Name: incorporating pericytes into an endothelial cell bead sprouting assay
Uploaded: 2018-02-16T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 21 s
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우리 유용한 토론에 대 한 박사 빅토리아 Bautch와 조슈아 바우처를 감사 하 고 표준 비드 최적화에 대 한 조언을 시험 조건 및 얼룩 프로토콜 분석 결과 돋 아 돋 아. S.H.A. 국립 과학 연구소에서의 일반 의료에서 교부 금에 의해 부분적으로 지원 되었다 5T32 GM007092 수상.

제 1 일:
1. 과도 Transfection 내 피 세포의
<ol><li>원하는 경우, 일시적인 transfection의 인간 탯 줄 정 맥 내 피 세포 (HUVEC) 유전자 규제 oligonucleotides (예: 마이크로 RNAs 또는 작은 간섭 RNA (siRNA))에 따라 적절 한 lipofectamine 시 약을 사용 하 여 수행 제조 업체의 지침입니다. 참고:이 프로토콜 역 transfections 사용자 지정 siRNA 시퀀스와 상업 transfection 시 약 (자료 표 참조)를 수행 하는 큰 성공을 했다. 저자는 다른 transfection 프로토콜 및 시 약이 분석이 결과 함께 테스트 하지. 나열 된 시 약을 사용 하 여 역방향 transfection에 대 한 단계는 다음과 같습니다.</li>
	<li>동결 건조 된 reconstitute siRNAs 또는 microRNAs nuclease 무료 물에서 20 µ M의 농도에서.</li>
	<li>다음 비율로 transfection 솔루션 확인: siRNA의 예측에 관한 9 µ L와 어떤 혈 청 자유로운 미디어의 1 mL.</li>
	<li>솔루션을 선동 하 고 실 온에서 5 분 동안 품 어에 있습니다.</li>
	<li>Transfection 시 약의 18 µ L을 솔루션에 추가 하 고 선동.</li>
	<li>하는 외피의 기간에 대 한 모든 10 ~ 15 분 해결책을 교 반 20-40 분 동안 실내 온도에 품 어 솔루션을 수 있습니다.</li>
	<li>Transfection 솔루션 잠복기 동안 HUVEC 세포 분리 솔루션 (예:Accutase)를 사용 하 여 분리 합니다. T175 플라스 크에 10 mL의 인산 염 버퍼 식 염 수 (PBS)와 함께 플라스 크를 씻고 세포 분리 솔루션의 5 mL을 추가 하 고 10 분 동안 37 ° C에 플라스 크를 품 어.</li>
	<li>T175 플라스 크를 완전 한 미디어의 5 mL을 추가, 플라스 크와 3 분 1200 rpm에서 원심 분리기에서 세포 현 탁 액을 제거.</li>
	<li>진공 흡 인기를 사용 하 여 상쾌한을 제거 하 고 EGM2에 mL 당 1 X 106 세포의 밀도에 셀 펠 릿 resuspend. 참고:이 프로토콜 표준 성장 인자 총알 키트 추가 10% 포함 된 내 피 세포 성장 매체 (EGM2)를 사용 하 여 큰 성공을 왔다 FBS.</li>
	<li>Transfection 솔루션 잠복기 완료 되 면, 접시는 10 cm 접시 솔루션의 1 mL 고 위에 HUVEC 서 스 펜 션의 1 mL를 추가 합니다.</li>
	<li>9 mL에 10 cm 접시에 최종 볼륨을가지고 완전 한 미디어의 추가 7 mL를 추가 합니다.</li>
	<li>분석 결과에서 나중 단계에 사용할 수 있는 충분 한 세포는 되도록 각 transfection 조건에 대 한 셀의 가치가 두 개 이상의 10 cm 번호판을 확인 합니다. 참고: 이러한 조건 20의 유전자 규정 oligonucleotide의 최종 작업 농도 귀 착될 nM. 저자는 60-80% 최저 관심의 그들의 목표에 대 한 유전자 발현의 결과를이 조건을 발견 했다. 다른 연구원은 그들의 실험적인 요구 transfection 조건 최적화 할 수 있습니다.</li>
	<li>SiRNA 단지 신선한 완전 한 미디어의 미디어 4-6 h 게시물 추가 교환 합니다. 참고:이 프로토콜 통로 사용 하 여 개발 되었다 1 2 HUVEC.</li>
</ol>주 2
2. 내 피 세포와 Microcarrier 구슬의 코팅
<ol><li>PBS와 압력솥에 60000 구슬/mL의 농도에서 microcarrier 구슬 (예를 들어, Cytodex 3)을 다시 구성. 참고: microcarrier 구슬 그램 당 약 3 x 106 구슬의 농도에 올. 약 60000 구슬/mL의 비드 밀도를 PBS의 mL 당 구슬의 20 밀리 그램의 비율로 구슬 reconstitute</li>
	<li>약 수 원하는 번호의 라운드 바닥 형광 활성화 셀 정렬 (FACS)에 완전 한 미디어의 1 mL 튜브합니다.</li>
