Name: fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (fiona)
Uploaded: 2014-09-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 56 s
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この作品は、NIHの助成金068625、NSF助成1063188と0822613.感謝はウサギの眼の贈り物のために先端科学技術のためのベックマン研究所で博士マリーナMarjanovicに行く生きている細胞の物理学センターによってサポートされていました。

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著者は、彼らが競合する金融利害がないことを宣言します。

フィオナは1ミリ秒4〜8までナノメートルの精度と時間分解能を有する蛍光発光体（有機フルオロフォアまたは量子ドット）の位置を局所化する技術である。十分な光子が収集されると、この技術はより正確に回折限界（〜200 nm）を超える蛍光発光体の位置を決定することができ、したがって、この技術は、従来の/従来の光学顕微鏡4で見られなかったものを観察する道を開く- 8。その発明以来、FIONAは正常にそのようなミオシンやキネシンなどの多くの分子モーターの歩行を観察するに適用されている。さらに最近では、それは、一緒に他の仕事3,19と、そのようなSTORMやPALM 13〜16などの特定の新興の超解像技術のローカリゼーションプロセスに貢献した。 FIONAを達成するための重要なステップは、さまざまなFの影響を受けて収集された光子の数である俳優。例えば、FIONA実験に用いTIRFMのセットアップがよく、良好なPSF（ すなわち等 、ではない、不名誉、延伸しない）が達成されると、妥当な信号対雑音比が得られるように整列されるべきである。また、高NA値の目標は、できるだけ多くの光子を収集するために使用されるべきである。 より多くの光子を収集するために、したがって、ローカリゼーション精度を高めるために、異なる酸素スカベンジャー方法および試薬は、光退色および20〜22を点滅抑制することが検討されている。二つの異なる酸素捕捉方法は、当研究室で使用されてきた。一つは「gloxy」溶液（グルコースオキシダーゼおよびカタラーゼ）20である。他は、PCA / PCDは22について説明した。かつての作品の混合直後、溶液のpHが経時的に変化した後。後者は、化学的に変化しない解決策を保持しますが、8〜10分のインキュベーション時間が必要となる。 Aここに示さsのは、NA = 1.2で60倍水浸対物レンズを用いて厚い試料についてFIONAを拡張することも可能である。これには、以前に使用100X油浸対物レンズ（0.17ミリメートル）よりも長い作動距離（0.27ミリメートル）を有している。厚いサンプルで作業するには、エピ蛍光顕微鏡を使用する必要があります。 TIRFMの低バックグラウンドの利点を犠牲にされていますが、明るい量子ドットを使用しながら、ナノメートルのローカライゼーションの精度は依然として達成可能である。この拡張機能は、厚い組織のイメージングおよび医療用途に有用であろう。 FIONAの適用は、いくつかの態様で制限されている。ローカライゼーション精度が収集された光子の総数に依存するようにまず、FIONAの時間分解能は、通常は損なわれる。第二に、単独でFIONAはまばらに標識された試料に適用することができる。複数の蛍光団がそのような彼らのPSFが重なって十分近い言い換えれば、FIONAは失敗します。また、出射光の散乱は、pが制限され厚い組織イメージングにおいてFIONAのひだ。

