Name: identification of erythromyeloid progenitors and their progeny in the mouse embryo by flow cytometry
Uploaded: 2017-07-17T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 59 s
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저자는 Frederic Geissmann 교수와 Christian Schulz 교수에게 통찰력있는 토론에 감사드립니다. Hannah Garner 박사는 Xavier Montagutelli 박사와 Jean Jaubert 박사와 파스퇴르 인스 트루먼 트의 동물 병원 직원을 대상으로 비료를 읽었습니다. Amgen Scholar의 Pascal Dardenne과 Vytaute Boreikaite는 기술 지원을 담당했습니다. EGP 연구소의 연구는 파스 티르 인스티튜트 (Institut Pasteur), CNRS, Cercle FSER (FRM, Institut Pasteur 및 REVIVE 컨소시엄의 시작 패키지)에서 지원됩니다 .LI는 REVIVE 컨소시엄의 PhD 펠로우쉽에 의해 지원됩니다.

동물 시험은 파스퇴르 연구소 (Institut Pasteur)의 승인 된 기관 동물 보호 및 사용위원회 (CETEA)에 따라 수행되었습니다. 1. Csf1r MeriCreMer Rosa LSL-YFP 태아의 Utero Pulse Labeling <ol><li> 4- 하이드 록시 타목시펜 (OH-TAM, 50 mg / mL)의 원액을 준비하십시오. <ol><li> 기화기 아래에서 25 mg 바이알의 OH-TAM을 열고 250 μL 에탄올 (100 %)을 첨가하십시오. </li><li> OH - TAM 솔루션을 10 분 최대 속도로 잘린 팁과 소용돌이와 2 ML의 microcentrifuge 튜브로 전송하십시오. </li><li> sonication 욕조에서 30 분 Sonicate. </li><li> fumehood에서 PEG-35 피마자 기름 250 μL를 첨가하여 50 mg / mL 저장 용액을 얻는다. 주 : PEG-35 피마 자유는 소수성 분자를 결합하고 수용성 용매에 용해시키는 양친 매성 성질을 가진 용매이다. </li><li> 약 5 분 동안 와동최대 속도로 초음파 분쇄기에서 30 분간 초음파 처리한다. </li><li> 분취 량 튜브 당 90 μL (4.5 mg) (주사 1 회분). </li><li> 일주 4 ° C에서 또는 장기 -20 ° C에서 보관 이전 13 설명했다. </li></ol></li><li> 프로게스테론 (10mg / mL)의 원액을 준비하고, <ol><li> fumehood에서 10 mg / 100 μL 현탁액을 제조하기 위해 프로게스테론 25 mg에 100 % 에탄올 250 μL를 첨가하십시오. 부드럽게 소용돌이 치게하십시오. </li><li> 2250 μL의 오토 클레이브 해바라기 오일을 첨가하여 10 mg / ml 프로제스테론 용액을 만듭니다. </li><li> 4 ℃에서 최대 속도, 분액 및 저장시 약 5 분 동안 와동. 솔루션은 저장시 명확합니다. </li></ol></li><li> 타목시펜 투여 참고 : 배아 발달 날짜는 배아 일 (E) 0.5로 간주됩니다. E8.5에서 단일 주사로 재조합이 유도된다.임신 한 Csf1r MeriCreMer 여성 12 . tamoxifen 투여 후 유산 율을 줄이기 위해 OH-TAM에 프로게스테론 1g 당 37.5㎍을 보충하십시오. 오후 1시에 주사하십시오 (아침에 관찰되는 질 플러그에 대해). <ol><li> 주사 아침에 10 분 동안 (또는 완전히 재현 될 때까지) OH-TAM 용액의 분량을 초음파 처리하십시오. </li><li> fumehood 하에서 360 μL NaCl 0.9 %를 첨가하여 10 mg / mL OH-TAM 용액과 vortex를 얻습니다. 용액이 깨끗 해지고 완전히 재현 될 때까지 초음파 처리하십시오 (최소 30 분). </li><li> 프로게스테론을 실온으로 예열합니다. </li><li> Microcentrifuge tube에 OH-TAM 450 μL와 프로제스테론 225 μL를 섞는다. 와동. </li><li> 적어도 10 분간 sonicate하고 25G 바늘로 1 ML 주사기에로드합니다. </li><li> 동물 시설에서 임신 한 여성의 몸무게를 측정하십시오 ( Csf1r MeriCreMer 암컷은 근친 교잡 된 FVB 유전 적 배경에 있고 전형적으로 체중이 다릅니다).ko 25 및 33 g). </li><li> 계산 된 볼륨을 천천히 마우스에 주입하여 복강 내 주사를 수행하십시오. 바늘을 빼낸 후 천천히 찔린 상처를 누르고 복부를 마사지하여 OH-TAM을 분배하십시오. 참고 : OH-TAM 주입량은 75mg / kg이고 프로제스테론 투여 량은 37.5mg / kg입니다. 표 1 은 임산부에게 주입 할 용적을 제공합니다. </li></ol></li></ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> 마우스 무게 (g) </td><td> 믹스에서 주입 할 총 볼륨 (μL) </td></tr><tr><td> 25 명 </td><td> 281 </td></tr><tr><td> 26 세 </td><td> 292 </td></tr><tr><td> 27 </td><td> 303 </td></tr><tr><td> 28 </td><td> 315 </td></tr><tr><td> 29 </td><td> 326 </td></tr><tr><td> 30 </td><td> 338 </td></tr><tr><td> 31 </td><td> 348 </td></tr><tr><td> 32 </td><td> 360 </td> &lt;/ tr&gt; <tr><td> 33 </td><td> 371 </td></tr><tr><td> 34 </td><td> 382 </td></tr><tr><td> 35 세 </td><td> 394 </td></tr></tbody></table> 표 1 : 4-OH- 타목시펜 (OH-TAM)의 주입량. 프로게스테론 1 g 당 37.5 μg을 첨가 한 OH-TAM 1 g (체중) 당 75 μg의 E8.5에서의 단일 주사에 필요한 용량. 2. Yolk Sac (YS)와 태아 간 (FL)의 절개 참고 : 장기간 배양에 사용하지 않으면 배아를 조작 할 때 엄격한 무균 기술이 필요하지 않습니다. 그럼에도 불구하고, 작업 영역은 깨끗해야하며 흡수성 종이 아래에 호일로 덮여 있어야합니다. <ol><li> 빙냉 인산염 완충 식염수 (PBS)와 소화 혼합 (1mg / ML collagenase D, 100U / mL Deoxyribonuclease I (DNase I) 및 3 % 태아 소 혈청 함유 PBS)을 준비하십시오. </li><li> 임산부를 cer에 의해 희생한다.요구되는 임신일 ( 예컨대, 배아 단계 E10.5)에서의 전위. </li><li> 생식기 바로 위의 피부를 꼬집어 가위로 정중선에 작은 절개를하십시오. 모피없이 몸 벽을 완전히 드러내 기 위해 머리쪽으로 피부를 당깁니다. 복부 근육을 잘라 내 조직을 노출시키고 두 자궁 경적을 노출시키기 위해 창자를 밀어냅니다. </li><li> 중간 크기의 둔기 집게로 난소에 붙어있는 지방 패드를 잡고 부드럽게 자궁을 당깁니다. 자궁 경부의 자궁 경부 수준에서 자르고 복막강에서 뿔을 들어 올리십시오. 지방 패드를 제거하여 자궁 뿔을 완전히 풀어 각면의 난소에서 뿔을 자릅니다. </li><li> 10mm 페트리 접시에 얼음처럼 차가운 PBS에 뿔을 넣으십시오. 신속하게 한쪽 말단 (자궁 경부)에서 자궁 근층을 잡고 근육 층과 탈락 조직 사이의 미세한 가위를 슬라이드하여 주변의 탈락 조직으로 태아를 놓습니다. 참고 : 근육은 빠르게 afte 계약을하는 경향이 있습니다.따라서 추출은 가능한 한 빨리해야합니다. </li><li> Reichert의 멤브레인과 태반을 차단하기 위해 한 쌍의 미세 포셉을 사용하십시오. </li><li> 부드럽게 노른 자루를 꺼내 소화 혼합 0.5 ML와 24 잘 조직 문화 플레이트에 놓으십시오. 참고 :이 단계에서 배아 혈액을 수집 할 수 있습니다. <ol><li> 배꼽과 vitelline 혈관을 절단 직후, 10 MM 얼음 - 차가운 ethylenediaminetetraacetic 산성 (EDTA)을 포함하는 12 잘 조직 배양 접시에 배아를 전송하십시오. 날카로운 가위를 사용하여 배아를 처치하고 가능한 한 조직을 팽창시키는 것을 제한하십시오. 10-15 분 동안 얼음에서 품어 혈액과 EDTA를 수집합니다. </li></ol></li><li> 배아 주변의 양막을 제거하십시오. </li><li> 단계 &lt;E11.5의 경우, 배아의 더 나은 병기와 더 나은 시간 분해능 (각 체절 쌍이 ~ 1 시간 30 분 이내에 발달 함)을위한 체절 쌍 수를 세십시오. </li><li> 배아 머리를 잘라내 라.ing 겸자 또는 좋은 가위. 0.5 ML 소화 믹스와 24 잘 접시에 머리를 전송하십시오. 참고 : 나중에 단계에서 신경 외배엽과 뇌는 유세 세포 분석을 위해 더 해부됩니다; 조심스럽게 주변 혈관 신경총을 제거하십시오. </li><li> 뒷다리 위에 배아를 잘라 앞다리를 제거하십시오. </li><li> 간을 분리하려면, 좋은 포셉 한 켤레를 사용하여 흉부를 엽니 다. 