Name: cardiopulmonary bypass in a mouse model: a novel approach
Uploaded: 2017-09-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 8 s
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Gli autori non hanno nessun ringraziamenti.

tutti gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità con la legge di protezione animale tedesco (TierSchG) e sono stati approvati dal comitato locale benessere degli animali (ufficio di stato della Sassonia inferiore per tutela del consumatore e sicurezza alimentare, protocollo TSA 14/1556). Il peso minimo del mouse è adatto per questo modello è di 25 g.
 1. preoperative preparazioni Nota: tutte le procedure vengono eseguite in condizioni di pulito, non sterile, con strumenti sterilizzati nell'autoclave.
<ol><li>Posto 50-60 8 cm lungo propilene hollow fibre in parallelo in un tubo e collegare con un adattatore a T su entrambi i lati. Riempire lo spazio tra le fibre cave e il ramo esterno dell'adattatore a T con colla.
	<ol><li>Consenti almeno 24 ore per la colla per indurire. Tagliare le fibre cave che si estende dal T-adattatore tramite un microtomo standard e accostare il tubo di silicone per i siti di collegamento.</li>
	</ol></li> <li>Inserire un ago di metallo 27 G (da un branule di 26G) in una cannula di poliuretano Fr 2. Utilizzare una lama chirurgica e micro-forbici al microscopio (ingrandimento X 8-12) per rendere le finestrature di tre o quattro di circa 0,15 cm entro il terzo distale della cannula per assicurare ottimale venoso flusso di ritorno.
	<ol><li>Rimuovi il filo quando completato. Utilizzare tamponi di cotone per dissezione smussa e retrazione delle strutture. Utilizzare tamponi di garza (5 x 5 cm 2) per assorbire il liquido in eccesso per prevenire la disidratazione del tessuto.</li>
	</ol></li> <li>Preparare il volume di riempimento. Per il completamento, aggiungere 30 UI eparina / mL soluzione e 2,5% v/v di una soluzione di 8,4% di NaHCO 3 per il buffer di adescamento. Conservare questa soluzione a 4 ° C fino a quando non usato.</li>
	<li>Riempire il circuito CPB (cioè, pompa, trapper aria, tubi e due cannule) con 850 µ l di soluzione di adescamento tramite cannula venosa. Una volta riempito, tenere il CPB in circolazione fino a quando l'animale è pronto per l'inserimento di una canula.</li>
</ol> 2. Anestesia degli animali <ol><li>per amministrare l'anestesia, metti l'animale in una camera di induzione inferiore 2,5% miscela di ossigeno/isoflurano v/v. Confermare la corretta anestesia valutando pedale ritiro reflex, reflex pizzico di coda e riflesso batter occhio. Applicare l'unguento veterinario degli occhi per evitare secchezza degli occhi.</li>
	<li>Metti l'animale su un tappetino riscaldante con funzione di regolazione di temperatura. Misurare la temperatura corporea con una sonda inserita per via rettale e collegato al sistema di acquisizione dati.</li>
	<li>Dopo anestesia completa è realizzata, intubare il orotracheally animale utilizzando una braunule di plastica di 20G, inserendolo oralmente e spingendolo nella trachea sotto controllo visivo. Iniziare la ventilazione meccanica utilizzando un vaporizzatore di isoflurane collegato ad un ventilatore del mouse. A seconda del peso dell'animale, regolare la ventilazione in modo che si ottiene un volume corrente di 250-350 µ l.</li>
	<li>Per assicurare la completa analgesia, iniettare 5 mg/kg peso corporeo degli animali carprofen per via sottocutanea. Si raccomanda che la concentrazione di isoflurane siano tenuti fra 1.3-2.5% in ossigeno. Isoflurano concentrazione può essere regolata manualmente a seconda della fase della procedura.</li>
</ol> 3. Procedure chirurgiche <ol><li>dopo l'anestesia completa e l'intubazione è raggiunto, eseguire un'incisione della pelle del midline al collo con forbici bene affilate, separare i muscoli in modo schietto ed esporre la vena giugulare di destra e sinistra dell'arteria carotica. Durante la preparazione, coagulare piccoli vasi con un veterinario coagulatore collegato alla pinza bipolare per garantire la perdita di anima minima.</li>
	<li>Dopo la preparazione dei vasi giugulari, cranialmente legare il segmento distale dell'arteria carotide comune sinistra alla sua biforcazione con punti di sutura seta 8-0.</li>
	<li>Collegare l'estremità distale di una cannula di 27 G alla tubazione di affluenza arteriosa utilizzando un connettore in silicone (ID di 0,5 mm, 1 mm di diametro), posto 8-0 sutura seta slip nodi a segmento prossimale dell'arteria e inserire la punta della cannula nell'arteria carotica.</li>
	<li>Dopo il corretto posizionamento della punta della cannula, avanzare la punta della cannula in modo che depone 3-4 mm prossimalmente al arco aortico. Difficoltà la punta della cannula fissando con nodi di seta 8-0.</li>
	<li>Uso microsurgical pinze e le forbici, eseguire la dissezione smussata e forte, esporre la vena giugulare di destra da smussato preparazione del tessuto lateralmente al muscolo sternocleidomastoideo, vicino alla clavicola e mettere un 8-0 seta nodo all'estremità distale e un 8-0 ciclo all'estremità prossimale.</li>
