Name: rnai trigger delivery into anopheles gambiae pupae
Uploaded: 2016-03-08T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 58 s
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We would like to thank Dr. Flaminia Catteruccia and her research group (Harvard School of Public Health, Boston, MA) for providing our laboratory with the G3 colony used in this research and for the LacZ template DNA. We thank Adam Jenkins (Boston College, Chestnut Hill, MA) for his assistance in maintaining the insectary. The Biology Department of Boston College generously funded the research associated with the development of this technique.

1.合成と準備のdsRNA <ol><li>何も識別可能なオフターゲット効果を持たないことが予測され、目的の遺伝子内（対応するdsRNAを生成する）200〜800 bpのノックダウンの領域を特定する（ 例えば 、別の遺伝子内の配列相同性≥18BP）および陰性対照（ 例えば 、 、このような大腸菌 lacZ遺伝子などの標的昆虫ゲノム（GenBankの遺伝子ID：945006）内に存在しない異種配列。あるいは、SRPN2 21,22として簡単に観察される表現型を、もたらすポジティブコントロール（ 例えば 、使用、GenBankの遺伝子ID：1270169）を標的とするdsRNA SRPN2の配列は、ミシェルらに定義されている（2005年）21。。 注：E-RNAiは、そのような領域の同定のためおよびオリゴヌクレオチドプライマー23の設計プロセスのために有用であるオープンソースのバイオインフォマティクスリソースです。 </li><li>秒を実行しますT7プロモーター配列に隣接するdsRNA合成テンプレート（5&#39;-TAATACGACTCACTATAGGG-3 &#39;）を取得したdsRNA製剤を続行するゲノムDNAまたはcDNAテンプレートを用いtandard PCR増幅（ すなわち 、30〜35サイクルを使用して、Taq DNAポリメラーゼを用いて行った）とクリーンアップ、製造者の指示に従って、商業インビトロ転写キットを用いて。 らに提示されるようSRPN2 PCR増幅条件およびプライマーの情報を使用してください。（2011）22。 </li><li>波長260nmの紫外吸光分光法により精製されたRNAアンプリコンの収量を定量化し、RNaseフリー水で所望の濃度（ 例えば 、3μgの/μl）をに調整します。 <ol><li>低RNA濃度をトラブルシューティングするために、室温で真空遠心でサンプルをスピンダウンしてか、サンプルを凍結乾燥し、水のより少量で再構成することにより液量を減らします。サンプルの凍結乾燥に要する時間が依存して変化します初期試料容積とのdsRNA濃度に。 </li></ol></li><li> 1×TBEまたはTAEを用いて調製し、2％アガロースゲル上でのdsRNAの品質と長さを確認するバッファと転写反応に使用される鋳型DNAと共に、エチジウムブロマイド（EtBrを）で染色しました。 dsRNAは、鋳型DNAよりもゆっくりと移動します。品質および長さには、非特異的なdsRNA産物が存在しない保証することによって、それぞれの標準的なDNAマーカーを用いて製品を比較することによって評価することができます。 注：EtBrを、強力な変異原であり、それに応じて処理されるべきです。 注：/μlの3μgのののdsRNA濃度では、サンプルの0.5μlをEtBrを、染色アガロースゲル上で可視化のために十分以上です。 </li><li>必要になるまで-20℃でのdsRNAを保管してください。アリコートは、dsRNAの大量のために準備される必要がありますので、複数回の凍結/融解サイクルは、劣化を引き起こす可能性があります。 </li></ol> 2.ファストグリーンFCF染料（FGD）チューブを準備します<ol><li>ファストグリーンFCF色素を希釈RNaseフリー水中0.1％（v / v）の（使用液）の原液（≥85％の染料含有量）から。 </li><li> 1.5ミリリットルマイクロチューブの底への色素のピペットで1μlの。 </li><li>約3時間65℃のヒートブロックに入れチューブを使用する前に冷却するために、少なくとも30分間室温で管を配置し、その後、液体蒸発します。この乾燥固体染料は、dsRNAの再懸濁溶液中に再構成します。 </li></ol> 3.プル注射針<ol><li> 10〜30μmでの先端径に加熱されたニードルプラーを使用してホウケイ酸ガラス針を引き出します。ノーヒーター調整：プル設定はに対応しています。 = 100 1、ヒーターの調整なし。 2 = 70。 </li><li>針の先端の細いへの損傷を避けるために、パテを成形するストリップ上のペトリ皿に水平にすべて引っ張ら針を配置します。 注：メソッドを引っ張るキャピラリ針のための追加情報は、マラリア研究およびリファレンス試薬リソースセンターMにさらに詳細に記載されていますR4マニュアル24。 </li></ol> 4.注入ステーションを準備します<ol><li>必要な材料を収集：ガラスマイクロキャピラリー針は、ペトリ皿、転送ピペット、ペイントブラシや光学顕微鏡を解剖、先端の細い、微量注入、薄いフィルター紙や厚手のろ紙に引っ張りました。 </li><li>マイクロインジェクターマニュアルの指示に従ってマイクロインジェクターを用意し、パルス当たりの所望の容量（ 例えば 、パルスあたり69 NLの最大値）に注入量を設定します。 </li><li>顕微鏡下で操縦するのは簡単であるプラットフォームでは（ 例えば 、発泡スチロールのチューブラックの平らな面）は、上に薄い濾紙で2つのフィルタ用紙をスタックし、エッジの周りにテープで固定します。 </li><li>氷の上の各のdsRNA別々の着色染料チューブ内の溶液、および場所の10μLを再懸濁します。 </li></ol> 5.注射用蛹を収集<ol><li>イオン交換水10ミリリットルと小さい60ミリメートルX 15ミリメートルペトリ皿を記入し、〜50淡い蛹を収集（ドゥリ使い捨てのプラスチック製トランスファーピペットを用いて、昆虫館トレイから蛹化後の最初の24時間）ngの。 </li><li>ダークキューティクルの日焼けにメディアを持っている任意の蛹を削除します。 注：キューティクルは日焼けし始めると、それは非常に高い死亡率にクチクラ、射出結果を貫通することがより困難になります。 </li></ol> 6. dsRNAをインジェクション<ol><li>解剖顕微鏡下で、微細なピ​​ンセットで注射針の先端を断ちます。 </li><li> （3インチ、30ゲージ針で注射器を用いて）、およびマイクロインジェクターで余分な油を排出鉱物油で針を埋め戻すことにより、注射針を準備します。 </li><li>フロントdsRNAの最大量で注射針を記入し、液体の分配を確保するために、顕微鏡下で1パルスを取り出します。液体が取り込まれていないおよび/または追放された場合には、任意の閉塞のために、針の先端をチェックして、針がしっかりmicroinjectoに固定されていることを確認rを。 </li><li> 1-3蛹を選んで、ろ紙上に置いてください。 </li><li>絵筆を使用して、アクセス可能な背側クチクラでろ紙上の蛹を置き、ろ紙上にプッシュし、余分な水分を吸収するために絵筆を使用しています。 </li><li>絵筆の先端で蛹を安定化し、蛹の背面に関連して約30°の角度で胸部と腹部の間の背側クチクラに針を挿入します。注射は蛹の後端に向かうべきであり、針が前方対後方方向に移動させなければなりません。 </li><li>血リンパに3μgの/μlのdsRNAのソリューションの二つのパルス（パルスあたり69 NL）を注入し、そして体全体の色の分布を確認してください。何色が識別されない場合は、障害物からチップをクリアするためにわずかに注射針の位置を移動し、液体供給を繰り返します。 </li><li>優しく培養のために水の中に針から蛹を移動するために湿らせた絵筆を使用してください。 T彼は軽い接触時に絵筆に固執する必要があり蛹。 </li></ol> 7.ポスト噴射条件<ol><li>適切な空気の流れ（ 例えば 、メッシュケージまたはメッシュふた付き容器）と蚊のケージに注入された蛹でペトリ皿を置きます。蛹の飼育条件は、27±3℃の温度、75±5％の湿度で一貫したままと光の下でなければなりません：8時間：16の明暗サイクル。 </li><li> 10％（w / v）のグルコース溶液を用意し、大人の給電用の蚊ケージメッシュ上にソリューション飽和コットンボールを置きます。 </li></ol> 8.ノックダウンを評価します<ol><li>所望の時間点（s）で、対照と比較して、実験的なdsRNAを注入した昆虫に表現型を評価します。 <ol><li> 、-20℃で約2-3分間大人のダウン冷却する2℃のコールドプレートに転送し、15Xで解剖顕微鏡を利用して任意の擬似腫瘍形成を識別することによって、毎日dsSRPN2とdsLacZ昆虫を評価します明視野照明と倍率。評価後、昆虫館条件（27±3℃、75±5％の湿度）に大人を返します。 注：このプロトコルで用いた実験と対照dsRNAは、それぞれ、dsSRPN2とdsLacZです。コントロールに適した多くのオプションがあります。しかしながら、それが示唆された表現型および/ ​​または発現を容易におよび/ ​​または定量化[ 例えば 、定量的リアルタイムPCR（QRT-PCR）、ウェスタンブロット]は使用されるべきである（ 例えば 、顕微鏡解剖によって）視覚化された陽性対照ウエスタンブロットおよび定量RT-PCRを介して、この技術。SRPN2タンパク質および転写物の定量を学習する際に、それぞれ、 ら。（2005）21ミシェルに記載されています。 </li></ol></li></ol>