앞쪽으로 심장을 꼬집고 두 번째 집게를 사용하여 몸에서 장기를 제거하면서 천천히 당깁니다. <ol><li> 조심스럽게 태아의 간을 심장과 내장에서 분리하십시오. 태아 간을 0.5 ML 소화 믹스와 24 잘 접시에 전송하십시오. 해부 현미경으로 전송을 조심스럽게 모니터링하십시오. </li></ol></li><li> 폴리 메라 이제 연쇄 반응 분석 (PCR)에 의해 genotyping에 대한 꼬리 부분 (또는 다른 배아 부분)을 수집합니다. 참고 : 다른 조직 및 기관은 유세포 분석을 사용하여 유사한 분석을 위해 E10.5 배아에서 수확 할 수 있습니다. 블러드, 헤드 스키n, 대동맥 - 생식기 - 중뇌 골질 영역 (AGM), 심장 및 신경 외배엽은 E10.5에서 수집 될 수있다. 나중 단계에서 폐, 신장, 비장 및 췌장을 수집 할 수 있습니다. 다른 발달 단계에서 AGM의 해부에 대한 자세한 설명은 이전에 설명되어 있습니다 14 . </li></ol> 3. 유동 세포 계측법을위한 배아 조직의 처리 <ol><li> 37 ° C에서 30 분 동안 (소화 믹스에 배치) 장기를 품어. </li><li> FACS 버퍼 (1x PBS에 0.5 % 소 혈청 알부민 (BSA)와 2mM EDTA) 6 ML로 가득 6 잘 조직 배양 접시에 배치 100 μm의 여과기에 조직과 효소 솔루션을 전송합니다. 단일 세포 현탁액을 얻기 위해 2mL 주사기의 검은 고무 피스톤으로 부드럽게 매시하여 기계적으로 해리합니다. 참고 : 이제부터는 모든 단계를 4 ° C에서 수행해야합니다. </li><li> 파스퇴르 피펫으로 세포 현탁액을 수집하고 15 ML 튜브로 전송할 수 있습니다. </li><li> 스파이4 ℃ 320 xg에서 7 분간. 흡인으로 상층 액을 버린다. </li><li> 60 μL Fc 차단 버퍼 (FACS 버퍼에 1/50 희석 CD16 / CD32 차단 항체)에 펠렛을 Resuspend. <ol><li> 둥근 바닥 96 멀티 우물 판에서 우물 당 단일 세포 현탁액 50 μL를 전송합니다. 얼음 위에서 적어도 15 분 동안 품어 낸다. 참고 : 염색법은 적은 수의 시료를 처리 할 때 5 mL 폴리스티렌 FACS 튜브에서도 수행 할 수 있습니다. </li><li> 나머지 10 μL를 5 mL 폴리스티렌 FACS 튜브에 옮겨 각 조직에서 시료 풀을 얻습니다. 이 풀은 대조군 ( 즉, 염색되지 않은 샘플 및 각 형광 색소에 대한 형광 마이너스 (FMO) 컨트롤)로 사용됩니다. 96 멀티 웰 플레이트에 각 형광 마이너스 1 (FMO) 컨트롤 (형광색 당 하나)에 대한 풀 50 μL를 전송합니다. 참고 : 각 FMO 컨트롤에는 항체 패널의 모든 형광 색 결합 항체가 포함되어 있지만측정되고있다. FMO는 게이트 경계를 식별하고 다중 색상 패널에서 스펙트럼 겹침을 제어하는 ​​데 사용됩니다. 서로 다른 조직 사이의 백그라운드 및 자기 형광의 변화를 정확하게 해결하려면 각 조직의 샘플 풀에서 이러한 컨트롤을 준비하는 것이 중요합니다. YFP 발현에 대한 적절한 컨트롤은 Cre 유전자 음성 배아의 샘플로 PCR genotyping에 의해 확인됩니다. </li></ol></li></ol> 표면 항원 염색 <ol><li> FACS 버퍼 (표 2)에서 항체 믹스를 준비합니다. 시료 당 50 μL의 항체 혼합물을 준비하십시오. <ol><li> 다음과 같은 형광 결합 항체를 사용하십시오 : 항 -CD45.2 (클론 104); 항 -CD11b (클론 M1 / ​​70); 항 -F4 / 80 (클론 BM8); 항 -AA4.1 (클론 AA4.1); 항 -Kit (클론 2B8); 및 항 -Ter119 (클론 Ter119)를 포함한다. </li><li> FACS 버퍼에서 FMO 컨트롤에 대한 6 가지 항체 믹스를 준비합니다. 대조 샘플 당 50 μL의 항체 혼합물을 준비하십시오. 아니TE : 항체 혼합물의 항체 희석은 물질 표에 표시된 최종 농도보다 2 배 농축되어 있습니다. 6 개의 형광색 결합 항체가있는 패널의 경우 6 개의 FMO 컨트롤이 준비됩니다. 표 2 는 하나의 튜브에 대한 항체 믹스 및 FMO 컨트롤의 구성을 제공합니다. </li></ol></li></ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td></td><td colspan="7"> 항체의 부피 (μL) (최종 부피 50 μL) </td></tr><tr><td> 항독소 </td><td> 클론 </td><td> 항체 믹스 </td><td> FMO CD45.2 </td><td> FMO CD11b </td><td> FMO F4 / 80 </td><td> FMO AA4.1 </td><td> FMO 키트 </td><td> FMO Ter119 </td></tr><tr><td> 항 -CD45.2 </td><td> 104 </td><td> 1 </td><td> 0 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> 항 -CD11b </td><td> M1 / 70 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td></tr><tr><td> 항 -F4 / 80 </td><td> BM8 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 0 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> 항 -AA4.1 </td><td> AA4.1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 0 </td><td> 1 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> 안티 - 키트 </td><td> 2B8 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0 </td><td> 0.5 </td></tr><tr><td> 안티 Ter119 </td><td> Ter119 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0.5 </td><td> 0 </td></tr><tr><td colspan="2"> FACS 완충액 </td><td> 45.5 </td><td> 46.5 </td><td> 46 </td><td> 46.5 </td><td> 46.5 </td><td> 46 </td><td> 46 </td></tr></tbody></table>표 2 : 염색 및 Fluorescent -in- One (FMO) 컨트롤에 사용 된 항체의 부피. 50 μL의 최종 부피에 필요한 항체의 부피 (μL). <ol start="2"><li> 96 - 멀티 웰 플레이트 (얼룩 동안 최종 볼륨 100 μL입니다)에있는 샘플에 항체 믹스의 50 μL를 추가합니다. 부드럽게 위아래로 두 번 피펫과 30 분 동안 얼음에 품어. </li><li> 96 - 멀티 웰 플레이트를 4 분 320 x g에서 7 분간 회전시키고 상등액을 버린다. FACS 버퍼 200 μL에 Resuspend. </li><li> 150 μL FACS 버퍼로 두 번 세척 절차 (단계 4.3)를 반복하십시오. </li><li> 샘플 및 컨트롤 (FMOs 및 unstained 풀 샘플) 70 μm의 여과기를 통해 5 ML 폴리스티렌 튜브로 필터링합니다. 획득 할 때까지 얼음에 보관하십시오. </li></ol> 5. 유동 세포 계측법에 의한 EMPs 및 YS 유래 대 식세포의 동정 참고 :이 프로토콜은 4 레이저 흐름 cytometer 이퀄라이저를 사용하여 최적화되었습니다405 nm 보라색 레이저, 488 nm 청색 레이저, 562 nm 황색 레이저 및 638 nm 적색 레이저를 사용합니다. <ol><li> 제조사의 지시에 따라 결합 된 각 항체에 대한 보상 비드를 준비하십시오. 레이저 강도를 최적화하려면 염색되지 않은 샘플 및 보정 비드를 사용하십시오. </li><li> 게이트 경계를 확인하려면 각 항체에 대한 FMO (형광 마이너스 1) 컨트롤을 사용하십시오. </li><li> 죽은 세포를 제외하기 위해, 취득하기 전에 1 분 DAPI (1 MG / ML) 튜브 (스테인드 세포 현탁액 200 μL를 포함)에 1 μL를 추가합니다. 강력한 DAPI 신호와 전방 산란 매개 변수 (FSC)를 사용하여 죽은 세포와 잔해를 배제하십시오. 참고 : 수집하는 동안 플로우 cytometer의 소프트웨어를 사용하여 게이트를 그립니다. 보정 매트릭스 및 분석은 다른 상용 소프트웨어를 사용하여 샘플을 수집 한 후에 수행 할 수 있습니다. </li><li> 전방 및 측방 산란 (FSC 대 SSC)을 사용하여 총 사건에서 생존 세포 및 이중 배별을 수행하십시오. </li><li> 로그 - 스케일 축에서 형광 도트 플롯을 만들고 daughter gate를 끌어 와서 적혈구 (Ter119 + )를 제외하고 선조 세포 (Kit + )와 조혈 세포 (CD45 + Kit neg )를 확인합니다 ( 그림 1 참조). </li><li> YS ( 그림 2 ), 태아 간 ( 그림 3 ) 및 뇌 ( 그림 4 )의 서로 다른 확인 된 개체군 중 YFP의 표지 효율을 정량화하기 위해 형광 히스토그램을 만듭니다. </li></ol>