	<li>Dopo la legatura dell'estremità distale della vena giugulare, posizionare la punta della cannula venosa nella vena giugulare di destra e progressi verso l'atrio destro e fissarla con il nodo di seta. Per ottimo ritorno venoso, può essere necessario per far avanzare la punta venosa nel ventricolo destro.</li>
	<li>Una volta ottenuta la posizione corretta della cannula, svolgere eparinizzazione sistemica con l'aggiunta di 2,5 IU dell'eparina per grammo del peso corporeo degli animali tramite iniezione endovenosa diretta nella vena giugulare.</li>
	<li>Per il monitoraggio in tempo reale pressione invasiva, incannulare l'arteria femorale di sinistra. Esporre la zona inguinale e separare delicatamente l'arteria femorale comune dalla vena femorale e del nervo femorale sotto ingrandimento X 25.
	<ol><li>Legano la parte distale dell'arteria femorale. Temporaneamente occludere la parte prossimale con un cappio e praticare una piccola incisione sulla parete anteriore utilizzando micro-forcipe.</li>
		<li>In seguito, inserire una cannula di poliuretano Fr 1 nell'arteria femorale e fissarlo con una seta 10-0 suturare. Questa cannula viene utilizzata per estrarre i campioni di sangue per analisi di gas del sangue.</li>
	</ol></li> <li>Dopo posizionamento di successo delle cannule arteriose e venose, avviare l'esclusione cardiopolmonare di accendere la pompa. Il tempo da intubazione a partire del CPB è circa 45 min. iniziare ad usare una portata di 0,5 mL/min, a seconda delle misurazioni della pressione sistemica e aumentare il flusso sanguigno all'interno di 2 min a flusso pieno (4-6 mL/min) aumentando la velocità della pompa.</li>
	<li>Sotto monitoraggio completo, eseguire un sternotomy superiore utilizzando delle forbici affilate, a partire da manubrio e andando 5 mm in direzione caudale. Coagulare i bordi sternali immediatamente per evitare il sanguinamento. Esporre l'arco aortico tirando l'arteria carotica di destra in direzione craniale.</li>
	<li>Per un controllo ottimale, circonferenzialmente gratis arco aortico da timo e nel tessuto circostante per facilitare il bloccaggio. Luogo un ciclo di 8-0 seta intorno all'aorta ascendente. Per inserire il morsetto a croce per cardioplegia, tirare l'ansa seta in direzione craniale per esporre meglio l'aorta ascendente.</li>
</ol> 4. Esclusione cardiopolmonare e l'emogasanalisi <ol><li>per analisi di gas del sangue (BGA), utilizzare tubi capillari di vetro per raccogliere 60-90 µ l di sangue arterioso tramite catetere dell'arteria femorale.
	<ol><li>Utilizzare un piccolo morsetto del tubo di silicone e staccare il tubo dal catetere. Rilasciare la pressione lentamente sul morsetto per consentire il riempimento controllato del tubo capillare.</li>
		<li>Ricollegare il tubo di silicone al catetere. Inserire i tubi capillari nel sangue analizzatore di gas per misure presso i seguenti punti di tempo: 10 min dopo l'inizio di CPB con ventilazione (BGA1) dopo 40 min di CPB e 30 min di arresto respiratorio (BGA3) dopo 55 min di CPB, 45 min di respiratori e 20 min di arresto cardiaco (BGA4)</li></ol></li> <li>sotto flusso stabile di CPB, initia arresto respiratorio te arrestando ventilazione.</li>
	<li>Dopo il termine della ventilazione, impostare il riscaldamento pad a 28 º c e iniziare il raffreddamento topicamente l'animale alla temperatura corporea di 28 ° c entro i primi 20 min di arresto respiratorio utilizzando una garza imbevuta di soluzione salina fredda.</li>
	<li>Una volta ottenuta una temperatura corporea di 28 ° c e dopo un totale di 30 min di arresto respiratorio, amministrare 0,3 mL di soluzione di KCl 7,45% nel circuito del CPB per avviare cardioplegia.</li>
	<li>Per attraversare la pressione dell'aorta, tirare l'ansa di seta precedentemente posizionata (punto 3.10) in direzione craniale per una migliore esposizione e posizionare un morsetto di micro-serrefine sulla parte ascendente dell'aorta.</li>
	<li>Eseguire un totale di 60 min arresto respiratorio e 30 min di arresto cardiaco. Rimuovere il morsetto di micro-serrefine dall'aorta ascendente di avviare riperfusione del cuore. Contemporaneamente, ri-ventilare e caldo l'animale a 37 ° C.</li>
	<li>Dopo riperfusione è completato e l'animale ha raggiunto normothermia, terminare il CPB spegnendo la pompa e continuare a monitorare le misurazioni fisiologiche (ad es. temperatura corporea, ECG e pressione sanguigna invasiva) per 20 min.</li>
	<li>Alla fine dell'esperimento, prosciugare l'animale in anestesia completo (5% isoflurano) e raccogliere il sangue e gli organi per ulteriore analisi 14.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Edmunds, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiopulmonary+Bypass+after+50+Years.">Cardiopulmonary Bypass after 50 Years.</a> N. Engl. J. Med. 351 (16), 1601-1603 (2004).</li><li>Goto, T., Maekawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+dysfunction+after+coronary+artery+bypass+surgery.">Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery.</a> J. Anesth. 28 (2), 242-248 (2014).</li><li>Uysal, S., Reich, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurocognitive+outcomes+of+cardiac+surgery.">Neurocognitive outcomes of cardiac surgery.</a> J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27 (5), 958-971 (2013).</li><li>Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. 