Name: measuring mrna levels over time during the yeast s. cerevisiae hypoxic response
Uploaded: 2017-08-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 45 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Measuring mRNA Levels Over Time During the Yeast S. cerevisiae Hypoxic Response at JoVE.com

우리는 감사 하는 루이스 Sigler 연구소 기술 자문 및 RNA 라이브러리 준비 및 시퀀싱에 프린스턴 대학에서 통합 게놈 시퀀싱 핵심 시설에 대 한. 이 작품은 M.J.H.에 NIH NIGMS R15GM113187로 웬 대학에서 교부 금에 의해 지원 되었다

1. 저 산소 증 유도
<ol><li>1 일 이상 hypoxia 시간 코스 하기 전에: 인큐베이터를 준비, 필터링 시스템, 진공, 가스 탱크, 플라스 크, stoppers, 유리 튜브와 튜브, 자료 테이블에서.</li>
	<li>셀의 빠른 처리에 가까운 근접에서 N2 탱크, 인큐베이터, 진공 및 필터링 시스템을 놓습니다.</li>
	<li>유리 병에 압력가 마로 소독 구성 요소를 혼합 하 여 살 균 액체 YPD 미디어 (1% 효 모 추출, 2% 펩, 2% 포도 당)을 준비 합니다.</li>
	<li>인큐베이터에서 플라스 크의 레이아웃을 계획 합니다. 참고: N2 탱크에서 처음 플라스 크는 물 트랩, 두 번째 플라스 크 마지막 시간 포인트가 될 것입니다, 그리고 세 번째 플라스 크 됩니다 두 번째 마지막 시간 포인트 등 최종 물 트랩은 마지막 술병까지. 그림 1 는 플라스 크 사이 순서 및 연결을 보여 줍니다.</li>
	<li>하루 시간 과정 전에 5 mL 액체 YPD 멸 균 시험관 내에서 문화에 효 모 식민지를 예방. 특히, 메 마른 주걱 스틱을 사용 하 여 접시에서 전체 식민지를 선택 합니다. 액체 YPD에 막대기를 배치 하 고 셀의 대부분에에서는 때까지 지팡이 흔들어.</li>
	<li>30 ° C에서 하룻밤 (~ 16 h) 튜브를 회전 합니다. 참고: 후 16 h wildtype 셀 채도 (~ 108 셀/mL x 2), 매우 흐린 문화 표시를 달성할 것입니다. 다른 긴장 포화를 도달 하는 데 시간이 오래 걸릴 수 있습니다 그리고 단계 1.9.4 같이 분 광 광도 계로 셀 농도 측정 하 여 시험 한다.</li>
	<li>시간 코스의 날, 부 화의 16 h 포화 문화를 희석 후 5 mL를 피펫으로 4 mL를 사용 하 여 1시 50분 하룻밤 문화 메 마른 500 mL 플라스 크 내의 액체 YPD 196 mL로. 30 ° c.에서 4 h ~ 200 rpm에서 떨고와 성장 참고: 4 h 후 wildtype 문화 ~ 1-2 x 107 셀/mL의 중간 로그 농도 도달 한다.</li>
	<li>4 h 인큐베이션 기간 동안 라벨 (대 한 산소와 물 트랩) 플라스 크 및 50 mL 수집 튜브. 위의 단계 1.7에서에서 인큐베이터 hypoxia 시간 과정에 대 한 사용 하지 않으면, 다른 인큐베이터 켜고 설정 30 ° c</li>
	<li>
바로 전에 세포 저 산소 증에 쓰는:
	<ol>
<li>2 물 트랩 될 것입니다 살 균 250 mL 플라스 크에 물 50 mL를 추가 합니다.</li>
		<li>1입력 /3 얼음의 액체 질소와 양동이 50 mL 원심 분리기 튜브를 폴리스 티 렌 거품 랙 잠수함.</li>
		<li>세포를 수집 하기 위한 필터 시스템을 설정 합니다. 필터 디스크의 가장자리를 터치만 주의 하면서 멸 균 핀셋을 사용 하 여 여과 시스템의 아래쪽 단위에 살 균 필터 디스크를 추가 합니다. 필터 상위 단위 필터 아래쪽 단위에 놓고는 클램프와 함께 보안 시스템으로 제공 합니다. 단단한 물개 및 누설을 아래와 위쪽 단위 정렬 됩니다 있는지 확인 합니다.</li>
		<li>분 광 광도와 세포 농도 측정 합니다. 분 광 광도 계-~0.2-는 분 광 광도 계에 따라 0.6 사이 세600 의 선형 범위에서 측정 될 수 있도록 세포를 희석. 참고: 하나의 OD600 단위 세포 형태학 및 분 광 광도 계에 따라 107 셀/mL, x 3는. 해당 ~0.33-0.66의 OD600 하 ~ 1-2 x 107 셀/mL의 농도 예정 이다.</li>
		<li>
시간 0 예제를 신속 하 게 얻을.
		<ol>
<li>진공 튜브와 1000 mL 플라스 크 트랩을 통해 강한 (~ 10 mbar) 진공 필터 시스템을 연결 합니다. 진공을 켭니다. 가기에 문화 (보통 ~ 20 mL)을 부 어 하 고 필터를 통해 끌어올 액체에 대 한 기다릴 (~ 10 s, 진공의 강도 따라).</li>
			<li>조심 스럽게 깨끗 한 핀셋으로 필터 디스크를 제거 하 고 50ml 원심 분리기 관으로 장소. 즉시에 액체 질소에 빠져들 랙에 원심 분리기 튜브를 놓습니다. 중요 한 것은, 수행 하지 미리 진정 튜브 튜브 폭발로 필터를 삽입 하기 전에.</li>