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Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CCL2+recruits+inflammatory+monocytes+to+facilitate+breast-tumour+metastasis.">CCL2 recruits inflammatory monocytes to facilitate breast-tumour metastasis.</a> Nature. 475 (7355), 222-225 (2011).</li><li>Yona, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fate+mapping+reveals+origins+and+dynamics+of+monocytes+and+tissue+macrophages+under+homeostasis.">Fate mapping reveals origins and dynamics of monocytes and tissue macrophages under homeostasis.</a> Immunity. 38 (1), 79-91 (2013).</li><li>Sheng, J., Ruedl, C., Karjalainen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Most+Tissue-Resident+Macrophages+Except+Microglia+Are+Derived+from+Fetal+Hematopoietic+Stem+Cells.">Most Tissue-Resident Macrophages Except Microglia Are Derived from Fetal Hematopoietic Stem Cells.</a> Immunity. 43 (2), 382-393 (2015).</li></ol>

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조혈 전구 세포의 다른 파동은 짧은 시간 내에 부분적으로 겹쳐서 발달 조혈의 각 파가 면역 세포에 기여하는 것을 기술적으로 매우 도전적으로 분석합니다. Tamoxifen-inducible Cre 시스템은 ex vivo 또는 in vitro 배양이나 이식을하지 않아도 일시적으로 유도 가능한 방식으로 특정 세포에 태그를 지정하고 배아 또는 성인에서 계통 분석을 수행 할 수있는 기회를 제공?...