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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Abbiamo sviluppato un modello clinicamente rilevante perfettamente funzionante di CPB in un mouse. Con più di trenta ceppi di topi con malattie cardiovascolari, il nostro modello potrebbe essere un punto di partenza per lo sviluppo di nuovi protocolli prospettici correlati a CPB. Inoltre, a causa della pletora di reagenti specifici del mouse e topi knockout, questo modello non può solo sostituire l'attuale modello di ratto di CPB ma faciliterà la dissezione dei meccanismi molecolari coinvolti nel danno dell'organo CPB-correlati. Ad oggi, CPB non è stato applicato in topi causa microsurgical sfide nella tecnica di inserimento di una canula, come pure le sfide tecniche, compreso lo sviluppo di un micro-ossigenatore avendo un volume sufficientemente piccolo di innesco. Circa 90 sentieri e diligente lavoro di un esperto Microchirurgo erano necessarie per realizzare un modello stabile. Oltre 15 prototipi della macchina CPB avendo diversi rulli pompe, tubi e serbatoi diversi sono stati testati e costantemente migliorati. Più di 10 versioni di ossigenatori differenti sono state costruite e testate per ottenere i risultati attuali. Il nostro modello di romanzo necessaria una riprogettazione completa delle impostazioni esistenti del modello del ratto di circolazione extracorporea. In primo luogo, abbiamo costruito i più piccolo possibile micro-ossigenatore permettendo volumi di riempimento &#60; 0,3 mL. L'ossigenatore è stata riprogettata utilizzando un sistema invertito dove il sangue scorre attraverso le fibre cave e non tra di loro, consentendo una riduzione significativa del volume di riempimento.
Durante lo sviluppo del nostro modello abbiamo incontrato diverse difficoltà tecniche. I nostri primi circuiti prototipo necessari volumi di riempimento grandi fino a 6 ml. Ciò ha provocato estremo hemodilution con valori di emoglobina inferiore a 4 g/dL e i valori dell'ematocrito di circa 15. Nonostante BGA mostrando buona ossigenazione abbiamo osservato segni di ipossiemia che conduce all'arresto cardiaco rapido durante la procedura. Al fine di ottenere la corretta ossigenazione, i valori dell'ematocrito dovrebbero essere superiore ai 25. Regolando la dimensione della tubazione, alterarne il design della rullo-pompa, producendo un trapper aria miniaturizzata ed ottimizzando cannule venose ed arteriose, il volume di riempimento è stato significativamente ridotto a &#60; 0,9 mL.
Nonostante aspersione sufficiente flusso di 4-6 mL/min, fornendo sufficiente riflusso venoso è essenziale. Posizionamento della cannula venosa nell'atrio destro o, ancora meglio, nel ventricolo di destra, consente di attenuare questo problema. Aumentando il flusso di perfusione conduce ad entrambi succhiare della cannula venosa o perdita relativa overperfusion di edema fluido e del tessuto. Per evitare la ritenzione di CO2 nel topo, che ha un metabolismo veloce, abbiamo trovato che mantenere l'apporto di ossigeno attraverso l'ossigenatore a FiO2 80% con una portata di 600 mL/min è ottimale per l'ossigenazione dei tessuti.
Un altro problema che si può incontrare è la graduale perdita di volume intravascolare all'interstizio, rendendo necessaria la sostituzione del volume ripetere ogni 30-40 min. Il hyperosmolarity di soluzioni di elettroliti contenenti amido idrossietilico (HES) impedisce la perdita di volume intravascolare, ma quando utilizzato esclusivamente, sua viscosità alta provoca un aumento enorme della pressione sistemica durante CPB. Questo porta a perdite nell'ossigenatore e il tubo prossimale alla cannula arteriosa. Pertanto, per raggiungere un equilibrio tra hyperosmolarity e viscosità moderata, una miscela di 1:1 di soluzioni contenenti HES e un altro fluido equilibrato isotonico è stato trovato per essere ottimale.
La guida elettronica della pompa a rulli sono stato modificato per aumentare la velocità di rotazione, permettendo così un flusso sufficiente all'interno dei tubi di piccolo diametro. Sotto la forte aspirazione prodotta dalla pompa del rullo, è tipico di avere microscopiche bolle d'aria nel sistema venoso. Costruzione di un trapper aria miniaturizzato con volume di riempimento inferiore a 0,15 mL risolto questo problema. Aggiungere 0,1 mL di volume extra e riducendo il flusso CPB oltre a controllare il corretto posizionamento della cannula venosa eliminato l'embolia gassosa nel circuito.
Per verificare la fattibilità tecnica di un modello di romanzo bypass cardiopolmonare, prelievi multipli di anima sono necessari. Rimozione di più di 0,2 mL di sangue è solitamente mortale per un topo sano. Per garantire la stabilità emodinamica e ossigeno, la quantità di prelievi di anima nel nostro esperimento era molto di là di questo valore e quasi raggiunto 0,9 mL alla fine dell'esperimento. Tuttavia, ossigenazione stabile e i parametri emodinamici sono stati osservati nonostante la costante diminuzione nei valori ematologici. Pertanto, il nostro modello di fattibilità iniziale è stato progettato principalmente come un protocollo acuto, non-sopravvivenza. Ora stiamo sviluppando un modello di sopravvivenza come minimo dilagante che, per necessità, avrà meno il prelievo di sangue.