			<li>후 > 30 s, 장소 나중 RNA 추출-80 ° C 냉동 고에 관. 각 여과 후 청소 하 고 필터 시스템을 재조립 하십시오. 10 물을 당겨서 시스템 린스 필터 디스크 없이 s. 마지막으로, 닦 고 마른 종이 타월로 시스템.</li>
		</ol>
</li>
		<li>각 플라스 크에 hypoxia의 표시 시간 시점에서 중간 로그 농도 (~ 1-2 x 107 셀/mL)를 도달 하는 다양 한 시간 포인트에 대 한 다른 플라스 크에 4 h 문화를 희석. 주: 표 1 야생-타입 S288C HAP1+ 단일 스트레인에 대 한 사용 된 희석을 보여준다. 각 스트레인이 문화 hypoxic 조건 테스트는 희석을 적절 하 게 조정 하는 것이 좋습니다.</li>
		<li>세포와 미디어는 플라스 크에 추가 됩니다, 일단 취재 술병 마 개 삽입 하는 두 개의 유리 튜브를 포함 하 여 알루미늄 호 일을 교체 합니다.</li>
		<li>이전 결정 하는 레이아웃에 인큐베이터에는 플라스 크를 놓습니다.</li>
		<li>그림 1에서 보듯이 안전 하 게 튜브를 연결 합니다.</li>
		<li>모든 stoppers 플라스 크 구멍으로 단단히 밀어는 확인 하십시오.</li>
	</ol>
</li>
	<li>0 번에 레 귤 레이 터 밸브를 엽니다. 다음 3 L/min 흐름 미터 설정. 참고: 버블링 관찰 됩니다 두 물 플라스 크에 적절 한 가스 흐름을 나타내는. 만약이 모든 마 개는 빡 빡 하 고 튜브가 제대로 연결 된 경우, 확인 하지 않습니다.</li>
	<li>인큐베이터 닫고 ~ 200 rpm 진동 속도 설정 합니다. 타이머를 시작 합니다.</li>
	<li>각 시간 지점 앞 단계 1.9.3에서에서 위의 설명 대로 필터 시스템을 설정 합니다.</li>
	<li>
(예를 들어, 5 분, 10 분, 등) 각 시간 지점에서 신속 하 게 다음과 같이 셀을 처리 하는 두 사람이 있다:
	<ol>
<li>첫 번째 사람: 소유자에서 적절 한 플라스 크를 제거 하 고 (와 함께 유리 튜브 연결) 마 개를 꺼내. 참고:이 나머지 문화 플라스 크의 N2 의 흐름을 깨뜨리지 않을 것 이다 하지만 일시적으로 마지막 물 트랩을 흐름을 끊을 것 이다.</li>
		<li>두 번째 사람: 피펫으로 문화의 1 mL는 베트에 분배 하 고. 이제는 라인의 끝에 마지막 물 트랩 (1 개의 관 및 한 마 개는 과정에서 제거) 문화 플라스 크에서 튜브를 다시 연결 합니다. 1.9.4 단계에서 위에서 설명한 다음, 베트에서 세포 농도 측정 합니다.</li>
		<li>첫 번째 사람: 진공 여과 시스템으로 문화의 나머지 부분을 부 어 하 고 필터링 및 동결 단계 1.9.5에서에서 위에서 설명한 대로 수행.</li>
	</ol>
</li>
	<li>모든 시간 포인트 완료 되 면, N2 가스를 해제 합니다. 먼저는 레 귤 레이 터 및 출시, 압력에 대 한 대기 닫고 흐름 미터를 해제 합니다. 마지막으로 시스템을 분해 하 고 깨끗 한 물 그리고 70% 에탄올으로 모든 재료.</li>
</ol>2. RNA 추출
<ol><li>자료 테이블에 설명 된 대로 RNA 열 정화에 대 한 실내 버퍼를 준비 합니다.</li>
	<li>샘플 당 버퍼 RDD의 70 µ L을 DNase 재고 솔루션의 10 µ L을 추가 하 여 작업 솔루션 DNase의 준비 ( 자료 표참조).</li>
	<li>필터 및 셀-80 ° C 냉동 고에서 포함 된 50 mL 튜브를 제거 하 고 얼음이 해빙 (~ 15 분)에. 얼음에 튜브와 함께 다음 단계를 수행 합니다.</li>
	<li>라벨 2 mL 스크류 캡 튜브 고 얼음, 각 샘플에 대 한 하나의 튜브에 그들을 놓습니다. 푸 고 구슬 측정을 1.5 mL microcentrifuge 튜브를 사용 하 여 각 튜브를 산 세척 구슬의 ~0.6 mL를 추가 합니다.</li>
	<li>50 mL 튜브에 차가운 실내 버퍼의 0.6 mL를 추가 합니다.</li>
	<li>피펫으로 필터에서 셀을 제거 하 고 솔루션에 일시 중지를 아래로. 시키는 필터 필터 솔루션을 담가 합니다 솔루션에 남아 하지 마십시오. 모든 솔루션 제거는 튜브의 벽에 대 한 필터를 집어넣은 피펫으로 팁을 사용 하 여 필터에 흡수.</li>
	<li>구슬 포함 된 스크류 캡 튜브 50 mL 튜브에서 액체의 모든 전송.</li>
	<li>비드 밀 균질 화기에 스크류 캡 튜브를 놓고 1 분 동안 실행 합니다. 바로 3 분 동안 얼음에 튜브를 놓습니다. 다시, 튜브는 균질 화기에 놓고 1 분 동안 실행 합니다.</li>
	<li>균질 화기와 5 분 동안 얼음에 장소에서 튜브를 제거 합니다. 구슬 튜브의 하단에 정착 됩니다.</li>
	<li>실 온에서 단계의 나머지 부분을 수행 합니다.</li>
	<li>피펫으로, 전송만 lysate (~ 350 µ L), 구슬, 새로운 1.5 mL microcentrifuge 튜브를 피하.</li>
	<li>최대 속도와 다음 전송은 상쾌한 새로운 1.5 mL microcentrifuge 튜브를 2 분 동안 Microcentrifuge.</li>
	<li>70% 에탄올 (200 증거 분자 생물학-학년 에탄올에서 만든)의 1 볼륨을 추가 합니다. Pipetting으로 잘 섞는다.</li>
	<li>솔루션 및 전송 2 mL 컬렉션 튜브 내부 배치는 RNA 열을 촉진.</li>