	<li>각 관 (구슬 솔루션 pipetting 이전 resuspended 잘 되도록 돌)으로 20 µ L microcarrier 구슬 서 스 펜 션의 플라스틱. 참고: 있을 것입니다 가능성이 극적인 변화 주어진된 microcarrier 구슬 정지에 구슬의 최종 작업 농도에. 구슬 쉽게 크게 솔루션에 구슬 농도 변경할 수 있는 플라스틱 및 유리 컨테이너의 측면을 준수 수 있습니다. 비드 솔루션 microcarrier 비드 현 탁 액의 각 일괄 처리에 대 한 FACS 튜브에 추가의 가장 적합 한 볼륨 탐정에 의해 실험적으로 결정 해야 합니다. 여기에 제시 된 숫자 봉사 시작 지점으로 더 의미가 있다. 이상적으로, 조건 10-20 구슬 분석 결과의 끝에 24 잘 접시에 잘 당 섬유 소 젤에 포함 되므로 최적화 되어야 합니다. 분석 결과 대 한 구슬 숫자의 최적화에 관한 아래 토론 섹션에서 추가 논의 참조 하십시오.</li>
	<li>분리 transfected HUVEC 24 h 게시물 transfection 세포 분리 솔루션을 사용 하 여 다음과 같습니다.<ol>
<li>셀의 5 mL PBS의 각 10 cm 접시를 씻고 셀 분리 솔루션의 2 개 mL를 추가 하 고 10 분 동안 37 ° C에 세포를 품 어.</li>
		<li>완전 한 미디어에 1 X 106 셀/mL의 농도에서 세포 resuspend</li>
	</ol>
</li>
	<li>구슬 포함 된 각 FACS 튜브에 세포 현 탁 액 (즉 1 X 106 HUVEC)의 1 mL를 추가 합니다.</li>
	<li>부드럽게 교 반 하십시오 FACS 튜브 마다 20 분 동안 37 ° C (해당 되는 경우 3.4 단계로 진행) 또는 2.5 ~ 3 h h 4의 (해당 되는 경우 3.2 단계로 진행). 참고:이 기간 및 동요의 주파수는 경험적으로 의해 결정 되었습니다 이전 연구자의 분석 결과 돋 아 기본 비드 최적화. 4 동요의 다른 주파수와 구슬 코팅 단계 기간 하지 저자에 의해 테스트 되었습니다.</li>
</ol>3. 순차적 코팅 HUVEC 코팅 Microcarrier 구슬에 Pericytes의
<ol><li>10T1/2 셀 (pericytes) 셀 분리 솔루션 (trypsin)를 사용 하 여 다음과 같이 분리 시작:<ol>
<li>PBS의 10 mL와 함께 T175 플라스 크를 씻고 trypsin의 5 mL을 추가 하 고 10 분 동안 37 ° C에서 품 어.</li>
		<li>완전 한 미디어에서 2 X 105 셀/0.5 mL의 농도에서 10T1/2 resuspend. 참고: 셀 미국 유형 문화 수집 (ATCC)에서 구매 되었다. 참고: 문화 10T1/2 셀 최소 필수 매체 (MEM)에 보충 10 %FBS 1% 페니실린 스.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Agitating 구슬 + HUVEC 솔루션의 2.5 ~ 3 h, 후 구슬과 부동성 HUVEC 튜브의 하단에 정착 수 있도록 5 분 기다립니다.</li>
	<li>P1000 피 펫을 사용 하 여 각 튜브에서 완전 한 미디어의 0.5 mL을 제거 하 고 각 FACs 튜브를 0.5 mL의 볼륨에서 완전 한 미디어에서 2 x 105 10T1/2 추가. 셀 및 구슬은 솔루션을 선동 하 고 37 ° c.에 품 어 계속 구슬 4 h의 총 동요 되는 때까지 매 20 분을 선동을 계속 합니다. 참고: 5 HUVEC의 비율: 구슬에 1 pericyte 혈관의 적절 한 pericyte 범위를 유지 하기 위해 필수적 이다. 참고: 다음 대체 단계 프로토콜에서이 시점에서 대신 다음 수 있습니다.</li>
	<li>4 h에만 구슬 및 HUVEC을 교 반 하십시오.</li>
	<li>Microcarrier 구슬의 HUVEC 코팅의 4 h 완료 되 면 선동 튜브 마지막으로 한 번, 30-60 s를 기다려 다음 FACS 튜브에서 솔루션의 1.5-1.75 mL를 즉시 제거. 참고:이 미디어에서 많은 부동성 HUVEC 제거 될 것 이다 동안 정착 구슬의 대부분에 대 한 충분 한 시간을 허용 해야 합니다.<ol>
<li>완전 한 미디어에서 2 X 105 10T1/2를 추가 하 고는 FACS의 볼륨을가지고 최대 2 mL 튜브.</li>
		<li>부드럽게 FACS 튜브 마다 20 분 추가 시간에 대 한 교 반 하십시오.</li>
	</ol>
</li>
	<li>교 반 완료 되 면, 부드럽게 선동 튜브 마지막으로 한 번 즉시 제거 전체 솔루션 (2 mL), 그리고 6 cm 접시에 그것을 추가. 각 접시에 완전 한 미디어의 추가 3 mL를 추가 하 고 판 37 ° C 배양 기에서 밤새 껏 두기 위하여.</li>
</ol>3 일
4입니다. 섬유 소 젤 솔루션의 준비
<ol><li>PBS에서 1 mg/mL의 농도에 aprotinin 및 50 단위/mL에서 트 롬 빈의 작업 솔루션을 준비 합니다. 참고: 이러한 솔루션의 큰 주식 만든 고 적어도 1 년에 4 ° C에서 저장 될 수 있습니다.</li>
