Name: protocols for obtaining zygotic and somatic embryos for studying the regulation of early embryo development in the model legume medicago truncatula
Uploaded: 2015-06-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 32 s
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This research was supported by the Australian Research Council grant CEO348212 and the University of Newcastle. The assistance of Dr. Sam Zhang is acknowledged.

1.接合胚の開発<ol><li>植物素材<ol><li>成長のMedicagoは、14時間の光周期と23℃/ 19℃の昼/夜の温度と温室で野生型Jemalongまたはその付近の同質遺伝子（2HAとして知られている）、非常に再生成可能な遺伝子型Jemalong 2HA 13 truncatula。 <ol><li>ピアース水がシードを入力して、一晩水に浸漬させられるように種子を播種する前に（23 G針で）種皮の表面。完全種子をカバーするために十分な水を追加します。 </li><li>ポッティング混合物中の各直径15cmのポットに3種をまく（10ポットの合計）（粗砂、パーライト、コイア-泥炭（1：1：1）を加えたOsmocote正確な標準の5グラム：徐放性肥料）へと転送温室。植物が登る茎のためにポットとサラウンド当たり1植物はトレリスによってそこにあるように、発芽後の健康な苗を保持します。 </li></ol></li></ol></li><li>収穫ポッド<ol><li> Wからポッドを収集第9に記載されているように、適切な初期胚の段階を取得するためにILDタイプJemalongまたは2HA。 注：異なるポッド段は、図1に示され、対応する胚の段階は、図2に示されています。 </li><li> 表1のとおり基準を使用して、収穫時に異なるポッドステージを確認してください。別々の段階6および7（ 表2）を助けるためにステージ6からの経過時間を測定します。 </li></ol></li><li>ポッドから胚珠を解剖し、胚の段階を確認します<ol><li>必要に応じて単独で微細な鉗子を使用してポッドまたはステレオ解剖顕微鏡とピンセットから胚珠を分離します。必要に応じて胚段階を迅速に標準複合顕微鏡（ 図3B）を用いて確認することができます。 </li><li> 7.5グラムのアラビアゴム、100gの抱水クロラール、5ミリリットルグリセロール、60ミリリットルの脱イオン蒸留水を含む改変ホイヤーの溶液を調製します。 3-5時間または一晩攪拌して溶解します。 </li><li>よりリファインのためD顕微鏡は、修正ホイヤーのソリューション15,16における解剖胚珠をオフにします。慎重に透明になるまで室温で（胚珠をカバーするのに十分）ホイヤーの少量の溶液中で無傷の胚珠と場所を拾います。 </li><li>微分干渉コントラスト（DIC）光学系を有するサンプルを表示します。デジタルカメラ9（ 図2）iwth画像をキャプチャします。 </li><li>ポッドの中央領域から最も均一な胚珠を入手して、必要な数を蓄積します。例えば、 図3Aに示されています。さらに分析するために必要な温度で氷とストアの胚珠（-80°Cのための核酸）を収集します。 注：組織切片の分析の詳細については、透過型電子顕微鏡の場合、およびin situハイブリダイゼーションの論文8,9を参照してください。 </li></ol></li></ol> インビトロでの 2体細胞胚発生<ol><li> Mを使用しますtruncatula品種 T帽子は容易に培養中の胚を形成することができます。葉移植片は、このプロトコルでは2-4ヶ月の古い2HA所13,17を使用しています。 </li><li>延伸ステムの最新ほぼ完全に膨張した三つ葉の葉からチラシを取ります。 </li><li>脱水を避けるために、培養ポットに湿ったペーパータオルで三つ葉の葉をしてください。 注：三つ葉の葉が収穫されると、彼らは最小の遅延で利用する必要があります。 </li><li>培地の調製<ol><li> 9センチメートルペトリ皿で​​4：1：寒天で5培地（V 0.8％W）P4 10を使用してください。 注：P4 10：4：1：5の媒体は、P4の基礎培地18 + 10μM1-ナフタレン酢酸（NAA）、4μM6-ベンジルアミノプリン（BAP）、1μMのアブシジン酸（ABA）および5μMジベレリンで構成されてい酸（GA）。 GA + ABAの使用は、胚形成を促進し、胚の数14での実質的な増加を引き起こします。 </li><li> 1 LのP4基礎媒体を構成します。主要な塩からなる（calciuを作ります、）別途アップメートルマイナー塩およびビタミン（ 表3）、キレート鉄（別途構成する）、カザミノ酸（カゼイン加水分解物）、30gのスクロース、8グラム寒天。 </li><li>適切な分注して-20℃での主要な塩、カルシウム、カザミノ酸、マイナー塩およびビタミンの店舗在庫ソリューションを提供しています。 4℃でキレート鉄を保管してください。 </li><li> •7HのFeSO 4の1.853グラムを添加しながら攪拌しながら、脱イオン蒸留水約900ミリリットル中のNa 2 EDTA•の7.44グラム2H 2 Oを溶解させることによりキレート鉄（200X）を構成する場合、98〜99°Cの解決策をもたらします2 O.成分が溶解されたときに最後に1リットルに構成しています。 4℃で琥珀色の瓶に保管してください。 </li><li> 表4のように原液とP4の基礎媒体を構成する。培地中のホルモンは、10μMNAA、4μMBAP、1μMABA、5μMGA（ 表4および特定の材料表を参照してください）です。 NAAを追加とBAPオートクレーブ処理の前に、オートクレーブし、約55℃に冷却し、注射器に取り付けた0.22μmのフィルターで濾過滅菌を使用した後にABAとGAを追加します。穏やかな旋回によりよく混ぜます。 </li><li>オートクレーブの前に1 M KOHでpHを5.8にメディアを調整します。 20分間121℃でオートクレーブ。 </li><li>濾過滅菌ABAとGAを追加し、層流フードやバイオハザードキャビネットに無菌9センチメートルペトリ皿に約25ミリリットルのメディアを注ぐオートクレーブ後。クールで寒天は蓋をオフにして設定してみましょう。そして、蓋の上に置き、蓋には凝縮水がないことを確認してください。 （蓋コンデンセートを防ぐためにダンボール箱に）4℃で必要とストアとしてラベル。 </li></ol></li><li>葉組織の滅菌<ol><li>紫外線滅菌層流フードやバイオハザードキャビネットに働きます。 </li><li>場所は、以前にオートクレーブし、バネ茶注入器のメッシュボールに残します。 </li><li> CULエタノール：70％（V V）で葉を含む茶注入器を浸し30秒間トゥーレポット。 注：この手順のすべてのステップが使用するために250ミリリットルのオートクレーブ処理されたキャップポリカーボネート培養ポットをねじ込みます。 </li><li>ドレインその後1葉組織を転送し、浸漬：10分間希釈漂白剤（0.5％塩素）：8（V V）。随時穏やかに渦巻きます。 </li><li>漂白剤を排出し、滅菌脱イオン蒸留水を含む培養ポットに茶の注入器を転送します。優しくスワールや余分な水分を排出します。滅菌脱イオン蒸留水の新鮮な培養ポットに1より多くの時間を繰り返します。 </li><li>滅菌脱イオン蒸留水の新鮮な培養ポットに滅菌ピンセットで茶注入器から葉を削除します。無菌キャップをして反転し、旋回によってすすいでください。外植片を調製する準備ができるまで、滅菌水に浮かぶ葉のままにしておきます。 </li></ol></li><li>外植片を準備し、メッキ<ol><li>無菌技術を使用して、メスでエッジから個々の滅菌リーフレットをトリミングし、2つまたはTHRに残りの長方形をカット各外植片（ 図5A）の中心部にあるミッド静脈とEE長方形の外植片（8-10 X 3〜5ミリメートル）。 注：外植片の大きさは最初のカルスを開始で非常に重要です。持ち帰り食品容器から滅菌蓋の切削を行います。 </li><li>直径9cmのペトリ皿（ 図5B）で寒天固化培地上でプレート6の外植片。通常の葉の向きを維持するために、下に植片の背軸側にプレート。 </li><li>皿の周りに延伸パラフィルム（ 図5C）でペトリ皿を密封します。組織は現在、インキュベーションのために準備ができています。 </li></ol></li><li>組織インキュベーション<ol><li>培養期間を通して温度制御室または成長キャビネットに28℃の暗所でプレートをインキュベートします。 注：外植片は、脱分化を開始する細胞分裂、増殖（カルス形成）と胚（分化）を受けることになります。 </li><li>差別explaのサブカルチャー新鮮な培地への3週間後にNTS。この継代培養では、層流フードやバイオハザードキャビネットに、無菌のステンレス鋼製のへらと鉗子を用いて全植片を移します。カルスが発生し、カルスは、 図5Cの最大のもののサイズを超えるように新鮮な培地に継代培養したときに、個々のカルスの50％を転送します。 </li><li>約4週間の最初の胚を観察します。同期の程度はありますが、4-8週間の潜伏期間（ 図6A、B）の上に別の胚の段階を収集します。実験の目的に応じて解剖顕微鏡およびプロセスの下で収集します。 </li><li>外植片を3ヶ月間の胚を生産し続けるように、3週間ごとに継代培養し、定期的に胚を削除します。 </li></ol></li></ol>