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	<li>Kelly-Hope, L. A., McKenzie, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+multiplicity+of+malaria+transmission:+a+review+of+entomological+inoculation+rate+measurements+and+methods+across+sub-Saharan+Africa.">The multiplicity of malaria transmission: a review of entomological inoculation rate measurements and methods across sub-Saharan Africa.</a> Malar. J. 8 (1), 1-16 (2009).</li><li>The malERA Consultative Group on Vector Control. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Research+Agenda+for+Malaria+Eradication:+Vector+Control.">A Research Agenda for Malaria Eradication: Vector Control.</a> PLoS Med. 8 (1), e1000401 (2011).</li><li>Enyati, A., Hemmingway, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Malaria+Management:+Past,+Present,+and+Future.">Malaria Management: Past, Present, and Future.</a> Annu. Rev. of Entomol. 55 (1), 569-591 (2010).</li><li>Edi, C. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CYP6+P450+Enzymes+and+ACE-1+Duplication+Produce+Extreme+and+Multiple+Insecticide+Resistance+in+the+Malaria+Mosquito+Anopheles+gambiae.">CYP6 P450 Enzymes and ACE-1 Duplication Produce Extreme and Multiple Insecticide Resistance in the Malaria Mosquito Anopheles gambiae.</a> PLoS Genet. 10 (3), 1004236 (2014).</li><li>Mitchell, S. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolic+and+Target-Site+Mechanisms+Combine+to+Confer+Strong+DDT+Resistance+in+Anopheles+gambiae.">Metabolic and Target-Site Mechanisms Combine to Confer Strong DDT Resistance in Anopheles gambiae.</a> PLoS ONE. 9 (3), e92662 (2014).</li><li>Knox, T. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+online+tool+for+mapping+insecticide+resistance+in+major+Anopheles+vectors+of+human+malaria+parasites+and+review+of+resistance+status+for+the+Afrotropical+region.">An online tool for mapping insecticide resistance in major Anopheles vectors of human malaria parasites and review of resistance status for the Afrotropical region.</a> Parasite Vector. 7 (76), 1-14 (2014).</li><li>Napoli, C., Lemieux, C., Jorgensen, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Introduction+of+a+Chimeric+Chalcone+Synthase+Gene+into+Petunia+Results+in+Reversible+Co-Suppression+of+Homologous+Genes.">Introduction of a Chimeric Chalcone Synthase Gene into Petunia Results in Reversible Co-Suppression of Homologous Genes.</a> Plant Cell. 2, 279-289 (2002).</li><li>Sen, G. L., Blau, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+brief+history+of+RNAi:+the+silence+of+the+genes.">A brief history of RNAi: the silence of the genes.</a> FASEB J. 20 (9), 1293-1299 (2006).</li><li>Romano, N., Macino, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quelling:+transient+inactivation+of+gene+expression+in+Neurospora+crassa+by+transformation+with+homologous+sequences.">Quelling: transient inactivation of gene expression in Neurospora crassa by transformation with homologous sequences.</a> Mol. Microbiol. 6 (22), 3343-3353 (1992).</li><li>Fire, A., Xu, S., Montgomery, M. K., Kostas, S. A., Driver, S. E., Mello, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potent+and+specific+genetic+interference+by+double-stranded+RNA+in+Caenorhabditis+elegans.">Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans.</a> Nature. 391, 806-811 (1998).</li><li>Catteruccia, F., Levashina, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNAi+in+the+Malaria+Vector,+Anopheles+gambiae:+Therapeutic+Applications+of+RNAi:+Methods+and+Protocols.">RNAi in the Malaria Vector, Anopheles gambiae: Therapeutic Applications of RNAi: Methods and Protocols.</a> Methods Mol. Biol. 555, 63-75 (2009).</li><li>Garver, L., Dimopoulos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protocol+for+RNAi+Assays+in+Adult+Mosquitoes+(A).">Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes (A).</a> gambiae). J. Vis. Exp. (5), e230 (2007).</li><li>Mysore, K., Andrews, E., Li, P., Duman-Scheel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chitosan/siRNA+nanoparticle+targeting+demonstrates+a+requirement+for+single-minded+during+larval+and+pupal+olfactory+system+development+of+the+vector+mosquito+Aedes+aegypti.">Chitosan/siRNA nanoparticle targeting demonstrates a requirement for single-minded during larval and pupal olfactory system development of the vector mosquito Aedes aegypti.</a> BMC Dev. Biol. 14 (9), 1-16 (2014).</li><li>Mysore, K., Flannery, E. M., Tomchaney, M., Severson, D. W., Duman-Scheel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+Aedes+aegypti+Olfactory+System+Development+through+Chitosan/siRNA+Nanoparticle+Targeting+of+semaphorin-1a.">Disruption of Aedes aegypti Olfactory System Development through Chitosan/siRNA Nanoparticle Targeting of semaphorin-1a.</a> PLoS Negl. Trop. Dis. 7 (5), (2013).</li><li>Zhang, X., Zhang, J., Zhu, K. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chitosan/double-stranded+RNA+nanoparticle-mediated+RNA+interference+to+silence+chitin+synthase+genes+through+larval+feeding+in+the+African+malaria+mosquito+(Anopheles+gambiae).">Chitosan/double-stranded RNA nanoparticle-mediated RNA interference to silence chitin synthase genes through larval feeding in the African malaria mosquito (Anopheles gambiae).</a> Insect Mol. Biol. 19 (5), 683-693 (2010).</li><li>Zhang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chitosan/Interfering+RNA+Nanoparticle+Mediated+Gene+Silencing+in+Disease+Vector+Mosquito+Larvae.">Chitosan/Interfering RNA Nanoparticle Mediated Gene Silencing in Disease Vector Mosquito Larvae.</a> J. Vis. Exp. (97), e52523 (2015).</li><li>Kumar, A., Wang, S., Ou, R., Samrakandi, M., Beerntsen, B. T., Sayre, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+an+RNAi+based+microalgal+larvicide+to+control+mosquitoes.">Development of an RNAi based microalgal larvicide to control mosquitoes.</a> Malaria World J. 4 (6), 1-7 (2013).</li><li>Huvenne, H., Smagghe, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+dsRNA+uptake+in+insects+and+potential+of+RNAi+for+pest+control:+A+review.">Mechanisms of dsRNA uptake in insects and potential of RNAi for pest control: A review.</a> J. Insect Physiol. 56 (3), 227-235 (2010).</li><li>Burand, J. P., Hunter, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNAi:+Future+in+insect+management.">RNAi: Future in insect management.</a> J. Invertebr. Pathol. 112, S68-S74 (2013).</li><li>Michel, K., Budd, A., Pinto, S., Gibson, T. J., Kafatos, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anopheles+gambiae+SRPN2+facilitates+midgut+invasion+by+the+malaria+parasite+Plasmodium+berghei.">Anopheles gambiae SRPN2 facilitates midgut invasion by the malaria parasite Plasmodium berghei.</a> EMBO Rep. 6 (9), 891-897 (2005).</li><li>An, C., Budd, A., Kanost, M. R., Michel, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+regulatory+unit+that+controls+melanization+and+affects+longevity+of+mosquitoes.">Characterization of a regulatory unit that controls melanization and affects longevity of mosquitoes.</a> Cell Mol. Life Sci. 68 (11), 1929-1939 (2011).</li><li>Horn, T., Boutros, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=E-RNAi:+a+web+application+for+the+multi-species+design+of+RNAi+reagents--2010+update.">E-RNAi: a web application for the multi-species design of RNAi reagents--2010 update.</a> Nucleic Acids Res. 38, W332-W339 (2010).</li><li>Benedict, M. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Methods in Anopheles Research. , (2014).</li><li>Lyimo, E. O., Takken, W., Koella, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+rearing+temperature+and+larval+density+on+larval+survival,+age+at+pupation+and+adult+size+of+Anopheles+gambiae.">Effect of rearing temperature and larval density on larval survival, age at pupation and adult size of Anopheles gambiae.</a> Entomol. Exp. Appl. 63, 265-271 (1992).</li><li>Michel, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+melanizing+activity+in+Anopheles+gambiae+does+not+affect+development+of+Plasmodium+falciparum.">Increased melanizing activity in Anopheles gambiae does not affect development of Plasmodium falciparum.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 103 (45), 16858-16863 (2006).</li><li>Harker, B. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcription+Profiling+Associated+With+Life+Cycle+of+Anopheles+gambiae.">Transcription Profiling Associated With Life Cycle of Anopheles gambiae.</a> J Med Entomol. 49 (2), 316-325 (2012).</li><li>Dotson, E. M., Cornel, A. J., Willis, J. H., Collins, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+family+of+pupal-specific+cuticular+protein+genes+in+the+mosquito+Anopheles+gambiae.">A family of pupal-specific cuticular protein genes in the mosquito Anopheles gambiae.</a> Insect Biochem. Molec. Biol. 28, 459-472 (1998).</li><li>Hopkins, T. L., Krchma, L. J., Ahmad, S. A., Kramer, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pupal+cuticle+proteins+of+Manduca+sexta:+characterization+and+profiles+during+sclerotization.">Pupal cuticle proteins of Manduca sexta: characterization and profiles during sclerotization.</a> Insect Biochem. Molec. Biol. 30, 19-27 (1999).</li><li>Liang, J., Zhang, L., Xiang, Z., He, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+profile+of+cuticular+genes+of+silkworm,+Bombyx+mori.">Expression profile of cuticular genes of silkworm, Bombyx mori.</a> BMC Genomics. 11 (173), 1-13 (2010).</li><li>Zhou, X., Riddiford, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Broad+specifies+pupal+development+and+mediates+the+&amp;#34;status+quo&amp;#34;+action+of+juvenile+hormone+on+the+pupal-adult+transformation+in+Drosophila+and+Manduca.">Broad specifies pupal development and mediates the &amp;#34;status quo&amp;#34; action of juvenile hormone on the pupal-adult transformation in Drosophila and Manduca.</a> Development. 129, 2259-2269 (2002).</li><li>Luna, C., Wang, X., Huang, Y., Zhang, J., Zheng, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+four+Toll+related+genes+during+development+and+immune+responses+in+Anopheles+gambiae.">Characterization of four Toll related genes during development and immune responses in Anopheles gambiae.</a> Insect Biochem. Molec. Biol. 32, 1171-1179 (2002).</li><li>Tauszig, S., Jouanguy, E., Hoffmann, J. A., Imler, J. -. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toll-related+receptors+and+the+control+of+antimicrobial+peptide+expression+in+Drosophila.">Toll-related receptors and the control of antimicrobial peptide expression in Drosophila.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 97 (19), 10520-10525 (2000).</li><li>Tryselius, Y., Samakovlis, C., Kimbrell, D. A., Hultmark, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CecC,+a+cecropin+gene+expressed+during+metamorphosis+in+Drosophila+pupae.">CecC, a cecropin gene expressed during metamorphosis in Drosophila pupae.</a> Eur. J. Biochem. 204, 1-5 (1992).</li><li>Goodisman, M. A. D., Isoe, J., Wheeler, D. E., Wells, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+Insect+Metamorphosis:+a+Microarray-Based+Study+of+Larval+and+Adult+Gene+Expression+in+the+Ant+Camponotus+Festinatus.">Evolution of Insect Metamorphosis: a Microarray-Based Study of Larval and Adult Gene Expression in the Ant Camponotus Festinatus.</a> Evolution. 59 (4), 858-870 (2005).</li><li>Cook, P. E., Sinkins, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+profiling+of+Anopheles+gambiae+mosquitoes+for+adult+age+estimation.">Transcriptional profiling of Anopheles gambiae mosquitoes for adult age estimation.</a> Insect Mol. Bio. 19 (6), 745-751 (2010).</li><li>Suwanchaichinda, C., Kanost, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+serpin+gene+family+in+Anopheles+gambiae.">The serpin gene family in Anopheles gambiae.</a> Gene. 442 (1-2), 47-54 (2009).</li><li>Araujo, R. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+interference+of+the+salivary+gland+nitrophorin+2+in+the+triatomine+bug+Rhodnius+prolixus+(Hemiptera:+Reduviidae)+by+dsRNA+ingestion+or+injection.">RNA interference of the salivary gland nitrophorin 2 in the triatomine bug Rhodnius prolixus (Hemiptera: Reduviidae) by dsRNA ingestion or injection.</a> Insect Biochem. Molec. Biol. 36 (9), 683-693 (2006).</li><li>Griebler, M., Westerlund, S. A., Hoffmann, K. H., Meyering-Vos, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+interference+with+the+allatoregulating+neuropeptide+genes+from+the+fall+armyworm+Spodoptera+frugiperda+and+its+effects+on+the+JH+titer+in+the+hemolymph.">RNA interference with the allatoregulating neuropeptide genes from the fall armyworm Spodoptera frugiperda and its effects on the JH titer in the hemolymph.</a> J. Insect Physiol. 54 (6), 997-1007 (2008).</li><li>Scott, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Towards+the+elements+of+successful+insect+RNAi.">Towards the elements of successful insect RNAi.</a> J. Insect Physiol. 59 (12), 1212-1221 (2013).</li></ol>