	<li>2 mg/mL의 농도에서 fibrinogen의 신선한 솔루션을 확인 합니다. 동요 FACS 튜브 당 솔루션의 2.5 mL를가지고 충분 한 솔루션을 확인 합니다.<ol>
<li>솔루션에 들어가려고 fibrinogen의 모든 있도록 10 분 동안 37 ° C 물 욕조에 솔루션을 따뜻한.</li>
		<li>Fibrinogen 솔루션의 1 mL 당 aprotinin 솔루션의 37.5 µ L를 추가 합니다.</li>
		<li>멸 균 필터 솔루션 고 실 온에서 설정 옆으로.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. 구슬 젤 이식 준비
<ol><li>모든 구슬 충분히 내 피 세포에 의해 코팅 되는 되도록 20 X 목표를 사용 하 여 현미경 microcarrier 코팅 구슬 포함 된 요리를 검사 합니다.</li>
	<li>적극적으로 플라스틱 셀 6 cm 접시에서 그들을 분리 하 고 솔루션 튜브 도금된 솔루션. 세척 접시 2 X 추가 시간 완전 한 미디어와 모든 잔여 구슬 플레이트에 부착 될 수 있습니다 수집 하는 튜브를 전송.<ol>
<li>소개 하는 기포 방지 하 고 p1000 피 펫을 사용 하 여 내 피 세포 코팅 구슬에 전단 응력을 최소화.</li>
		<li>내 피 세포에 siRNA 때 려 눕 힘 효율성 평가 필요 하다 면, 2 단계에서 HUVEC 전용 코팅된 구슬의 접시를가지고 해야 합니다. 다음이 단계 (5.2), 구슬 분리 하 고 HUVEC RNA 분리 및 정량 분석에 대 한 플레이트에 연결 된 잔여 수집 키를 누릅니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>튜브의 하단에 정착 솔루션에 구슬 수 있도록 3 분을 기다립니다.</li>
	<li>P1000 피 펫 팁을 사용 하 여 비드 펠 렛을 방해 하지 않고 최대한 많은 상쾌한 제거 (진공 흡 인기 사용 안 함).</li>
	<li>각 튜브를 완전 한 미디어의 1 mL을 추가 하 고 resuspend 구슬.</li>
	<li>30-60 s는 바닥에 정착을 구슬 수 있도록 기다립니다. 비드 펠 렛을 방해 하지 않고 P1000 피 펫을 사용 하 여 가능한으로 상쾌한의 제거. 비드 펠 렛을 실수로 제거의 가능성은 크게 증가 진공 흡 인기를 사용 하지 마십시오.</li>
	<li>5.5 및 5.6 두 추가 번 단계를 반복 합니다. 목표 하지 부동성 세포 보다 더 빨리 FACS 튜브에 정착 한다 너무 많은 HUVEC 코팅 구슬, 제거 하는 동안, 6 cm 접시에서 분리 되어 수 부동성 HUVEC의 제거 하는 것입니다.</li>
	<li>구슬에 완전 한 미디어의 1 mL를 추가 합니다.</li>
</ol>6. 포함 코팅 섬유 소 젤에 구슬
<ol><li>P1000 피 펫을 사용 하 여 각 FACS 튜브에 비드 펠 렛을 방해 하지 않고 최대한 많은 미디어를 제거 합니다.</li>
	<li>2.5 ml fibrinogen 솔루션의 구슬 resuspend.</li>
	<li>트 롬 빈 솔루션의 13 µ L 24-잘 유리 바닥 접시의 원하는 각 플라스틱. 도금 유리 바닥 접시에 콩나물의 최적의 이미지 사용에 대 한 필수적입니다. 참고: 다음 단계 전에 5-10 분 이상 잘에 앉아 하는 트 롬 빈을 두지 마십시오.</li>
	<li>각 우물에 구슬/fibrinogen 솔루션의 0.5 mL를 추가 합니다.<ol>
<li>잘 때마다 솔루션 pipetting 이전 구슬 솔루션 resuspend를 해야 합니다.</li>
		<li>신중 하 게 우물에 이미 있는 트 롬 빈에 직접 플라스틱을 주의. 천천히 플라스틱 아래로 2-3 시간을 철저 하 게 혼합 솔루션, 복용 주의 어떤 공기 방울을 소개 하지.</li>
		<li>웰 스 사이 피 펫 팁을 변경 해야 합니다.</li>
		<li>주의 키를 눌러 이동 또는 어떤 운동 든 지 젤 형성 중단 될 수 있습니다 대로 응고, 초기 섬유 소 중 어느 시점에서 접시를 방해.</li>
	</ol>
</li>
	<li>실 온에서 30 분 동안 후드에 앉아 접시를 남겨 주세요.</li>
	<li>조심 스럽게 완전히 응고를 젤 수 있도록 추가 1.5-2 h 37 ° C 배양 기에 접시를 전송</li>
</ol>7. 도금 섬유 소 젤 위에 섬유 아 세포
<ol><li>젤 응고의 마지막 30 분 동안 보통 인간의 폐 섬유 아 세포 (NHLF)를 다음과 같이 분리:<ol>
<li>PBS, 10 mL로 세포의 T175 플라스 크를 씻고 세포 분리 솔루션의 5 mL을 추가 하 고 10 분 동안 37 ° C에서 품 어.</li>
		<li>완전 한 미디어에 20000 셀/mL의 농도에서 NHLF를 resuspend. 참고: NHLF 세포와 Dulbecco 수정이 글 중간 (DMEM) 10 %FBS 1% 보충 양식 수 페니실린 스.</li>
	</ol>
</li>
	<li>각 잘 젤에 NHLF 세포 현 탁 액의 1 mL 접시 하 고 인큐베이터에 다시.</li>
