Name: using fluorescent proteins to monitor glycosome dynamics in the african trypanosome
Uploaded: 2014-08-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 4 s
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This work was funded by the Creative Inquiry Program for Undergraduate Research and the Calhoun Honors College at Clemson University.

1。一般トリパノソーマ畜産<ol><li> SDM79メディア製剤（ 表1）の固形分を秤量する。 </li><li> 50円錐mlまたはジップロック袋に入れて、4℃で保存する。 NOTE：試薬は、少なくとも6ヶ月間安定である。 </li><li> 37℃の水浴中でウシ胎児血清（FBS）を解凍し、逆さにして、定期的に混ぜる。注：FBSを滅菌溶液として供給者から受信される。 FBSを滅菌フィルターは、寄生虫の増殖を支持する能力を低下させる。 </li><li>全体瓶を解凍されると、熱が血清成分の沈殿を最小限にするために定期的に混合し、56℃の水浴中で30分間、血清を不活性化する。 </li><li>ペニシリン/ストレプトマイシン溶液（ペニシリン/ストレプトマイシン）、ヘミン（50mMのNaOH中2 mg / ml）を、室温で基礎培地イーグルビタミン溶液を解凍する。 </li><li>千ミリリットルメスシリンダーに、液体成分（ 表2）にSDM79固形物（ 表1）20.2gのを追加し、攪拌プレート上でよく混合する。 </li><li> 7.35にpHを調整し、水で850ミリリットルにボリュームを持って来る。 </li><li>フィルタは、フィルタボトルの底に真空ホースを取り付けることによってメディアを滅菌する。溶液が濾過されるまで吸引する。 </li><li>バイオセーフティキャビネット内でフィルタートップを外し、不活性化FBS、熱の150ミリリットルを追加します。無菌キャップとシールメディアボトルからプラスチック製のカバーを取り外します。 </li><li>以下の例外を除いてSDM79と同じようにSDM80メディアを準備します。グルコースまたはグルコサミンを追加し、グルタミンを含まないMEMを使用しないでください。 FBS熱不活性の150ミリリットルの代わりに、135不活性化FBS透析し、熱の加えて、不活性化FBS、熱の15ミリリットルを追加します。 </li><li> 27℃で10ミリリットル適切な培地で25cm 2のフラスコを5％CO 2中で培養PCF寄生虫。注：細胞は、血球計またはフローサイトメーターを使用して毎日計数されるべきである（セクション6を参照）、培養物を1×10 5〜5×10 6細胞/ mlの間の密度で維持されるべきである。 </li></ol> 2 Trは蛍光レポーター構築とPCF寄生虫のansfection 注：強化された黄色蛍光タンパク質に融合されたアルドラーゼのペルオキシソーム標的配列（PTS2）を含むレポータータンパク質は、寄生虫で表現され、グライコダイナミクスに従ってください。融合タンパク質をコードする配列はprocyclinプロモーターおよびチューブリン遺伝子間領域、ゲノムへの直接相同組換えおよび選択のためのブラストサイジン耐性遺伝子を含むpXS2bla 12にクローニングされる。 PTS2eYFP：T7ポリメラーゼおよびテトラサイクリンリプレッサー（PF29-13）をコードする遺伝子を保有するProcyclic細胞株をターゲティング構築物、pXS2で形質転換される。 <ol><li> 表3に示す成分を混合することによってcytomixを準備します。フィルター滅菌し、室温で保管してください。 </li><li> DNA（1μgの/μl）を、5μlの制限酵素バッファー、33μlの水10μlをピペットによりMluIでプラスミドDNAを線状化し、2μ;マイクロ遠心チューブにMluIで酵素のlである。 1時間37℃でインキュベートする。 </li><li>制限は、制限酵素消化に結合緩衝液の1容量を加えることによって消化精製する。ボルテックスで結合バッファーおよび消化したDNAを混ぜる。簡単に言えばチューブの底にサンプルを収集するために遠心する。 </li><li> 2 mlのコレクションチューブにDNA結合列を挿入し、転送は、カラムへのDNA /結合緩衝液を消化した。 </li><li> 1分間のを10,000×g遠心します。遠心分離の後、コレクションチューブからろ液を廃棄し、コレクションチューブにカラムを返す。 </li><li> SPWの700μlを加え、1分間10,000×gでバッファリングし、遠心洗浄する。 </li><li>コレクションチューブからろ液を捨てる、コレクションチューブにカラムを返し、SPW洗浄工程および遠心分離を繰り返します。 </li><li>残留エタノールを除去するために万×gでろ液を廃棄し、回収用チューブにカラムを戻し、3分間遠心空の列。 </li><li>バイオセーフティキャビネットでは、列を捨てる滅菌マイクロチューブ内lectionチューブと場所の列。 </li><li> 、DNAを溶出カラムに滅菌水を25μl加え、2分間室温でインキュベートする。 1分間万×gで遠心分離する。 </li><li>カラムへのバイオセーフティーフード内で無菌水の別の25μLを加え、2分間室温でインキュベートする。 </li><li> 1分間のを10,000×gの速度で遠心分離。 </li><li>バイオセーフティキャビネットでは、新しい滅菌マイクロチューブにDNAのボリューム全体を転送します。注：この手順は、遠心分離中に開いた蓋からの汚染を防ぐことができます。 </li><li>フィルター滅菌cytomix400μlの滅菌し、精製し、線状化DNA（10μgの）を追加します。 </li><li> RTで15分間、800×gでの遠心分離によって5×10 7〜10 8細胞をセクション6で説明し、収穫などの細胞を数える。 </li><li>上澄みを捨て、1mlの血清学的ピペットを用いてDNA + cytomix450μlの中で細胞ペレットを再懸濁します。 </li><li> CEを含む転送ソリューション<html> LLSは、DNA、エレクトロポレーションチャンバー内の滅菌4mmのギャップキュベットと場所キュベットにcytomix。 </li><li> 「指数関数的減衰」を選択し、手動で次の設定に入力します。電圧：1.5 kVの、静電容量：25 MF、抵抗：Ω、およびキュベット：4ミリメートルを。プレスパルス。パルスが完了すると、エレクトロポレーションチャンバーからキュベットを削除し、バイオセーフティキャビネットに戻ります。 </li><li>新しい無菌フラスコ、ピペットSDM79 10mlに。 SDM79 10mlでフラスコに転換された細胞を転送します。 </li><li> 27°C、5％CO 2で24時間薬剤選択なしにインキュベートする。 24時間後、G418（15μg/ ml）を、ハイグロマイシン（50μg/ ml）を、およびブラストサイ（10μg/ mlの）を追加します。薬物とのSDM79 9mlの中に薬物との形質転換細胞の1ミリリットルを渡します。 </li><li>細胞は蛍光性であり、そして1×10 7 / mlの細胞密度に達したときのセクション6で説明し7として毎日の細胞を分析し、（3.1〜3.3）の長期保存のためstabilatesを作る。 </li></ol>ve_title &quot;&gt; 3。Stabilatesを作る<ol><li>メディアを凍結するために、cytomixする100％グリセロールおよびフィルター滅菌し、等量の追加。 </li><li>クリオバイアル中の細胞の800μlの（1×10 7）に凍結200μlの培地を追加し、2発泡スチロールのラック間反転と場所によって穏やかに混合し、-80℃で凍結する。 </li><li> （〜24時間）、冷凍したら、液体窒素に細胞を移す。 NOTE：-80℃での長期保存は、細胞生存率の低下につながるようにこれは、24時間後にLN 2に細胞を移動させることが重要である。 </li></ol> 4。解凍冷凍株式<ol><li> -80℃から凍結バイアルを取り出し、約10分間RTで解凍。 </li><li>ピペット新しい無菌フラスコに薬物とのSDM79の9ミリリットル。このフラスコに解凍した細胞を追加します。新しいフラスコ（1×10 5 / mlの最終濃度）でSDM79の9ミリリットルにこの培養液1mlを加えることによって、細胞1:10渡します。 </li><li>細胞を10 7 / mlの密度に到達する前に、フローサイトメータ設定を開始するアップおよび希釈アッセイ。 </li></ol> 5。サイトメーターのセットアップ<ol><li>フローサイトメーターの電源を入れ、CFLOW·プラス·プログラムを開きます。注：いずれかのサンプルを実行する前に、流体工学、工程5.2から5.7に応じてバックフラッシュと洗い流してください。 </li><li> SIPは、空のチューブを格納したナノ純水のチューブを交換してください。 </li><li> 「バックフラッシュ」ボタンを選択します。 </li><li>バックフラッシュが完了すると、SIPからマイクロチューブを取り外して廃棄します。 </li><li>一口に新しいナノ純水1mlを含む新しいマイクロチューブを置きます。 </li><li> CFLOWプログラムで新しい井戸を選択します。 「ファイル名を指定して実行制限」の下に2分間の時間を設定します。 「流体工学」の下に「高速」と「ファイル名を指定して実行」を選択します。 </li><li> 2分の制限時間が終了すると、「サンプルデータの削除」ボタンをクリックしてください。 </li></ol>フローサイトメーターを使用して6細胞計数<ol><li>カウントされるサンプルと水を交換してください。セット」速い」から「制限」30秒、「流体工学を実行」を選択してから「ファイル名を指定して実行」。 </li><li> 30秒の時間制限がCFLOW、完了したプラスμlの「最後の実行」各培養を繰り返しカウントの下でイベントを/提供した後。注：細胞は1×10 7細胞/ mlに到達する前に、希釈アッセイを進める。 1希釈アッセイが完了した後、細胞を中止すること。長期間培養した細胞は、環境条件に反応する能力を失う。 </li></ol>フローサイトメーターを使用した7。測定蛍光<ol><li>蛍光を評価するために、10,000事象を「ファイル名を指定して実行の制限」、および「遅い」ための「流体工学」に設定してください。 「設定されたしきい値 &quot;を選択します。 「プライマリスレッシュホールド」の下で、（ドロップダウンボックス）、「永久にイベントをなくす」「FSC-H」を選択し、30,000未満を入力してください。その後「閉じる」、「適用」をクリックします。 </li><li>選択する220;ヒストグラム」ボタン新しいプロットウィンドウの1つにあると選択し、「FSC-A」をドロップダウンリストから、選択して「FL1-A」を。注：530nmの波長のFL1-Aを測定する蛍光。 </li><li> 「ファイル名を指定して実行」を選択し、すべての文化のために繰り返します。 </li><li> 2分間で2分と水の流体工学ラインを通して洗浄液を実行します。 </li></ol> 8。希釈アッセイ<ol><li> 25cm 2の培養フラスコにSDM79 3ml中の1×10 5細胞/ mlの密度に細胞を通過して、すぐに通過した後に、その後3時間および24時間後に蛍光を測定する。 </li></ol> 9。データ解析<ol><li>選択CFLOWプラスのタブを「分析」。 </li><li>下の「ヒストグラム」ボタンをクリックして「新しいプロットを作成します。」「FSC-A」を選択し、ドロップダウンリストが表示されます。セレクトチャンネル「FL1-A」。 </li><li>分析するためによくを強調表示します。 「門」ボタンを選択し、手動でゲートを描く興味のある集団について。 </li><li>フローPlusは、セル、このゲート内の「カウント」と「このプロットの％」を提供します。 </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Glycosomesが不可欠、ダイナミック、寄生虫固有の細胞小器官である。これらのオルガネラの生合成、維持、増殖およびリモデリングを制御するプロセスは、おそらく、治療目的のために悪用される可能性が薬物標的を含む。そのような薬物標的の可能性の高い存在にもかかわらず、グライコバイオジェネシスの分野は、主に、急速な、動的な、細胞小器官の応答を監視することで扱いやすい、高スループットシステムがないために、他の生物における類似プロセスの研究に遅れをとっている生きた細胞では。 蛍光オルガネラレポーター系は、酵母、植物、真菌および哺乳動物のような高等真核生物23-25 ​​にオルガネラダイナミクスを研究するために使用されてきた。私たちは、蛍光細胞小器官を得glycosomes成熟することを目的としているPTS2eYFPを表現PCF寄生虫の遺伝子導入株を生成した。グライコ組成の変化は、以下の細胞の蛍光によってモニターすることができ。このシステムを用いて、環境条件、特にグルコースは、グライコ組成物12を調節することを見出した。 多くの場合、キネト寄生虫にオルガネラダイナミクスを研究するために使用される方法を、顕微鏡とは対照的に、このレポーターシステムは、急速に全体的なグライコダイナミクスに影響を与える化合物および条件をスクリーニングするする方法を提供しています。しかしながら、蛍光の変化は、全体的なオルガネラ組成の変化を反映する。さらに、生化学的および顕微鏡実験は、異なる蛍光強度を示す細胞集団との間の特定の分子の違いを定義するために必要とされる。 私たちは改造アッセイにおける重要なステップの数を同定した。興味深いことに、本発明者らは、細胞はより長い期間（3台以上のパ​​ス）培養されるように、環境変化に応答してその挙動が予測できないことを見出した。長期間の培養後、細胞を新鮮メートルに高い密度から渡さEDIA、彼らはまだglycosomesを改造することが可能であることを示す、薄暗い人口の一時的な増加を示すが、24時間後に死亡しています。また、全く改造が観察されない状況に遭遇した。この動作の理由は不明であるが、私たちはここで説明するように、細胞を扱う場合（2本に細胞継代の数を制限し、1×10 7 / ml未満の文化を維持する）ことを発見した、グライコリモデリングが再現可能である。細胞は、もはや環境条件に反応しない場合、通常は救済レポーター構築物プラスミドで、この状況を、細胞を再変換。 このシステムは、アフリカトリパノソーマでグライコ挙動を研究するために使用されてきたが、それはまた、他の細胞区画への直接的なタンパク質局在するアミノ酸配列を、蛍光タンパク質を融合させることによって、他の寄生虫における細胞小器官の研究に採用することができる。