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蚊に非トランスジェニックRNAiを誘導するための現在の方法は、成人の血体腔12,13またはRNAiトリガーコーティングされたナノ粒子14-17または微細藻類ベースのdsRNAが18を分子の幼虫の摂食へのdsRNAの直接注入を伴います。大人の蚊対象に、非常に貴重な一方で、以前の発育期間中に機能する多数の遺伝子を除外することができます。幼虫の摂食によって開始されたノックダウンは蛹を介して可変タンパク質の持続性の潜在的に、部分的に起因大人の段階で一貫性のない表現型をもたらすことができます。したがって、より完全に成人期の間の遺伝子機能を評価するために、遺伝子予め大人の発達段階の間の機能、ならびに強化された能力を評価するための手段を提供する蛹開発中のRNAiを開始する時に特異的に目的とする付加的な方法を導入します。 dsRNAを注入または発現に基づく遺伝子ノックダウンのアプローチと同様に、遺伝子の持続性はノックダウン予測することはできません。したがって、転写物またはタンパク質のレベルは、関心の発達期間中に目的の遺伝子のために評価されるべきです。我々はSRPN2 dsRNAを注入した動物にSRPN2のために5日目注射後にタンパク質レベルを減少させたの継続を観察しているが、このようなタンパク質の代謝回転および半減期などの要因が異なるターゲットで異なることができます。 dsRNAは、注射のために使用すること、ならびに、確保することが重要であるだけでなく濃縮し、アガロースゲル上でそのまま表示されます。私たちは、ノックダウンの結果が十分でない場合の実験者がこれらの要因を再評価をお勧めします、とdsRNAのそれぞれの濃度は、特定の遺伝子標的のために経験的にテストする必要があります。 我々はアンの蛹中にRNA干渉の開始のための方法を説明します。ハマダラカの開発。この方法は、直接、早期蛹の血体腔へのdsRNAのマイクロインジェクションを介して導入に依存しているとすることにより、注射品質の評価が可能色素標識dsRNAの使用。注射の質を視覚化する能力は、成功したノックダウンを確保するための重要な強化を構成し、成人期に焦点を当て、最も以前に報告されたdsRNAベースのプロトコルでは考慮されていない注入に基づく遺伝子ノックダウンの態様を構成します。この発達期間の開始時に蛹を標的とすることによって、この重要な発達期間中、または成人期の初期段階で役割を果たしている可能性がある遺伝子が機能的に評価することができます。さらに、この方法は、変態中にアクセスされている細胞内のdsRNAの細胞への送達、およびRNA干渉の確立を可能にするかもしれないが、完全に形成された大人の蚊でアクセスしにくいです。 ハーカーらによる最近のマイクロアレイ解析。（2012）560 アンを同定しました。アップレギュレートまたは胚から成人までの範囲の、異なる発生段階の間に少なくとも4倍ダウンレギュレートされたハマダラカ転写物。 56の0転写物が同定され、309のセットは、蛹の開発27の間にアップレギュレートされました。これらの知見は、蛹の段階で発生するもの、生物が変態を受け、その間に間隔を含む蚊の開発を通じてディファレンシャル遺伝子発現のための多くの要件が存在することを示唆しています。 アン含む多くの昆虫種、で。ハマダラカ 、このような開発（ すなわち 、蛹クチクラとキチン結合タンパク質）27-31、免疫応答のようなプロセスに関与する遺伝子（ すなわち 、トール受容体様タンパク質）27,32-34が非常に蛹の段階の間に発現されています。完全に形成された成体が出現したら、環境および生理学的に35の変化に応答して遺伝子発現が継続されます。特に、初期の大人の開発中に、発生遺伝子（ すなわち 、大人のクチクラと筋タンパク質）36、の発現の増加だけでなく、他の重要な遺伝子が存在する（ すなわち、 </em&gt;、精子特異的タンパク質およびシトクロムP450代謝酵素）27,36。 このプロトコル、SRPN2の開発に使用される陽性対照は、 アンです。ハマダラカセリンプロテアーゼインヒビター（セルピン）。 SRPN2は昆虫メラニン、昆虫21,22における幅広いスペクトル先天性免疫応答の負の調節に重要な役割を果たしています。擬似腫瘍形成21,22、容易に光学顕微鏡を使用することによって観察される表現型の大人の蚊結果のSRPN2のノックダウン。この明確な表現型は簡単に生昆虫で得点することができることを考えると、我々は初期の蛹のRNAiの注射のためにSRPN2を使用していました。また、SRPN2により早期成人蛹のRNAi注入と機能の評価のための良好な標的を提供し、すべての発育段階37の間に発現されます。我々は、我々が開発した方法は、同様の成人黒色偽のを誘導することができることを実証します<html>開発の蛹中に実行するdsRNA注射の結果としてのo-腫瘍形成。このプロトコルを開発する際に、我々は（ すなわち 、幼虫、蛹の脱皮後の最初の24時間）は、最適な羽化を得るために重要である早期蛹の開発時に、その注射を観察しています。貧しい出現は、注射後に得られた場合には、我々はあまり大規模なキューティクルの強化で蛹を取得し、早期蛹注入が達成される保証するために、より高い精度で幼虫をステージングすることをお勧めします。さらに、最適な出現率のキューティクル結果へのダメージを最小限に抑え、注入中に倍率を大きくすると、動物の唯一の意図した領域がパンクしていることを確認することができます。針が腹キューティクルまで穿刺した場合は、色素で標識された液体のプールは蛹の外側には明らかであろうか、ろ紙を飽和さ。非常に複数のキューティクル穿刺を持つ任意の蛹を破棄することをお勧めします。 大人の蚊注射の性能に多くの研究室の豊富な経験とjove_content &quot;&gt;、以前に同定されたマイクロインジェクションのアプローチは蛹RNAi実験で使用するための単純なプロトコルの変更に適合させることができる。全体的に、この方法の目的は、研究者の能力を提供することです遺伝的分析は、さらに新たなベクトル制御戦略の開発を支援する研究を可能にする、実行することができ、逆その間の時間枠を展開します。興味深いことに、このようなRhodniusのprolixusおよびヨトウガのような他の種での実験は、サイレンシング効果はあまりになる傾向があり、その遺伝子を明らかに前成体は38,39段の間に大きいとき、開発のあらゆる段階で、RNAiを介した遺伝子ノックダウンは、遺伝子サイレンシング、および標的遺伝子がコードするタンパク質の安定性の迅速性と持続性に関する考慮事項に従うものとします。開始。理想的なRNAi標的遺伝子はproteiをコードするものとなる傾向がありますnまたは短い半減期と高い離職率11,40を有しているRNA。 トランスジェニックRNAiの戦略はまた、前成体期中速さとRNAiの持続性に関する考慮事項に対処するために使用することができるが、遺伝子組換え技術は、昆虫を生成するために、蚊の交配のための多くの欠点（ 例えば 、トランスジェニック系統の生成に必要な時間、実験時間フレームを持っています規制dsRNA発現、およびトランスジェニック株のメンテナンス）で。これとは対照的に、我々のプロトコルは、蛹、開発中および発信や変態中にアクセス可能ですが、大人にはあまりアクセス可能な細胞型において遺伝子ノックダウンを開始するための簡単​​かつ迅速にする方法を提供します。色素標識のdsRNA懸濁液の使用は蛹内導入物質の注入の成功と分散の容易な評価が可能になります。大人のように注射した動物と比較して、蛹注入成人における腫瘍形成の発症に関する我々のデータは、初期化と一致しています蛹の段階でのRNAi媒介ノックダウンのiation。私たちのG3蚊ラインを使用して、私たちの昆虫館の条件下で、私たちは早くも10日のような大人の注射後の成人黒色擬似腫瘍形成を観察すると、3〜5日後に出現注入。早期蛹段噴射を行うことにより、我々は、早ければ5日後に注射（ すなわち 、3〜4日が出現後）として目に見える黒色擬似腫瘍形成を観察します。これらのデータは、この方法は以前の下で研究された発育期間（ すなわち 、蛹の開発）の間に遺伝子ノックダウンの開始を可能にすることを示唆しています。我々の色素標識法はまた、すべての幼虫齢時に表皮の半透明の性質に起因する新たな幼虫の注入プロトコルの開発に有用であろう。本研究で用いた制御は、ノックダウンの表現型を表示するには、成人期への進行を必要とするが、早期蛹の注射後の蛹特有の表現型を評価するための将来の実験が提供されますこのような後半蛹の開発など、追加の発育期間中に、この方法の拡張に関する貴重な洞察。要約すると、この方法は、RNAi媒介遺伝子ノックダウンの蛹開始のための貴重なRNAiのプロトコルを提供し、ベクトル昆虫研究コミュニティ内で使用可能な機能ゲノムツールを拡張します。