Fin dall'introduzione dell'esclusione cardiopolmonare (CPB) in clinica, esso ha svolto un ruolo essenziale in cardiochirurgia1. In cardiochirurgia moderna, prolungato tempo CPB è essenziale per eseguire vaste ricostruzioni aortiche e procedure unite. Anche se i progressi tecnologici sono stati enormi, l'uso della circolazione extracorporea è associato con intra - e postoperatorie sistemica e locale organo danni2,3.
Grandi modelli animali sono stati sviluppati per studiare il ruolo di CPB su processi fisiologici4,5. Anche se questi modelli hanno fornito alcune del CPB connesse complicazioni, sono estremamente costosi e strumenti molecolari (ad es., anticorpi) sono molto limitati. Un'alternativa più efficiente è stata sviluppata nei piccoli animali. Dal loro sviluppo, sono stati condotti diversi studi per ottimizzare un modello CPB in ratti e conigli5,6,7,8,9. Questi modelli costituiscono una buona base per le misurazioni dei processi patofisiologici malattia; Tuttavia, essi sono ancora insufficienti per indagare immunologia umorale e cellulare a causa della mancanza di anticorpi pertinenti e reagenti. Ciò altera il loro ruolo in questo campo di ricerca.
Recentemente abbiamo sviluppato un modello murino di CPB. A causa di una vasta gamma di reagenti specifici del mouse e topi modificati geneticamente, modelli murini sono in generale il modello di scelta per la ricerca fisiologica, molecolari ed immunologici10,11. Pertanto, il nostro modello faciliterà lo studio di CPB in relazione alle varie comorbidità come ci sono molti ceppi di topi disponibili con malattie clinicamente rilevante12,13. Di conseguenza, questo articolo descrive, in dettaglio, come eseguire CPB in topi. Ossigeno e i parametri emodinamici sono strettamente monitorati dopo l'arresto di profondità respiratoria e circolatoria.