トリパノソーマはアフリカのヒトにおける睡眠病および消耗性疾患、ナガナ、牛が発生します。これらの疾患の治療に用いられる薬剤は、ワクチンが利用可能でない、時代遅れと非常に毒性であり、薬剤耐性の発生の可能性は、新しい薬物標的1の検索を必要とする。 そのライフサイクル、Tの間トリパノソーマ、昆虫ベクターおよび哺乳動物宿主間で交互;寄生虫が生き残るなければならない非常に異なる環境を提示する二つのホスト。寄生虫は、異なる環境条件に暴露されるように、代謝的および形態学的変化の数が発生する。最も劇的な変化のいくつかは、単一膜結合寄生虫特定のマイクロボディで観察glycosomes 13と呼ばれる。 血糖値が比較的高い（〜5 mM）の血流中の血流寄生虫は（BSF）は、解糖WHから独占的にATPを生成するニトリルミトコンドリアの代謝は14抑制される。解糖が細胞質で起こる他の真核生物、T.とは異なりトリパノソーマは glycosomes 14,15における糖分解酵素の大部分を区分する。寄生虫は吸血中にツェツェバエによって取り込まれ、ハエによって摂取され、15分以内に検出不能なレベルまで低下するグルコースの低下を経験している。昆虫、procyclicフォーム（PCF）、寄生虫の代謝は、より柔軟かつグルコース、ならびにプロリンなどのアミノ酸、ATP 16-18の合成に使用することができる。比較プロテオミクス研究は、ライフサイクルglycosomalにおける依存性の変化と血流寄生虫で増加し、解糖タンパク質とミトコンドリアタンパク質およびTCA回路と呼吸鎖13,19に関与ミトコンドリアタンパク質を明らかにした。多くの研究は、BSFとPCF glycosomesとの違いに焦点を当てているが、少しはENVに応答して発生PCF glycosomesの変化についてはほとんど知られていないironmental変化。 ハエの後腸では、血糖値は、摂食20時の過渡的な増加に低い。 インビトロ研究において最もにおいて、PCF寄生虫は、グルコースを含む培地で増殖させる。しかし、最近の研究は、グルコース可用性17に応答して有意にそのPCF代謝の変化を示した。ブドウ糖、プロリン取り込み及びプロリン脱水素酵素活性の増加18が存在しない場合には。ミトコンドリア代謝のこの変化は、おそらくグライコ組成および形態の変化を伴うが、これは直接的に評価されていない。 電子および蛍光顕微鏡は、T.でグライコダイナミクスを研究するために使用される一般的な技術であるトリパノソーマ 2,21-24。これらのプロトコルは、リアルタイムの研究およびハイスループットプロトコルに適応する時間および労働集約的、高価、困難である。この制限は、蛍光オルガネラレポーター系のuを克服するために哺乳動物および酵母系において細胞小器官を研究するためのsed、Tで使用するために変更されましたトリパノソーマ 12。 蛍光オルガネラレポーター系は、広くそのような酵母、植物、および哺乳動物細胞などの高等真核生物25-27において使用されている。このようなシステムでは、蛍光タンパク質は、特異的細胞小器官へのタンパク質を標的とするアミノ酸配列に融合される。標的タンパク質の分解又は合成が蛍光により測定され、オルガネラ組成の変化は、細胞の蛍光の変化によって反映される。 強化黄色蛍光タンパク質（EYFP）のオープンリーディングフレームは、タイプIIペルオキシソーム標的配列（PTS2）12に融合されると、PTS2eYFPタンパク質は成熟した、インポートコンピglycosomes及び蛍光にインポートされ、フローサイトメトリーによってモニターすることができる。グライコ物の変動は、細胞蛍光の変化によって反映される。このシステムは、レゾールのを助けることができるグライコ組成物における環境的に誘導された変化を制御する仕組みをヴィング。 この原稿は、ライブ寄生虫リアルタイムのグライコ動態を監視するためにフローサイトメトリーと組み合わせてPCF寄生虫でグライコレポーター系の生成を記載し、それは異なる環境に応じて、グライコ組成の変化に追従するために使用されている方法の例を提供する。新鮮な培地グライコ組成の変化をトリガに要約すると、グライコ組成物は、細胞外グルコース濃度との対数期培養物の通過によって影響される。このシステムは、トリパノソーマ類および他の寄生虫に他の細胞小器官の動的挙動を研究するために修飾することができる。