マラリアは毎年、個人の何百万人に影響を与える蚊が媒介する感染症です。世界保健機関（WHO）は2013年に5年1歳未満の子供に発生した78パーセントそのうちのマラリアによる約584000人の死亡があったことを報告しています。人間のマラリアを引き起こす病原体は、属マラリア原虫内アピコンプレクサ寄生虫であり、メスのハマダラカによって、その人のホスト間で伝送されます。蚊が感染している個体からの血液食事をとり、その後、堆積物は、その後の血液の食事に感染していない個体に寄生虫を感染性ときに送信が発生します。属ハマダラカの中では、 ハマダラカは最大ベクトル容量を持つ種で、サハラ以南のアフリカ1-3で最も著名なマラリアベクトルです。 現在、殺虫剤の展開によって蚊のベクトル制御は、bに続け人間のマラリアの負担を軽減するために採用の主要な方法を電子。 1960年代からの殺虫剤の使用は、非常に成功することが証明されたが、殺虫剤抵抗性の上昇は、新規な殺虫剤及び代替ベクトル制御戦略4-7の開発の必要性が駆動しています。 2010年に、WHOへの報告49 63の国の合計は、マラリアベクトル1の殺虫剤抵抗性の発生を示しました。さらに、Afrotropical地域における抵抗データを評価するための査読論文を利用IRマッパー・ツールは、2001年と2012年の間に、それぞれ7ピレスロイドとジクロロジフェニルトリクロロエタン（DDT）のに抵抗が46％と27％増加するが、そこにあったことを報告しています。 RNA干渉（RNAi）はペチュニア植物8,9及び真菌アカパンカビ 9,10中の遺伝子を不活性化するために利用することができる技術として1990年代初期に同定されました。その後まもなく、1998年に、RNAiは、最初の注射または給紙方法9,11を介してアンチセンスまたは二本鎖RNA（dsRNAを）の導入によって動物モデルにおける遺伝子発現を減少させる手段として、 線虫（Caenorhabditis elegans）に記載されていました。その発見以来、RNAiは、研究者が急速に高度に選択的な転写後遺伝子サイレンシング機構を介して目的の遺伝子の機能的役割を調査するために、逆遺伝学を利用できるようにすることで、機能ゲノミクスの追求に革命をもたらしました。このようなキイロショウジョウバエなどのいくつかの生物では、干渉RNAコンストラクトを発現するトランスジェニック生物の使用は、遺伝子ノックダウン（KD）のために広く成功しています。 アンでの導入遺伝子の使用が。 RNAiのためのハマダラカが利用されてきた大規模なスクリーンのため有用であることが判明し得る、トランスジェニック蚊株の生成は、労力と時間がかかり、一般generatiに関心のある遺伝子の同定から行くために2〜3ヶ月を取ることもあります適切なトランスジェニック株12の上。現在、 アンにおける遺伝子KDの主要な方法。ハマダラカは、dsRNAの、大人の段階で、血リンパへの注射によって与えられた遺伝子12,13に特異的です。このプロセスは、典型的には、はるかに迅速なトランスジェニック法12よりであることを証明し、遺伝子KDの評価に関心のある遺伝子の同定から行くために1ヶ月程度かかります。幼虫期のRNAiのための方法は、 アンで最近確立されています。ナノ粒子供給14-17を経由して、または微細藻類ベースのdsRNAの経口送達によるハマダラカとネッタイシマカは、開発の初期段階で機能的ゲノム解析を実行するための機会を提供し、18を分子。直接給電注射、およびナノ粒子の送達方法において、dsRNAは、標的細胞によって自律的に取り、21-25ヌクレオチド長の「短い干渉RNA」（siRNAの）19,20に酵素ダイサーによって切断します。これらのsiRNAは、その後ですincorporated RNA誘導サイレンシング複合体（RISC）、一方の鎖は、RNA結合RISC複合体が結合し、標的mRNAを切断し、それによって、そのレベルを低下させ、その翻訳19,20を阻害することができ、廃棄されるから。 基本的な蚊の生物学の多くの本質的な特徴は、ホストの嗜好（ 例えば 、嗅覚、味覚）、交配、繁殖や免疫力を含め、ベクトルの容量を調節します。これらの生物学的プロセスの重要性を考えると、遺伝的または薬理学的なレベルで彼らの変調が殺虫剤抵抗性の回避を含む、ベクトル制御のための新たな機会を提供し、ベクトル管理に対するより広範に統合されたアプローチのための新しいツールを提供する可能性があります。これらの本質的な生物学的機能の根底にある遺伝子の役割を評価するための機能ゲノミクスの使用は、新しい標的の同定を可能にし、我々は効果的に新しい、より効果的な制御strategを作成することができますどのように新たな洞察を提供しますIES。我々はアンの蛹の段階でRNAiを開始するための迅速な注入方法の開発と使用を記載しています。ハマダラカ 。我々は、RNAiトリガーの蛹注入が早くノックダウン遺伝子が出芽後成人で開始された場合に観察されるよりも出芽後、 すなわち 、初期段階の成人で、得られた表現型の観察を可能にすることを確認します。この方法は蛹の発育期間中に始まると大人の段階に伸びる遺伝子ノックダウンを可能にし、蛹の開発中に開始ノックダウンなど、その遺伝子は、変態血リンパ-アクセス以上ある早期成人血リンパアクセス可能な細胞型、ならびに細胞型を持続し、影響を与えることができます出現を以下の成人付属で見つかったような感覚ニューロンのような大人、中より。

