são, em geral, o modelo de escolha para a pesquisa fisiológica, molecular e imunológico10,11. Portanto, nosso modelo facilitará o estudo da CEC em relação a várias comorbidades, como existem muitas cepas de ratos disponíveis com doenças clinicamente relevante12,13. Nesse sentido, este paper descreve, em detalhes, como executar CPB em camundongos. Oxigênio e parâmetros hemodinâmicos são monitorados de perto após a detenção de fundo respiratória e circulatória.

<table><tbody><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Petzold GmbH</td><td>PZN:8609189</td><td>priming volume, 1:1 with Tetraspan</td></tr><tr><td>Tetraspan 6% HES Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 05565416</td><td>priming volume, 1:1 with Sterofundin</td></tr><tr><td>Heparin Natrium 25.000</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td>PZN: 3029843</td><td>2.5 IU per ml of priming solution</td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; 8,4% Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 1579775</td><td>3% in priming solution</td></tr><tr><td>KCL 7.45 % Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 2418577</td><td>0.1 mL for cardioplegia</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis Inc., USA</td><td>PZN:00289615 08859153</td><td>5 mg/kg/BW</td></tr><tr><td>1 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C10PU-MCA1301</td><td>carotid artery</td></tr><tr><td>2 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C20PU-MJV1302</td><td>jugular vein</td></tr><tr><td>Vasofix Safety catheter 20G</td><td>B.Braun Medical</td><td>4268113S-01</td><td>orotracheal intubation</td></tr><tr><td>8-0 Silk suture braided</td><td>Ashaway Line &amp;amp; Twine Mfg. Co., USA</td><td>75290</td><td>ligature</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care Deutschland GmbH</td><td>PZN:9714675</td><td>narcosis</td></tr><tr><td>CLINITUBES blood capillaries</td><td>Radiomed GmbH</td><td>51750132</td><td>blood sampling 60 - 95 microliter</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 6mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15020-15</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 2mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15000-03</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostat</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>13009-12</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Dumont #55 Forceps</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>11295-51</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>12060-02</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18555-01</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Bulldog Serrefine</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18050-28</td><td>instruments</td></tr><tr><td>MiniVent Ventilator for Mice (Model 845)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>73-0044</td><td>mechanical ventilation</td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer Drager 19.1</td><td>Dr&amp;auml;gerwerk AG &amp;amp; Co. KGaA</td><td></td><td>anesthesia 1.3 - 2.5%</td></tr><tr><td>PowerLab data acquisition device 4/35</td><td>ADInstruments Ltd, New Zealand</td><td>PL3504</td><td>invasive pressure, ECG, temperature</td></tr><tr><td>ABL 800 Flex</td><td>Radiometer GmbH</td><td></td><td>blood gas analysis</td></tr><tr><td>NMRI mice</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Crl:NMRI(Han)</td><td>male, 30 - 35 g, 12 weeks old, housed at least 1 week before the experiment</td></tr></tbody></table>

cardiopulmonary bypass in a mouse model: a novel approach

Como extracorpórea prolongada torna-se mais essencial durante intervenções cardíacas, uma crescente demanda clínica surge para otimização do processo e para minimizar danos nos órgãos resultantes de circulação extracorporais prolongada. O objetivo deste trabalho foi demonstrar um modelo totalmente funcional e clinicamente relevante de bypass cardiopulmonar em um rato. Relatamos o dispositivo design, otimização do circuito de perfusão e técnicas microcirúrgicos. Este modelo é um modelo agudo, que não é compatível com a sobrevivência, devido à necessidade de vários desenhos de sangue. Devido a gama de ferramentas disponíveis para ratos (por exemplo, marcadores, nocautes, etc), este modelo facilitará a investigação sobre os mecanismos moleculares de danos nos órgãos e o efeito de bypass cardiopulmonar em relação a outros comorbidades.