1882年頃、エルンスト·アッベは、可視光顕微鏡の分解能は〜λ/ 2NA、または〜200nmの（λは波長であり、NAは開口数である）1,2であることがわかった。したがって、この寸法よりも小さい任意のオブジェクトは、光学顕微鏡の回折限界スポットとして現れる。しかし、非常に高い精度3であるスポットの中心、物体の位置を決定することが可能である。 1ナノメートルの精度（FIONA）と蛍光イメージングは、xy平面4ナノメートルの精度で単一の蛍光団をローカライズするためのシンプルでありながら有用な技術である。局在化の精度σμ（ すなわち 、平均の標準誤差）は、収集された光子の総数に依存する<img alt="式（1）" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/51774/intro_eqn.jpg" width="100" /> Nは、光子計数であり、sは蛍光スポットの標準偏差であり、aはピクセルイメージング検出器の大きさ、bはバックグラウンド3,4の標準偏差である。 〜万光子を放出する蛍光団のために、フィオナは〜1nmの精度4を達成することができます。 FIONA正確静止エミッタの位置、または（十分に速く取り出すことができる画像を仮定して）移動するかを決定するために用いることができる。 FIONAムービーのフレームに順次適用されるため、単一分子4〜8の動きを追跡することができます。光防護試薬は、試料が光分解しないことを保証する必要があるかもしれない。さらに、蛍光物体自体は任意のサイズであってもよい、リミット-側、例えば回折よりも小さいまたは大きいと、その膜上に分散多くの蛍光タンパク質と細胞小器官（〜1ミクロン）で構成することができる。 FIONAを使用すると、まだその平均重心の非常に正確な（ナノメートル）の平均を得ることができる。 FIONAによるローカリゼーション精度の大幅な向上はnanomeを解決することができます時間をかけてタースケールの動き。これは、分子長さスケール4〜8に顕微鏡をプッシュしています。 その発明以来、FIONAの変異体が開発されてきた。例えば1ナノメートルの精度（bFIONA）9と、明視野イメージング、FIONAのわずかな変種、画像や透過光などのメラノソームのin vivo（メラニン色素を含む暗いオブジェクト）などの高密度のオブジェクトを局在する。また、FIONAは、複数の色素を解決するために採用されている。例えば、光退色（エビ）を有する単一分子の高分解能イメージング10,11または単一分子の高解像度の共局在（SHREC）は12が約10nm内の2つの色素を解決するために開発されてきた。さらに最近では、FIONA分析はそのような確率論的光学recoのようなある種の超解像顕微鏡のローカリゼーションプロセスに貢献してきました（ つまり 1が離れて、同一の染料を伝えることができますどのように正確に。、これは解像度であることに注意してください）nstruction顕微鏡（STORM）13〜15と光活性化ローカライゼーション顕微鏡（PALM）16、一時的な暗い蛍光団が励起され、その後、蛍光がローカライズされている。繰り返しエキサイティングかなり低い染料の密度（未満あたりの回折限界スポット）した後、FIONAによってそれらのそれぞれを分析し、蛍光を収集することによって、人は、高解像度のマップを構築することができます。解像度は、ちょうど光子の数によって制限され、各染料が出す、ならびに取得中に（ 例えば 、顕微鏡ステージを含む）試料を静止状態に保つようなもの。 本論文では、FIONA技術の概要と簡単にFIONAが報告されている使用して行われている研究の例を記載している。まず、 すなわち 、FIONA実験のために全反射蛍光顕微鏡（TIRFM）を、必要な機器の設定方法を、光学部品を位置合わせする方法の詳細に記載されている。次に、どのように適切なプロトコルを使用して固定化されたCy3-DNAの単一分子を局在化する上で単純なFIONA実験を行って、図示されている。その後、FIONAの使用は量子ドットで標識された単一の切断型ミオシンVaモータ36 nmのステップサイズを測定することが提示されている。ミオシンVaは、アクチンフィラメントに沿って転位しながら携帯の貨物を運ぶ不可欠プロセッシブモータータンパク質である。ここで、Vaはトランケート構築ミオシンステップサイズとは無関係なドメインを除去するために使用され、およびFLAGタグがC末端に付加して、抗FLAG抗体で官能化量子ドットで標識の容易さを可能にする。この実験は、ミオシンを遅くし、フレーム毎に優れた光子数を得るために十分に長い露光時間の使用を可能にするために、低ATP下で行われる。でも十分に明るい蛍光標識は、以下のプロトコルに置き換えることができる。最後に、厚いサンプルにFIONAの適用を拡張する最近の努力が報告されている。原理証明として、量子ドットは、浸漬したゾル - ゲルおよびウサギの眼の角膜における、その後FIONAを使用して画像化し、ローカライズされた。この目的は、以前に使用100X油浸対物レンズよりも長い作動距離を有するため、撮像のためにNAと、60X浸水対物= 1.2を用いた。客観的に倍率の損失を補償するために、余分な倍率のレンズ（3.3倍または4.0X）が放出路に挿入した。また、落射蛍光（ないTIR）顕微鏡は、厚い試料の深い領域にアクセスするために使用される必要がある。これは、量子ドットは、ゾル - ゲル中の深い浸したことが示されていると、ウサギの眼の角膜（Z&gt; 200ミクロン）に2-3 nmの精度で定位させることができる。