개발 중에는 골수 계통의 자손이 성인으로 남아있는 여러 가지 연속적인 조혈 전구 세포가 있습니다. 첫째, 단 독성 &quot;원시&quot;전구 세포는 E7.5-E8.25 사이의 마우스 난황낭 1 , 2 에서 출현하고 단핵구 중간체가없는 배아 대 식세포를 일으킨다. 원시 전구 세포로부터 유래 된 대 식세포가 성숙한 뇌에서 미 글로글 리아 (microglia)로 지속되는지는 적극적인 조사 대상으로 남아 있는지 여부. 둘째로, Erythro-myeloid Precursors (EMPs)는 E8.5에서 난황낭에서 발생하고, 혈류에 들어가서 배아를 식민시킨다. EMPs는 Runx1 의존 내피 - 조혈 전이 3 , 4 에서 난황낭 hemogenic endothelium에서 나온다. EMP는 난황낭 내에서 대 식세포로 분화 할 수 있지만 태아 간세포 (E) 9 5 에서 태아 간을 식민지화하고 differen적혈구, 거핵구, 대 식세포, 단구 과립구 및 비만 세포 6 . EMP로부터 유도 된 대 식세포는 발달 및 성인 조직에서 증식능을 나타낸다. 여부 EMP-파생 된 대 식세포는 거의가 분화 경로 7, 8에 대해 알려진대로 차별화의 단핵구 단계는 여전히 논란이 우회. 마지막으로, 조혈 줄기 세포 (HSC)는 대동맥 - 생식기 - 중뇌 골 소 구역에서 적절한 배아 내에서 E10.5로 출현하여 태아 간으로 이동한다. 장기 재 축적 용량을 가진 HSC는 E11 (42 체절 쌍 스테이지에서) 후에 만 ​​검출됩니다 9 . 그곳에서 E12.5와 확연히 구분되는 조혈이 골수로 이동하기 시작할 때까지 분화되어 출생 후 10 일 동안 혈액 세포 생산의 주요 부위가됩니다. SP면역 반응 및 표현형 마커의 공통점뿐만 아니라 출현시의 일시적 및 일시적 중첩은 지금까지 배아 조혈 전구 세포의 이러한 파동의 특정 기여를 구별하는 우리의 능력을 방해했다. EMP와 HSC 모두 Runx1 의존적 인 방식으로 생성되고 전사 인자 Myb와 성장 인자 수용체 Csf1r (Colony-Stimulating Factor 1 Receptor, Macrophage Colony Stimulating Factor Receptor라고도 함)을 표현하는 반면, EMP는 HSC 는 생체 외 (in vitro) 와 생체 내 (in vivo) 모두 에서 림프 성 잠재력이 결여되어 있으며, 장기간 재생산 가능성이 없으며 계통 마커 Sca- 11 의 표면 발현이 부족합니다. 유전 적 운명지도 작성 모델은 세포 특이 적 및 시간별 방식으로 배아 선조를 표적으로 할 수 있으므로 대 식세포의 개체 발생을 특성화하는 데 필요합니다. 여기서 우리는 두 혈통을 구별하기 위해 실험실에서 사용 된 운명 매핑 프로토콜을 제시합니다대부분의 성인 조직에서 발견되는 대 식세포 : HSC 유래 침윤성 대 식세포 및 HSC 독립적 인 상주 대 식세포. 티슈 상주 식세포 Csf1r 12 사이토 카인 수용체를 발현 MYB 독립적 전구 세포로 역 추적 세 상보 운명 맵핑 전략을 사용하여 6-E8.5 E10.5에서 배아에 존재하고있다. 태아 조혈 모세포를 표지하지 않고 난황낭 조혈을 연구하기 위해 우리는 &#39;개선 된&#39;Cre recombinase와 2 개의 마우스 에스트로겐 수용체 (Mer-iCre-Mer)의 tamoxifen 유도 성 융합 단백질을 발현하는 형질 전환 균주 Csf1r MeriCreMer를 사용한다. Csf1r 프로모터. 따라서 Cre recombinase는 제한된 시간 동안 Csf1r 발현 세포에서 활성화 될 것이다. lox-STOP-lox 카세트 (Rosa26 LSL-eYFP )의 형광 단백질 하류의 형광 단백질을 포함하는 리포터 스트레인과 함께 사용하면,유도시 존재하는 세포뿐만 아니라 그들의 자손의 유전 적 표지. 난황낭 특이성 &quot;원시&quot;전구 세포 또는 태아 조혈 전구 세포를 표지하지 않고 활성 형태의 타목시펜, 4- 하이드 록시 타목시펜 (OH-TAM), EMP 및 대 식세포 표지의 E8.5에서의 투여. 따라서, 우리는 EMPs와 그들의 자손의 immunophenotype을 배아 발달 동안 특성화하고 노른자낭 유래 대식구가 성인 대 식세포에 기여하는지를 평가했다. 원시 전구 세포 유래 대 식세포가이 접근법을 사용하여 표지되는지 여부와 그들이 성인 대식 세포 풀에 기여할 수 있는지 여부를 특성화하기위한 추가 연구가 필요합니다.