	<li>완전 한 미디어 분석 결과의 동안 매일 변경 합니다.</li>
</ol>8. 섬유 소 젤에 구슬 이식 다음 2-7 일에 걸쳐 돋 아 관찰. 돋 아에 필요한 시간의 길이 HUVEC의 통로 많은 수에 따라 달라 집니다.
9입니다. 분석 결과 돋 아의 고정
<ol><li>일단 충분 한 돋 아 치료 그룹의 phenotypic 차이 결정, 모든 우물 2 mL PBS의와 함께 한 번 씻어 수 발생 했습니다.</li>
	<li>각 잘 하 세포 분리 솔루션의 0.5 mL을 추가 하 고 5 분 동안 37 ° C 배양 기에서 접시를 놓습니다.</li>
	<li>인큐베이터에서 접시를 제거 하 고 접시의 측면을 누릅니다. 참고:이 단계의 목적에서 젤으로 젤의 이미징에 항 체 침투를 촉진 하기 위하여 가능한 섬유 소 젤 위에 성장 하는 NHLF 세포의 만큼 제거 하는. 셀 분리 솔루션 총 보육 시간 NHLF 제거를 최적화 하도록 조정 해야 합니다. 연구는 하지와 세포 분리 솔루션 수 있습니다 젤에 침투 내 내 피 구조를 방해 시작 시간의 과도 한 동안 젤을 품 어를 경고 했다.</li>
	<li>NHLF 세포의 충분 한 양의 제거 되 면 완전 한 미디어의 1 mL로 세포 분리 솔루션을 끄다.</li>
	<li>분리 된 NHLF 및 진공 흡 인기를 사용 하 여 미디어를 aspirate 하 고 우물 1 mL의 PBS로 한 번 씻어.</li>
	<li>각 우물에 PBS에서 2 %paraformaldehyde 솔루션의 300 µ L을 추가 하 고 10 분 동안 실내 온도에 품 어.</li>
	<li>2 %paraformaldehyde 솔루션을 제거 하 고 실 온에서 각각 잘 3 시간 3 분 1 mL의 PBS로 세척. 참고: 2 %paraformaldehyde 솔루션 환경 보건 및 안전 (EHS) 지침에 따라 적절 하 게 폐기 하시기 바랍니다.<ol>
<li>각 잘 얼룩 또는 콩나물 이미지 준비가 될 때까지 4 ° C에서 저장 하는 PBS의 1 mL를 추가 합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>10. 분석 결과 돋 아의 얼룩
<ol><li>0.5% 각 PBS에 트리톤 X 100 잘 하 고 실 온에서 30 ~ 45 분 동안 품 어의 300 µ L를 추가 합니다.</li>
	<li>진공 흡 인기 사용 하 여, 트리톤 X100을 제거 하 고 5 분 동안 PBS에서 3 회 세척.</li>
	<li>차단 솔루션 각 젤을 500 µ L을 추가 하 고 하룻밤 4 ° c.에 품 어 참고: 차단 솔루션은는 다음과 같은 구성 요소로 이루어져: 1% 소 혈 청 알 부 민 (BSA), 5 %FBS, 0.1% 트윈-20, 그리고 1% 원으로 (를 사용 하 여 당신의 이차 항 체는 파생 된 동일한 종) PBS에.</li>
	<li>각 우물에서 차단 솔루션을 제거 하 고 각 음에 1 차적인 항 체를 포함 하는 얼룩 솔루션의 300 µ L를 추가 합니다. 참고: 얼룩 솔루션은 같은 원으로 존재 하지 않고 차단 솔루션으로. 저자는 1:400에 1: 200의 희석에서 1 차 항 체와 함께 배양 성공을 했다.</li>
	<li>4 ° c.에 24 h에 대 한 솔루션 얼룩에 1 차 항 체를 품 어</li>
	<li>1 차적인 항 체 솔루션을 발음 하 고 부드러운 락으로 실 온에서 20 분 각 0.5% 트윈와 TBS에서 3 회 세척. 3 세척 후 신선한 워시 버퍼 다시, 대체 하 고 하룻밤 4 ° C에서 저장 합니다.</li>
	<li>실 온에서 2 h에 대 한 솔루션 얼룩에 형광 이차 항 체 희석 1:1000와 함께 품 어.</li>
	<li>이차 항 체 얼룩 솔루션을 제거 하 고 부드러운 락으로 실 온에서 0.5% 트윈이 포함 된 TBS와 20 분에 대 한 5 번 세척.</li>
	<li>PBS에서 핵 얼룩을 희석 하 고 하룻밤 4 ° c.에 품 어 참고:이 프로토콜 PBS에 희석 Hoechst 1:10000와 함께 큰 성공을 했다. 참고: 영상 전에 핵 얼룩 솔루션을 제거할 필요가 있다.</li>
	<li>이미지 완료 최적의 형광 신호를 잡으려고 얼룩의 몇 일 이내.</li>
</ol>11. 분석 결과 정량화를 돋 아
<ol><li>콩나물 몇 군데 되어 있다, 후 ImageJ로 이미지 파일을 가져올 하 고 콩나물, 개수를 카운트 도구 또는 새싹 길이 측정 하는 선 도구를 사용 하 여. 참고: 콩나물 내 피 돌출 그들은 돋 아 있는 구슬의 직경 보다 크거나 길이가 정의 됩니다. 11 새싹 길이는 새싹 새싹의 끝에 구슬에서 돌기 시작 하는 지점에서 거리로 측정할 수 있습니다. 평균 새싹 비드 당 고 비드 당 콩나물의 평균 수는 신생 돋 아에서 유전자 침묵의 phenotypic 효과 평가 하기 위해 유용한 통계. 치료 그룹 당 적어도 1 개의 새싹을 포함 하는 구슬의 평균 수 돋 아의 견고성을 평가 하기 위해 통계로 사용할 수 있습니다.</li>
</ol>