	<li>(튜브에 액체) 15 ≥12에서 s, 000 x g 및 흐름을 통해 삭제 분리기</li>
	<li>열에 버퍼 RW1의 350 µ L를 추가 합니다. 15 ≥12에서 s, 000 x g와 흐름을 통해 삭제에 대 한 원심 분리기.</li>
	<li>80 µ L을 추가 DNase 나 열 막에 인큐베이션 믹스 (하지 마세요 튜브의 양쪽) 15 분 동안 앉아 있게 하 고.</li>
	<li>열 버퍼 RW1의 350 µ L를 추가 합니다. 15 ≥12에서 s, 000 x g 와 흐름을 통해 삭제에 대 한 Microcentrifuge.</li>
	<li>열에 버퍼 RPE의 500 µ L를 추가 합니다. Microcentrifuge 15 ≥12에서 s, 000 x g 및 삭제에 대 한 흐름-통해.</li>
	<li>열에 버퍼 RPE의 500 µ L를 추가 합니다. ≥12, 000 x g2 분에 대 한 Microcentrifuge.</li>
	<li>조심 스럽게 열을 제거 하 고 새로운 2 mL 수집 관으로 장소. (완전히 건조 막)에 1 분에 대 한 최고 속도로 Microcentrifuge.</li>
	<li>컬렉션 튜브를 버리고 고 열 1.5 mL microcentrifuge 관 합니다. 열 막에 RNase 무료 물 30 µ L를 추가 합니다.</li>
	<li>≥12, 000 x g에서 1 분 동안 microcentrifuging에 의해 열 로부터 RNA을 elute. microcentrifuge에 열을 로드할 때 컬렉션 튜브의 뚜껑 떨어져 뚜껑을 방지 하기 위해 원심 분리기는 회전 방향에 직면 하 고 있는지 확인 합니다.</li>
	<li>동일한 microcentrifuge 튜브는 열을 유지 하면서 열 막에 RNase 무료 물의 또 다른 30 µ L를 추가 합니다.</li>
	<li>Microcentrifuge ≥12, 000 x g, 1 분에 대 한 최종 eluate 볼륨은 60 µ L.</li>
	<li>-80 ° C 냉동 고에 있는 RNA의 60 µ L을 포함 하는 각 1.5 mL 튜브를 저장 합니다.</li>
</ol>3. RNA 농도 품질을 결정
<ol><li>자료 테이블에 나열 된 대로 (가) fluorometer, (b) DNA 및 RNA 관련 형광 염료 및 (c) 분석 결과 튜브를 사용 하 여 각 RNA 샘플에서 RNA와 DNA의 농도 측정 합니다. fluorometer와 염료의 지시를 따릅니다.</li>
	<li>또는, 260에서 UV 분 광 광도 계와 핵 산 농도 측정 nm. 참고: 1.0 A260 읽기는 ~ 40 µ g/mL 단일 가닥 RNA.</li>
	<li>상업적인 핵 산 분석기에 RNA를 실행 하 여 RNA 품질 테스트 ( 자료 표참조)에 표준 포름알데히드/agarose 젤 26또는.</li>
</ol>4. RNA-seq 분석
<ol><li>총 RNA 주식에서 100 ng / µ L RNase 무료 물에서 RNA의 21 µ L을 확인 합니다. 이 21 µ L의 1 µ L를 사용 하 여 위와 같이 RNA 농도 테스트. 나머지 20 µ L (2 µ g) 총 RNA mRNA 농축에 대 한 외부 시퀀싱 센터, (와 함께 8 개 이상의 바코드 다중화) 가닥 특정 라이브러리 준비 제출 및 시퀀싱 ( 자료 표참조). 또는 로컬 mRNA 농축 및 라이브러리 준비를 수행 하 고 시퀀싱에 대 한 라이브러리를 제출.</li>
	<li>풀 8 개 이상의 멀티플렉스 샘플 및 다음-세대 시퀀서의 한 차선에 시퀀스.</li>
	<li>시퀀스 읽기의 모든 포함 된 FASTQ 파일을 다운로드 하 고 해당 인덱스를 읽습니다. 또한, 다중 바코드를 포함 하는 텍스트 파일을 다운로드. 참고: 인덱스 읽기 별도 FASTQ 파일에 존재할 수 있습니다. 하나의 디렉토리에 모든이 파일을 놓습니다.</li>
	<li>여기, "fastq_pipeline.sh", 같은 디렉터리에 제공 하는 셸 스크립트를 놓습니다. 실험 및 컴퓨터 디렉터리에 대 한 적절이 스크립트를 편집 합니다. 참고:이 스크립트는 광범위 한 주석 설명 하는 단계를 포함 합니다. 간단히, 스크립트 품질 읽기 트림, 게놈, 읽기 지도 고 각 샘플에 대 한 유전자 당 읽기 수를 포함 하는 탭 구분 파일을 생성 합니다.</li>
	<li>FASTQ 파일 및 원시 읽기 수 데이터 게시 27전에 NCBI의 유전자 식 옴니 버스에 입금. "GEO 제출 높은 처리량 시퀀스 데이터"에 대 한 지침을 따르십시오: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/geo/info/seq.html.</li>
	<li>R 통계 환경으로 읽기 수 데이터를 가져오고 "time_course_script 여기, 제공 하는 R 스크립트를 사용 하 여 통계 분석을 수행. R "입니다. 실험 및 컴퓨터 디렉터리에 대 한 적절이 스크립트를 편집 합니다. 참고:이 스크립트는 광범위 한 주석 설명 하는 단계를 포함 합니다. 간단히,이 스크립트 읽기 데이터를 가져옵니다, 그리고 읽기도 시간 과정 동안 크게 변경, PCA 분석을 수행 하 고 그래프 선택 된 유전자의 표정을 유전자를 식별 합니다.</li>
</ol>