<table><tbody><tr><td>#5 Straight Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>MC19/B Pascheff-Wolff Spring Scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>15371-92</td><td></td></tr><tr><td>8.5 cm straight scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Mouse Kit-PE (clone 2B8)</td><td>BD Pharmingen</td><td>553355</td><td>1/200 dilution in FACs Buffer</td></tr><tr><td>Anti-Mouse CD45.2 APC-Cy7 (clone 104)</td><td>Sony</td><td>1149120</td><td>1/100 dilution in FACs Buffer</td></tr><tr><td>Anti-Mouse AA4.1-APC (CD93, clone AA4.1)</td><td>eBioscience</td><td>17-5892</td><td>1/100 dilution in FACs Buffer</td></tr><tr><td>Anti-Mouse Ter119 PerCP-Cy5.5 (clone Ter119)</td><td>Biolegend</td><td>560512</td><td>1/200 dilution in FACs Buffer</td></tr><tr><td>Anti-Mouse F4/80-BV421 (clone BM8)</td><td>BD Pharmingen</td><td>123137</td><td>1/100 dilution in FACs Buffer</td></tr><tr><td>Anti-Mouse CD11b PE-Cy7 (clone M1/70)</td><td>BD Pharmingen</td><td>552850</td><td>1/200 dilution in FACs Buffer</td></tr><tr><td>Anti-Mouse CD16/CD32 (Mouse BD Fc Block, clone 2.4G2)</td><td>BD Biosciences</td><td>553142</td><td></td></tr><tr><td>PBS 1x</td><td>Fischer Scientific</td><td>12559069</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum</td><td>Fischer Scientific</td><td>11570506</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase D&amp;nbsp;</td><td>Roche</td><td>11088882001</td><td></td></tr><tr><td>Deoxyribonuclease I</td><td>Sigma</td><td>D4527-20KU</td><td></td></tr><tr><td>6-well tissue culture plate</td><td>Dutscher Dominique</td><td>353046</td><td></td></tr><tr><td>12-well tissue culture plate</td><td>Dutscher Dominique</td><td>353224</td><td></td></tr><tr><td>24-well tissue culture plate</td><td>Fischer Scientific</td><td>11874235</td><td></td></tr><tr><td>96 wells U-shape bottom tissue culture plate</td><td>Dutscher Dominique</td><td>353227</td><td></td></tr><tr><td>&amp;nbsp;Syringe Plastipak 2 mL&amp;nbsp;</td><td>Dutscher Dominique</td><td>300185</td><td></td></tr><tr><td>Nylon grid 100 &amp;micro;m cell strainers</td><td>Dutscher Dominique</td><td>352360</td><td></td></tr><tr><td>Nylon grid 70 &amp;micro;m cell strainers</td><td>Dutscher Dominique</td><td>352350</td><td></td></tr><tr><td>15 ml Falcon tubes</td><td>Dutscher Dominique</td><td>352096</td><td></td></tr><tr><td>Stericup GP Millipore filtration kit, 0.2 &amp;mu;m</td><td>Dutscher Dominique</td><td>51246</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin</td><td>Sigma</td><td>A7906-500G</td><td></td></tr><tr><td>(Z)-4-HYDROXYTAMOXIFEN 25mg</td><td>Sigma</td><td>H7904-25MG</td><td>Special care should be taken when preparing and working with tamoxifen and its derivates. Always use appropriate personal protective equipment</td></tr><tr><td>Progesterone</td><td>Sigma</td><td>P3972</td><td>Always use appropriate personal protective equipment</td></tr><tr><td>PEG-35 castor oil (Kolliphor/Cremophor EL)</td><td>Sigma</td><td>C5135</td><td></td></tr><tr><td>Sunflower oil</td><td>Sigma</td><td>S5007-250ML</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>24103-1L-R-D</td><td>Always use appropriate personal protective equipment and use under the fumehood</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma</td><td>E9884-500G</td><td></td></tr><tr><td>DAPI, 1 ML (1 MG/ML IN WATER)</td><td>Fischer Scientific</td><td>10116287</td><td></td></tr><tr><td>CytoFLEX S B2-R3-V4-Y4 flow cytometer</td><td>Beckman Coulter</td><td>B75408</td><td></td></tr><tr><td>CytoFLEX Daily QC Fluorospheres</td><td>Beckman Coulter&amp;nbsp;</td><td>B53230</td><td></td></tr><tr><td>VersaComp Antibody Capture Bead kit (2x5 mL)</td><td>Beckman Coulter&amp;nbsp;</td><td>B22804</td><td></td></tr><tr><td>FVB-Tg(Csf1r-cre/Esr1*)1Jwp/J</td><td>The Jackson laboratory</td><td>19098</td><td></td></tr><tr><td>B6.129X1-Gt(ROSA)26Sortm1(EYFP)Cos/J</td><td>The Jackson laboratory</td><td>6148</td><td></td></tr></tbody></table>

identification of erythromyeloid progenitors and their progeny in the mouse embryo by flow cytometry

대 식세포는 면역 체계의 본능적 인 팔에서 유래 한 전문적인 식균입니다. 정상 상태에서, 정착 성 대 식세포는 성인 조직에서 발견되며, 감염 및 조직 손상의 전조선 파수꾼으로 작용합니다. 다른 면역 세포가 골수에 위치한 조혈 모 및 전구 세포 (HSPC)로부터 지속적으로 재생되는 동안, 상주 대 식세포로 알려진 대 식세포의 혈통은 골수 HSPC로부터의 입력없이 조직 내에서 자체 유지되는 것으로 나타났다. 이 혈통은 뇌에있는 미 글로리아 (microglia), 간에서의 쿠퍼 (Kupffer) 세포 및 표피에서의 랑게르한스 (Hangerhans) 세포에 의해 예시된다. 장 및 결장 고유 층은 HSPC- 독립적 인 상주 대 식세포가없는 유일한 성인 조직이다. 최근의 연구에 따르면 상주 대 식세포는 태아 조혈 모세포 (HSC)와는 별개로 존재하는 전구 세포로부터의 난황낭 조혈 (extra-embryonic yolk sac hematopoiesis)에 기원한다. 난황낭 중 명확한 조혈, eRYthromyeloid progenitors (EMP)는 적혈구 및 골수 양 세포, 특히 상주 대 식세포를 일으킨다. EMP는 난황낭 내에서만 E8.5와 E10.5 일 사이에 발생하며 순환이 연결되면 일찍 태아 간으로 이동하여 적어도 E16.5까지 팽창하고 분화한다. 이들의 자손에는 적혈구, 대 식세포, 호중구 및 비만 세포가 포함되지만 EMP에서 유도 된 대 식세포 만 조직에서 성충까지 지속됩니다. EMP 출현의 일시적인 성격과 HSC 세대와의 일시적인 중첩은 이러한 선조의 분석을 어렵게 만든다. 우리는 유세포 분석기 로 생체 내에서 EMP 및 EMP 유래 세포를 특성화하기 위해 대 식세포 사이토 카인 수용체 Csf1r 프로모터의 발현에 기초한 타목시펜 유도 성 운명 매핑 프로토콜을 확립했다.

유전 적 운명 매핑은 Rosa26-LSL-eYFP 리포터를 수컷과 교배 한 Csf1r-Mer-iCre-Mer 암컷으로 OH-TAM의 E8.5 투여에 의해 달성되었다. OH-TAM의 존재 하에서, 정지 카세트의 절제는 Csf1r을 발현하는 세포에서 YFP의 영구 발현을 유도한다 . 우리는 두 개의 조혈 조직, 즉 난황낭과 태아 간, 그리고 E10.5의 태아에서 조혈 모세포 이외의 조혈 조직, 즉 신경 외배엽을 채취했다. 단일...

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Identification Of Erythromyeloid Progenitors And Their Progeny In The Mouse Embryo By Flow Cytometry

침입하는 대 식세포가 순환하는 전구체로부터 성인 조직으로 지속적으로 모집되는 동안, 상주하는 대 식세포는 발달 중에 그들의 조직을 뿌리고, 전구체로부터의 더 이상의 입력없이 유지된다. 상주 대 식세포의 전구 세포는 최근 확인되었다. 여기, 우리는 상주 macrophage progenitors의 유전 적 운명 매핑 방법을 제시한다.