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	<li>Gepts, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Legumes+as+a+model+plant+family.+Genomics+for+food+and+feed+report+of+the+cross-legume+advances+through+genomics+conference.">Legumes as a model plant family. Genomics for food and feed report of the cross-legume advances through genomics conference.</a> Plant Physiol. 137 (4), 1228-1235 (2005).</li><li>Graham, P. H., Vance, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Legumes:+importance+and+constraints+to+greater+use.">Legumes: importance and constraints to greater use.</a> Plant Physiol. 131 (3), 872-877 (2003).</li><li>Young, N. 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The authors declare that they have no competing interests.

記載されているプロトコルは比較的単純であり、すべての現代的な細胞および分子技術とマメ科植物の胚発生の調査を可能にします。我々は両方の利点と欠点は、インビボおよびインビトロの方法であることを認識しています。両方とも、未熟種子19の培養に比べて初期胚発生に関する詳細フォーカスを可能にします。 in vivo試験の場?...

収穫面積と総生産1で穀物に2つ目の豆類は、約20,000種およびマメ科（またはマメ科）家族と高等植物の第三位のファミリーです。大豆は第三位の栽培作物です。穀物豆類は、人間の消費の2のための食事性タンパク質と植物油の三分の一の約3分の1を提供します。それらのN 2の固定容量のマメ科植物はまた、持続可能な農業システムに貢献しています。 のMedicago truncatula、大豆のように、その種子の子葉にタンパク質と油を格納し、かなりの遺伝的およびゲノム資源3,4との遺伝的およびゲノムマメ科モデルです。 M.一方、 truncatulaは ​​、それがますますマメ科植物の種子生物学5-7と胚8,9を研究するために採用されているマメ科植物根粒共生4の理解の進歩を可能にしました。シロイヌナズナの胚発生は広範囲に私は10,11を研究し、それされていますSA非マメ及び胚発生の詳細はMedicagoに8,10と同じではありません。 Mの接合体胚発生truncatulaは ​​独特の多下垂、endoployploid懸垂帯および基底転送セル8と、興味深い機能を備えています。 体細胞胚形成（SE）は、一般的に、植物12を再生するために使用されます。マメ科モデルMのtruncatulaは ​​、シードラインJemalong 2HA（2HA）は体細胞胚形成13率の高さを持っている親Jemalongから開発されてきました。生産胚の数は、最近確立された実質的に長い媒体14にジベレリン酸（GA）およびアブシジン酸（ABA）の両方を添加することによって増加しています。 GAとABAは通常拮抗14を作用することが与えられた珍しい相乗的にこの場合はGAとABAの作用します。カルスから生産胚は、胚発生の段階が容易にvisuallを決定することができる表面上で開発しますY、容易に回収しました。胚形成（2HA）と非胚形成されている同質遺伝子系統（Jemalong）の近くに持つことは、体細胞胚形成の調査を容易にし、 インビボおよびインビトロ系の両方持つことは、種々の実験の可能性を提供します。 胚発生の細胞および分子メカニズムを理解することは、種子及び植物の開発を理解するために不可欠です。マメ科植物では、他の双子葉植物のように、それは、ヒトの栄養のために使用される製品を保存胚の子葉です。初期胚は、急速な細胞分裂、正しい胚のパターン形成を伴います。受精後約8日、Mのtruncatula胚は、初期の子葉段階に達します。形態学的特徴を正確に温室条件下で受精後日数で示されていません。このように、発生中の胚の段階を示すために、効率的な標準化されたアプローチは、遺伝的regulの研究に貴重なものです初期の接合体胚のエーション。 本稿では、マメ科植物のモデルMに胚発生の生物学的研究のために開発した胚を収集するために、2つの標準化されたプロトコルを提供しますtruncatula。第1は、第二は、簡単にアクセス大きな胚番号を提供するために、培養葉移植片を介して、体細胞胚形成の間、胚発生およびポッド形態を関連付けることにより、接合胚を収集することです。