<ol>
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저자는 공개 없다.

이 프로토콜 특성화 복잡 한 단계와 철저 한 기계적 조사에 유전과 이미징 접근을 연구 함으로써 신생을 돋 아의 heterotypic 세포 상호 작용을 위한 메서드를 제공 합니다. 분석 결과 수행할 때 그 구슬의 효율적인 내 피 코팅 동안에 일어난 구슬 동요 단계 필수적 이다. 불 쌍 한 내 피 코팅은 구슬 골프 공 처럼 거친 표면 젤 이식 전에 다음날 아침 고 대신 완전히 부드러운 표시 나타나지 않는 경우?...

신생 적절 한 embryogenesis 및 상처 치유에 필수적 이며, 그것은 또한 암 진행1 및 관상 동맥 질환을 포함 하 여 수많은 질병에 주요 역할을 재생 합니다. 2 , 3 신생 정상적인 개발 중 발생 하는 방법을 그리고 pathologic 컨텍스트에서 활성화 하는 방법의 더 나은 이해 하는 데이 소설, 효과적인 치료제의 개발에 대 한 중요 합니다. 중요 한 단계와 비보에 신생에 관련 된 셀 형식을 정리 충실 한 생체 외에서 모델 더 나은 신생을 운전 하는 분자 메커니즘을 특성화 하 고 소설 발견을 연구원 허용 하는 데 필요한 내 피 규칙.
휴즈와 나카쓰 돋 아 비드 분석 결과 그들은 신생을 돋 아의 많은 알려진된 단계를 겪 습 증명을 최적화 했습니다. 4 , 5 여기에 제시 된 방법의 목적은 돋 아 내 피 세포 벽 세포의 paracrine 및 juxtracrine 역할에 통합 될 수 있도록 분석 결과에 perictyes를 통합 하 여 나카쓰와 휴즈에 의해 최적화 된 분석 결과 따라 구축 소설 신생 학문입니다. Pericytes는 벽 세포 세포를 유지 하는 가까운 신체 접촉 때문에 혈관 지하실 멤브레인에 포함 되는 그들의 내 피 세포와 그들의 역할에 의해 정의 되는. 6 Pericytes 및 내 피 세포에에서 관여 신호 노치를 포함 한 경로 통해 복잡 한 잡담 신호, 중앙 Tie2, PDGFRβ, TGFRβ, 및 많은 다른 사람. 7 , 8 마우스 모델 결핍이 신호 경로에 embryogenesis, 가난한 혈관 개장에 선도에서 맥 관 구조 및 기능 장애 맥 관 구조 개발의 가난한 pericyte 범위를 보여 줍니다. 7 또한, pathologic 신생에 pericytes의 역할은 중요 하지만 때로는 아래의 감사. 예를 들어 종양 맥 관 구조의 고유 기능은 혈관은 더 많은 새, 미 숙 하 고 가난한 pericyte 적용으로 인해 기능 장애입니다. 9 그것은 제안 되었습니다 pericytes의 유무 극적으로 종양 혈관의 표현 형에 영향 하는 항 혈관 신생을 antitumor 치료 응답의 중요 한 중재자. 9 따라서, 더 완전 하 게 내 피 규제의 중요 한 메커니즘을 캡처의 열쇠는 생체 외에서 분석 실험에서 pericytes의 역할을 포함 하 여.
비록 많은 시험관 및 전 비보 분석 현재 신생 공부를 고용, 각각에 고려해 야 할 결점 있다. 일부 내 피 확산 등 내 피 마이그레이션 분석 실험, 지나치게 단순화 하 고 초점 조직 문화 플라스틱에 격리 된 환경에서 한 내 피 기능에. 10 다른 분석와 같은 Matrigel 관 형성 분석 결과,10 만이 분석 실험은 여전히 간소화 마이그레이션할 드 노 보 혈관 형성 내 피 세포의 기능에 더 많은 초점 더 많은 3 차원 (3D) 설정, 발생 기존의 맥 관 구조에서 돋 아와 반대로 구조. 또한,이 분석 실험의 벽 세포 유형 통합. Ex vivo 모델 링 대동맥 분석 결과 pericytes 호스트 기관에 통합 수행 하는 있지만 이러한 모델의 유전자 조작의 녹아웃 또는 유전자 변형 마우스 모델 생성의 필요성 때문에 훨씬 더 도전적인는 관심 경로 분석 결과 돋 아 비드 모델 내 피 돋 아, 확산, 마이그레이션, 그리고 3 차원 매트릭스에도 문 합 및 루멘 형성 하기 때문에 이상적 이다. 4 분석 결과 충실 하 게 돋 아, 내 피 세포 또는 더 많은 제어 설정에서 pericytes의 직접적인 유전 수정에 대 한 허용 하면서의 많은 다른 단계 기계적 평가 대 한 수 있습니다. 돋 아 구슬 포함 된 섬유 소 혈전 쉽게 고정, 스테인드, 고 수 돋 아;의 여러 단계에서 몇 군데 이 새싹이 돋 아의 실시간 이미지를 수행 하는 라이브 영상 실에 배치할 수 있습니다. 여기에 제시 된 방법론 공부 깊이 형질에 통해 신생의 기본 메커니즘 및 신생 중 활성화 통로의 철저 한 분석에 이상적입니다.

<table><tbody><tr><td>Sterile Pipette tips</td><td>VWR</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipettors</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Complete EGM2 Media Bullet Kit</td><td>Lonza</td><td>CC-3162</td><td>HUVEC Media</td></tr><tr><td>MEM</td><td>Gibco</td><td>11095114</td><td>10T1/2 Media</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>11965118</td><td>NHLF Media</td></tr><tr><td>Tissue culture-grade PBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td>Magnesium and calcium free</td></tr><tr><td>Accutase</td><td>Life Technologies</td><td>A1110501</td><td>For lifting HUVEC</td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Life Technologies</td><td>15050065</td><td>For lifting 10T 1/2 and NHLF</td></tr><tr><td>Customs siRNAs</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine RNAiMax</td><td>Life Technologies</td><td>13778150</td><td></td></tr><tr><td>HUVEC</td><td>Lonza</td><td>C2517A</td><td></td></tr><tr><td>10T 1/2</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NHLF</td><td>ATCC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cytodex 3 microcarrier beads</td><td>Sigma</td><td>C3275</td><td></td></tr><tr><td>Tissue culture-coated 6 and 10 cm plates</td><td>Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fibrinogen from bovine plasma</td><td>Sigma</td><td>F8630</td><td></td></tr><tr><td>Thrombin</td><td>Sigma</td><td>t9549</td><td></td></tr><tr><td>Aprotinin</td><td>Sigma</td><td>a3428</td><td></td></tr><tr><td>Falcon Round-Bottom Tubes</td><td>Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tissue culture incubator and hood</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>24-well glass bottom plates</td><td>MatTek</td><td>P24G1.513F</td><td>Glass-bottom plates are needed only if the sprouts are going to be imaged. If not, tissue culture plastic is also acceptable.</td></tr><tr><td>Sterile Filtration Device</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

incorporating pericytes into an endothelial cell bead sprouting assay

신생 기존의 맥 관 구조에서 새로운 혈관의 성장 이며, embryogenesis 및 개발, 상처 치유, 종양 성장 및 전이를 포함 하 여 많은 생물학 과정 그리고 눈 및 심장 혈관 질병의 중요 한 구성 요소입니다. 신생의 생물학을 정리 하는 효과적인 생체 외에서 모델 필요 적절 하 게이 과정을 공부 하 고 새로운 치료 전략에 대 한 궁극적으로 대상이 될 수 있는 규제의 메커니즘을 식별 합니다. 비드 신생 분석 결과 이전 입증 되었습니다 내 피 돋 아의 여러 단계를 정리 생체 외에서. 그러나,이 분석 결과의 한계는 부족의 내 피-벽화 세포 상호 작용, 내 피 세포의 분자 및 phenotypic 규정 하는 열쇠는 vivo에서작동. 여기에서 주어진 프로토콜 구슬 신생 분석 결과에 벽화 셀의 설립에 대 한 방법론을 제시 하 고 돋 아 시험관중 내 피 세포와 pericytes의 단단한 협회를 보여줍니다. 프로토콜은 또한 효과적인 기계 론 적인 연구에 대 한 내 피 세포에 siRNA를 사용 하 여 대상 유전자의 입을 위한 방법론을 자세히 설명 합니다. 이 프로토콜 시험관에서 분석 결과 신생, 돋 아에 관련 된 다양 한 셀 형식 보다 적절 하 고 치료 평가 및의 소설 발견 더 순수-관련 플랫폼을 제공을 제공 하는 모두, 신생 규제의 메커니즘입니다.