<table><tbody><tr><td>Double-sided tape</td><td>3M</td><td></td><td>~75 &amp;#181;m thick</td></tr><tr><td>EMCCD camera</td><td>Andor Technology</td><td>DU-897E-CS0-#BV</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasonic cleaner</td><td>Branson</td><td>2510</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescence filter set</td><td>Chroma</td><td>49016</td><td></td></tr><tr><td>Actin polymerization buffer&amp;nbsp;</td><td>Cytoskeleton&amp;nbsp;</td><td>BSA02</td><td></td></tr><tr><td>Biotin G-actin</td><td>Cytoskeleton&amp;nbsp;</td><td>AB07</td><td></td></tr><tr><td>G-actin&amp;nbsp;</td><td>Cytoskeleton&amp;nbsp;</td><td>AKL95</td><td></td></tr><tr><td>General actin buffer&amp;nbsp;</td><td>Cytoskeleton&amp;nbsp;</td><td>BSA01</td><td></td></tr><tr><td>Laser shutter (with driver)</td><td>Electro-Optical Products Corp.&amp;nbsp;</td><td>SH-10-MP</td><td></td></tr><tr><td>IDL</td><td>Exelis Visual Information Solutions</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neutravidin&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>PI-31000</td><td></td></tr><tr><td>Coverslip</td><td>Fisherbrand&amp;nbsp;</td><td>22X30-1.5</td><td>0.16-0.19 mm thick</td></tr><tr><td>Microscope slide</td><td>Gold Seal Microslides&amp;nbsp;</td><td>30103X1</td><td>0.93-1.05 mm thick</td></tr><tr><td>Plasma cleaner</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC-001</td><td></td></tr><tr><td>Glass bottom dish&amp;nbsp;</td><td>In Vitro Scientific</td><td>D35-20-1.5-N</td><td></td></tr><tr><td>Cy3-DNA oligos</td><td>Integrated DNA Technologies</td><td></td><td>5&#039;-Cy3/GCCTCGCTGCCGTCGCCA-3&#039;Bio</td></tr><tr><td>Fluorescent beads&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>T-7280</td><td></td></tr><tr><td>Qdot 605-streptavidin&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>Q10101MP</td><td></td></tr><tr><td>Qdot605&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>Q21301MP</td><td></td></tr><tr><td>Qdot705</td><td>Invitrogen</td><td>Q22021MP&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Qdot705 Antibody Conjugation Kit</td><td>Invitrogen</td><td>Q22061MP</td><td></td></tr><tr><td>MATLAB</td><td>MathWorks</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Optical table</td><td>Newport Corp</td><td></td><td>RS4000 Series</td></tr><tr><td>60X Objective</td><td>Nikon</td><td>Plan Apo VC 60x WI</td><td></td></tr><tr><td>100X Objective</td><td>Olympus</td><td>PlanApo 100X/1.45 Oil &amp;infin;/0.17</td><td></td></tr><tr><td>60X Objective</td><td>Olympus</td><td>UPlanApo 60X/1.20W</td><td></td></tr><tr><td>Inverted microscope</td><td>Olympus</td><td>IX71/IX70/IX81</td><td></td></tr><tr><td>Origin</td><td>OriginLab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-FLAG antibody</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F7425-.2MG</td><td></td></tr><tr><td>ATP</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7699</td><td></td></tr><tr><td>BME&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>63689-25ML-F</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7906</td><td></td></tr><tr><td>BSA-biotin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A8549-10MG</td><td></td></tr><tr><td>CK</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C3755</td><td>Creatine Phosphokinase from rabbit muscle</td></tr><tr><td>CP</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P1937</td><td>Phosphocreatine di(tris) salt</td></tr><tr><td>DTT</td><td>Sigma Aldrich</td><td>43815</td><td>DL-Dithiothreitol</td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E3889</td><td>Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-&lt;em&gt;N,N,N&amp;prime;,N&amp;prime;&lt;/em&gt;-tetraacetic acid</td></tr><tr><td>HCl&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>93363-500G</td><td></td></tr><tr><td>HEPES&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H0887</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M1028</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>PCA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>03930590</td><td>Protocatechuic acid&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>PCD</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P8279</td><td>Protocatechuate-3,4-dioxygenase&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>TMOS</td><td>Sigma Aldrich</td><td>341436-25G</td><td>Tetramethyl orthosilicate</td></tr><tr><td>Tris-HCl&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>93363</td><td></td></tr><tr><td>Trolox</td><td>Sigma Aldrich</td><td>238813</td><td>6-hydroxy-2,5,7,8-tetramethylchromane-2-carboxylic acid</td></tr><tr><td>1&amp;rdquo; diameter broadband dielectric mirrors with mounts</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>BB1-E02, KM100</td><td>Quantity: 2</td></tr><tr><td>&amp;frac12;&amp;rdquo; diameter posts</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>TR4</td><td>Quantity &amp;ge; 6</td></tr><tr><td>10X beam expander</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>BE10M-A</td><td></td></tr><tr><td>2&amp;rdquo; diameter f = 300 mm lens with mount</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>LA1256-A, LMR2</td><td>TIR lens</td></tr><tr><td>Fluorescent alignment target&amp;nbsp;</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>VRC2SM1</td><td></td></tr><tr><td>Laser safety goggles</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>LG3</td><td></td></tr><tr><td>ND filter(s)</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>FW1AND</td><td></td></tr><tr><td>Optical beam profiler</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>BP209-VIS</td><td></td></tr><tr><td>Post-mounted iris diaphragm</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>ID25</td><td>Quantity: 2</td></tr><tr><td>Shearing interferometer</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>SI100</td><td></td></tr><tr><td>XYZ translation stage, &amp;frac12;&amp;rdquo; travel&amp;nbsp;</td><td>Thorlabs&amp;nbsp;</td><td>T12XYZ</td><td></td></tr><tr><td>Laser</td><td>World Star Technologies&amp;nbsp;</td><td>TECGL-30</td><td>532 nm, 30 mW</td></tr></tbody></table>

fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (fiona)

1ナノメートルの精度（FIONA）と蛍光イメージングは​​、xy平面上にナノメートルの精度で単一の蛍光団をローカライズするためのシンプルでありながら有用な技術である。ここでFIONA技術の概要が報告され、FIONAを使用して行われている研究の例が簡潔に記載されている。まず、 すなわち 、FIONA実験のために全反射蛍光顕微鏡（TIRFM）を、必要な機器の設定方法を、光学部品を位置合わせする方法の詳細に記載されている。次に、どのように量子ドットで標識された単一の切り捨てミオシンVaモータの36 nmのステップサイズを測定するためFIONAの使用に続いて、適切なプロトコルを使用して固定化したCy3でDNA一分子のローカライズで簡単なFIONA実験を実施するために、例示されている。最後に、厚いサンプルにFIONAのアプリケーションを拡張するための最近の取り組みが報告されている。 &gt;（これは、水浸対物レンズを使用して、それを示され、量子ドットは、ゾル - ゲルおよびウサギの眼の角膜における深い浸し200μm）は、2〜3程度の局在化精度を達成することができる。