<ol>
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저자는 공개 없다.

이 연구에서는 모든 유전자에 대 한 mRNA 수준 효 모 S. cerevisiae에서 hypoxia 동안 측정 되었다. 목표 근처 무산 소 환경에서 증가로 어떻게 세계적인 유전자 표현 변화를 분석 했다. 몇 가지 단계는 여기서 설명 하는 방법을 신중 하 게 제어 하 고 재현할 수 있었다는 촬영 했다. 첫째, 세포는 정확 하 게 정의 된 hypoxic 환경에 노출 되었다: 리치 미디어 (YPD)에서 99.999% N2 . 저 산소 증의 다?...

많은 유기 체는 유전자 식 1,2,3을 변경 하 여 저 산소 증, 또는 낮은 O2에 응답. 이 응답 세포 변화 산화 상태 4뿐만 아니라 호 기성 호흡에 대 한 몇 가지 생 합성 반응에 대 한 중요 기판의 부족을 극복할 수 있습니다. S. cerevisiae 에서 수행 하는 여러 microarray 연구 보여 수백 개의 유전자의 mRNA 수준 응답 hypoxia 5,6,7,,89 으로 변경 , 10 , 11 , 12. 최근, RNA-seq hypoxia 13중 시간이 지남에 따라 진 식 변화 하 사용 되었다. 여기, 실험 내용을 제시 하 고 논의.
다양 한 방법으로, 각각 생산 하는 O2의 다른 수준에 산소를 얻을 수 있습니다. 여기, hypoxia 지속적으로 흐르는 의해 설립 초 고 순도 N2 플라스 크로 낮추고 [O2] 해산 즉시 재현할 수 활동 10. 그것은 가능한 일부 O2 분자 현재 신진 대사 및 유전자 표현에 기여 하는 하지만이 환경은 혐 기성에 가까운 매우 간주 됩니다. O2의 부재, 효 모 세포 biosynthesize heme, ergosterol 및 불포화 지방산 4,,1214수 없습니다. 따라서, 이전 연구 산소 5,,1015없이 효 모 성장 하는 때이 대사 산물을 포함 했다. 그러나, 많은 hypoxic 응답이 대사이 산물의 고갈에 의해 중재 되 고 hypoxic 유전자 식 응답 12,16반전 따라서 그들을 보충. 자연 산소를 모방 하기 위해이 대사 되지 미디어에 추가 되었습니다. 셀이 필수적인 metabolites의 존재 없이 산소에 노출 됐다 짧은 시간에 세포 죽음 (데이터 표시 되지 않음)도 장기간된 스트레스 응답 13에 눈에 띄게 증가 했다.
응답은 또한 긴장과 그 유전자 형에 의존 합니다. 특히 중요 한 hypoxic 응답 2의 알려진된 레 귤 레이 터의 대립 이다. S288C 변형 배경은 매우이 긴장으로 수행 다른 게놈 연구에 결과 비교 될 수 있다 그래야 원한다. 그러나, S288C 부분적인 손실의 기능 대립 유전자는 HAP1 유전자 17, hypoxic 응답에 대 한 중요 한 transcriptional 규칙을 포함합니다. 이 대립 유전자 S288C에 수리는 wildtype를 사용 하 여 복사는 Σ1278b에서 변형 배경 11.
유전자 발현은 세포 환경에 매우 의존 합니다. 따라서, 게놈 넓은 mRNA 분석을 수행할 때 시간, 자극, 유전자 형 등 다른 매개 변수를 변화 하는 동안 일정 한 환경을 유지 하는 것이 중요 하다. 높은 재현성 결과 얻기 위해 연구에 대 한이 세 가지 사례와 모든 생물 학적 또는 기술적인 복제를 고려 하십시오. 첫째, 동일한 experimenter(s) 기술 사례 경험에 걸쳐 다를 수 있습니다 이후 연구를 수행 한다. 둘째, 각 일괄 처리는 유전자 발현에 영향을 줄 수 있는 약간 다른 구성 성분의 동일한 배치 성장 매체에 사용 되어야 한다. 셋째, 세포 주기 효과 최소화 하기 위해 각 시간 포인트는 성장 (1-7 셀/10ml x 2)의 중간 로그 단계에서 비동기 셀로 이루어져야 합니다.
Hypoxia에 유전자 식 응답과 같은 복잡 한 응답을 특성화 때 시간 코스의 다양 한 이벤트 활동을 결정 하는 데 유리 하다. 그 응답의 큰 변화를 사로잡을 것입니다 특정 시간 포인트를 선택 합니다. 본이 연구에서는 과거 실험 공개 유전자 발현이 기간 13동안에 광범위 하 게 변화 하기 때문에 0와 4 h 사이 시간 포인트 관찰 되었다.
측정 하려면 글로벌 유전자 발현, RNA-seq 사용된 18,19이었다. 이 방법은 각 유전자의 사본의 관계 되는 풍부를 결정 하기 위해 차세대 시퀀싱을 사용 합니다. DNA microarray 분석에 비해, RNA-seq 높은 감도 (탐지 덜 풍부한 성적 증명서), 큰 동적 범위 (큰 배 변화를 측정) 및 (정확 하 게 유전자 발현 시간이 지남에 따라)에 우수한 재현성을 전시 한다. 일반적으로, 가장 세포질 RNA 리보솜 RNA 특정 RNA 종 20에 대 한 풍부 하 게 개발 되었습니다 너무 많은 방법 이다. 여기, 폴 리-T 구슬 정화 폴 리 A 포함 된 mRNA 사본, 하지만 다양 한 상업적으로 사용 되었다-사용 가능한 rRNA 고갈 키트 mRNA 풍부에도 효과적일 수 있습니다.
여기, S. cerevisiae 유전자 식 응답 저 산소 증으로 특징 이었다. 세포 저 산소 증에 노출 되었고 다음 8 시간 지점에서 샘플링 (0, 5, 10, 30, 60, 120, 180, 240 분). 재현성을 확인 하 고 통계적으로 변경된 증명서를 확인 하 세 생물 복제 수행 했다. RNA는 기계적 장애 및 열 정화, 추출 하 고 RNA-seq 분석에 대 한 처리. -시퀀싱 파이프라인을 설명 하 고 프로그래밍 스크립트 수 있는 제공 됩니다 분석의 정확한 복제 수행. 특히, Trimmomatic 21, TopHat2 22, HTseq 23, 24R 통계 환경 그리고 DESeq2 패키지 25 사용 되었다 RNA-seq 데이터를 처리 하 고 기간 동안 크게 변경 607 유전자를 식별 하 저 산소 증입니다. 주성분 분석 (PCA)와 복제의 유전자 발현 기술의 재현성을 표시. 클러스터링 및 heatmaps 유전자 존재론 (가십시오) 분석 많은 세포질 과정, 호 기성 호흡 처럼 풍성 하 게 산소 통제 유전자의 세트에서 보였다 동안 광범위 한 식 속도 론을, 계시 했다.