이 프로토콜을 사용 하는 두 셀 형식 생체 외에서 의 단단한 협회를 위한 그리고 존재는 pericytes의 보완 돋 아 (그림 1A, B)의 발생. 프로토콜도 사용 하면 효과적인 입을 (예를 들어 RNA 간섭을 통해) 관심 (VEGFA 특히 내 피 세포에서에서) 또는 pericytes에서 PDGFRβ 등7,12 의 셀 형식에 관?...

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Incorporating Pericytes into an Endothelial Cell Bead Sprouting Assay

이 프로토콜 선물 소설 체 외에서 구슬 시험을 더 적절 하 게 vivo에서 pericytes를 통합 하 여 신생을 돋 아의 프로세스 모델. 이 수정 구슬 분석 결과를 내 피 세포와 신생에 대 한 중요 한 벽화 셀 간의 heterotypic 세포 상호 작용을 더 충실 하 게 정리를 수 있습니다.

분석 결과 돋 아 내 피 세포 구슬 Pericytes 통합

Angiogenesis is the growth of new vessels from pre-existing vasculature and is an important component of many biological processes, including ...

incorporating-pericytes-into-an-endothelial-cell-bead-sprouting-assay

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

7.9K 조회수.  University of North Carolina at Chapel Hill. 이 프로토콜 선물 소설 체 외에서 구슬 시험을 더 적절 하 게 vivo에서 pericytes를 통합 하 여 신생을 돋 아의 프로세스 모델. 이 수정 구슬 분석 결과를 내 피 세포와 신생에 대 한 중요 한 벽화 셀 간의 heterotypic 세포 상호 작용을 더 충실 하 게 정리를 수 있습니다.

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Optimized Fibrin Gel Bead Assay for the Study of Angiogenesis

Angiogenesis is a complex multi-step process, where, in response to angiogenic stimuli, new vessels are created from the existing vasculature.  These steps include: degradation of the basement membrane, proliferation and migration (sprouting) of endothelial cells (EC) into the extracellular matrix, alignment of EC into cords, branching, lumen formation, anastomosis, and formation of a new basement membrane.  Many in vitro assays have been developed to study this process, but most only mimic certain stages of angiogenesis, and morphologically the vessels within the assays often do not resemble vessels in vivo.  Based on earlier work by Nehls and Drenckhahn, we have optimized an in vitro angiogenesis assay that utilizes human umbilical vein EC and fibroblasts.  This model recapitulates all of the key early stages of angiogenesis and, importantly, the vessels display patent intercellular lumens surrounded by polarized EC. EC are coated onto cytodex microcarriers and embedded into a fibrin gel.  Fibroblasts are layered on top of the gel where they provide necessary soluble factors that promote EC sprouting from the surface of the beads.  After several days, numerous vessels are present that can easily be observed under phase-contrast and time-lapse microscopy. This video demonstrates the key steps in setting up these cultures.

This video demonstrates the protocol of an in vitro angiogenesis assay that recapitulates several stages of angiogenesis. Time-lapse images of sprouting, lumen formation, branching and anastomosis - key features of angiogenesis - are shown.

Angiogenesis 연구에 최적화된 섬유소 젤 비드 분석

Angiogenesis is a complex multi-step process, where, in response to angiogenic stimuli, new vessels are created from the existing vasculature.  These ...

연구

생물학

Three-dimensional Angiogenesis Assay System using Co-culture Spheroids Formed by Endothelial Colony Forming Cells and Mesenchymal Stem Cells

Studies in the field of angiogenesis have been aggressively growing in the last few decades with the recognition that angiogenesis is a hallmark of more than 50 different pathological conditions, such as rheumatoid arthritis, oculopathy, cardiovascular diseases, and tumor metastasis. During angiogenesis drug development, it is crucial to use in vitro assay systems with appropriate cell types and proper conditions to reflect the physiologic angiogenesis process. To overcome limitations of current in vitro angiogenesis assay systems using mainly endothelial cells, we developed a 3-dimensional (3D) co-culture spheroid sprouting assay system. Co-culture spheroids were produced by two human vascular cell precursors, endothelial colony forming cells (ECFCs) and mesenchymal stem cells (MSCs) with a ratio of 5 to 1. ECFCs+MSCs spheroids were embedded into type I collagen matrix to mimic the in vivo extracellular environment. A real-time cell recorder was utilized to continuously observe the progression of angiogenic sprouting from spheroids for 24 h. Live cell fluorescent labeling technique was also applied to tract the localization of each cell type during sprout formation. Angiogenic potential was quantified by counting the number of sprouts and measuring the cumulative length of sprouts generated from the individual spheroids. Five randomly-selected spheroids were analyzed per experimental group. Comparison experiments demonstrated that ECFCs+MSCs spheroids showed greater sprout number and cumulative sprout length compared with ECFCs-only spheroids. Bevacizumab, an FDA-approved angiogenesis inhibitor, was tested with the newly-developed co-culture spheroid assay system to verify its potential to screen anti-angiogenic drugs. The IC50 value for ECFCs+MSCs spheroids compared to the ECFCs-only spheroids was closer to the effective plasma concentration of bevacizumab obtained from the xenograft tumor mouse model. The present study suggests that the 3D ECFCs+MSCs spheroid angiogenesis assay system is relevant to physiologic angiogenesis, and can predict an effective plasma concentration in advance of animal experiments.

Three-dimensional co-culture spheroid angiogenesis assay system is designed to mimic the physiologic angiogenesis. Co-culture spheroids are formed by two human vascular cell precursors, ECFCs and MSCs, and embedded in collagen gel. The new system is effective for evaluating angiogenic modulators, and provides more relevant information to the in vivo study.

내피 콜로니 형성 세포및 중간엽 줄기 세포에 의해 형성된 공동 배양 스페로이드를 이용한 3차원 혈관신생 분석 시스템

Studies in the field of angiogenesis have been aggressively growing in the last few decades with the recognition that angiogenesis is a hallmark of more ...