<table><tbody><tr><td>MEGAscript RNAi kit</td><td>Ambion</td><td>AM1626</td><td></td></tr><tr><td>Nanoject II injector</td><td>Drummond</td><td>3-000-204</td><td></td></tr><tr><td>Nanoject II foot switch</td><td>Drummond</td><td>3-000-026</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillaries</td><td>Drummond</td><td>3-000-203-G/X</td><td></td></tr><tr><td>Glass micropipette puller</td><td>Narishigne</td><td>PB-7</td><td></td></tr><tr><td>Fast Green FCF dye</td><td>Sigma</td><td>F7258</td><td>Can substitute with a non-toxic food dye.</td></tr><tr><td>Plastic transfer pipettes</td><td>Thermo Scientific</td><td>1371150</td><td>&amp;frac14; inch cut from tip to create a wider opening.</td></tr><tr><td>Whatman &amp;ldquo;thin&amp;rdquo; filter paper&amp;nbsp;</td><td>GE Healthcare</td><td>1001-090</td><td>This is 9 cm diameter Grade 1, but can be altered depending on size of injection pad.</td></tr><tr><td>Western blot &amp;ldquo;thick&amp;rdquo; filter paper</td><td>BioRad</td><td>107-3931</td><td>This is the filter paper generally used for Western blots.</td></tr><tr><td>Petri dishes (60 mm x 15 mm)</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875713A</td><td></td></tr><tr><td>Paint brush (size 0)</td><td>Michael&amp;rsquo;s Art</td><td>10474940</td><td>Brush size and brand can vary based on availability and user preference.</td></tr><tr><td>Dissecting light microscope</td><td>&amp;nbsp;----&amp;nbsp;</td><td>-----</td><td>This can vary based on availability and user preference.</td></tr></tbody></table>

rnai trigger delivery into anopheles gambiae pupae

RNA interference (RNAi), a naturally occurring phenomenon in eukaryotic organisms, is an extremely valuable tool that can be utilized in the laboratory for functional genomic studies. The ability to knockdown individual genes selectively via this reverse genetic technique has allowed many researchers to rapidly uncover the biological roles of numerous genes within many organisms, by evaluation of loss-of-function phenotypes. In the major human malaria vector Anopheles gambiae, the predominant method used to reduce the function of targeted genes involves injection of double-stranded (dsRNA) into the hemocoel of the adult mosquito. While this method has been successful, gene knockdown in adults excludes the functional assessment of genes that are expressed and potentially play roles during pre-adult stages, as well as genes that are expressed in limited numbers of cells in adult mosquitoes. We describe a method for the injection of Serine Protease Inhibitor 2 (SRPN2) dsRNA during the early pupal stage and validate SRPN2 protein knockdown by observing decreased target protein levels and the formation of melanotic pseudo-tumors in SRPN2 knockdown adult mosquitoes. This evident phenotype has been described previously for adult stage knockdown of SRPN2 function, and we have recapitulated this adult phenotype by SRPN2 knockdown initiated during pupal development. When used in conjunction with a dye-labeled dsRNA solution, this technique enables easy visualization by simple light microscopy of injection quality and distribution of dsRNA in the hemocoel.