<table><tbody><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Petzold GmbH</td><td>PZN:8609189</td><td>priming volume, 1:1 with Tetraspan</td></tr><tr><td>Tetraspan 6% HES Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 05565416</td><td>priming volume, 1:1 with Sterofundin</td></tr><tr><td>Heparin Natrium 25.000</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td>PZN: 3029843</td><td>2.5 IU per ml of priming solution</td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; 8,4% Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 1579775</td><td>3% in priming solution</td></tr><tr><td>KCL 7.45 % Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 2418577</td><td>0.1 mL for cardioplegia</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis Inc., USA</td><td>PZN:00289615 08859153</td><td>5 mg/kg/BW</td></tr><tr><td>1 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C10PU-MCA1301</td><td>carotid artery</td></tr><tr><td>2 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C20PU-MJV1302</td><td>jugular vein</td></tr><tr><td>Vasofix Safety catheter 20G</td><td>B.Braun Medical</td><td>4268113S-01</td><td>orotracheal intubation</td></tr><tr><td>8-0 Silk suture braided</td><td>Ashaway Line &amp;amp; Twine Mfg. Co., USA</td><td>75290</td><td>ligature</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care Deutschland GmbH</td><td>PZN:9714675</td><td>narcosis</td></tr><tr><td>CLINITUBES blood capillaries</td><td>Radiomed GmbH</td><td>51750132</td><td>blood sampling 60 - 95 microliter</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 6mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15020-15</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 2mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15000-03</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostat</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>13009-12</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Dumont #55 Forceps</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>11295-51</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>12060-02</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18555-01</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Bulldog Serrefine</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18050-28</td><td>instruments</td></tr><tr><td>MiniVent Ventilator for Mice (Model 845)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>73-0044</td><td>mechanical ventilation</td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer Drager 19.1</td><td>Dr&amp;auml;gerwerk AG &amp;amp; Co. KGaA</td><td></td><td>anesthesia 1.3 - 2.5%</td></tr><tr><td>PowerLab data acquisition device 4/35</td><td>ADInstruments Ltd, New Zealand</td><td>PL3504</td><td>invasive pressure, ECG, temperature</td></tr><tr><td>ABL 800 Flex</td><td>Radiometer GmbH</td><td></td><td>blood gas analysis</td></tr><tr><td>NMRI mice</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Crl:NMRI(Han)</td><td>male, 30 - 35 g, 12 weeks old, housed at least 1 week before the experiment</td></tr></tbody></table>