<table><tbody><tr><td>Adenosine</td><td>Avocado Research Chemicals Ltd</td><td>A10781</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>L-Alanine</td><td>Avocado Research Chemicals Ltd</td><td>A15804</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>L-Arginine</td><td>CalBiochem</td><td>1820</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>p-Aminobenzoic acid</td><td>ICN Biomedicals</td><td>102569</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Basal Medium Eagle Vitamin Solution (100x)</td><td>Sigma</td><td>B6891</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Biotin</td><td>Fisher</td><td>BP232-1</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Calcium chloride</td><td>VWR</td><td>BDH0224</td><td>Cytomix</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Fisher</td><td>S311-100</td><td>Cytomix ingredient</td></tr><tr><td>EZNA Gel Extraction kit</td><td>Omega Biotek</td><td>D2500-01</td><td>DNA purifiation</td></tr><tr><td>Research grade Serum</td><td>Fisher</td><td>03-600-511</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Folic acid</td><td>ICN Biomedicals</td><td>101725</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Glucosamine HCl</td><td>ICN Biomedicals</td><td>194671</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>GIBCO</td><td>15023-021</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>CalBiochem</td><td>3520</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Acros Organics</td><td>Ac15892-0010</td><td>Freezing media</td></tr><tr><td>Graces insect cell media powder</td><td>GIBCO</td><td>11300-043</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Hemin</td><td>MP Biomedicals</td><td>194025</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Guanosine</td><td>Avocado Research Chemicals Ltd</td><td>A11328</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>MP Biomedicals</td><td>194025</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Magnesium chloride</td><td>Fisher</td><td>BP214-500</td><td>Cytomix ingredient</td></tr><tr><td>L-Methionine</td><td>Fisher</td><td>BP388-100</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>MEM Amino Acids (50x)</td><td>Cellgro</td><td>25-030-CI</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>NEAA Mixture (100x)</td><td>Lonza</td><td>13-114E</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Minimal Essential Medium (1x) with L-glutamine</td><td>Cellgro</td><td>10-010-CM</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>MOPS</td><td>Fisher</td><td>BP308-500</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Sodium biocarbonate</td><td>Fisher</td><td>S233-500</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Penicillin-streptomycin Solution</td><td>Cellgro</td><td>30-002-CI</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>L-Phenylalanine</td><td>ICN Biomedicals</td><td>102623</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Potassium chloride</td><td>Fisher</td><td>P217-500</td><td>Cytomix ingredient</td></tr><tr><td>Potassium phosphate dibasic anhydrous</td><td>Fisheer</td><td>P290-212</td><td>Cytomix ingredient</td></tr><tr><td>L-Proline</td><td>Fisher</td><td>BP392-100</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>L-Serine</td><td>Acros Organics</td><td>56-45-1</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>Pyruvic acid, sodium salt</td><td>Acros Organics</td><td>113-24-6</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>L-Taurine</td><td>TCI America</td><td>A0295</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>L-Threonine</td><td>Acros Organics</td><td>72-19-5</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>L-Tyrosine</td><td>ICN Biomedicals</td><td>103183</td><td>SDM79 Ingredient</td></tr><tr><td>E.Z.N.A. Cycle Pure kit</td><td>Omega Biotek</td><td>D6492-02</td><td>DNA purification</td></tr><tr><td>Binding buffer</td><td>Omega Biotek</td><td>PDR041</td><td>DNA purification</td></tr><tr><td>SPW wash buffer</td><td>Omega Biotek</td><td>PDR045</td><td>DNA purification</td></tr><tr><td>Gene Pulser Xcell</td><td>Biorad</td><td>165-2660</td><td>Trypanosome transformation</td></tr><tr><td>4 mm Electroporation cuvettes</td><td>VWR</td><td></td><td>Trypanosome transformation</td></tr></tbody></table>

using fluorescent proteins to monitor glycosome dynamics in the african trypanosome