Flow Cytometry에 의한 마우스 태아의 적혈구 전구 세포 (Erythromyeloid Progenitors)와 그 자손의 동정

Macrophages are professional phagocytes from the innate arm of the immune system. In steady-state, sessile macrophages are found in adult tissues where ...

identification-erythromyeloid-progenitors-their-progeny-mouse-embryo

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

12.9K 조회수.  Institut Pasteur.  침입하는 대 식세포가 순환하는 전구체로부터 성인 조직으로 지속적으로 모집되는 동안, 상주하는 대 식세포는 발달 중에 그들의 조직을 뿌리고, 전구체로부터의 더 이상의 입력없이 유지된다. 상주 대 식세포의 전구 세포는 최근 확인되었다. 여기, 우리는 상주 macrophage progenitors의 유전 적 운명 매핑 방법을 제시한다. 

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Characterization of Thymic Settling Progenitors in the Mouse Embryo Using In Vivo and In Vitro Assays

Characterizing thymic settling progenitors is important to understand the pre-thymic stages of T cell development, essential to devise strategies for T cell replacement in lymphopenic patients. We studied thymic settling progenitors from murine embryonic day 13 and 18 thymi by two complementary in vitro and in vivo techniques, both based on the &#8220;hanging drop&#8221; method. This method allowed colonizing irradiated fetal thymic lobes with E13 and/or E18 thymic progenitors distinguished by CD45 allotypic markers and thus following their progeny. Colonization with mixed populations allows analyzing cell autonomous differences in biologic properties of the progenitors while colonization with either population removes possible competitive selective pressures. The colonized thymic lobes can also be grafted in immunodeficient male recipient mice allowing the analysis of the mature T cell progeny in vivo, such as population dynamics of the peripheral immune system and colonization of different tissues and organs. Fetal thymic organ cultures revealed that E13 progenitors developed rapidly into all mature CD3+ cells and gave rise to the canonical &#947;&#948; T cell subset, known as dendritic epithelial T cells. In comparison, E18 progenitors have a delayed differentiation and were unable to generate dendritic epithelial T cells. The monitoring of peripheral blood of thymus-grafted CD3-/- mice further showed that E18 thymic settling progenitors generate, with time, larger numbers of mature T cells than their E13 counterparts, a feature that could not be appreciated in the short term fetal thymic organ cultures.

Characterization of Thymic Settling Progenitors in the Mouse Embryo Using In Vivo and In Vitro Assays

This article describes in vivo and in vitro methodology to characterize the thymic settling progenitors by the analysis of the kinetics of generation, phenotype and numbers of their T cell progeny.

흉선의 특성 사용하여 마우스 배아에서 전구 세포를 정착<em&gt; 생체</em&gt;와<em&gt; 체외</em&gt; 분석 실험

Characterizing thymic settling progenitors is important to understand the pre-thymic stages of T cell development, essential to devise strategies for T ...

연구

발생학

Ex Vivo Culture of Pharyngeal Arches to Study Heart and Muscle Progenitors and Their Niche

The pharyngeal mesoderm of developing embryos contributes to broad regions of head and heart musculature. We have developed a novel method to study head and heart progenitor cell development with pharyngeal arches (also known as branchial arches) ex vivo. Using this method, we have recently described that the second pharyngeal arch contains self-renewing heart progenitors and serves as a microenvironment for expansion of the progenitors during mouse heart development. The progenitor cells remain undifferentiated and expansive inside the arch, but quickly become functional cardiomyocytes as they migrate out of the arch. We also reported that first pharyngeal arch contains muscle progenitors giving rise to myotubes after leaving the arch. Here, we demonstrate the procedure for the dissection and ex vivo culture of first and second pharyngeal arches from developing mouse embryos. The method enables one to study head and heart progenitor/muscle development, including cardiomyocyte and myotube formation in detail ex vivo.

Ex Vivo Culture of Pharyngeal Arches to Study Heart and Muscle Progenitors and Their Niche

Here, we present a protocol to culture pharyngeal arches to study the biology of heart and muscle progenitor cells and their microenvironment.

인두 아치 전의 VIVO 문화는 심장과 근육 전구 세포와 그 틈새를 연구

The pharyngeal mesoderm of developing embryos contributes to broad regions of head and heart musculature. We have developed a novel method to study head ...

Step-specific Sorting of Mouse Spermatids by Flow Cytometry

The differentiation of mouse spermatids is one critical process for the production of a functional male gamete with an intact genome to be transmitted to the next generation. So far, molecular studies of this morphological transition have been hampered by the lack of a method allowing adequate separation of these important steps of spermatid differentiation for subsequent analyses. Earlier attempts at proper gating of these cells using flow cytometry may have been difficult because of a peculiar increase in DNA fluorescence in spermatids undergoing chromatin remodeling. Based on this observation, we provide details of a simple flow cytometry scheme, allowing reproducible purification of four populations of mouse spermatids fixed with ethanol, each representing a different state in the nuclear remodeling process. Population enrichment is confirmed using step-specific markers and morphological criterions. The purified spermatids can be used for genomic and proteomic analyses.

We describe a sorting strategy for mouse spermatids using flow cytometry. Spermatids are sorted into four highly pure populations, including round (spermiogenesis steps 1-9), early elongating (spermiogenesis steps 10-12), late elongating (spermiogenesis steps 13-14) and elongated spermatids (spermiogenesis steps 15-16). DNA staining, size and granulosity are used as selection parameters.

단계 별 마우스 정자의 정렬을 유동 세포 계측법에 의해

The differentiation of mouse spermatids is one critical process for the production of a functional male gamete with an intact genome to be transmitted to ...

Identification and Isolation of Burst-Forming Unit and Colony-Forming Unit Erythroid Progenitors from Mouse Tissue by Flow Cytometry

Early erythroid progenitors were originally defined by their colony-forming potential in vitro and classified into burst-forming and colony-forming &#34;units&#34; known as BFU-e and CFU-e. Until recently, methods for the direct prospective and complete isolation of pure BFU-e and CFU-e progenitors from freshly isolated adult mouse bone marrow were not available. To address this gap, a single-cell RNA-seq (scRNAseq) dataset of mouse bone marrow was analyzed for the expression of genes coding for cell surface markers. This analysis was combined with cell fate assays, allowing the development of a novel flow cytometric approach that identifies and allows the isolation of complete and pure subsets of BFU-e and CFU-e progenitors in mouse bone marrow or spleen. This approach also identifies other progenitor subsets, including subsets enriched for basophil/mast cell and megakaryocytic potentials. The method consists of labeling fresh bone marrow or spleen cells with antibodies directed at Kit and CD55. Progenitors that express both these markers are then subdivided into five principal populations. Population 1 (P1 or CFU-e, Kit+ CD55+ CD49fmed/low CD105med/high CD71med/high) contains all of the CFU-e progenitors and may be further subdivided into P1-low (CD71med CD150high) and P1-hi (CD71high CD150low), corresponding to early and late CFU-e, respectively; Population 2 (P2 or BFU-e, Kit+ CD55+ CD49fmed/low CD105med/high CD71low CD150high) contains all of the BFU-e progenitors; Population P3 (P3, Kit+ CD55+ CD49fmed/high CD105med/low CD150low CD41low) is enriched for basophil/mast cell progenitors; Population 4 (P4, Kit+ CD55+ CD49fmed/high CD105med/low CD150high CD41+) is enriched for megakaryocytic progenitors; and Population 5 (P5, Kit+ CD55+ CD49fmed/high CD105med/low CD150high CD41-) contains progenitors with erythroid, basophil/mast cell, and megakaryocytic potential (EBMP) and erythroid/ megakaryocytic/ basophil-biased multipotential progenitors (MPPs). This novel approach allows greater precision when analyzing erythroid and other hematopoietic progenitors and also allows for reference to transcriptome information for each flow cytometrically defined population.