cardiopulmonary bypass in a mouse model: a novel approach

Come bypass cardiopolmonare prolungata diventa più essenziale durante gli interventi cardiaci, una crescente domanda clinica si pone per l'ottimizzazione della procedura e per minimizzare il danno d'organo derivanti da circolazione extracorporea prolungata. L'obiettivo di questa carta era di dimostrare un modello completamente funzionale e clinicamente rilevante dell'esclusione cardiopolmonare in un mouse. Segnaliamo il dispositivo progettazione, ottimizzazione del circuito di perfusione e le tecniche microsurgical. Questo modello è un modello acuto, che non è compatibile con la sopravvivenza a causa della necessità per più disegni di sangue. A causa della gamma di strumenti disponibili per i topi (ad es., marcatori, forature, ecc.), questo modello faciliterà la ricerca sui meccanismi molecolari del danno d'organo e l'effetto dell'esclusione cardiopolmonare in relazione agli altri comorbilità.

Questo protocollo descrive il circuito di perfusione, interventi chirurgici e il monitoraggio dei parametri fisiologici durante CPB di un mouse. Quando eseguita da un Microchirurgo adeguatamente qualificato, i risultati si ottengono costantemente e riproducibile.
Per mantenere la perfusione tissutale adeguata, la pressione arteriosa media è sempre tra 40 e 60 mmHg regolando il flusso di sangue CPB e aggiunta di volume supplementare. A seconda del peso dell'animale, suo stato del volume e la temperatura corporea, il flusso di sangue extracorporeo che viene mantenuto tra 2.3-6,5 mL/min. correzione della perdita di volume durante l'esperimento viene ottenuta aggiungendo 0,1 ml di soluzione di innesco al circuito durante CPB. Stabilizzazione del pH sistemico è ottenuta aggiungendo 8.4 mmol/L di NaHCO2. Tutti i liquidi sono somministrati attraverso il serbatoio di intrappolamento dell'aria per ridurre il rischio di embolization dell'aria.
Parametri fisiologici sono stati valutati usando BGA in quattro diversi momenti (Figura 1) e le misure da un rappresentante riuscita procedura CPB sono presentate nella tabella 1.
Ematocrito misurazioni mostrano hemodilution grazie all'aggiunta di volume di riempimento del circuito (tabella 1). Non c'era, tuttavia, c'è bisogno di trasfusione di sangue come livelli di emoglobina sono stati mantenuti a livelli sufficienti nel corso dell'esperimento (tabella 1). Arteriosa sistemica pO2, saturazione dell'ossigeno, pCO2 valori di scadenza convalidato eccellente funzionamento del micro-ossigenatore (tabella 1). pCO2 scadenza era ottima utilizzando una miscela di aria/ossigeno a FiO2 0,8.
Durante CPB, BGA ha inoltre fornito spaccato lo stato metabolico dell'animale. Dopo l'inizio di CPB con ventilazione, pH arterioso è stato elevato (tabella 1). Questo effetto è spesso diminuito una volta avviata la arresto respiratorio. Una graduale riduzione del pH nel corso dell'esperimento è stato visto (tabella 1). Buffering continuo di lattato e pH arterioso è stato necessario per compensare l'acidosi.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56017/56017fig1.jpg"> 
Figura 1 : Sperimentale Timeline. Tempi di intubazione, ventilazione, arresto respiratorio, CPB, arresto cardiaco, riperfusione, raffreddamento/re-warm e punti di campionamento di BGA. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56017/56017fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="535">
	<colgroup>
		<col>
		<col span="4">
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:183px;"></td>
			<td style="width:88px;">BGA1</td>
			<td style="width:88px;">BGA2</td>
			<td style="width:88px;">BGA3</td>
			<td style="width:88px;">BGA4</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Emoglobina (g/dl)</td>
			<td>8.9</td>
			<td>6.8</td>
			<td>6.8</td>
			<td>5.6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ematocrito</td>
			<td>27.5</td>
			<td>21,2</td>
			<td>21,3</td>
			<td>17,7</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pO2 (mmHg)</td>
			<td>508</td>
			<td>506</td>
			<td>504</td>
			<td>271</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pCO2 (mmHg)</td>
			<td>24,5</td>
			<td>20,3</td>
			<td>20</td>
			<td>36,4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sO2 (%)</td>
			<td>100</td>
			<td>100</td>
			<td>100</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pH</td>
			<td>7,56</td>
			<td>7.65</td>
			<td>7,36</td>
			<td>7,32</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lattato (mmol/L)</td>
			<td>2.6</td>
			<td>3.1</td>
			<td>3</td>
			<td>6.9</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabella 1: risultati di BGA rappresentante da un successo CPB in un Mouse. BGA preso in quattro diversi momenti nel corso di un esperimento.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56017/56017fig2.jpg"> 
Figura 2 : Diagramma schematico del circuito CPB nel topo. Una cannula venosa (blu) viene inserita nella vena cava inferiore attraverso la vena giugulare di destra e una cannula arteriosa (rosso) in aorta tramite l'arteria carotide sinistra. Sangue ossigenato viene pompato attraverso il serbatoio di aria-trapper in arteria carotide sinistra. ECG elettrodi per via sottocutanea, la temperatura corporea è misurata per via rettale e la pressione è controllata tramite l'arteria femorale. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56017/56017fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Questo articolo descrive come eseguire il bypass cardiopolmonare in topi. Questo modello di romanzo faciliterà l'indagine dei meccanismi molecolari coinvolti nel danno dell'organo.