典型的な目的型TIRFMの設定は、 図3に示されている。まず、表面に固定化されたCy3-DNA試料を画像化した。代表的な画像が図4aに示されている。画像は、EMゲイン= 50、CCD感度=カメラの12.13と、露光時間を0.5秒とした。単一のCy3-DNA分子の点広がり関数（PSF）は、 図4bに示されるカラーバーは、ピクセル強度のスケールを示す（ 図4aの矢印で示すスポットから）。実際の光子数は、変換係数、α= CCD感度/ EMゲインを画素強度を掛けることによって計算することができる。このスポットは、約14,000の光子（背景補正後）が含まれています。 （X-μx）から2 /（2S×2） - - （y -で＆＃PSFは次に、二次元のガウス関数f（x、y）は= zは0 + A·expの（取り付けられている181; y）が 2 /（2sとyの 2））、 図4dに示されているフィッティング残差）と（ 図4cに示すように、局在化の精度は、それまでに算出される<img alt="式2" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/51774/results_eqn.jpg" width="200" />私= xまたはyを、s iはフィッティングの標準偏差であり、Nは総光子数は、画素サイズであり、bはバックグラウンドの標準偏差である。この特定の例では、N = 14528、= 106.67 nmのは、X = 115.5 nmのS、S yは 109.4ナノメートル=、B = 18.9、σのローカリゼーション精度はx = 1.3 nmおよびσ はy = 1.2nmのことになる。フルオロフォアのローカライゼーション精度、 すなわち 、1 /√Nにほぼ比例する、より多くの光子は、より正確な局在化がある。しかし、FIONAの実際の用途では、実験観察の期間は、別の考慮事項である。したがって1一般的にはローカライズ精度と観測期間の間のトレードオフを実現し、将来の計画を立てる必要があります。そのような状況では、合計でフルオロフォアが光退色する前に発することができ、何の光子を決定するために、通常は有益である。フレーム対光子数の代表的なトレースは、 図4eに示されている。指数関数フィッティングが得られ、平均光子数〜1.4×10 6（ 図4F）。 ミオシンステップサイズ測定のデータ分析プロセスは、図5に示されている。まず、良好な信号対雑音それが歩くように単一のミオシンとビデオファイルをアクチンフィラメントが捕捉される沿っ。 図5aは、ビデオからの3つのフレームを示してい100X油浸対物レンズと100ミリ秒の露出で撮影。移動PSFは次にT検定に通した距離と時間との関係情報を抽出するために、IDLで記述されたカスタムコードを使用して、トリミングされたビデオファイルを介して追跡されます手順については。対時間の距離（赤）と図5bに示し図とステップファインダー出力（白）。各フレームのローカリゼーションエラーはトレースの階段形状をあいまいなので、一つは見たいあまり理論的なステップサイズの半分以上ローカリゼーションエラーに対応する各フレームでの光子数を達成することが重要です。 図5cは 、いくつかのステップを示していガウス分布の真ミオシンステップサイズとしている1つのヒストグラムにまとめ痕跡。ヒストグラムビンのガウスフィットは、35.8±0.4nmでの最終ステップサイズ測定をもたらす。 ゾル - ゲル及び角膜のサンプルは透明であるため、励起レーザはあまり散乱されずに試料中に深く浸透することができる。また、試料からの自家蛍光が最小化される。量子ドットの低濃度で標識した場合には、深い、高い信号対雑音比を有するサンプル中Qドットからの蛍光を収集することができる。ザ·水の目的の使用は、それが離れてカバースリップから限り280として以下を集中することが可能であることを意味し、私たちに270または280ミクロンの作動距離を提供します。これは、私たちは厚い試料における量子ドット上FIONA分析を実行することができます。ゾル-ゲル試料における量子ドットのために、試料への深い280ミクロンでカバーガラスと2-3付近1-2ナノメートルのローカリゼーション精度（ 図6a-6bは ）達成される。生物学的サンプル中の量子ドット（ウサギの眼から角膜の一部、 図6E）、カバーガラスに近い1-2 nmおよび2-3程度の定位精度については、サンプルへの深い〜223ミクロンで（ 図6C-6D）達成される。これは、ローカリゼーション精度が6-7程度の局在化精度が得られたことなく、余分な拡大レンズを使用することによって改善されることに留意されたい。これは、ローカリゼーション精度が〜200から有効画素サイズを変えることによって改善することができることを示す以前の数値的研究と一致する収集された光子の総数が原因追加の反射/屈折18に低くなる可能性があっても、約50 nmのナノメートル。 <img alt="図3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig3highres.jpg" width="500" /> レーザはTIRF状態にあり、レーザは落射照明である場合にb）の天井にレーザーのビーム形状である場合、図3の光学構成。全内部反射蛍光（TIRF）顕微鏡の光学的構成は、a）の写真である。 <img alt="図4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig4highres.jpg" width="500" /> 固定化されたCy3-DNAの図4局在たCy3-DNA は、a）CCDイメージ（256×256ピクセル）。単一のCy3-DNA分子のb）は、CCDイメージ、黄で示さa）のc）の 2次元ガウス関数を有する単一のCy3-DNA分子の点広がり関数をフィッティングが低い矢印d）の Cからのフィッティング残差）の。e）のフォトンフレーム番号対数える。f）に流通光退色の前のCy3分子によって放出される光子の数。 <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/51774/51774fig4highres.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図5" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig5highres.jpg" width="500" /> FIONAで観測された図5ミオシン歩く。 a）は 、例えばデータファイルからフレームは= 0秒、30秒、および60秒のtに対応する。ミオシンQドット構築物は、直線経路に沿って入居し、すべてのフレームで優れた光子数（&gt; 5000）を有する。各フレームyieへFIONAのb）の応用LDS赤でプロットされた距離対時間トレース。 T-検定に基づいて、ステップ探知アルゴリズムは、個別のステップを抽出するために使用され、その出力は、白でオーバーレイされる。ステップサイズは、ナノメートル単位で白のラベルが付いています。複数のトレースからc）のステップは、ヒストグラムで組み合わされる。測定されたステップサイズはガウス分布の約35.8±0.4nmである。 <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/51774/51774fig5highres.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図6" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig6highres.jpg" width="500" /> 図6の厚さのサンプルの深い量子ドット上FIONA分析。ゾル-ゲル中のQD 605のa）の蛍光像のZ 90X倍率。 とb = 280μm）のQDの点広がり関数では）でマーク。 σ はx = 2。6nmのは、σyは 2.3ナノメートル=。 XおよびY軸における各ユニットは、QDのPSF）は（c）にマーク360X倍率d）のとZ = 223ミクロンでウサギ角膜組織におけるQD 655の266.7ナノメートル。c）の蛍光画像を表す。 σ はx = 2.2nmで、σyは 3.6ナノメートル=。 XとY軸方向の各ユニットは、44.4ナノメートルを表します。e）のカバーガラスに搭載された角膜組織の写真。 <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/51774/51774fig6highres.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy FIONA