<table><tbody><tr><td>Enclosed dry incubator</td><td>Thermo Scientific</td><td>MaxQ 4000</td><td>Set at 30 &amp;deg;C. Modify the door to allow entry of one Tygon tube. Alternatively, use the New Brunswick G25 incubator, which contains a tube port. Do not use an open-air water shaker, as condensation will collect in the tubes between flasks, possibly cross-contaminating cultures.</td></tr><tr><td>Micro-analysis Filter Holder</td><td>Millipore</td><td>XX1002530</td><td>25mm diameter, stainless steel support, no. 5 perforated silicone stopper mounts in standard 125 mL filtering flask</td></tr><tr><td>Strong vacuum</td><td>Edwards</td><td>E-LAB 2</td><td>The &amp;ldquo;house&amp;rdquo; vacuum may be too weak. Alternatively, use an electric-power portable vacuum pump like the one listed here.</td></tr><tr><td>1,000 mL flask</td><td></td><td></td><td>To act as vacuum trap.</td></tr><tr><td>~2 foot lengths of Heavy Wall Vacuum Tubing, inner diameter 3/8 in, outer diameter 7/8 in</td><td>Tygon</td><td>38TT</td><td>Two pieces: the first connects vacuum to trap, and the second connects trap to filter system.</td></tr><tr><td>High-pressure N&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; gas tank</td><td></td><td></td><td>99.999% purity, &gt;1,000 psi, with a regulator and gas flow controller</td></tr><tr><td>Autoclaved 500 mL flask</td><td></td><td></td><td>Opening covered with aluminum foil. One for each yeast strain.</td></tr><tr><td>Autoclaved 250 mL flasks</td><td></td><td></td><td>Openings covered with aluminum foil. One for each time point plus two for water traps.</td></tr><tr><td>Flask stoppers (size 6, two holes with 5 mm diameter)</td><td></td><td></td><td>Sterilized with 70% ethanol. One for each flask.</td></tr><tr><td>Glass tubing, length 9 cm or 17 cm, inner diameter 2 mm, outer diameter 5 mm</td><td></td><td></td><td>Sterilized with 70% ethanol. Two tubes for each flask. Place into the holes of each stopper. See Figure 1 for placement of 9- vs 17- cm tubes.</td></tr><tr><td>~25 cm lengths of plastic tubing, inner diameter 5 mm</td><td>Tygon</td><td>E-3603</td><td>One piece for each flask. Sterilized with 70% ethanol.</td></tr><tr><td>Sterile filter discs</td><td>Millipore</td><td>HAWP02500</td><td>25 mm diameter, 0.45 &amp;micro;m pore size, one for each time point</td></tr><tr><td>Sterile dH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O (~100 mL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 mL cuvettes</td><td></td><td></td><td>For measuring OD600 (i.e., cell concentration)</td></tr><tr><td>50 mL sterile centrifuge tubes</td><td></td><td></td><td>One for each time point</td></tr><tr><td>Clean and sterile tweezers</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>liquid nitrogen</td><td></td><td></td><td>For freezing cells</td></tr><tr><td>acid-washed beads</td><td>Sigma</td><td>G8772</td><td>Keep at 4 &amp;deg;C for lysing cells</td></tr><tr><td>Qiagen RNeasy Mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td>For RNA column purification</td></tr><tr><td>Qiagen RLT buffer</td><td></td><td></td><td>Prepare by adding 10 &amp;micro;L of &amp;beta;-Mercaptoethanol per 1 mL of RLT buffer, keep at 4 &amp;deg;C.</td></tr><tr><td>2 mL collection tubes</td><td>Qiagen</td><td></td><td>included in the Qiagen Rneasy Mini Kit</td></tr><tr><td>Buffer RPE</td><td>Qiagen</td><td></td><td>included in the Qiagen Rneasy Mini Kit</td></tr><tr><td>Buffer RW1</td><td>Qiagen</td><td></td><td>included in the Qiagen Rneasy Mini Kit</td></tr><tr><td>DNase I stock and working solutions</td><td>Qiagen</td><td>79254</td><td>The DNase I enzyme comes as lyophilized powder in a glass vial. Using a sterile needle and syringe, inject 550 &amp;micro;L of RNase-free water (provided in Qiagen kit) into the vial. Mix by gently inverting the bottle. To avoid denaturing the enzyme, do not vortex. Using a pipet, remove this stock solution from the vial and store in freezer (-20 &amp;deg;C) in single-use aliquots (80 &amp;micro;L each). The stock solution should not be thawed and refrozen.</td></tr><tr><td>Buffer RDD</td><td>Qiagen</td><td></td><td>included in the Qiagen DNase Kit</td></tr><tr><td>Ice cold 2 mL screw-cap tubes</td><td></td><td></td><td>For lysing cells during RNA extraction</td></tr><tr><td>bead mill homogenizer</td><td>Biospec Mini-Beadbeater-24</td><td>112011</td><td>Keep in cold room</td></tr><tr><td>Bacto Peptone</td><td>BD</td><td>DF0118</td><td>for liquid YPD media</td></tr><tr><td>Bacto Yeast Extract</td><td>BD</td><td>DF0886</td><td>for liquid YPD media</td></tr><tr><td>glucose</td><td>Fisher</td><td>D16</td><td>for liquid YPD media</td></tr><tr><td>Qubit assay tubes</td><td>Thermo Fisher</td><td>Q32856</td><td>for measuring nucleic acid concentration</td></tr><tr><td>Quant-iTTM dsDNA BR Assay Kit</td><td>Thermo Fisher</td><td>Q32853</td><td>for measuring nucleic acid concentration</td></tr><tr><td>Quant-iTTM RNA Assay Kit</td><td>Thermo Fisher</td><td>Q32855</td><td>for measuring nucleic acid concentration</td></tr><tr><td>Qubit Fluorometer</td><td>Thermo Fisher</td><td>Q33216</td><td>for measuring nucleic acid concentration</td></tr><tr><td>Commercial electrophoresis system</td><td>Agilent</td><td>Bioanalyzer 2100</td><td>for measuring nucleic acid quality</td></tr><tr><td>Next-generation sequencer</td><td>Illumina</td><td>HiSeq 2500</td><td>for sequencing libraries</td></tr><tr><td>automated liquid handling system</td><td>Wafergen</td><td>Apollo 324</td><td>for creating sequencing libraries</td></tr><tr><td>PrepX PolyA mRNA Isolation Kit</td><td>Wafergen</td><td>400047</td><td>for isolating mRNA from total RNA</td></tr><tr><td>PrepX RNA SEQ for Illumina Library Kit</td><td>Wafergen</td><td>400039</td><td>for creating strand-specific sequencing libraries from total RNA</td></tr><tr><td>Barcode Splitter</td><td></td><td></td><td>https://toolshed.g2.bx.psu.edu/repository?repository_id=7119c4f7a89efa57&amp;amp;changeset_revision=e7b7cdc1834d</td></tr><tr><td>Samtools, which includes the gzip command</td><td></td><td></td><td>http://www.htslib.org/download/</td></tr><tr><td>Trimmomatic</td><td></td><td></td><td>http://www.usadellab.org/cms/?page=trimmomatic</td></tr><tr><td>Bowtie2 (installed before TopHat)</td><td></td><td></td><td>http://bowtie-bio.sourceforge.net/bowtie2/index.shtml</td></tr><tr><td>TopHat</td><td></td><td></td><td>https://ccb.jhu.edu/software/tophat/index.shtml</td></tr><tr><td>HTSeq</td><td></td><td></td><td>http://www-huber.embl.de/HTSeq/doc/overview.html</td></tr><tr><td>R (installed before R Studio)</td><td></td><td></td><td>https://cran.rstudio.com</td></tr><tr><td>R Studio (free version)</td><td></td><td></td><td>https://www.rstudio.com/products/rstudio/download/</td></tr></tbody></table>