Esclusione cardiopolmonare in un modello murino: un nuovo approccio

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

10.9K Views.  Hannover Medical School. Questo articolo descrive come eseguire il bypass cardiopolmonare in topi. Questo modello di romanzo faciliterà l'indagine dei meccanismi molecolari coinvolti nel danno dell'organo.

Video: Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murino cervicale Cuore trapianto Modello utilizzando una tecnica Cuff Modificato

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

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Medicina

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Un modello murino di ischemia miocardica e riperfusione lesioni da legatura della arteria discendente anteriore sinistra

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Un metodo modificato per eterotopica mouse Cuore Trapianto

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Eterotopico cervicale trapianto cardiaco nei topi

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel microchirurgica modello per eterotopica, in blocco parete toracica, Timo, e trapianto cardiaco nei topi

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ complications related to prolonged CPB still compromise the outcome of cardiovascular surgeries, and may worsen postoperative morbidity and mortality. Animal models recapitulating the clinical usage of CPB enable the clarification of the pathophysiological processes that occur during CPB, and facilitate pre-clinical studies to develop strategies protecting against these complications. Rat CPB models are advantageous because of their greater cost-effectiveness, convenient experimental processes, abundant testing methods at the genetic or protein levels, and genetic consistency. They can be used for investigating the immune system activation and synthesis of proinflammatory cytokines, compliment activation, and production of oxygen free radicals. The rat models have been refined and have gradually taken the place of large-animal models. Here, we describe a simple CPB model without transfusion and/or inotropic agents in a rat. This recovery model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of CPB.

Here, we present a protocol to describe a simple recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in a rat. This model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of cardiopulmonary bypass.

Un modello di esclusione cardiopolmonare di recupero senza trasfusione o agenti inotropi in ratti

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ ...

Immunologia e infezioni

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

Ottimizzazione della tecnica del bracciale per il trapianto di cuore di Murine

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

Ossigenazione extracorporea veno-venoso in un Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

Trapianto cardiaco cervicale eterotopico di topo utilizzando bracciali vascolari

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Ricostruzione del circuito sanguigno in un modello di trapianto di cuore di topo addominale

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...