발생학

Micropatterning and Assembly of 3D Microvessels

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass based substrates, and hydrogel-based tube formation assays. These assays, while informative, do not recapitulate lumen geometry, proper extracellular matrix, and multi-cellular proximity, which play key roles in modulating vascular function. This manuscript describes an injection molding method to generate engineered vessels with diameters on the order of 100 &#181;m. Microvessels are fabricated by seeding endothelial cells in a microfluidic channel embedded within a native type I collagen hydrogel. By incorporating parenchymal cells within the collagen matrix prior to channel formation, specific tissue microenvironments can be modeled and studied. Additional modulations of hydrodynamic properties and media composition allow for control of complex vascular function within the desired microenvironment. This platform allows for the study of perivascular cell recruitment, blood-endothelium interactions, flow response, and tissue-microvascular interactions. Engineered microvessels offer the ability to isolate the influence from individual components of a vascular niche and precisely control its chemical, mechanical, and biological properties to study vascular biology in both health and disease.

This manuscript presents an injection molding method to engineer microvessels that recapitulate physiological properties of endothelium. The microfluidic-based process creates patent 3D vascular networks with tailorable conditions, such as flow, cellular composition, geometry, and biochemical gradients. The fabrication process and examples of potential applications are described.

미세화 및 3D 미세 혈관의 조립

In vitro platforms to study endothelial cells and vascular biology are largely limited to 2D endothelial cell culture, flow chambers with polymer or glass ...

생체공학

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

미세 소자에서 조직 모델 perfusable 혈관 네트워크

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

Standardized and Scalable Assay to Study Perfused 3D Angiogenic Sprouting of iPSC-derived Endothelial Cells In Vitro

Pre-clinical drug research of vascular diseases requires in vitro models of vasculature that are amendable to high-throughput screening. However, current in vitro screening models that have sufficient throughput only have limited physiological relevance, which hinders the translation of findings from in vitro to in vivo. On the other hand, microfluidic cell culture platforms have shown unparalleled physiological relevancy in vitro, but often lack the required throughput, scalability and standardization. We demonstrate a robust platform to study angiogenesis of endothelial cells derived from human induced pluripotent stem cells (iPSC-ECs) in a physiological relevant cellular microenvironment, including perfusion and gradients. The iPSC-ECs are cultured as 40 perfused 3D microvessels against a patterned collagen-1 scaffold. Upon the application of a gradient of angiogenic factors, important hallmarks of angiogenesis can be studied, including the differentiation into tip- and stalk cell and the formation of perfusable lumen. Perfusion with fluorescent tracer dyes enables the study of permeability during and after anastomosis of the angiogenic sprouts. In conclusion, this method shows the feasibility of iPSC-derived ECs in a standardized and scalable 3D angiogenic assay that combines physiological relevant culture conditions in a platform that has the required robustness and scalability to be integrated within the drug screening infrastructure.

This method describes the culture of iPSC-derived endothelial cells as 40 perfused 3D microvessels in a standardized microfluidic platform. This platform enables the study of gradient-driven angiogenic sprouting in 3D, including anastomosis and stabilization of the angiogenic sprouts in a scalable and high-throughput manner.

iPSC 유래 내피 세포의 퍼퓨비드 3D 혈관신생 발아연구를 위한 표준화 및 확장 성 분석

Pre-clinical drug research of vascular diseases requires in vitro models of vasculature that are amendable to high-throughput screening. However, current ...

In Vitro Assays to Assess Blood-brain Barrier Mesh-like Vessel Formation and Disruption

Blood-brain barrier (BBB) coverage plays a central role in the homeostasis of the central nervous system (CNS). The BBB is dynamically maintained by astrocytes, pericytes and brain endothelial cells (BECs). Here, we detail methods to assess BBB coverage using single cultures of immortalized human BECs, single cultures of primary mouse BECs, and a humanized triple culture model (BECs, astrocytes and pericytes) of the BBB. To highlight the applicability of the assays to disease states, we describe the effect of oligomeric amyloid-&#946; (oA&#946;), which is an important contributor to Alzheimer&#39;s disease (AD) progression, on BBB coverage. Further, we utilize the epidermal growth factor (EGF) to illuminate the drug screening potential of the techniques. Our results show that single and triple cultured BECs form meshwork-like structures under basal conditions, and that oA&#946; disrupts this cell meshwork formation and degenerates the preformed mesh structures, but EGF blocks this disruption. Thus, the techniques described are important for dissecting fundamental and disease-relevant processes that modulate BBB coverage.

In Vitro Assays to Assess Blood-brain Barrier Mesh-like Vessel Formation and Disruption

Maintaining blood-brain barrier coverage is key for the homeostasis of the central nervous system. This protocol describes in vitro techniques to delineate the fundamental and pathological processes that modulate blood-brain barrier coverage.

혈액 뇌 장벽 메쉬와 유사한 혈관 형성 및 분열을 평가하기위한 In vitro 시험 법

Blood-brain barrier (BBB) coverage plays a central role in the homeostasis of the central nervous system (CNS). The BBB is dynamically maintained by ...

의학

Assessment of the Anticoagulant and Anti-inflammatory Properties of Endothelial Cells Using 3D Cell Culture and Non-anticoagulated Whole Blood

In vivo, endothelial cells are crucial for the natural anticoagulation of circulating blood. Consequently, endothelial cell activation leads to blood coagulation. This phenomenon is observed in many clinical situations, like organ transplantation in the presence of pre-formed anti-donor antibodies, including xenotransplantation, as well as in ischemia/reperfusion injury. In order to reduce animal experimentation according to the 3R standards (reduction, replacement and refinement), in vitro models to study the effect of endothelial cell activation on blood coagulation would be highly desirable. However, common flatbed systems of endothelial cell culture provide a surface-to-volume ratio of 1 - 5 cm2 of endothelium per mL of blood, which is not sufficient for natural, endothelial-mediated anticoagulation. Culturing endothelial cells on microcarrier beads may increase the surface-to-volume ratio to 40 - 160 cm2/mL. This increased ratio is sufficient to ensure the &#34;natural&#34; anticoagulation of whole blood, so that the use of anticoagulants can be avoided. Here an in vitro microcarrier-based system is described to study the effects of genetic modification of porcine endothelial cells on coagulation of whole, non-anticoagulated human blood. In the described assay, primary porcine aortic endothelial cells, either wild type (WT) or transgenic for human CD46 and thrombomodulin, were grown on microcarrier beads and then exposed to freshly drawn non-anticoagulated human blood. This model allows for the measurement and quantification of cytokine release as well as activation markers of complement and coagulation in the blood plasma. In addition, imaging of activated endothelial cell and deposition of immunoglobulins, complement- and coagulation proteins on the endothelialized beads were performed by confocal microscopy. This assay can also be used to test drugs which are supposed to prevent endothelial cell activation and, thus, coagulation. On top of its potential to reduce the number of animals used for such investigations, the described assay is easy to perform and consistently reproducible.