<table><tbody><tr><td>P4 medium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td>Use Sigma-Aldrich Chemicals or other analytical grade supplier</td></tr><tr><td>Major salts</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Minor salts</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vitamins</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>Bacto Laboratories</td><td>214010</td><td>Bacto agar</td></tr><tr><td>Plant hormones</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1-Naphthaleneacetic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>N0640</td><td>Dissolve in small amount of 1 M NaOH</td></tr><tr><td>Abscisic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A1049</td><td>Dissolve in small amount of 1 M NaOH</td></tr><tr><td>6-Benzylaminopurine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B3274</td><td>Dissolve in MQ water with heating and few drops 1N HCl</td></tr><tr><td>Gibberellic Acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G7645</td><td>Dissolve in small amount of ethanol</td></tr><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereo dissecting microscope</td><td>Leica</td><td>MZFLIII</td><td>Or similar</td></tr><tr><td>Light microscope</td><td>Zeiss</td><td>Axiophot</td><td>Or similar, with suitable optics</td></tr><tr><td>Digital camera</td><td>Zeiss</td><td>AxioCam HRc</td><td>Or similar</td></tr><tr><td>Sterilising leaves</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>250 mL screw cap polycarbonate container with polypropylene lid</td><td>SARSTEDT</td><td>75.9922.519</td><td>Autoclavable</td></tr></tbody></table>

protocols for obtaining zygotic and somatic embryos for studying the regulation of early embryo development in the model legume medicago truncatula

単一細胞受精卵から始まる初期胚は、急速な細胞分裂や形態形成を通過し、形態学的に前球状、球状、心臓、魚雷と子葉の段階によって特徴づけられます。この進歩的な開発は複雑な分子ネットワークの厳しい規制下にあります。開発の同様の段階で十分な初期胚を収穫することは初期胚の細胞および分子の規制を調査するために不可欠です。 Medicagoにするための、例えば 8日早い子葉段階に到達するためにtruncatulaながら初期胚発生が短い急速な形態形成を受けるので、これは簡単ではありません。ここでは、二つのアプローチによって問題を解決します。最初のものは、接合胚の段階を示すうえで胚発生とポッドの形態との間の結合を確立します。これは、特にポッドスパイラルと棘の開発の数に基づいています。 in vivoでのを補完する別の方法tudiesは体細胞胚を生産するために培養葉の外植片を介してです。オーキシン（1-ナフタレン酢酸）、サイトカイニン（6-ベンジルアミノプリン）、アブシジン酸およびジベレリン酸 - 媒体は珍しいホルモンの組み合わせを含みます。異なる段階は、解剖せずに、カルスから成長している識別することができます。