measuring mrna levels over time during the yeast s. cerevisiae hypoxic response

유전자 발현에 복잡 한 변화는 일반적으로 상당 부분의 세포 응답 중재. 유전자는 많은 자극, 신호 경로 또는 보조 효과 중의 특정 타이밍에 의해 규제로 각 진 독특한 속도 식을 변경할 수 있습니다. 전체 유전자를 캡처하기 위해 식 응답 효 모 S. cerevisiae, RNA-seq 분석에서에서 hypoxia 저 산소 증에 노출 된 후 특정 시간에 모든 유전자의 mRNA 레벨을 모니터링 하는 데 사용 되었다. Hypoxia 성장 셀 ~ 100% N2 가스에 의해 설립 되었다. 중요 한 것은, 다른 hypoxic 연구와 달리 ergosterol 및 불포화 지방산 했다에 추가 되지 미디어 이러한 대사 유전자 발현에 영향을 때문에. 시간 포인트는 0-4 h 저 산소 증 후의 범위에서 그 기간 캡처 유전자 발현에 있는 중요 한 변화 때문에 선정 됐다. 각 시간 지점에서 중간 로그 hypoxic 세포 했다 신속 하 게 필터링 하 고 냉동, O2 와 수 반하는 변화 유전자 발현에 대 한 노출을 제한. 총 RNA 세포에서 추출 하 고 mRNA를 cDNA 다음 변환 되었습니다에 대 한 풍부 하 게 사용 했다. 이 cDNA에서 멀티플렉스 라이브러리 생성 하 고 8 개 이상의 샘플 다음-세대 시퀀서의 한 차선에 순서가 되었다. 품질 기본 트리밍, 매핑 및 결정 하는 유전자 당 읽기 수를 포함 하 후 시퀀싱 파이프라인은 기술 된다. R 통계 환경 내에서 DESeq2 hypoxic 시간 포인트 중 하나에 크게 변경 하는 유전자를 식별 하기 위해 사용 되었다. 3 생물 복제의 분석 공개 높은 재현성, 다른 활동의 유전자와 많은 수의 예상 O2-유전자 통제. 이러한 방법은 시간이 지남에 다양 한 생물의 세포 저 산소 증에 대처 하는 방법을 연구 하는 데 사용 하 고 다른 세포 응답 중 유전자 발현 연구에 맞게 수 있습니다.

Hypoxia 시간 과정 및 RNA-seq 분석 세 번 독립적으로 수행 했다. 3 복제의 재현성 검사, 유전자 표현 데이터 모든 유전자에 대 한 주요 구성 요소 분석 (PCA)를 사용 하 여 분석 했다. 그림 2 는 샘플 함께의 58.9%를 대표 하는 첫 번째 두 개의 주요 구성 요소를 통해 변경 하는 방법을 보여 줍니다. 이 분석 표시 각 시간 과정 (와 같이 각 곡선의 비슷한 모양) 이...

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Measuring mRNA Levels Over Time During the Yeast S. cerevisiae Hypoxic Response

여기, 우리를 mRNA 수준 S. cerevisiae 세포의 hypoxic 응답 시간 모니터링 RNA-seq를 사용 하 여 프로토콜을 제시. 이 메서드는 어떤 세포 응답 중 유전자 발현 분석을 적용할 수 있습니다.

효 모 S. cerevisiae Hypoxic 응답 하는 동안 시간이 지남에 mRNA 수준 측정

Complex changes in gene expression typically mediate a large portion of a cellular response. Each gene may change expression with unique kinetics as the ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Genetics

Measuring mRNA Levels Over Time During the Yeast S. cerevisiae Hypoxic Response

8.2K 조회수.  Rowan School of Osteopathic Medicine. 여기, 우리를 mRNA 수준 S. cerevisiae 세포의 hypoxic 응답 시간 모니터링 RNA-seq를 사용 하 여 프로토콜을 제시. 이 메서드는 어떤 세포 응답 중 유전자 발현 분석을 적용할 수 있습니다.

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Genome-wide Quantification of Translation in Budding Yeast by Ribosome Profiling

Translation of mRNA into proteins is a complex process involving several layers of regulation. It is often assumed that changes in mRNA transcription reflect changes in protein synthesis, but many exceptions have been observed. Recently, a technique called ribosome profiling (or Ribo-Seq) has emerged as a powerful method that allows identification, with high accuracy, which regions of mRNA are translated into proteins and quantification of translation at the genome-wide level. Here, we present a generalized protocol for genome-wide quantification of translation using Ribo-Seq in budding yeast. In addition, combining Ribo-Seq data with mRNA abundance measurements allows us to simultaneously quantify translation efficiency of thousands of mRNA transcripts in the same sample and compare changes in these parameters in response to experimental manipulations or in different physiological states. We describe a detailed protocol for generation of ribosome footprints using nuclease digestion, isolation of intact ribosome-footprint complexes via sucrose gradient fractionation, and preparation of DNA libraries for deep sequencing along with appropriate quality controls necessary to ensure accurate analysis of in vivo translation.

Translational regulation plays an important role in the control of protein abundance. Here, we describe a high-throughput method for quantitative analysis of translation in the budding yeast Saccharomyces cerevisiae.

리보솜을 프로 파일링 하 여 신진 효 모에 번역의 게놈 넓은 정량화

Translation of mRNA into proteins is a complex process involving several layers of regulation. It is often assumed that changes in mRNA transcription ...

연구

생화학

Saccharomyces cerevisiae Metabolic Labeling with 4-thiouracil and the Quantification of Newly Synthesized mRNA As a Proxy for RNA Polymerase II Activity

Global defects in RNA polymerase II transcription might be overlooked by transcriptomic studies analyzing steady-state RNA. Indeed, the global decrease in mRNA synthesis has been shown to be compensated by a simultaneous decrease in mRNA degradation to restore normal steady-state levels. Hence, the genome-wide quantification of mRNA synthesis, independently from mRNA decay, is the best direct reflection of RNA polymerase II transcriptional activity. Here, we discuss a method using non-perturbing metabolic labeling of nascent RNAs in Saccharomyces cerevisiae (S. cerevisiae). Specifically, the cells are cultured for 6 min with a uracil analog, 4-thiouracil, and the labeled newly transcribed RNAs are purified and quantified to determine the synthesis rates of all individual mRNA. Moreover, using labeled Schizosaccharomyces pombe cells as internal standard allows comparing mRNA synthesis in different S. cerevisiae strains. Using this protocol and fitting the data with a dynamic kinetic model, the corresponding mRNA decay rates can be determined.

Saccharomyces cerevisiae Metabolic Labeling with 4-thiouracil and the Quantification of Newly Synthesized mRNA As a Proxy for RNA Polymerase II Activity

The protocol described here is based on the genome-wide quantification of newly synthesized mRNA purified from yeast cells labeled with 4-thiouracil. This method allows to measure mRNA synthesis uncoupled from mRNA decay and, thus, provides an accurate measurement of RNA polymerase II transcription.

Saccharomyces cerevisiae 4-thiouracil와의 정량화로 대사 새로 합성 mRNA로 RNA 중 합 효소 II 활동에 대 한 프록시

Global defects in RNA polymerase II transcription might be overlooked by transcriptomic studies analyzing steady-state RNA. Indeed, the global decrease in ...