トリパノソーマは 、牛1、ヒトアフリカトリパノソーマ症（HAT）、または睡眠病、及び消耗性疾患、ナガナを引き起こすキネト寄生虫である。哺乳類宿主の血流中及びツェツェバエベクトルとの間の寄生を交互に。多くの細胞小器官の組成物は、これらの異なる細胞外の条件2-5に応答して変化する。 Glycosomesは解糖に関与する酵素の多くは区画化された専門性の高いペルオキシソームです。発達と環境に調節された様式4-11グライコ組成が変化。現在、グライコダイナミクスを研究するために使用される最も一般的な技術は、電子と蛍光顕微鏡であり;高価な、時間と労働集約的な技術、簡単にハイスループット分析に適合していない。 これらの制限を克服するために、蛍光グライコレポーター系黄色蛍光タンパク質（のeYFP）を増強する、glycosomes 12融合タンパク質を導く配列（PTS2）を標的ペルオキシソーム、に融合される確立されている。 PTS2eYFP融合タンパク質のインポート時に、glycosomes蛍光になる。細胞小器官分解し、フローサイトメトリーによって測定することができる蛍光の損失リサイクル結果。細胞（5,000細胞/秒）の多数は、そのような固定化および実装などの大規模なサンプル調製なしにリアルタイムで分析することができる。この方法は、環境条件の変動に応答して細胞小器官組成の変化を検出する迅速な方法を提供する。

このシステムでは、グライコ組成物中のグルコース依存性の変化が観察された。細胞を、グルコース含有培地中で増殖させる場合、2つの集団が観察される; 1明るく1薄暗い（ 図2A）。薄暗い細胞は明るい細胞が成熟および未熟glycosomes 12の混合物を抱くながらPTS2eYFPをインポートしていない未熟glycosomesを抱く。グルコースが培地中に存在する場合、グライコタンパク質の誤った局在は致死15,28とグライコタンパク質発現は、おそらくインポートと緊密に結合されている。この緊密な調節は、細胞が十分なインポート能力を欠いているときグライコタンパク質の発現が抑制された薄暗い細胞の出現の原因である。グライコインポート機械が完全に組み立てと機能したら、次に、細胞を蛍光細胞を得glycosomesにインポートされるグライコタンパク質を発現する。グルコースデプリートメディアでは、グライコタンパク質の誤った局在が容認されているD 15、及び二峰人口分布は、蛍光のより広い範囲（ 図2B）を有する単一のピークで置き換えられる。 このシステムは、グライコ組成の変化をトリガする条件を同定するために使用されている。 〜10％薄暗い細胞（ 図3A）を含有する高密度培養物を新鮮な培地に渡されたとき、薄暗い細胞（ 図3B）の割合が一過性の増加がある。 24時間まで。元の人口分布は（ 図3C）再確立されます。 <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" ><tbody><tr ><td > SDM79固体 </td><td > 重量（g /リットル） </td></tr><tr ><td >昆虫細胞培地粉末を飾っ</td><td> 2 </td></tr><tr ><td >グルコース</td><td> 1 </td></tr><tr ><td > HEPES </td><td> 8 </td></tr><tr ><td > MOPS </td><td> 5 </td></tr><tr ><td > 炭酸水素ナトリウム</sub&gt; </td><td> 2 </td></tr><tr ><td >ピルビン酸ナトリウム</td><td> 0.1 </td></tr><tr ><td > L-アラニン</td><td> 0.2 </td></tr><tr ><td > L-アルギニン</td><td> 0.1 </td></tr><tr ><td > L-グルタミン</td><td> 0.3 </td></tr><tr ><td > L-Methonine </td><td> 0.07 </td></tr><tr ><td > L-フェニルアラニン</td><td> 0.08 </td></tr><tr ><td > L-プロリン</td><td> 0.6 </td></tr><tr ><td > L-セリン</td><td> 0.06 </td></tr><tr ><td > L-タウリン</td><td> 0.16 </td></tr><tr ><td > L-スレオニン</td><td> 0.35 </td></tr><tr ><td > L-チロシン</td><td> 0.1 </td></tr><tr ><td >アデノシン</td><td> 0.01 </td></tr><tr ><td >グアノシン</td><td> 0.01 </td></tr><tr ><td >グルコサミン塩酸</td><td> 0.05 </td></tr><tr ><td >葉酸</td><td> 0.004 </td></tr><tr ><td > rはアミノ安息香酸</td><td> 0.002 </td></tr><tr ><td >ビオチン</td&gt; <td> 0.0002 </td></tr></tbody></table> 表1 SDM79固体成分。固体培地成分および量（g /リットル）が設けられている。 <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" ><tbody><tr ><td > SDM79 </td><td ></td></tr><tr ><td >グルタミンを含むMEM </td><td > 600ミリリットル</td></tr><tr ><td >ペニシリン/ストレプトマイシン</td><td > 10ミリリットル</td></tr><tr ><td > BMEのビタミン溶液</td><td > 10ミリリットル</td></tr><tr ><td > MEMアミノ酸溶液</td><td > 8ミリリットル</td></tr><tr ><td > MEM非必須アミノ酸溶液</td><td > 6ミリリットル</td></tr><tr ><td >ヘミン</td><td> 3.75 </td></tr><tr ><td >水</td><td > 162.25ミリリットル</td></tr></tbody></table> 表2 SDM79液体成分。ボリュームミリリットルが与えられている。 <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" ><tbody><tr ><td ><stronG&gt; Cytomix </td><td > 20ミリリットルのために</td></tr><tr ><td > 120のKCl </td><td > 1.4ミリリットル（1 M） </td></tr><tr ><td > 0.15のCaCl 2 </td><td > 3ミリリットル（1 M） </td></tr><tr ><td > 10mMのK 2 HPO 4 </td><td > 400ミリリットル（0.5 M） </td></tr><tr ><td > 25mMのHEPES </td><td > 500ミリリットル（1 M） </td></tr><tr ><td > 2mMのEDTA </td><td > 80ミリリットル（0.5 M） </td></tr><tr ><td > 5mMのMgCl 2 </td><td > 100mLの（1 M） </td></tr><tr ><td >水</td><td> 16.52 </td></tr></tbody></table> 表3 Cytomixレシピ。 <img alt="図1" fo:content-width="5in" width="500" src="/files/ftp_upload/51647/51647fig1highres.jpg" /> 1蛍光グライコレポーター系図。 A）PTS2eYFP発現コンストラクトの統合。 PCFトリパノソーマはpXの形質転換したS2PTS2eYFPプラスミドは、制限酵素MluIで線状化。この構築物）PTS2eYFPとRNAプロセシングに必要な配列の構成的発現を駆動するプロモーターが含まれています。Bチューブリン遺伝子座（浴槽）およびPARP配列（PARP）への相同組換えを介してPTS2eYFPインポートを統合しています。 PTS2eYFPは、それがglycosomesにレポータータンパク質を提供し、可溶性受容体、PEX7に結合する細胞質で合成される。グライコ膜に配信されると、タンパク質がインポートされます。機能的な輸入機械を含まないものが暗いまま輸入機械の輸入PTS2eYFPして蛍光を含む成熟細胞小器官。 <img alt="図2" fo:content-width="5in" width="500" src="/files/ftp_upload/51647/51647fig2highres.jpg" /> 図2グルコース依存グライコ組成物。PCF細胞はSDM79（+ GLC）やSDM80（-Glc）で増殖させ、フローサイトメトリーによって分析した。 SDM79で成長した細胞10,000イベントのヒストグラム。A）の分析は、一貫して二つのピークを明らかにしている。蛍光細胞は、より成熟したglycosomesを有する高級蛍光強度の細胞と成熟および未熟細胞小器官の混合物を保有する。 SDM79は、グライコタンパク質の誤った局在は致命的であるとグライコタンパク質発現およびインポートは厳密に制御されなければならない。これは、中間蛍光強度。B）SDM80での細胞の不在下で反映され、グライコタンパク質の誤った局在は、二峰人口分布が失われ、かつ中間蛍光の細胞が観察され、許容される。 <img alt="図3" fo:content-width="5in" width="500" src="/files/ftp_upload/51647/51647fig3highres.jpg" /> 図3グライコ改造。glycosomesのリモデリングは、新鮮な培地中に通過させることによってトリガされます。 <st出発培養における10,000事象（の栄&gt; A）ヒストグラム〜4×10 6個 / ml）。B）左側のゲートCに該当する未熟glycosomesと薄暗い細胞の割合が増加した新鮮なSDM79への希釈後に3時間24時間後希釈した培養の）ヒストグラム。未熟glycosomesは今蛍光タンパク質をインポートするために必要なペルオキシソームのタンパク質を含むように24時間後、人口分布は、通常の状態に戻りました。