Here, we describe a novel flow cytometric method for prospective isolation of early burst-forming unit erythroid (BFU-e) and colony-forming unit erythroid (CFU-e) progenitors directly from fresh mouse bone marrow and spleen. This protocol, developed based on single-cell transcriptomic data, is the first to isolate all the tissue's erythroid progenitors with high purity.

유세포분석에 의한 마우스 조직으로부터 파열 형성 단위 및 콜로니 형성 단위 적혈구 전구체의 식별 및 분리

Early erythroid progenitors were originally defined by their colony-forming potential in vitro and classified into burst-forming and colony-forming ...

Identification and Analysis of Mouse Erythroid Progenitors using the CD71/TER119 Flow-cytometric Assay

The study of erythropoiesis aims to understand how red cells are formed from earlier hematopoietic and erythroid progenitors. Specifically, the rate of red cell formation is regulated by the hormone erythropoietin (Epo), whose synthesis is triggered by tissue hypoxia. A threat to adequate tissue oxygenation results in a rapid increase in Epo, driving an increase in erythropoietic rate, a process known as the erythropoietic stress response. The resulting increase in the number of circulating red cells improves tissue oxygen delivery. An efficient erythropoietic stress response is therefore critical to the survival and recovery from physiological and pathological conditions such as high altitude, anemia, hemorrhage, chemotherapy or stem cell transplantation. 
The mouse is a key model for the study of erythropoiesis and its stress response. Mouse definitive (adult-type) erythropoiesis takes place in the fetal liver between embryonic days 12.5 and 15.5, in the neonatal spleen, and in adult spleen and bone marrow. Classical methods of identifying erythroid progenitors in tissue rely on the ability of these cells to give rise to red cell colonies when plated in Epo-containing semi-solid media. Their erythroid precursor progeny are identified based on morphological criteria. Neither of these classical methods allow access to large numbers of differentiation-stage-specific erythroid cells for molecular study. Here we present a flow-cytometric method of identifying and studying differentiation-stage-specific erythroid progenitors and precursors, directly in the context of freshly isolated mouse tissue. The assay relies on the cell-surface markers CD71, Ter119, and on the flow-cytometric 'forward-scatter' parameter, which is a function of cell size. The CD71/Ter119 assay can be used to study erythroid progenitors during their response to erythropoietic stress in vivo, for example, in anemic mice or mice housed in low oxygen conditions. It may also be used to study erythroid progenitors directly in the tissues of genetically modified adult mice or embryos, in order to assess the specific role of the modified molecular pathway in erythropoiesis.

A flow-cytometric method for identification and molecular analysis of differentiation-stage-specific murine erythroid progenitors and precursors, directly in freshly &#x2013;harvested mouse bone marrow, spleen or fetal liver. The assay relies on cell-surface markers CD71, Ter119, and cell size.

CD71/TER119 흐름 cytometric 어세를 사용하여 마우스 Erythroid Progenitors의 제품 식별 및 분석

The study of erythropoiesis aims to understand how red cells are formed from earlier hematopoietic and erythroid progenitors. Specifically, the rate of ...

생물학

Identification and Isolation of Oligopotent and Lineage-committed Myeloid Progenitors from Mouse Bone Marrow

Myeloid progenitors that yield neutrophils, monocytes and dendritic cells (DCs) can be identified in and isolated from the bone marrow of mice for hematological and immunological analyses. For example, studies of the cellular and molecular properties of myeloid progenitor populations can reveal mechanisms underlying leukemic transformation, or demonstrate how the immune system responds to pathogen exposure. Previously described flow cytometry strategies for myeloid progenitor identification have enabled significant advances in many fields, but the fractions they identify are very heterogeneous. The most commonly used gating strategies define bone marrow fractions that are enriched for the desired populations, but also contain large numbers of &#34;contaminating&#34; progenitors. Our recent studies have resolved much of this heterogeneity, and the protocol we present here permits the isolation of 6 subpopulations of oligopotent and lineage-committed myeloid progenitors from 2 previously described bone marrow fractions. The protocol describes 3 stages: 1) isolation of bone marrow cells, 2) enrichment for hematopoietic progenitors by magnetic-activated cell sorting (lineage depletion by MACS), and 3) identification of myeloid progenitor subsets by flow cytometry (including fluorescence-activated cell sorting, FACS, if desired). This approach permits progenitor quantification and isolation for a variety of in vitro and in vivo applications, and has already yielded novel insight into pathways and mechanisms of neutrophil, monocyte, and DC differentiation.

We demonstrate how to identify and isolate 6 subsets of myeloid progenitors from murine bone marrow using a combination of magnetic and fluorescence sorting (MACS and FACS). This protocol can be used for in vitro culture assays (methylcellulose or liquid cultures), in vivo adoptive transfer experiments, and RNA/protein analyses.

식별 및 Oligopotent 및 계보 커밋된 골수성 창시자 마우스 골 수에서 격리

Myeloid progenitors that yield neutrophils, monocytes and dendritic cells (DCs) can be identified in and isolated from the bone marrow of mice for ...