F -異なる胚の段階は、 図2Aに示されているがF -接合体胚形成のために異なる胚段階に対応する異なるポッド構造が図1Aに示されています。同じ段階でポッドを選択することにより、非常に均一である胚珠のサンプルは、（ 図3A）を得ることができます。 RT-qPCRの胚を使用して、特定の遺伝子が容易に検出され、経時的研究は?...

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Protocols for Obtaining Zygotic and Somatic Embryos for Studying the Regulation of Early Embryo Development in the Model Legume Medicago truncatula

The goal is to illustrate that the model legume Medicago truncatula can be readily utilized to investigate the regulation of early plant embryogenesis to complement the non-legume Arabidopsis model. Pod morphology is linked to zygotic embryogenesis stages and a protocol to collect embryos using tissue culture is also provided.

モデルマメに初期胚発生の調節を研究するための接合体と体細胞胚を得るためのプロトコル<em&gt;のMedicago truncatula</em

Early embryogenesis starting from a single cell zygote goes through rapid cell division and morphogenesis, and is morphologically characterized by ...

protocols-for-obtaining-zygotic-somatic-embryos-for-studying

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Protocols for Obtaining Zygotic and Somatic Embryos for Studying the Regulation of Early Embryo Development in the Model Legume Medicago truncatula

13.9K ビュー.  University of Newcastle, Callaghan, New South Wales, Australia. The goal is to illustrate that the model legume Medicago truncatula can be readily utilized to investigate the regulation of early plant embryogenesis to complement the non-legume Arabidopsis model. Pod morphology is linked to zygotic embryogenesis stages and a protocol to collect embryos using tissue culture is also provided. 

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Primordial Germ Cell Transplantation for CRISPR/Cas9-based Leapfrogging in Xenopus

The creation of mutant lines by genome editing is accelerating genetic analysis in many organisms. CRISPR/Cas9 methods have been adapted for use in the African clawed frog, Xenopus, a longstanding model organism for biomedical research. Traditional breeding schemes for creating homozygous mutant lines with CRISPR/Cas9-targeted mutagenesis have several time-consuming and laborious steps. To facilitate the creation of mutant embryos, particularly to overcome the obstacles associated with knocking out genes that are essential for embryogenesis, a new method called leapfrogging was developed. This technique leverages the robustness of Xenopus embryos to &#34;cut and paste&#34; embryological methods. Leapfrogging utilizes the transfer of primordial germ cells (PGCs) from efficiently-mutagenized donor embryos into PGC-ablated wildtype siblings. This method allows for the efficient mutation of essential genes by creating chimeric animals with wildtype somatic cells that carry a mutant germline. When two F0 animals carrying &#34;leapfrog transplants&#34; (i.e., mutant germ cells) are intercrossed, they produce homozygous, or compound heterozygous, null F1 embryos, thus saving a full generation time to obtain phenotypic data. Leapfrogging also provides a new approach for analyzing maternal effect genes, which are refractory to F0 phenotypic analysis following CRISPR/Cas9 mutagenesis. This manuscript details the method of leapfrogging, with special emphasis on how to successfully perform PGC transplantation.

Primordial Germ Cell Transplantation for CRISPR/Cas9-based Leapfrogging in Xenopus

Genes essential for survival pose technical hurdles for creating mutant lines. Leapfrogging circumvents lethality by combining genome editing with primordial germ cell transplantation to create wild-type animals carrying germline mutations. Leapfrogging also permits the efficient generation of homozygous null mutants in the F1 generation. Here, the transplantation step is demonstrated.