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Using Fluorescent Proteins to Monitor Glycosome Dynamics in the African Trypanosome

Glycosome dynamics in African trypanosomes are difficult to study by traditional cell biology techniques such as electron and fluorescence microscopy. As a means of observing dynamic organelle behavior, a fluorescent-organelle reporter system has been used in conjunction with flow cytometry to monitor real-time glycosome dynamics in live parasites.

アフリカトリパノソーマにグライコダイナミクスを監視する蛍光タンパク質を使用した

Trypanosoma brucei is a kinetoplastid parasite that causes human African trypanosomiasis (HAT), or sleeping sickness, and a wasting disease, nagana, in ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

8.9K ビュー.  Clemson University Eukaryotic Pathogens Innovation Center. Glycosome dynamics in African trypanosomes are difficult to study by traditional cell biology techniques such as electron and fluorescence microscopy. As a means of observing dynamic organelle behavior, a fluorescent-organelle reporter system has been used in conjunction with flow cytometry to monitor real-time glycosome dynamics in live parasites.

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The Use of Carboxyfluorescein Diacetate Succinimidyl Ester (CFSE) to Monitor Lymphocyte Proliferation

Carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE) is an effective and popular means to monitor lymphocyte division1-3. CFSE covalently labels long-lived intracellular molecules with the fluorescent dye, carboxyfluorescein. Thus, when a CFSE-labeled cell divides, its progeny are endowed with half the number of carboxyfluorescein-tagged molecules and thus each cell division can be assessed by measuring the corresponding decrease in cell fluorescence via Flow cytometry. The capacity of CFSE to label lymphocyte populations with a high fluorescent intensity of exceptionally low variance, coupled with its low cell toxicity, make it an ideal dye to measure cell division. Since it is a fluorescein-based dye it is also compatible with a broad range of other fluorochromes making it applicable to multi-color flow cytometry. This article describes the procedures typically used for labeling mouse lymphocytes for the purpose of monitoring up to 8 cell divisions. These labeled cells can be used both for in vitro and in vivo studies.