シングルフルオロフォアはFIONAを使用して、ナノメートルの精度で定位させることができる。ここでFIONA技術の概要が報告され、そしてどのようにFIONA実験を実施する方法について説明する。

ワンナノメートルの精度で蛍光イメージング（FIONA）

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy (FIONA)

17.6K ビュー.  University of Illinois at Urbana-Champaign. シングルフルオロフォアはFIONAを使用して、ナノメートルの精度で定位させることができる。ここでFIONA技術の概要が報告され、そしてどのようにFIONA実験を実施する方法について説明する。 

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Compact Quantum Dots for Single-molecule Imaging

Single-molecule imaging is an important tool for understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the spatial and temporal heterogeneity of molecular behaviors that underlie cellular biology 1-4. To image an individual molecule of interest, it is typically conjugated to a fluorescent tag (dye, protein, bead, or quantum dot) and observed with epifluorescence or total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy. While dyes and fluorescent proteins have been the mainstay of fluorescence imaging for decades, their fluorescence is unstable under high photon fluxes necessary to observe individual molecules, yielding only a few seconds of observation before complete loss of signal. Latex beads and dye-labeled beads provide improved signal stability but at the expense of drastically larger hydrodynamic size, which can deleteriously alter the diffusion and behavior of the molecule under study.
Quantum dots (QDs) offer a balance between these two problematic regimes. These nanoparticles are composed of semiconductor materials and can be engineered with a hydrodynamically compact size with exceptional resistance to photodegradation 5. Thus in recent years QDs have been instrumental in enabling long-term observation of complex macromolecular behavior on the single molecule level. However these particles have still been found to exhibit impaired diffusion in crowded molecular environments such as the cellular cytoplasm and the neuronal synaptic cleft, where their sizes are still too large 4,6,7.
Recently we have engineered the cores and surface coatings of QDs for minimized hydrodynamic size, while balancing offsets to colloidal stability, photostability, brightness, and nonspecific binding that have hindered the utility of compact QDs in the past 8,9. The goal of this article is to demonstrate the synthesis, modification, and characterization of these optimized nanocrystals, composed of an alloyed HgxCd1-xSe core coated with an insulating CdyZn1-yS shell, further coated with a multidentate polymer ligand modified with short polyethylene glycol (PEG) chains (Figure 1). Compared with conventional CdSe nanocrystals, HgxCd1-xSe alloys offer greater quantum yields of fluorescence, fluorescence at red and near-infrared wavelengths for enhanced signal-to-noise in cells, and excitation at non-cytotoxic visible wavelengths. Multidentate polymer coatings bind to the nanocrystal surface in a closed and flat conformation to minimize hydrodynamic size, and PEG neutralizes the surface charge to minimize nonspecific binding to cells and biomolecules. The end result is a brightly fluorescent nanocrystal with emission between 550-800 nm and a total hydrodynamic size near 12 nm. This is in the same size range as many soluble globular proteins in cells, and substantially smaller than conventional PEGylated QDs (25-35 nm).

We describe the preparation of colloidal quantum dots with minimized hydrodynamic size for single-molecule fluorescence imaging. Compared to conventional quantum dots, these nanoparticles are similar in size to globular proteins and are optimized for single-molecule brightness, stability against photodegradation, and resistance to nonspecific binding to proteins and cells.