유전학

Labelling and Visualization of Mitochondrial Genome Expression Products in Baker's Yeast Saccharomyces cerevisiae

Mitochondria are essential organelles of eukaryotic cells capable of aerobic respiration. They contain circular genome and gene expression apparatus. A mitochondrial genome of baker&#8217;s yeast encodes eight proteins: three subunits of the cytochrome c oxidase (Cox1p, Cox2p, and Cox3p), three subunits of the ATP synthase (Atp6p, Atp8p, and Atp9p), a subunit of the ubiquinol-cytochrome c oxidoreductase enzyme, cytochrome b (Cytb), and mitochondrial ribosomal protein Var1p. The purpose of the method described here is to specifically label these proteins with 35S methionine, separate them by electrophoresis and visualize the signals as discrete bands on the screen. The procedure involves several steps. First, yeast cells are cultured in a galactose-containing medium until they reach the late logarithmic growth stage. Next, cycloheximide treatment blocks cytoplasmic translation and allows 35S methionine incorporation only in mitochondrial translation products. Then, all proteins are extracted from yeast cells and separated by polyacrylamide gel electrophoresis. Finally, the gel is dried and incubated with the storage phosphor screen. The screen is scanned on a phosphorimager revealing the bands. The method can be applied to compare the biosynthesis rate of a single polypeptide in the mitochondria of a mutant yeast strain versus the wild type, which is useful for studying mitochondrial gene expression defects. This protocol gives valuable information about the translation rate of all yeast mitochondrial mRNAs. However, it requires several controls and additional experiments to make proper conclusions.

Labelling and Visualization of Mitochondrial Genome Expression Products in Baker's Yeast Saccharomyces cerevisiae

Baker&#8217;s yeast mitochondrial genome encodes eight polypeptides. The goal of the current protocol is to label all of them and subsequently visualize them as separate bands.

베이커효모사카로미세스 세레비시아에 미토콘드리아 게놈 발현 제품의 라벨링 및 시각화

Mitochondria are essential organelles of eukaryotic cells capable of aerobic respiration. They contain circular genome and gene expression apparatus. A ...

In Vivo Monitoring of Transcriptional Activity During Metabolic Transition Using a Bioluminescent Reporter in Yeast

Sequential sugar consumption, from a preferred sugar source to a less preferred one, represents a critical metabolic adaptation in yeast, which is particularly relevant for survival in fluctuating environments such as those found in beer fermentation. However, sugar transitions are an environmental variable that is challenging to predict and detect, impacting the outcome of beer fermentations. This protocol describes an in vivo system to monitor transcriptional activation associated with the glucose-to-maltose metabolic shift in Saccharomyces eubayanus that applies to different wild Saccharomyces yeast strains. 
The system employs an episomal bioluminescent transcriptional reporter for maltose metabolism, focusing on MAL32, since it provides a good readout for metabolic shifts, as studied in S. cerevisiae. For this, yeast strains were transformed with plasmids containing the MAL32 regulatory region from S. eubayanus, controlling the expression of a gene encoding for a destabilized version of firefly luciferase1, and a hygromycin resistance gene used exclusively during transformation to ensure plasmid acquisition. Following selection, transformed yeast cells can be cultured under non-selective conditions, as the episomal plasmid remains stable in culture conditions for up to 7 days. 
This system was validated under a complex sugar environment in microfermentation assays, confirming the effectiveness of the luciferase reporter in informing metabolic transitions. Samples were collected regularly and analyzed with a luminometer, providing continuous insights into yeast responses. While broadly applicable, this protocol is particularly valuable for assessing yeast performance under fermentation conditions, where metabolic changes pose a significant challenge. Additionally, this methodology can be adapted by selecting alternative promoters to explore a broader range of responses to environmental changes, allowing characterization as well as optimization of wild yeast strains for diverse industrial applications.

This protocol employs a bioluminescent reporter, allowing measurements of transcriptional activity in Saccharomyces eubayanus to monitor the glucose-to-maltose transition, enabling real-time analysis of metabolic adaptations and supporting strain optimization for industrial fermentation under diverse conditions.

생체 내 Monitoring of transcriptional activity during metabolic transition using a bioluminescent reporter in yeast(효모의 생물발광 리포터를 사용한 대사 전이 중 전사 활동 모니터링)

Sequential sugar consumption, from a preferred sugar source to a less preferred one, represents a critical metabolic adaptation in yeast, which is ...

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen peroxide (H2O2), an oxidizing agent. In the experiment, yeast is grown for 48 hours in 1/2X YPD broth containing 3X glucose. The culture is split into a control and treated group. The experiment culture is treated with 0.5 mM H2O2 in Hanks Buffered Saline (HBSS) for 1 hour. The control culture is treated with HBSS only. Total RNA is extracted from both cultures and is converted to a biotin-labeled cRNA product through a multistep process. The final synthesis product is taken back to the UVM Microarray Core Facility and hybridized to the Affymetrix yeast GeneChips. The resulting gene expression data are uploaded into bioinformatics data analysis software.

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen peroxide (H2O2), an oxidizing agent.

Microarray 분석을위한 Saccharomyces cerevisiae</em

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen ...

생물학

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for using FISH to quantify the number of mRNAs in single yeast cells. Cells can be grown in any condition of interest and then fixed and made permeable. Subsequently, multiple single-stranded deoxyoligonucleotides conjugated to fluorescent dyes are used to label and visualize mRNAs. Diffraction-limited fluorescence from single mRNA molecules is quantified using a spot-detection algorithm to identify and count the number of mRNAs per cell. While the more standard quantification methods of northern blots, RT-PCR and gene expression microarrays provide information on average mRNAs in the bulk population, FISH facilitates both the counting and localization of these mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes an experimental procedure for performing Fluorescence in situ Hybridization (FISH) for counting mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

형광을 사용하여 mRNA의 분자의 시각화 및 분석<em&gt; 제자리에서</em에서&gt; 하이브리드<em&gt; 사카 cerevisiae의</em

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for ...

Acquiring Fluorescence Time-lapse Movies of Budding Yeast and Analyzing Single-cell Dynamics using GRAFTS

Fluorescence time-lapse microscopy has become a powerful tool in the study of many biological processes at the single-cell level. In particular, movies depicting the temporal dependence of gene expression provide insight into the dynamics of its regulation; however, there are many technical challenges to obtaining and analyzing fluorescence movies of single cells. We describe here a simple protocol using a commercially available microfluidic culture device to generate such data, and a MATLAB-based, graphical user interface (GUI) -based software package to quantify the fluorescence images. The software segments and tracks cells, enables the user to visually curate errors in the data, and automatically assigns lineage and division times. The GUI further analyzes the time series to produce whole cell traces as well as their first and second time derivatives. While the software was designed for S. cerevisiae, its modularity and versatility should allow it to serve as a platform for studying other cell types with few modifications.