The Use of Carboxyfluorescein Diacetate Succinimidyl Ester CFSE to Monitor Lymphocyte Proliferation

CFSE covalently labels long-lived intracellular molecules with the fluorescent dye, carboxyfluorescein. As such, when a CFSE-labeled cell divides, its progeny have half the amount of fluorescence, which can thereby be used to assess cell division. This article describes the procedures typically used for labeling mouse lymphocytes with CFSE.

リンパ球増殖を監視するためのカルボキシフルオレセインジアセテートスクシンイミジルエステル（CFSE）の使用

Carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE) is an effective and popular means to monitor lymphocyte division1-3.  CFSE covalently labels long-lived ...

免疫・感染学

A Visual Assay to Monitor T6SS-mediated Bacterial Competition

Type VI secretion systems (T6SSs) are molecular nanomachines allowing Gram-negative bacteria to transport and inject proteins into a wide variety of target cells1,2. The T6SS is composed of 13 core components and displays structural similarities with the tail-tube of bacteriophages3. The phage uses a tube and a puncturing device to penetrate the cell envelope of target bacteria and inject DNA. It is proposed that the T6SS is an inverted bacteriophage device creating a specific path in the bacterial cell envelope to drive effectors and toxins to the surface. The process could be taken further and the T6SS device could perforate other cells with which the bacterium is in contact, thus injecting the effectors into these targets. The tail tube and puncturing device parts of the T6SS are made with Hcp and VgrG proteins, respectively4,5.
The versatility of the T6SS has been demonstrated through studies using various bacterial pathogens. The Vibrio cholerae T6SS can remodel the cytoskeleton of eukaryotic host cells by injecting an "evolved" VgrG carrying a C-terminal actin cross-linking domain6,7. Another striking example was recently documented using Pseudomonas aeruginosa which is able to target and kill bacteria in a T6SS-dependent manner, therefore promoting the establishment of bacteria in specific microbial niches and competitive environment8,9,10.
In the latter case, three T6SS-secreted proteins, namely Tse1, Tse2 and Tse3 have been identified as the toxins injected in the target bacteria (Figure 1). The donor cell is protected from the deleterious effect of these effectors via an anti-toxin mechanism, mediated by the Tsi1, Tsi2 and Tsi3 immunity proteins8,9,10. This antimicrobial activity can be monitored when T6SS-proficient bacteria are co-cultivated on solid surfaces in competition with other bacterial species or with T6SS-inactive bacteria of the same species8,11,12,13.
The data available emphasized a numerical approach to the bacterial competition assay, including time-consuming CFU counting that depends greatly on antibiotic makers. In the case of antibiotic resistant strains like P. aeruginosa, these methods can be inappropriate. Moreover, with the identification of about 200 different T6SS loci in more than 100 bacterial genomes14, a convenient screening tool is highly desirable. We developed an assay that is easy to use and requires standard laboratory material and reagents. The method offers a rapid and qualitative technique to monitor the T6SS-dependent bactericidal/bacteriostasis activity by using a reporter strain as a prey (in this case Escherichia coli DH5&alpha;) allowing a-complementation of the lacZ gene. Overall, this method is graphic and allows rapid identification of T6SS-related phenotypes on agar plates. This experimental protocol may be adapted to other strains or bacterial species taking into account specific conditions such as growth media, temperature or time of contact.

We describe a qualitative assay to monitor bacterial competition mediated by the Pseudomonas aeruginosa type VI secretion system (T6SS). The assay relies on the survival/killing of Escherichia coli target cells carrying a lacZ-reporter. This technique is adjustable to assess the bactericidal/bacteriostasis activity of T6SS-proficient microorganisms.

T6SS媒介細菌競争を監視するには、Visualアッセイ

Type VI secretion systems (T6SSs) are molecular  nanomachines allowing Gram-negative bacteria to transport and inject proteins  into a wide variety of ...

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal infection, the virus can infect and replicate in the developing brain, which may induce severe neurological damage, including deafness and mental retardation. Despite the potential severity of the symptoms, the therapeutic options are limited by the unavailability of a vaccine and the absence of a specific antiviral therapy. Furthermore, a precise description of the molecular events occurring during infection of the central nervous system (CNS) is still lacking since observations mostly derive from the autopsy of infected children. Several animal models, such as rhesus macaque CMV, have been developed and provided important insights into CMV pathogenesis in the CNS. However, despite its evolutionary proximity with humans, this model was limited by the intracranial inoculation procedure used to infect the animals and consistently induce CNS infection. Furthermore, ethical considerations have promoted the development of alternative models, among which neonatal infection of newborn mice with mouse cytomegalovirus (MCMV) has recently led to significant advances. For instance, it was reported that intraperitoneal injection of MCMV to Balb/c neonates leads to infection of neurons and glial cells in specific areas of the brain. These findings suggested that experimental inoculation of mice might recapitulate the deficits induced by HCMV infection in children. Nevertheless, a dynamic analysis of MCMV infection of neonates is difficult to perform because classical methodology requires the sacrifice of a significant number of animals at different time points to analyze the viral burden and/or immune-related parameters. To circumvent this bottleneck and to enable future investigations of rare mutant animals, we applied in vivo imaging technology to perform a time-course analysis of the viral dissemination in the brain upon peripheral injection of a recombinant MCMV expressing luciferase to C57Bl/6 neonates.

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV) infection of neonates represents an important cause of mental retardation, yet the molecular events leading to virus-induced pathogenesis are still poorly understood. To investigate the dynamics of brain infection, we adapted whole-animal in vivo imaging to perform time-course analysis of neonates infected with a luciferase-recombinant virus.