1分子蛍光イメージングのためのコンパクトな量子ドット

Single-molecule imaging is an important tool for  understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the  spatial and temporal ...

工学

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such imaging experiments in higher vertebrates such as mammals generally requires surgical access to the system under study. The optical accessibility of embryonic and larval zebrafish allows such invasive procedures to be circumvented and permits imaging in the intact organism. Indeed the zebrafish is now a well-established model to visualize dynamic cellular behaviors using in vivo microscopy in a wide range of developmental contexts from proliferation to migration and differentiation. A more recent development is the increasing use of zebrafish to study subcellular events including mitochondrial trafficking and centrosome dynamics. The relative ease with which these subcellular structures can be genetically labeled by fluorescent proteins and the use of light microscopy techniques to image them is transforming the zebrafish into an in vivo model of cell biology. Here we describe methods to generate genetic constructs that fluorescently label organelles, highlighting mitochondria and centrosomes as specific examples. We use the bipartite Gal4-UAS system in multiple configurations to restrict expression to specific cell-types and provide protocols to generate transiently expressing and stable transgenic fish. Finally, we provide guidelines for choosing light microscopy methods that are most suitable for imaging subcellular dynamics.

Imaging the dynamic behavior of organelles and other subcellular structures in vivo can shed light on their function in physiological and disease conditions. Here, we present methods for genetically tagging two organelles, centrosomes and mitochondria, and imaging their dynamics in living zebrafish embryos using wide-field and confocal microscopy.

リビングゼブラフィッシュ胚における細胞内構造のイメージング

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

発生生物学

High-resolution Spatiotemporal Analysis of Receptor Dynamics by Single-molecule Fluorescence Microscopy

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., kinetics, coexistence of different states and populations, transient interactions), which are typically hidden in ensemble measurements, such as those obtained with standard biochemical or microscopy methods. Thus, dynamic events, such as receptor-receptor interactions, can be followed in real time in a living cell with high spatiotemporal resolution. This protocol describes a method based on labeling with small and bright organic fluorophores and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy to directly visualize single receptors on the surface of living cells. This approach allows one to precisely localize receptors, measure the size of receptor complexes, and capture dynamic events such as transient receptor-receptor interactions. The protocol provides a detailed description of how to perform a single-molecule experiment, including sample preparation, image acquisition and image analysis. As an example, the application of this method to analyze two G-protein-coupled receptors, i.e., &#946;2-adrenergic and &#947;-aminobutyric acid type B (GABAB) receptor, is reported. The protocol can be adapted to other membrane proteins and different cell models, transfection methods and labeling strategies.

This protocol describes how to use total internal reflection fluorescence microscopy to visualize and track single receptors on the surface of living cells and thereby analyze receptor lateral mobility, size of receptor complexes as well as to visualize transient receptor-receptor interactions. This protocol can be extended to other membrane proteins.

単一分子蛍光顕微鏡による受容体ダイナミクスの高分解能時空間解析

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., ...

生物工学

From Fast Fluorescence Imaging to Molecular Diffusion Law on Live Cell Membranes in a Commercial Microscope

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the regulation of many cellular functions. However, due to the fast dynamics and the tiny structures involved, a very high spatio-temporal resolution is required to catch the real behavior of molecules. Here we present the experimental protocol for studying the dynamics of fluorescently-labeled plasma-membrane proteins and lipids in live cells with high spatiotemporal resolution. Notably, this approach doesn&#8217;t need to track each molecule, but it calculates population behavior using all molecules in a given region of the membrane. The starting point is a fast imaging of a given region on the membrane. Afterwards, a complete spatio-temporal autocorrelation function is calculated correlating acquired images at increasing time delays, for example each 2, 3, n repetitions. It is possible to demonstrate that the width of the peak of the spatial autocorrelation function increases at increasing time delay as a function of particle movement due to diffusion. Therefore, fitting of the series of autocorrelation functions enables to extract the actual protein mean square displacement from imaging (iMSD), here presented in the form of apparent diffusivity vs average displacement. This yields a quantitative view of the average dynamics of single molecules with nanometer accuracy. By using a GFP-tagged variant of the Transferrin Receptor (TfR) and an ATTO488 labeled 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (PPE) it is possible to observe the spatiotemporal regulation of protein and lipid diffusion on &#181;m-sized membrane regions in the micro-to-milli-second time range.

Spatial distribution and temporal dynamics of plasma membrane proteins and lipids is a hot topic in biology. Here this issue is addressed by a spatio-temporal image fluctuation analysis that provides conceptually the same physical quantities of single particle tracking, but it uses small molecular labels and standard microscopy setups.

商業顕微鏡でのライブ細胞膜上の分子拡散法への高速蛍光イメージングから

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the ...