遺伝子KD利回り注入が早い蛹の段階で行われ、最適な結果、キューティクル日焼けレベルが低いとき（ 図1Aは 、左、および1B）のための蛹の注射。注射（図1A、中央、右）後に増加蛹の死亡の結果は、一般的に24時間後に、キューティクルの日焼けと硬化を増加します。蛹の開発速度は昆虫館条件および動物密度24,25に依存して変化し得ます。したがって、それは視覚的に色素沈着を評価するのが最善です。 注入プロセスの間に、キャピラリ針は後方方向（ 図2A）の前方に約30°の角度で背側クチクラ中に挿入されます。針が挿入されたdsRNA + 0.01％された後（w / v）のFGDが分配され、染料の分布は（体液を通じてFigu明らかです）2B再。 FGD（w / v）の0.01％を注射した蛹のための羽化の評価は、非注射対照の96.7パーセントの出現（ 図3A）に比べ、70％の出現の平均レートを明らかにしました。注目すべきは、蛹のケースから部分的な出現は、非生存蚊（ 図3B）の多数の観察されました。注射された動物は、出現時間の遅延なし（ 図4A）またはいずれかの性別（ 図4B）に偏った影響を示しません。大人の生存の追加の評価は、10発芽後は、発芽後の大人の生存（ 図4C）には明らかな影響を示さない日まで実施しました。 KD品質の検証はノックダウンとの陽性対照として21,22をノックダウンSRPN2に関連付けられた黒色の疑似腫瘍（濃く着色された組織のクラスタ）表現型によって評価しました<html>ネガティブコントロールとしてdsLacZ注入に関連した表現型の不在。登場大人蚊が後8日目の注射（日6-7出芽後）で採点しました。黒色擬似腫瘍（ 図5Aおよび5B）は dsSRPN2対の93.5パーセントのクチクラを通して観察されましたdsLacZ大人の蚊（ 図6A）の0％。暗くメラニン組織のクラスタは、着色されたパッチ（ 図5C）の解剖時に同定されました。擬似腫瘍が早くも3日目発芽後のような大人のキューティクルに表示されていたともdsSRPN2体液や腸組織のサブセットに存在した（データは示さず）。 5ポスト噴射（早期成人期）では、有意dsSRPN2にSRPN2レベルの低下はなく、dsLacZまたは非注射体液タンパク質単離物を、（ 図6B）が観察されました。 ftp_upload / 53738 / 53738fig1.jpg &quot;/&gt; 図1：蛹のdsRNAを注入するための発達ステージング大人の段階に最適な生存および進行中のdsRNA結果の早期蛹注入。表皮の色素沈着（A、左、及びB）の低いレベルは、蛹化後の最初の0~24時間以内に観察することができます。貧しい人々の生存に中等度で蛹クチクラ前回の噴射（A、中央、右）結果の日焼け。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/53738/53738fig2.jpg" /> 図2：前方に約30°の角度で注入位置と背側クチクラへの色素で標識されたdsRNAの色素標識のdsRNA（A）キャピラリ針注射の分布は 、方向を後方します。 （B）染料は可視蛹体液に分布しています。 0.01％Fで標識された138 NLのdsRNAの注入量、GD（W / V）。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/53738/53738fig3.jpg" /> 図3：ポスト噴射羽化 （A）非注射対照（N = 60）の96.7パーセントと比較して0.01％のFGD（w / v）の成功した出現（N = 60）、を注射した蛹の70％。三つの生物学的複製を行いました。蛹ケースから（B）部分的出現は、非生存蚊多数観察されました。エラーバーは平均の標準誤差（SEM）を表します。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/53738/53738fig4.jpg" /> 図4：出現率、性別の評価と大人の生存率 （A）非注射蛹と比較して、同等の出現時間は、0.01％のFGD（24時間= 80％と48時間= 20％）と蛹の注射後に観察された（24。時間= 83％と48時間= 17％）。 （B </strオング&gt;）とほぼ等しいオスとメスの成体出現は0.01％FGD注入蛹（女性= 48％と男性= 52％）と非注射蛹（女性= 52％と男性= 48％）が観察されました。 （C）生存分析は0.01％FGDの注射は10日出芽後まで評価し、大人の生存に影響を与えないことが明らかになりました。結果は、0.01％FGD注射した（n = 60）および非注入（N = 60）蛹（男性と女性の同数）との3つの独立した実験からのデータを表します。エラーバーは平均の標準誤差（SEM）を表します。 <img alt="図5" src="/files/ftp_upload/53738/53738fig5.jpg" /> 図5：擬似腫瘍陽性対照表現型は、成功したノックダウンを反映した疑似腫瘍は、（A）腹部と-injected dsSRPN2の（B）胸部キューティクルに観察されたが、8日目、注入後に-injected大人の蚊をdsLacZされませんでした。（C）高倍率（400X）キューティクルや色素性パッチの解剖のイメージング（a）が （b）は暗くメラニン細胞のクラスターを明らかにしています。 <img alt="図6" src="/files/ftp_upload/53738/53738fig6.jpg" /> 図6：擬似腫瘍形成の定量とSRPN2タンパク質レベルを減少させた （A）蛹ステージ注射はdsSRPN2の成人の93.5パーセントに擬似腫瘍形成をもたらす（N = 21）dsLacZコントロールの0％と比較した（n = 19）。 。結果は、8日目、注入後に得られます。 （B）ウェスタンブロット（左）のショーはdsSRPN2にSRPN2レベルの低下はなく、dsLacZまたは非注射体液タンパク質分離（5日目注射後）。 3つの独立した実験に基づく結果。アンチSRPN2 21及び使用される抗SRPN3 26抗体希釈液1であった：1000〜1：2000、それぞれ。ヤギ抗RA5000：BBITのIgG-HRP（製品SC-2004、サンタクルスバイオテクノロジー、ダラスTX）を1で使用しました。すべてのタンパク質レベルは、 対応のないt検定により比較して統計的にSRPN3にバンド強度（ImageJのソフトウェア、NIH、ベセスダ、MD）、正規化によって（右）定量化、およびされました。 P &lt;0.05：*、P≥0.05：NS（有意ではありません）。エラーバーは平均の標準誤差（SEM）を表します。

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RNAi Trigger Delivery into Anopheles gambiae Pupae

RNA interference (RNAi) is an extremely valuable tool for uncovering gene function. However, the ability to target genes using RNAi during pre-adult stages is limited in the major human malaria vector Anopheles gambiae. We describe an RNAi protocol to reduce gene function via direct injection during pupal development.

RNAiのトリガ配信へ<em&gt;ハマダラカ</em&gt;蛹

RNA interference (RNAi), a naturally occurring phenomenon in eukaryotic organisms, is an extremely valuable tool that can be utilized in the laboratory ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

RNAi Trigger Delivery into Anopheles gambiae Pupae

9.0K ビュー.  Boston College. RNA interference (RNAi) is an extremely valuable tool for uncovering gene function. However, the ability to target genes using RNAi during pre-adult stages is limited in the major human malaria vector Anopheles gambiae. We describe an RNAi protocol to reduce gene function via direct injection during pupal development.