면역학 및 감염병학

Phenotypic Analysis and Isolation of Murine Hematopoietic Stem Cells and Lineage-committed Progenitors

The bone marrow is the principal site where HSCs and more mature blood cells lineage progenitors reside and differentiate in an adult organism. HSCs constitute a minute cell population of pluripotent cells capable of generating all blood cell lineages for a life-time1. The molecular dissection of HSCs homeostasis in the bone marrow has important implications in hematopoiesis, oncology and regenerative medicine. We describe the labeling protocol with fluorescent antibodies and the electronic gating procedure in flow cytometry to score hematopoietic progenitor subsets and HSCs distribution in individual mice (Fig. 1). In addition, we describe a method to extensively enrich hematopoietic progenitors as well as long-term (LT) and short term (ST) reconstituting HSCs from pooled bone marrow cell suspensions by magnetic enrichment of cells expressing c-Kit. The resulting cell preparation can be used to sort selected subsets for in vitro and in vivo functional studies (Fig. 2).
Both trabecular osteoblasts2,3 and sinusoidal endothelium4 constitute functional niches supporting HSCs in the bone marrow. Several mechanisms in the osteoblastic niche, including a subset of N-cadherin+ osteoblasts3 and interaction of the receptor tyrosine kinase Tie2 expressed in HSCs with its ligand angiopoietin-15 concur in determining HSCs quiescence. "Hibernation" in the bone marrow is crucial to protect HSCs from replication and eventual exhaustion upon excessive cycling activity6. Exogenous stimuli acting on cells of the innate immune system such as Toll-like receptor ligands7 and interferon-&alpha;6 can also induce proliferation and differentiation of HSCs into lineage committed progenitors. Recently, a population of dormant mouse HSCs within the lin- c-Kit+ Sca-1+ CD150+ CD48- CD34- population has been described8. Sorting of cells based on CD34 expression from the hematopoietic progenitors-enriched cell suspension as described here allows the isolation of both quiescent self-renewing LT-HSCs and ST-HSCs9. A similar procedure based on depletion of lineage positive cells and sorting of LT-HSC with CD48 and Flk2 antibodies has been previously described10. In the present report we provide a protocol for the phenotypic characterization and ex vivo cell cycle analysis of hematopoietic progenitors, which can be useful for monitoring hematopoiesis in different physiological and pathological conditions. Moreover, we describe a FACS sorting procedure for HSCs, which can be used to define factors and mechanisms regulating their self-renewal, expansion and differentiation in cell biology and signal transduction assays as well as for transplantation.

A method to analyse the distribution of bone marrow hematopoietic progenitors in flow cytometry as well as to efficiently isolate highly purified hematopoietic stem cells (HSCs) is described. The isolation procedure is essentially based on magnetic enrichment of c-Kit+ cells and cell sorting to purify HSCs for cellular and molecular studies.

Murine 조혈 줄기 세포와 리니지 - 헌신 Progenitors의 Phenotypic 분석 및 절연

The bone marrow is the principal site where HSCs and more mature blood cells lineage progenitors reside and differentiate in an adult organism. HSCs ...

Flow Cytometric Characterization of Murine B Cell Development

Extensive studies have characterized the development and differentiation of murine B cells in secondary lymphoid organs. Antibodies secreted by B cells have been isolated and developed into well-established therapeutics. Validation of murine B cell development, in the context of autoimmune prone mice, or in mice with modified immune systems, is a crucial component of developing or testing therapeutic agents in mice and is an appropriate use of flow cytometry. Well established B cell flow cytometric parameters can be used to evaluate B cell development in the murine peritoneum, bone marrow, and spleen, but a number of best practices must be adhered to. In addition, flow cytometric analysis of B cell compartments should also complement additional readouts of B cell development. Data generated using this technique can further our understanding of wild type, autoimmune prone mouse models as well as humanized mice that can be used to generate antibody or antibody-like molecules as therapeutics.

We describe herein a simple analysis of the heterogeneity of the murine immune B cell compartment in the peritoneum, spleen, and bone marrow tissues by flow cytometry. The protocol can be adapted and extended to other mouse tissues.

뮤린 B 세포 발달의 유동 세포 측정 특성화

Extensive studies have characterized the development and differentiation of murine B cells in secondary lymphoid organs. Antibodies secreted by B cells ...

Identification of a Murine Erythroblast Subpopulation  Enriched in Enucleating Events by Multi-spectral Imaging Flow Cytometry

Erythropoiesis in mammals concludes with the dramatic process of enucleation that results in reticulocyte formation. The mechanism of enucleation has not yet been fully elucidated. A common problem encountered when studying the localization of key proteins and structures within enucleating erythroblasts by microscopy is the difficulty to observe a sufficient number of cells undergoing enucleation.&#160;We have developed a novel analysis protocol using multiparameter high-speed cell imaging in flow (Multi-Spectral Imaging Flow Cytometry), a method that combines immunofluorescent microscopy with flow cytometry, in order to identify efficiently a significant number of enucleating events, that allows to obtain measurements and perform statistical analysis.
We first describe here two in vitro erythropoiesis culture methods used in order to synchronize murine erythroblasts and increase the probability of capturing enucleation at the time of evaluation.&#160;Then, we describe in detail the staining of erythroblasts after fixation and permeabilization in order to study the localization of intracellular proteins or lipid rafts during enucleation by multi-spectral imaging flow cytometry.&#160;Along with size and DNA/Ter119 staining which are used to identify the orthochromatic erythroblasts, we utilize the parameters &#8220;aspect ratio&#8221; of a cell in the bright-field channel that aids in the recognition of elongated cells and &#8220;delta centroid XY Ter119/Draq5&#8221; that allows the identification of cellular events in which the center of Ter119 staining (nascent reticulocyte) is far apart from the center of Draq5 staining (nucleus undergoing extrusion), thus indicating a cell about to enucleate.&#160;The subset of the orthochromatic erythroblast population with high delta centroid and low aspect ratio is highly enriched in enucleating cells.

The present protocol describes a novel method of identifying a population of enucleating orthochromatic erythroblasts by multi-spectral imaging flow cytometry, providing a visualization of the erythroblast enucleation process.

멀티 스펙트럼 이미징 유동 세포 계측법에 의한 탈핵 이벤트에 쥐의 적혈구 모세포 모집단 인리 치드의 확인

Erythropoiesis in mammals concludes with the dramatic process of enucleation that results in reticulocyte formation. The mechanism of enucleation has not ...

Flow Cytometry Analysis of Murine Bone Marrow Hematopoietic Stem and Progenitor Cells and Stromal Niche Cells

The bone marrow (BM) is the soft tissue found within bones where hematopoiesis, the process by which new blood cells are generated, primarily occurs. As such, it contains hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs), as well as supporting stromal cells that contribute to the maintenance and regulation of HSPCs. Hematological and other BM disorders disrupt hematopoiesis by affecting hematopoietic cells directly and/or through the alteration of the BM niche. Here, we describe a method to study hematopoiesis in health and malignancy through the phenotypic analysis of murine BM HSPCs and stromal niche populations by flow cytometry. Our method details the required steps to enrich BM cells in endosteal and central BM fractions, as well as the appropriate gating strategies to identify the two key niche cell types involved in HSPC regulation, endothelial cells and mesenchymal stem cells. The phenotypic analysis proposed here may be combined with mouse mutants, disease models, and functional assays to characterize the HSPC compartment and its niche.

Here, we describe a simple protocol for the isolation and staining of murine bone marrow cells to phenotype hemopoietic stem and progenitor cells along with the supporting niche endothelial and mesenchymal stem cells. A method to enrich cells located in endosteal and central bone marrow areas is also included.

The bone marrow (BM) is the soft tissue found within bones where hematopoiesis, the process by which new blood cells are generated, primarily occurs. As ...