Visualizing Single Molecular Complexes In Vivo Using Advanced Fluorescence Microscopy

Full insight into the mechanisms of living cells can be achieved only by investigating the key processes that elicit and direct events at a cellular level. To date the shear complexity of biological systems has caused precise single-molecule experimentation to be far too demanding, instead focusing on studies of single systems using relatively crude bulk ensemble-average measurements. However, many important processes occur in the living cell at the level of just one or a few molecules; ensemble measurements generally mask the stochastic and heterogeneous nature of these events. Here, using advanced optical microscopy and analytical image analysis tools we demonstrate how to monitor proteins within a single living bacterial cell to a precision of single molecules and how we can observe dynamics within molecular complexes in functioning biological machines. The techniques are directly relevant physiologically. They are minimally-perturbative and non-invasive to the biological sample under study and are fully attuned for investigations in living material, features not readily available to other single-molecule approaches of biophysics. In addition, the biological specimens studied all produce fluorescently-tagged protein at levels which are almost identical to the unmodified cell strains ("genomic encoding"), as opposed to the more common but less ideal approach for generating significantly more protein than would occur naturally ('plasmid expression'). Thus, the actual biological samples which will be investigated are significantly closer to the natural organisms, and therefore the observations more relevant to real physiological processes.

Visualizing Single Molecular Complexes In Vivo Using Advanced Fluorescence Microscopy

Here we demonstrate the protocols for performing single-molecule fluorescence microscopy on living bacterial cells to enable functional molecular complexes to be detected, tracked and quantified.

単一分子複合体の可視化インビボでの高度な蛍光顕微鏡を用いて

Full insight into the mechanisms of living cells can be achieved only by investigating the key processes that elicit and direct events at a cellular ...

生物学

Conducting Multiple Imaging Modes with One Fluorescence Microscope

Fluorescence microscopy is a powerful tool to detect biological molecules in situ and monitor their dynamics and interactions in real-time. In addition to conventional epi-fluorescence microscopy, various imaging techniques have been developed to achieve specific experimental goals. Some of the widely used techniques include single-molecule fluorescence resonance energy transfer (smFRET), which can report conformational changes and molecular interactions with angstrom resolution, and single-molecule detection-based super-resolution (SR) imaging, which can enhance the spatial resolution approximately ten&#160;to twentyfold compared to diffraction-limited microscopy. Here we present a customer-designed integrated system, which merges multiple imaging methods in one microscope, including conventional epi-fluorescent imaging, single-molecule detection-based SR imaging, and multi-color single-molecule detection, including smFRET imaging. Different imaging methods can be achieved easily and reproducibly by switching optical elements. This set-up is easy to adopt by any research laboratory in biological sciences with a need for routine and diverse imaging experiments at a reduced cost and space relative to building separate microscopes for individual purposes.

Here we present a practical guide of building an integrated microscopy system, which merges conventional epi-fluorescent imaging, single-molecule detection-based super-resolution imaging, and multi-color single-molecule detection, including single-molecule fluorescence resonance energy transfer imaging, into one set-up in a cost-efficient way.

1 蛍光顕微鏡を用いた複数の画像モードを実施

Fluorescence microscopy is a powerful tool to detect biological molecules in situ and monitor their dynamics and interactions in real-time. In addition to ...

Three-dimensional Imaging of Bacterial Cells for Accurate Cellular Representations and Precise Protein Localization

The shape of a bacterium is important for its physiology. Many aspects of cell physiology such as cell motility, predation, and biofilm production can be affected by cell shape. Bacterial cells are three-dimensional (3D) objects, although they are rarely treated as such. Most microscopy techniques result in two-dimensional (2D) images leading to the loss of data pertaining to the actual 3D cell shape and localization of proteins. Certain shape parameters, such as Gaussian curvature (the product of the two principal curvatures), can only be measured in 3D because 2D images do not measure both principal curvatures. Additionally, not all cells lie flat when mounting and 2D imaging of curved cells may not accurately represent the shapes of these cells. Accurately measuring protein localization in 3D can help determine the spatial regulation and function of proteins. A forward convolution technique has been developed that uses the blurring function of the microscope to reconstruct 3D cell shapes and to accurately localize proteins. Here, a protocol for preparing and mounting samples for live cell imaging of bacteria in 3D both to reconstruct an accurate cell shape and to localize proteins is described. The method is based on simple sample preparation, fluorescent image acquisition, and MATLAB-based image processing. Many high-quality fluorescent microscopes can be simply modified to take these measurements. These cell reconstructions are computationally intensive and access to high-throughput computational resources is recommended, although not necessary. This method has been successfully applied to multiple bacterial species and mutants, fluorescent imaging modalities, and microscope manufacturers.

This protocol explains how to prepare and mount bacterial samples for live three-dimensional imaging and how to reconstruct the three-dimensional shape of E. coli from those images.

正確な細胞表現と正確なタンパク質局在化のための細菌細胞の三次元イメージング

The shape of a bacterium is important for its physiology. Many aspects of cell physiology such as cell motility, predation, and biofilm production can be ...