アフリカツメガエルのリープフロッギング CRISPR/Cas9 ベースの始原生殖細胞の移植

The creation of mutant lines by genome editing is accelerating genetic analysis in many organisms. CRISPR/Cas9 methods have been adapted for use in the ...

遺伝学

A Method for Characterizing Embryogenesis in Arabidopsis

Given the highly predictable nature of their development, Arabidopsis embryos have been used as a model for studies of morphogenesis in plants. However, early stage plant embryos are small and contain few cells, making them difficult to observe and analyze. A method is described here for characterizing pattern formation in plant embryos under a microscope using the model organism Arabidopsis. Following the clearance of fresh ovules using Hoyer's solution, the cell number in and morphology of embryos could be observed, and their developmental stage could be determined by differential interference contrast microscopy using a 100X oil immersion lens. In addition, the expression of specific marker proteins tagged with Green Fluorescent Protein (GFP) was monitored to annotate cell identity specification during embryo patterning by confocal laser scanning microscopy. Thus, this method can be used to observe pattern formation in wild-type plant embryos at the cellular and molecular levels, and to characterize the role of specific genes in embryo patterning by comparing pattern formation in embryos from wild-type plants and embryo-lethal mutants. Therefore, the method can be used to characterize embryogenesis in Arabidopsis.

A Method for Characterizing Embryogenesis in Arabidopsis

This protocol outlines a method for observing embryogenesis in Arabidopsis via ovule clearance followed by the inspection of embryo pattern formation under a microscope.

シロイヌナズナの胚発生の特性評価法

Given the highly predictable nature of their development, Arabidopsis embryos have been used as a model for studies of morphogenesis in plants. However, ...

発生生物学

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; for example, how the zygote polarizes to establish the body axis and how the embryo specifies various cell fates during organ formation. This manuscript describes an in vitro ovule culture method to perform live-cell imaging of developing zygotes and embryos of Arabidopsis thaliana. The optimized cultivation medium allows zygotes or early embryos to grow into fertile plants. By combining it with a poly(dimethylsiloxane) (PDMS) micropillar array device, the ovule is held in the liquid medium in the same position. This fixation is crucial to observe the same ovule under a microscope for several days from the zygotic division to the late embryo stage. The resulting live-cell imaging can be used to monitor the real-time dynamics of zygote polarization, such as nuclear migration and cytoskeleton rearrangement, and also the cell division timing and cell fate specification during embryo patterning. Furthermore, this ovule cultivation system can be combined with inhibitor treatments to analyze the effects of various factors on embryo development, and with optical manipulations such as laser disruption to examine the role of cell-cell communication.

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

This manuscript describes an in vitro ovule cultivation method that enables live-cell imaging of Arabidopsis zygotes and embryos. This method is utilized to visualize the intracellular dynamics during zygote polarization and the cell fate specification in developing embryos.

体外受精卵の Live 細胞イメージング偏光とシロイヌナズナの胚パターン形成の胚珠培養

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; ...

Derivation of Stem Cell Lines from Mouse Preimplantation Embryos

Mouse embryonic stem cell (mESC) derivation is the process by which pluripotent cell lines are established from preimplantation embryos. These lines retain the ability to either self-renew or differentiate under specific conditions. Due to these properties, mESC are a useful tool in regenerative medicine, disease modeling, and tissue engineering studies. This article describes a simple protocol to obtain mESC lines with high derivation efficiencies (60-80%) by culturing blastocysts from permissive mouse strains on feeder cells in defined medium supplemented with leukemia inhibitory factor. The protocol can also be applied to efficiently derive mESC lines from non-permissive mouse strains, by the simple addition of a cocktail of two small-molecule inhibitors to the derivation medium (2i medium). Detailed procedures on the preparation and culture of feeder cells, collection and culture of mouse embryos, and derivation and culture of mESC lines are provided. This protocol does not require specialized equipment and can be carried out in any laboratory with basic mammalian cell culture expertise.