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Delivery of Nucleic Acids through Embryo Microinjection in the Worldwide Agricultural Pest Insect, Ceratitis capitata

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) is a pest species with extremely high agricultural relevance. This is due to its reproductive behavior: females damage the external surface of fruits and vegetables when they lay eggs and the hatched larvae feed on their pulp. Wild C. capitata populations are traditionally controlled through insecticide spraying and/or eco-friendly approaches, the most successful being the Sterile Insect Technique (SIT). The SIT relies on mass-rearing, radiation-based sterilization and field release of males that retain their capacity to mate but are not able to generate fertile progeny. The advent and the subsequent rapid development of biotechnological tools, together with the availability of the medfly genome sequence, has greatly boosted our understanding of the biology of this species. This favored the proliferation of new strategies for genome manipulation, which can be applied to population control.
In this context, embryo microinjection plays a dual role in expanding the toolbox for medfly control. The ability to interfere with the function of genes that regulate key biological processes, indeed, expands our understanding of the molecular machinery underlying medfly invasiveness. Furthermore, the ability to achieve germ-line transformation facilitates the production of multiple transgenic strains that can be tested for future field applications in novel SIT settings. Indeed, genetic manipulation can be used to confer desirable traits that can, for example, be used to monitor sterile male performance in the field, or that can result in early life-stage lethality. Here we describe a method to microinject nucleic acids into medfly embryos to achieve these two main goals.

Delivery of Nucleic Acids through Embryo Microinjection in the Worldwide Agricultural Pest Insect, Ceratitis capitata

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae) is a worldwide pest of agriculture. A deeper understanding of its biology is key to control medfly populations and thus reduce economic impact. Embryo microinjection is a fundamental tool allowing both germ-line transformation and reverse genetics studies in this species.

世界的な農業害虫昆虫における胚のマイクロインジェクションを介して、核酸の送達、<em&gt;チチュウカイミバエ</em

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) is a pest species with extremely high agricultural relevance. ...

遺伝学

Injection of dsRNA into Female A. aegypti Mosquitos

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video protocol illustrates a method used by the James lab to inject dsRNA into female A. aegypti mosquitoes, which harbor the dengue virus.  The technique for calibrating injection needles, manipulating the injection setup, and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes. This video protocol illustrates a method used by the James lab to inject dsRNA into female A. aegypti mosquitoes, which harbor the dengue virus. The technique for calibrating injection needles, manipulating the injection setup, and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

女性A.ネッタイシマカのモスキートへのdsRNAの注射

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video ...

生物学

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes (A. gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite.  The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes A. gambiae

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes. This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite. The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

成虫（A. gambiae）におけるRNAiのアッセイのためのプロトコル

Reproducible dsRNA Microinjection and Oviposition Bioassay in Mosquitoes and House Flies

Synthetic dsRNAs, used to induce RNA interference, may have dose dependent phenotypic effects. These effects are difficult to define if the dsRNAs are delivered using a non-quantitative method. Accurate delivery of known quantities of nucleic acids or other chemicals is critical to measure the efficacy of the compound being tested and to allow reliable comparison between compounds.
Here we provide a reproducible, quantitative microinjection protocol that ensures accurate delivery of specific doses of dsRNA, reducing the mortality typically induced by injection injury. These modifications include the addition of Rhodamine B, a graduated injection needle, and an improved recovery method borrowed from Isoe and Collins. This method allows calculation of dose responses and facilitates comparisons between compounds. Versions of this method have been successfully used on three genera of mosquitoes as well as house flies to assess the reduction in fecundity resulting from gene silencing of ribosomal RNA transcripts.
This protocol provides strategies to reduce several challenges of small insect microinjection. Together, mechanical delivery of dsRNAs accompanied by visual verification, identification of effective locations for delivery, and inclusion of a post-injection recovery period ensure accurate dosing and low injury mortality. This protocol also describes an oviposition bioassay for uniform determination of effects on fecundity.

This protocol describes a microinjection methodology that we have standardized and used for several years to deliver specific quantities of nucleic acids directly to the hemolymph of mosquitoes and house flies. This protocol results in minimal injection mortality and allows dose correlated measurements of fecundity.

再現可能な dsRNA のインジェクションと蚊とハエの産卵生物検定

Synthetic dsRNAs, used to induce RNA interference, may have dose dependent phenotypic effects. These effects are difficult to define if the dsRNAs are ...

環境学

Using the GAL4-UAS System for Functional Genetics in Anopheles gambiae

The bipartite GAL4-UAS system is a versatile and powerful tool for functional genetic analysis. The essence of the system is to cross transgenic 'driver' lines that express the yeast transcription factor GAL4 in a tissue specific manner, with transgenic 'responder' lines carrying a candidate gene/RNA interference construct whose expression is controlled by Upstream Activation Sequences (UAS) that bind GAL4. In the ensuing progeny, the gene or silencing construct is thus expressed in a prescribed spatiotemporal manner, enabling the resultant phenotypes to be assayed and gene function inferred. The binary system enables flexibility in experimental approaches to screen phenotypes generated by transgene expression in multiple tissue-specific patterns, even if severe fitness costs are induced. We have adapted this system for Anopheles gambiae, the principal malaria vector in Africa.
In this article, we provide some of the common procedures used during GAL4-UAS analysis. We describe the An. gambiae GAL4-UAS lines already generated, as well as the cloning of new responder constructs for upregulation and RNAi knockdown. We specify a step by step guide for sexing of mosquito pupae to establish genetic crosses, that also includes screening progeny to follow inheritance of fluorescent gene markers that tag the driver and responder insertions. We also present a protocol for clearing An. gambiae embryos to study embryonic development. Finally, we introduce potential adaptions of the method to generate driver lines through CRISPR/Cas9 insertion of GAL4 downstream of target genes.

Using the GAL4-UAS System for Functional Genetics in Anopheles gambiae

The bipartite GAL4-UAS system is a versatile tool for modification of gene expression in a controlled spatiotemporal manner which permits functional genetic analysis in Anopheles gambiae. The procedures described for using this system are a semi-standardized cloning strategy, sexing and screening of pupae for fluorescent protein markers and embryo fixation.

アノフェレスガンビアにおける機能遺伝学のGAL4-UASシステムの使用

The bipartite GAL4-UAS system is a versatile and powerful tool for functional genetic analysis. The essence of the system is to cross transgenic 'driver' ...

Site-Directed &#966;C31-Mediated Integration and Cassette Exchange in Anopheles Vectors of Malaria

Functional genomic analysis and related strategies for genetic control of malaria rely on validated and reproducible methods to accurately modify the genome of Anopheles mosquitoes. Amongst these methods, the &#966;C31 system allows precise and stable site-directed integration of transgenes, or the substitution of integrated transgenic cassettes via recombinase-mediated cassette exchange (RMCE). This method relies on the action of the Streptomyces &#966;C31 bacteriophage integrase to catalyze recombination between two specific attachment sites designated attP (derived from the phage) and attB (derived from the host bacterium). The system uses one or two attP sites that have been integrated previously into the mosquito genome and attB site(s) in the donor template DNA. Here we illustrate how to stably modify the genome of attP-bearing Anopheles docking lines using two plasmids: an attB-tagged donor carrying the integration or exchange template and a helper plasmid encoding the &#966;C31 integrase. We report two representative results of &#966;C31-mediated site-directed modification: the single integration of a transgenic cassette in An. stephensi and RMCE in An. gambiae mosquitoes. &#966;C31-mediated genome manipulation offers the advantage of reproducible transgene expression from validated, fitness neutral genomic sites, allowing comparative qualitative and quantitative analyses of phenotypes. The site-directed nature of the integration also substantially simplifies the validation of the single insertion site and the mating scheme to obtain a stable transgenic line. These and other characteristics make the &#966;C31 system an essential component of the genetic toolkit for the transgenic manipulation of malaria mosquitoes and other insect vectors.