We present a simple protocol to obtain fluorescence microscopy movies of growing yeast cells, and a GUI-based software package to extract single-cell time series data. The analysis includes automated lineage and division time assignment integrated with visual inspection and manual curation of tracked data.

신진 효모의 형광 시간 경과 영화를 획득 및 이식을 사용하여 단일 세포 역학 분석

Fluorescence time-lapse microscopy has become a powerful tool in the study of many biological processes at the single-cell level. In particular, movies ...

Temporal Quantification of MAPK Induced Expression in Single Yeast Cells

The quantification of gene expression at the single cell level uncovers novel regulatory mechanisms obscured in measurements performed at the population level. Two methods based on microscopy and flow cytometry are presented to demonstrate how such data can be acquired. The expression of a fluorescent reporter induced upon activation of the high osmolarity glycerol MAPK pathway in yeast is used as an example. The specific advantages of each method are highlighted. Flow cytometry measures a large number of cells (10,000) and provides a direct measure of the dynamics of protein expression independent of the slow maturation kinetics of the fluorescent protein. Imaging of living cells by microscopy is by contrast limited to the measurement of the matured form of the reporter in fewer cells. However, the data sets generated by this technique can be extremely rich thanks to the combinations of multiple reporters and to the spatial and temporal information obtained from individual cells. The combination of these two measurement methods can deliver new insights on the regulation of protein expression by signaling pathways.

Two complementary methods based on flow cytometry and microscopy are presented which enable the quantification, at the single cell level, of the dynamics of gene expression induced by the activation of a MAPK pathway in yeast.

단일 효모 세포에서 MAPK 유도 표현의 시간적 정량화

The quantification of gene expression at the  single cell level uncovers novel regulatory mechanisms obscured in measurements  performed at the population ...

Measurement of mRNA Decay Rates in Saccharomyces cerevisiae Using rpb1-1 Strains

mRNA steady state levels vary depending on environmental conditions. Regulation of the steady state accumulation levels of an mRNA ensures that the correct amount of protein is synthesized for the cell&#8217;s specific growth conditions. One approach for measuring mRNA decay rates is inhibiting transcription and subsequently monitoring the disappearance of the already present mRNA. The rate of mRNA decay can then be quantified, and an accurate half-life can be determined utilizing several techniques. In S. cerevisiae, protocols that measure mRNA half-lives have been developed and include inhibiting transcription of mRNA using strains that harbor a temperature sensitive allele of RNA polymerase II, rpb1-1. Other techniques for measuring mRNA half-lives include inhibiting transcription with transcriptional inhibitors such as thiolutin or 1,10-phenanthroline, or alternatively, by utilizing mRNAs that are under the control of a regulatable promoter such as the galactose inducible promoter and the TET-off system. Here, we describe measurement of S. cerevisiae mRNA decay rates using the temperature sensitive allele of RNA polymerase II. This technique can be used to measure mRNA decay rates of individual mRNAs or genome-wide.

Measurement of mRNA Decay Rates in Saccharomyces cerevisiae Using rpb1-1 Strains

The steady state level of specific mRNAs is determined by the rate of synthesis and decay of the mRNA. Genome-wide mRNA degradation rates or the decay rates of specific mRNAs can be measured by determining mRNA half-lives. This protocol focuses on measurement of mRNA decay rates in Saccharomyces cerevisiae.

mRNA의 붕괴 요금의 측정에<em&gt; 사카로 미세스 세 레비 시아</em사용&gt;<em&gt; rpb1-1</em&gt; 균주

mRNA steady state levels vary depending on environmental conditions. Regulation of the steady state accumulation levels of an mRNA ensures that the ...

ODELAY: A Large-scale Method for Multi-parameter Quantification of Yeast Growth

Growth phenotypes of microorganisms are a strong indicator of their underlying genetic fitness and can be segregated into 3 growth regimes: lag-phase, log-phase, and stationary-phase. Each growth phase can reveal different aspects of fitness that are related to various environmental and genetic conditions. High-resolution and quantitative measurements of all 3 phases of growth are generally difficult to obtain. Here we present a detailed method to characterize all 3 growth phases on solid media using an assay called One-cell Doubling Evaluation of Living Arrays of Yeast (ODELAY). ODELAY quantifies growth phenotypes of individual cells growing into colonies on solid media using time-lapse microscopy. This method can directly observe population heterogeneity with each growth parameter in genetically identical cells growing into colonies. This population heterogeneity offers a unique perspective for understanding genetic and epigenetic regulation, and responses to genetic and environmental perturbations. While the ODELAY method is demonstrated using yeast, it can be utilized on any colony forming microorganism that is visible by bright field microscopy.

We present a method for quantifying growth phenotypes of individual yeast cells as they grow into colonies on solid media using time-lapse microscopy termed, One-cell Doubling Evaluation of Living Arrays of Yeast (ODELAY). Population heterogeneity of genetically identical cells growing into colonies can be directly observed and quantified.

ODELAY : 효모 성장의 다 변수 정량화를위한 ​​대규모 방법

Growth phenotypes of microorganisms are a strong indicator of their underlying genetic fitness and can be segregated into 3 growth regimes: lag-phase, ...

효 모 S. cerevisiae Hypoxic 응답 하는 동안 시간이 지남에 mRNA 수준 측정

요약

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리보솜을 프로 파일링 하 여 신진 효 모에 번역의 게놈 넓은 정량화

Saccharomyces cerevisiae 4-thiouracil와의 정량화로 대사 새로 합성 mRNA로 RNA 중 합 효소 II 활동에 대 한 프록시

베이커효모사카로미세스 세레비시아에 미토콘드리아 게놈 발현 제품의 라벨링 및 시각화

생체 내 Monitoring of transcriptional activity during metabolic transition using a bioluminescent reporter in yeast(효모의 생물발광 리포터를 사용한 대사 전이 중 전사 활동 모니터링)

Microarray 분석을위한 Saccharomyces cerevisiae

형광을 사용하여 mRNA의 분자의 시각화 및 분석

신진 효모의 형광 시간 경과 영화를 획득 및 이식을 사용하여 단일 세포 역학 분석

단일 효모 세포에서 MAPK 유도 표현의 시간적 정량화

mRNA의 붕괴 요금의 측정에

ODELAY : 효모 성장의 다 변수 정량화를위한 대규모 방법

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