This article describes a protocol to efficiently derive and culture pluripotent stem cell lines from mouse embryos at the blastocyst stage.

マウス着床前胚幹細胞の誘導

Mouse embryonic stem cell (mESC) derivation is the process by which pluripotent cell lines are established from preimplantation embryos. These lines ...

Embryo Injections for CRISPR-Mediated Mutagenesis in the Ant Harpegnathos saltator

The unique traits of eusocial insects, such as social behavior and reproductive division of labor, are controlled by their genetic system. To address how genes regulate social traits, we have developed mutant ants via delivery of CRISPR complex into young embryos during their syncytial stage. Here, we provide a protocol of CRISPR-mediated mutagenesis in Harpegnathos saltator, a ponerine ant species that displays striking phenotypic plasticity. H. saltator ants are readily reared in a laboratory setting. Embryos are collected for microinjection with Cas9 proteins and in vitro synthesized small guide RNAs (sgRNAs) using home-made quartz needles. Post-injection embryos are reared outside the colony. Following emergence of the first larva, all embryos and larvae are transported to a nest box with a few nursing workers for further development. This protocol is suitable for inducing mutagenesis for analysis of caste-specific physiology and social behavior in ants, but may also be applied to a broader spectrum of hymenopterans and other insects.

Embryo Injections for CRISPR-Mediated Mutagenesis in the Ant Harpegnathos saltator

Many characteristics of insect eusociality rely on within-colony communication and division of labor. Genetic manipulation of key regulatory genes in ant embryos via microinjection and CRISPR-mediated mutagenesis provides insights into the nature of altruistic behavior in eusocial insects.

アリハルペグナトス塩析装置におけるCRISPRを介した突然変異誘発のための胚注射

The unique traits of eusocial insects, such as social behavior and reproductive division of labor, are controlled by their genetic system. To address how ...

A Simple and Effective Transplantation Device for Zebrafish Embryos

Classical embryological manipulations, such as removing cells and transplanting cells within or between embryos, are powerful techniques to study complex developmental processes. Zebrafish embryos are ideally suited for these manipulations since they are easily accessible, relatively large in size, and transparent. However, previously developed devices for cell removal and transplantation are cumbersome to use or expensive to purchase. In contrast, the transplantation device presented here is economical, easy to assemble, and simple to use. In this protocol, we first introduce the handling of the transplantation device as well as its assembly from commercially and widely available parts. We then present three applications for its use: generation of ectopic clones to study signal dispersal from localized sources, extirpation of cells to produce size-reduced embryos, and germline transplantation to generate maternal-zygotic mutants. Finally, we show that the tool can also be used for embryological manipulations in other species such as the Japanese rice fish medaka.

Embryological manipulations such as extirpation and transplantation of cells are important tools to study early development. This protocol describes a simple and effective transplantation device to perform these manipulations in zebrafish embryos.

ゼブラフィッシュ胚の簡易かつ効果的な移植装置

Classical embryological manipulations, such as removing cells and transplanting cells within or between embryos, are powerful techniques to study complex ...

Preparation of Single-Somite Explants from Zebrafish Embryos

The body axis of vertebrate embryos is periodically subdivided into 3D multicellular units called somites. While genetic oscillations and molecular prepatterns determine the initial length-scale of somites, mechanical processes have been implicated in setting their final size and shape. To better understand the intrinsic material properties of somites, a method is developed to culture single-somite explant from zebrafish embryos. Single somites are isolated by first removing the skin of embryos, followed by yolk removal and sequential excision of neighboring tissues. Using transgenic embryos, the distribution of various sub-cellular structures can be observed by fluorescent time-lapse microscopy. Dynamics of explanted somites can be followed for several hours, thus providing an experimental framework for studying tissue-scale shape changes at single-cell resolution. This approach enables direct mechanical manipulation of somites, allowing for dissection of the material properties of the tissue. Finally, the technique outlined here can be readily extended for explanting other tissues such as the notochord, neural plate, and lateral plate mesoderm.