免疫・感染学

Super-resolution Imaging of the Bacterial Division Machinery

Bacterial cell division requires the coordinated assembly of more than ten essential proteins at midcell1,2. Central to this process is the formation of a ring-like suprastructure (Z-ring) by the FtsZ protein at the division plan3,4. The Z-ring consists of multiple single-stranded FtsZ protofilaments, and understanding the arrangement of the protofilaments inside the Z-ring will provide insight into the mechanism of Z-ring assembly and its function as a force generator5,6. This information has remained elusive due to current limitations in conventional fluorescence microscopy and electron microscopy. Conventional fluorescence microscopy is unable to provide a high-resolution image of the Z-ring due to the diffraction limit of light (~200 nm). Electron cryotomographic imaging has detected scattered FtsZ protofilaments in small C. crescentus cells7, but is difficult to apply to larger cells such as E. coli or B. subtilis. Here we describe the application of a super-resolution fluorescence microscopy method, Photoactivated Localization Microscopy (PALM), to quantitatively characterize the structural organization of the E. coli Z-ring8.
	PALM imaging offers both high spatial resolution (~35 nm) and specific labeling to enable unambiguous identification of target proteins. We labeled FtsZ with the photoactivatable fluorescent protein mEos2, which switches from green fluorescence (excitation = 488 nm) to red fluorescence (excitation = 561 nm) upon activation at 405 nm9. During a PALM experiment, single FtsZ-mEos2 molecules are stochastically activated and the corresponding centroid positions of the single molecules are determined with &lt;20 nm precision. A super-resolution image of the Z-ring is then reconstructed by superimposing the centroid positions of all detected FtsZ-mEos2 molecules.
	Using this method, we found that the Z-ring has a fixed width of ~100 nm and is composed of a loose bundle of FtsZ protofilaments that overlap with each other in three dimensions. These data provide a springboard for further investigations of the cell cycle dependent changes of the Z-ring10 and can be applied to other proteins of interest.

We describe a super-resolution imaging method to probe the structural organization of the bacterial FtsZ-ring, an essential apparatus for cell division. This method is based on quantitative analyses of photoactivated localization microscopy (PALM) images and can be applied to other bacterial cytoskeletal proteins.

細菌分裂機械の超解像イメージング

Bacterial cell division requires the coordinated  assembly of more than ten essential proteins at midcell1,2. Central  to this process is the formation of ...

Simultaneous Multicolor Imaging of Biological Structures with Fluorescence Photoactivation Localization Microscopy

Localization-based super resolution microscopy can be applied to obtain a spatial map (image) of the distribution of individual fluorescently labeled single molecules within a sample with a spatial resolution of tens of nanometers. Using either photoactivatable (PAFP) or&#160;photoswitchable (PSFP) fluorescent proteins fused to proteins of interest, or organic dyes conjugated to antibodies or other molecules of interest, fluorescence photoactivation localization microscopy (FPALM) can simultaneously image multiple species of molecules within single cells. By using the following approach, populations of large numbers (thousands to hundreds of thousands) of individual molecules are imaged in single cells and localized with a precision of ~10-30 nm. Data obtained can be applied to understanding the nanoscale spatial distributions of multiple protein types within a cell. One primary advantage of this technique is the dramatic increase in spatial resolution: while diffraction limits resolution to ~200-250 nm in conventional light microscopy, FPALM can image length scales more than an order of magnitude smaller. As many biological hypotheses concern the spatial relationships among different biomolecules, the improved resolution of FPALM can provide insight into questions of cellular organization which have previously been inaccessible to conventional fluorescence microscopy. In addition to detailing the methods for sample preparation and data acquisition, we here describe the optical setup for FPALM. One additional consideration for researchers wishing to do super-resolution microscopy is cost: in-house setups are significantly cheaper than most commercially available imaging machines. Limitations of this technique include the need for optimizing the labeling of molecules of interest within cell samples, and the need for post-processing software to visualize results. We here describe the use of PAFP and PSFP expression to image two protein species in fixed cells. Extension of the technique to living cells is also described.

We demonstrate the use of fluorescence photo activation localization microscopy (FPALM) to simultaneously image multiple types of fluorescently labeled molecules&#160;within cells. The techniques described yield the localization of thousands to hundreds of thousands of individual fluorescent labeled proteins, with a precision of tens of nanometers&#160;within single cells.

Localization-based super resolution microscopy can be applied to obtain a spatial map (image) of the distribution of individual fluorescently labeled ...

Combining Single-molecule Manipulation and Imaging for the Study of Protein-DNA Interactions

The paper describes the combination of optical tweezers and single molecule fluorescence detection for the study of protein-DNA interaction. The method offers the opportunity of investigating interactions occurring in solution (thus avoiding problems due to closeby surfaces as in other single molecule methods), controlling the DNA extension and tracking interaction dynamics as a function of both mechanical parameters and DNA sequence. The methods for establishing successful optical trapping and nanometer localization of single molecules are illustrated. We illustrate the experimental conditions allowing the study of interaction of lactose repressor (lacI), labeled with Atto532, with a DNA molecule containing specific target sequences (operators) for LacI binding. The method allows the observation of specific interactions at the operators, as well as one-dimensional diffusion of the protein during the process of target search. The method is broadly applicable to the study of protein-DNA interactions but also to molecular motors, where control of the tension applied to the partner track polymer (for example actin or microtubules) is desirable.

Here we describe the instrumentation and methods for detecting single fluorescently-labeled protein molecules interacting with a single DNA molecule suspended between two optically trapped microspheres.

タンパク質-DNA相互作用の研究のための単一分子マニピュレーションとイメージングを組み合わせる

The paper describes the combination of optical tweezers and single molecule fluorescence detection for the study of protein-DNA interaction. The method ...