The protocol describes how to achieve site-directed modifications in the genome of Anopheles malaria mosquitoes using the &#966;C31 system. Modifications described include both the integration and the exchange of transgenic cassettes in the genome of attP-bearing docking lines.

マラリアのアノフェレスベクターにおける部位特異的φC31媒介集積分とカセット交換

Functional genomic analysis and related strategies for genetic control of malaria rely on validated and reproducible methods to accurately modify the ...

Microinjection Method for Anopheles gambiae Embryos

Embryo microinjection techniques are essential for many molecular and genetic studies of insect species. They provide a means to introduce exogenous DNA fragments encoding genes of interest as well as favorable traits into the insect germline in a stable and heritable manner. The resulting transgenic strains can be studied for phenotypic changes resulting from the expression of the integrated DNA to answer basic questions or used in practical applications. Although the technology is straightforward, it requires of the investigator patience and practice to achieve a level of skill that maximizes efficiency. Shown here is a method for microinjection of embryos of the African malaria mosquito, Anopheles gambiae. The objective is to deliver by microinjection exogenous DNA to the embryo so that it can be taken up in the developing germline (pole) cells. Expression from the injected DNA of transposases, integrases, recombinases, or other nucleases (for example CRISPR-associated proteins, Cas) can trigger events that lead to its covalent insertion into chromosomes. Transgenic An. gambiae generated from these technologies have been used for basic studies of immune system components, genes involved in blood-feeding, and elements of the olfactory system. In addition, these techniques have been used to produce An. gambiae strains with traits that may help control the transmission of malaria parasites.

Microinjection Method for Anopheles gambiae Embryos

Microinjection techniques are essential to introduce exogenous genes into the genomes of mosquitoes. This protocol explains a method used by the James laboratory to microinject DNA constructs into Anopheles gambiae embryos to generate transformed mosquitoes.

アノフェレスガンビア胚の微小注入法

Embryo microinjection techniques are essential for many molecular and genetic studies of insect species. They provide a means to introduce exogenous DNA ...

Pupal and Adult Injections for RNAi and CRISPR Gene Editing in Nasonia vitripennis

The jewel wasp, Nasonia vitripennis, has become an efficient model system to study epigenetics of haplo-diploid sex determination, B-chromosome biology, host-symbiont interactions, speciation, and venom synthesis. Despite the availability of several molecular tools, including CRISPR/Cas9, functional genetic studies are still limited in this organism. The major limitation of applying CRISPR/Cas9 technology in N. vitripennis stems from the challenges of embryonic microinjections. Injections of embryos are particularly difficult in this organism and in general in many parasitoid wasps, due to small embryo size and the requirement of a host pupa for embryonic development. To address these challenges, Cas9 ribonucleoprotein complex delivery into female&#160;ovaries by adult injection, rather than embryonic microinjection, was optimized, resulting in both somatic and heritable germline edits. The injection procedures were optimized in pupae and female wasps using either ReMOT Control (Receptor-Mediated Ovary Transduction of Cargo) or BAPC (Branched Amphiphilic Peptide Capsules). These methods are shown to be effective alternatives to embryo injection, enabling site-specific and heritable germline mutations.

Pupal and Adult Injections for RNAi and CRISPR Gene Editing in Nasonia vitripennis

Here, we describe methods for efficient pupal and adult injections in Nasonia vitripennis as accessible alternatives to embryo microinjection, enabling functional analysis of genes of interest using either RNA-silencing via RNA interference (RNAi) or gene knockout via CRISPR/Cas9 genome editing.

ナソニアビトリペニスにおけるRNAiおよびCRISPR遺伝子編集のためのプパルおよび成人注射

The jewel wasp, Nasonia vitripennis, has become an efficient model system to study epigenetics of haplo-diploid sex determination, B-chromosome biology, ...

Effective Oral RNA Interference (RNAi) Administration to Adult Anopheles gambiae Mosquitoes

RNA interference has been a heavily utilized tool for reverse genetic analysis for two decades. In adult mosquitoes, double-stranded RNA (dsRNA) administration has been accomplished primarily via injection, which requires significant time and is not suitable for field applications. To overcome these limitations, here we present a more efficient method for robust activation of RNAi by oral delivery of dsRNA to adult Anopheles gambiae. Long dsRNAs were produced in Escherichia coli strain HT115 (DE3), and a concentrated suspension of heat-killed dsRNA-containing bacteria in 10% sucrose was offered on cotton balls ad-libitum to adult mosquitoes. Cotton balls were replaced every 2 days for the duration of the treatment. Use of this method to target doublesex (a gene involved in sex differentiation) or fork head (which encodes a salivary gland transcription factor) resulted in reduced target gene expression and/or protein immunofluorescence signal, as measured by quantitative Real-Time PCR (qRT-PCR) or fluorescence confocal microscopy, respectively. Defects in salivary gland morphology were also observed. This highly flexible, user-friendly, low-cost, time-efficient method of dsRNA delivery could be broadly applicable to target genes important for insect vector physiology and beyond.

Effective Oral RNA Interference RNAi Administration to Adult Anopheles gambiae Mosquitoes

The oral administration of dsRNA produced by bacteria, a delivery method for RNA interference (RNAi) that is routinely used in Caenorhabditis elegans, was successfully applied here to adult mosquitoes. Our method allows for robust reverse genetics studies and transmission-blocking vector studies without the use of injection.

成虫 のアノフェレスガンビアエ 蚊への効果的な経口RNA干渉(RNAi)投与

RNA interference has been a heavily utilized tool for reverse genetic analysis for two decades. In adult mosquitoes, double-stranded RNA (dsRNA) ...

Mosquito Embryo Microinjection: A Technique to Deliver Exogenous DNA into Embryo Yolk of Anopheles Gambiae to Generate Germline Mutations

Source: Carballar-Lejaraz&#250;, R. et al, <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/62591">Microinjection Method for Anopheles gambiae Embryos.</a> J. Vis. Exp. (2021).
In this video, we demonstrate the delivery of gene drive construct into the embryo of Anopheles gambiae mosquito through embryo microinjection technique. This procedure allows for integration of&#160; delivered DNA construct, through homologous recombination, into the germline cells to generate transformed mosquito population.

蚊胚マイクロインジェクション:ハマダラカの胚卵黄に外因性DNAを送達して生殖細胞変異を生成する技術

Source: Carballar-Lejaraz&#250;, R. et al, Microinjection Method for Anopheles gambiae Embryos. J. Vis. Exp. (2021).
In this video, we demonstrate the ...

RNAiのトリガ配信へ

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世界的な農業害虫昆虫における胚のマイクロインジェクションを介して、核酸の送達、

女性A.ネッタイシマカのモスキートへのdsRNAの注射

成虫（A. gambiae）におけるRNAiのアッセイのためのプロトコル

再現可能な dsRNA のインジェクションと蚊とハエの産卵生物検定

アノフェレスガンビアにおける機能遺伝学のGAL4-UASシステムの使用

マラリアのアノフェレスベクターにおける部位特異的φC31媒介集積分とカセット交換

アノフェレスガンビア胚の微小注入法

ナソニアビトリペニスにおけるRNAiおよびCRISPR遺伝子編集のためのプパルおよび成人注射

成虫のアノフェレスガンビアエ蚊への効果的な経口RNA干渉(RNAi)投与

蚊胚マイクロインジェクション:ハマダラカの胚卵黄に外因性DNAを送達して生殖細胞変異を生成する技術

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成虫 のアノフェレスガンビアエ 蚊への効果的な経口RNA干渉(RNAi)投与

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成虫のアノフェレスガンビアエ蚊への効果的な経口RNA干渉(RNAi)投与