We present a protocol for isolating single somites from zebrafish embryos, the dynamics of which can be followed in culture for several hours by fluorescence time-lapse microscopy, thus providing a methodology to quantify tissue-scale shape changes at single-cell resolution.

The body axis of vertebrate embryos is periodically subdivided into 3D multicellular units called somites. While genetic oscillations and molecular ...

シングルセルシーケンシングのためのGastrulating Mouse Embryoの単離とジェノタイピング

Single-Cell RNA Sequencing of Mutant Whole Mouse Embryos: From the Epiblast to the End of Gastrulation

Over the last decade, single-cell approaches have become the gold standard for studying gene expression dynamics, cell heterogeneity, and cell states within samples. Before single-cell advances, the feasibility of capturing the dynamic cellular landscape and rapid cell transitions during early development was limited. In this paper, a robust pipeline was designed to perform single-cell and nuclei analysis on mouse embryos from embryonic day E6.5 to E8, corresponding to the onset and completion of gastrulation. Gastrulation is a fundamental process during development that establishes the three germinal layers: mesoderm, ectoderm, and endoderm, which are essential for organogenesis. Extensive literature is available on single-cell omics applied to wild-type perigastrulating embryos. However, single-cell analysis of mutant embryos is still scarce and often limited to FACS-sorted populations. This is partially due to the technical constraints associated with the need for genotyping, timed pregnancies, the count of embryos with desired genotypes per pregnancy, and the number of cells per embryo at these stages. Here, a methodology is presented designed to overcome these limitations. This method establishes breeding and timed pregnancy guidelines to achieve a higher chance of synchronized pregnancies with desired genotypes. Optimization steps in the embryo isolation process coupled with a same-day genotyping protocol (3 h) allow for microdroplet-based single-cell to be performed on the same day, ensuring the high viability of cells and robust results. This method further includes guidelines for optimal nuclei isolations from embryos. Thus, these approaches increase the feasibility of single-cell approaches of mutant embryos at the gastrulation stage. We anticipate that this method will facilitate the analysis of how mutations shape the cellular landscape of the gastrula.

著者スポットライト:系統特異的変異胚をシングルセル分解能で解析するパイプライン

This paper establishes a pipeline for high-quality single-cell and nuclei suspensions of gastrulating mouse embryos for sequencing of single cells and nuclei.

変異体全マウス胚のシングルセルRNAシーケンシング:胚盤葉上から胃腸終末まで

Over the last decade, single-cell approaches have become the gold standard for studying gene expression dynamics, cell heterogeneity, and cell states ...

モデルマメに初期胚発生の調節を研究するための接合体と体細胞胚を得るためのプロトコル

要約

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アフリカツメガエルのリープフロッギング CRISPR/Cas9 ベースの始原生殖細胞の移植

シロイヌナズナの胚発生の特性評価法

体外受精卵の Live 細胞イメージング偏光とシロイヌナズナの胚パターン形成の胚珠培養

マウス着床前胚幹細胞の誘導

アリハルペグナトス塩析装置におけるCRISPRを介した突然変異誘発のための胚注射

ゼブラフィッシュ胚の簡易かつ効果的な移植装置

Preparation of Single-Somite Explants from Zebrafish Embryos

変異体全マウス胚のシングルセルRNAシーケンシング:胚盤葉上から胃腸終末まで

変異体全マウス胚のシングルセルRNAシーケンシング:胚盤葉上から胃腸終末まで

変異体全マウス胚のシングルセルRNAシーケンシング:胚盤葉上から胃腸終末まで