We present an in vitro model which allows the study and analysis of coagulation in whole, non-anticoagulated blood. Anticoagulation in the system depends on the natural anticoagulation effect of healthy endothelial cells and endothelial cell activation will result in clotting.

3D 세포 배양 및 비 anticoagulated 전 혈을 사용 하 여 내 피 세포의 항 응 혈 약 그리고 항 염증 제 속성에 대 한 평가

In vivo, endothelial cells are crucial for the natural anticoagulation of circulating blood. Consequently, endothelial cell activation leads to blood ...

In Vivo Study of Human Endothelial-Pericyte Interaction Using the Matrix Gel Plug Assay in Mouse

Angiogenesis is the process by which new blood vessels are formed from existing vessels. New vessel growth requires coordinated endothelial cell proliferation, migration, and alignment to form tubular structures followed by recruitment of pericytes to provide mural support and facilitate vessel maturation. Current in vitro cell culture approaches cannot fully reproduce the complex biological environment where endothelial cells and pericytes interact to produce functional vessels. We present a novel application of the in vivo matrix gel plug assay to study endothelial-pericyte interactions and formation of functional blood vessels using severe combined immune deficiency mutation (SCID) mice. Briefly, matrix gel is mixed with a solution containing endothelial cells with or without pericytes followed by injection into the back of anesthetized SCID mice. After 14 days, the matrix gel plugs are removed, fixed and sectioned for histological analysis. The length, number, size and extent of pericyte coverage of mature vessels (defined by the presence of red blood cells in the lumen) can be quantified and compared between experimental groups using commercial statistical platforms. Beyond its use as an angiogenesis assay, this matrix gel plug assay can be used to conduct genetic studies and as a platform for drug discovery. In conclusion, this protocol will allow researchers to complement available in vitro assays for the study of endothelial-pericyte interactions and their relevance to either systemic or pulmonary angiogenesis.

In Vivo Study of Human Endothelial-Pericyte Interaction Using the Matrix Gel Plug Assay in Mouse

We present a protocol to study human endothelial-pericyte interactions in mouse using a variation of the matrix gel plug angiogenesis assay.

마우스의 매트릭스 젤 플러그 분석을 사용하여 인간의 내피 - 주연 세포 상호 작용의 생체 내 연구에

Angiogenesis is the process by which new blood vessels are formed from existing vessels. New vessel growth requires coordinated endothelial cell ...

Scratch Wound Migration 및 Spheroid Srouting Assay를 이용한 혈관신생 연구

Investigating Angiogenesis on a Functional and Molecular Level by Leveraging the Scratch Wound Migration Assay and the Spheroid Sprouting Assay

Angiogenesis plays a crucial role in both physiological and pathological processes within the body including tumor growth or neovascular eye disease. A detailed understanding of the underlying molecular mechanisms and reliable screening models are essential for targeting diseases effectively and developing new therapeutic options. Several in vitro assays have been developed to model angiogenesis, capitalizing on the opportunities a controlled environment provides to elucidate angiogenic drivers at a molecular level and screen for therapeutic targets.
This study presents workflows for investigating angiogenesis in vitro using human umbilical vein endothelial cells (HUVECs). We detail a scratch wound migration assay utilizing a live cell imaging system measuring endothelial cell migration in a 2D setting and the spheroid sprouting assay assessing endothelial cell sprouting in a 3D setting provided by a collagen matrix. Additionally, we outline strategies for sample preparation to enable further molecular analyses such as transcriptomics, particularly in the 3D setting, including RNA extraction as well as immunocytochemistry. Altogether, this framework offers scientists a reliable and versatile toolset to pursue their scientific inquiries in in vitro angiogenesis assays.

저자 스포트라이트: Investigating Angiogenesis Through Challenges and Innovations in Assay Development(분석 개발의 과제와 혁신을 통한 혈관신생 조사)

This study presents the two-dimensional (2D) scratch wound migration assay and the three-dimensional (3D) spheroid sprouting assay, along with their respective downstream analysis methods, including RNA extraction and immunocytochemistry, as suitable assays to study angiogenesis in vitro.

Scratch Wound Migration Assay와 Spheroid Sprouting Assay를 활용하여 기능적, 분자적 수준에서 혈관신생을 조사합니다.

Angiogenesis plays a crucial role in both physiological and pathological processes within the body including tumor growth or neovascular eye disease. A ...

분석 결과 돋 아 내 피 세포 구슬 Pericytes 통합

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Angiogenesis 연구에 최적화된 섬유소 젤 비드 분석

내피 콜로니 형성 세포및 중간엽 줄기 세포에 의해 형성된 공동 배양 스페로이드를 이용한 3차원 혈관신생 분석 시스템

미세화 및 3D 미세 혈관의 조립

미세 소자에서 조직 모델 perfusable 혈관 네트워크

iPSC 유래 내피 세포의 퍼퓨비드 3D 혈관신생 발아연구를 위한 표준화 및 확장 성 분석

혈액 뇌 장벽 메쉬와 유사한 혈관 형성 및 분열을 평가하기위한 In vitro 시험 법

3D 세포 배양 및 비 anticoagulated 전 혈을 사용 하 여 내 피 세포의 항 응 혈 약 그리고 항 염증 제 속성에 대 한 평가

마우스의 매트릭스 젤 플러그 분석을 사용하여 인간의 내피 - 주연 세포 상호 작용의 생체 내 연구에

Scratch Wound Migration Assay와 Spheroid Sprouting Assay를 활용하여 기능적, 분자적 수준에서 혈관신생을 조사합니다.

Scratch Wound Migration Assay와 Spheroid Sprouting Assay를 활용하여 기능적, 분자적 수준에서 혈관신생을 조사합니다.