Este protocolo descreve o circuito de perfusão, procedimentos cirúrgicos e monitoramento de parâmetros fisiológicos durante a CEC de um rato. Quando realizada por um micro-cirurgião adequadamente qualificado, os resultados são consistentemente e reproducibly obtidos.
Para manter a perfusão adequada do tecido, a pressão arterial média é sempre mantida entre 40 e 60 mmHg, ajustando o fluxo de sangue do CPB e adicionando de volume extra. Dependendo do peso do animal, o status do volume e a temperatura do corpo, o fluxo de sangue extracorporais é mantido entre 2.3-6,5 mL/min., que correção de perda de volume durante o experimento é conseguida pela adição de 0,1 mL de solução de escorva para o circuito durante a CEC. Estabilização de pH sistêmico é conseguida adicionando 8.4 de NaHCO2mmol/L. Todos os líquidos são administrados através do reservatório de ar-caça com armadilhas para reduzir o risco de embolização de ar.
Parâmetros fisiológicos foram avaliados usando BGA em quatro pontos diferentes do tempo (Figura 1) e as medições de um procedimento bem sucedido representante do CPB são apresentadas na tabela 1.
Hematócrito medições mostram hemodiluição devido à adição do volume de escorva para o circuito (tabela 1). Houve, no entanto, não há necessidade de transfusão de sangue como níveis de hemoglobina foram mantidos em níveis suficientes durante o curso do experimento (tabela 1). PO arterial sistêmica2, saturação de oxigênio, pCO2 valores de expiração validado excelente funcionamento do micro-oxigenador (tabela 1). pCO2 expiração foi otimizada usando uma mistura de ar/oxigênio no FiO2 0.8.
BGA também forneceu insights sobre o status metabólico do animal durante a CEC. Após início da CEC com ventilação, pH arterial foi elevada (tabela 1). Este efeito é muitas vezes diminuído depois de parada respiratória é iniciada. Foi vista uma redução gradual do pH durante o curso do experimento (tabela 1). Buferização contínua de lactato e pH arterial era necessário para compensar a acidose.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56017/56017fig1.jpg"> 
Figura 1 : Linha do tempo experimental. Tempo de intubação, ventilação, parada respiratória, CPB, parada cardíaca, reperfusão, refrigeração/re-aquecimento e pontos de amostragem de BGA. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56017/56017fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="535">
	<colgroup>
		<col>
		<col span="4">
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:183px;"></td>
			<td style="width:88px;">BGA1</td>
			<td style="width:88px;">BGA2</td>
			<td style="width:88px;">BGA3</td>
			<td style="width:88px;">BGA4</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Hemoglobina (g/dl)</td>
			<td>8,9</td>
			<td>6.8</td>
			<td>6.8</td>
			<td>5.6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hematócrito</td>
			<td>27.5</td>
			<td>21.2</td>
			<td>21.3</td>
			<td>17,7</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pO2 (mmHg)</td>
			<td>508</td>
			<td>506</td>
			<td>504</td>
			<td>271</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pCO2 (mmHg)</td>
			<td>24.5</td>
			<td>20.3</td>
			<td>20</td>
			<td>36,4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sO2 (%)</td>
			<td>100</td>
			<td>100</td>
			<td>100</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pH</td>
			<td>7.56</td>
			<td>7,65</td>
			<td>7,36</td>
			<td>7,32</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lactato (mmol/L)</td>
			<td>2.6</td>
			<td>3.1</td>
			<td>3</td>
			<td>6,9</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: resultados de BGA representante de uma bem sucedida CPB em um Mouse. BGA tomada em quatro pontos diferentes do tempo ao longo de uma experiência.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56017/56017fig2.jpg"> 
Figura 2 : Diagrama esquemático do circuito de CEC no Mouse. Uma cânula venosa (azul) é colocada na veia cava inferior através da veia jugular direita e uma cânula arterial (vermelho) na aorta através da artéria carótida esquerda. O sangue oxigenado é bombeado através do reservatório de ar-caçador da artéria carótida esquerda. Eletrodos de ECG são colocados por via subcutânea, a temperatura corporal é medida por via retal e pressão é monitorada através da artéria femoral. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56017/56017fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Este artigo descreve como realizar bypass cardiopulmonar em ratos. Este novo modelo facilitará a investigação dos mecanismos moleculares envolvidos na lesão de órgão.

Bypass cardiopulmonar em um modelo do rato: uma nova abordagem

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

10.9K visualizações.  Hannover Medical School. Este artigo descreve como realizar bypass cardiopulmonar em ratos. Este novo modelo facilitará a investigação dos mecanismos moleculares envolvidos na lesão de órgão.

Vídeo: Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murino Cervical Modelo de coração Transplante usando uma técnica Cuff Modificado

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Medicina

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Um método modificado para heterotópico Rato coração transplante

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic Cervical Transplante Cardíaco em Ratos

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Microsurgical Modelo Novel para heterotópico, em bloco da parede torácica, Thymus, e Transplante Cardíaco em Ratos

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ complications related to prolonged CPB still compromise the outcome of cardiovascular surgeries, and may worsen postoperative morbidity and mortality. Animal models recapitulating the clinical usage of CPB enable the clarification of the pathophysiological processes that occur during CPB, and facilitate pre-clinical studies to develop strategies protecting against these complications. Rat CPB models are advantageous because of their greater cost-effectiveness, convenient experimental processes, abundant testing methods at the genetic or protein levels, and genetic consistency. They can be used for investigating the immune system activation and synthesis of proinflammatory cytokines, compliment activation, and production of oxygen free radicals. The rat models have been refined and have gradually taken the place of large-animal models. Here, we describe a simple CPB model without transfusion and/or inotropic agents in a rat. This recovery model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of CPB.

Here, we present a protocol to describe a simple recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in a rat. This model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of cardiopulmonary bypass.

Um modelo de recuperação de Bypass cardiopulmonar sem transfusão ou inotrópicos em ratos

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ ...

Imunologia e Infecção

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

Otimização da Técnica de Manguito para Transplante de Coração de Murine

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

Oxigenação de membrana extracorpórea veno-venosa em um rato

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

Transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongo utilizando manguitos vasculares

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de rato abdominal

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...