活用<em生体内で&gt;</em新生児の実験マウスサイトメガロウイルス感染の進行を監視する&gt;イメージング

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening  pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal  infection, the virus ...

Bioluminescence Imaging to Detect Late Stage Infection of African Trypanosomiasis

Human African trypanosomiasis (HAT) is a multi-stage disease that manifests in two stages; an early blood stage and a late stage when the parasite invades the central nervous system (CNS). In vivo study of the late stage has been limited as traditional methodologies require the removal of the brain to determine the presence of the parasites.
Bioluminescence imaging is a non-invasive, highly sensitive form of optical imaging that enables the visualization of a luciferase-transfected pathogen in real-time. By using a transfected trypanosome strain that has the ability to produce late stage disease in mice we are able to study the kinetics of a CNS infection in a single animal throughout the course of infection, as well as observe the movement and dissemination of a systemic infection.
Here we describe a robust protocol to study CNS infections using a bioluminescence model of African trypanosomiasis, providing real time non-invasive observations which can be further analyzed with optional downstream approaches.

This manuscript describes the use of a bioluminescent strain of African trypanosomes to enable the tracking of late stage infection and demonstrates how in vivo live imaging can be used to visualize infections within the central nervous system in real-time.

アフリカトリパノソーマ症の後期感染を検出するための生物発光イメージング

Human African trypanosomiasis (HAT) is a multi-stage disease that manifests in two stages; an early blood stage and a late stage when the parasite invades ...

High-throughput Gene Tagging in Trypanosoma brucei

Improvements in mass spectrometry, sequencing and bioinformatics have generated large datasets of potentially interesting genes. Tagging these proteins can give insights into their function by determining their localization within the cell and enabling interaction partner identification. We recently published a fast and scalable method to generate Trypanosoma brucei cell lines that express a tagged protein from the endogenous locus. The method was based on a plasmid we generated that, when coupled with long primer PCR, can be used to modify a gene to encode a protein tagged at either terminus. This allows the tagging of dozens of trypanosome proteins in parallel, facilitating the large-scale validation of candidate genes of interest. This system can be used to tag proteins for localization (using a fluorescent protein, epitope tag or electron microscopy tag) or biochemistry (using tags for purification, such as the TAP (tandem affinity purification) tag). Here, we describe a protocol to perform the long primer PCR and the electroporation in 96-well plates, with the recovery and selection of transgenic trypanosomes occurring in 24-well plates. With this workflow, hundreds of proteins can be tagged in parallel; this is an order of magnitude improvement to our previous protocol and genome scale tagging is now possible.

High-throughput Gene Tagging in Trypanosoma brucei

Addition of a tag to a protein is a powerful way of gaining insight into its function. Here, we describe a protocol to endogenously tag hundreds of Trypanosoma brucei proteins in parallel such that genome scale tagging is achievable.

ハイスループット遺伝子タギングで<em&gt;トリパノソーマ</em

Improvements in mass spectrometry, sequencing and bioinformatics have generated large datasets of potentially interesting genes. Tagging these proteins ...

Monitoring of Ubiquitin-proteasome Activity in Living Cells Using a Degron (dgn)-destabilized Green Fluorescent Protein (GFP)-based Reporter Protein

Proteasome is the main intracellular organelle involved in the proteolytic degradation of abnormal, misfolded, damaged or oxidized proteins 1, 2. Maintenance of proteasome activity was implicated in many key cellular processes, like cell's stress response 3, cell cycle regulation and cellular differentiation 4 or in immune system response 5. The dysfunction of the ubiquitin-proteasome system has been related to the development of tumors and neurodegenerative diseases 4, 6. Additionally, a decrease in proteasome activity was found as a feature of cellular senescence and organismal aging 7, 8, 9, 10. Here, we present a method to measure ubiquitin-proteasome activity in living cells using a GFP-dgn fusion protein. To be able to monitor ubiquitin-proteasome activity in living primary cells, complementary DNA constructs coding for a green fluorescent protein (GFP)&#x2013;dgn fusion protein (GFP&#x2013;dgn, unstable) and a variant carrying a frameshift mutation (GFP&#x2013;dgnFS, stable 11) are inserted in lentiviral expression vectors. We prefer this technique over traditional transfection techniques because it guarantees a very high transfection efficiency independent of the cell type or the age of the donor. The difference between fluorescence displayed by the GFP&#x2013;dgnFS (stable) protein and the destabilized protein (GFP-dgn) in the absence or presence of proteasome inhibitor can be used to estimate ubiquitin-proteasome activity in each particular cell strain. These differences can be monitored by epifluorescence microscopy or can be measured by flow cytometry.

Monitoring of Ubiquitin-proteasome Activity in Living Cells Using a Degron dgn-destabilized Green Fluorescent Protein GFP-based Reporter Protein

A method to monitor ubiquitin-proteasome activity in living cells is described. A degron-destabilized GFP- (GFP-dgn) and a stable GFP-dgnFS fusion protein are generated and transduced into the cell using a lentiviral expression vector. This technique allows to generate a stable GFP-dgn/GFP-dgnFS expressing cell line in which ubiquitin-proteasome activity can be easily assessed using epifluorescence or flow cytometry.

デグロンを使用した生細胞におけるユビキチン·プロテアソーム活性のモニタリング（DGN）·不安定化緑色蛍光タンパク質（GFP）ベースのレポータータンパク質

Proteasome is the main intracellular organelle involved in the proteolytic degradation of abnormal, misfolded, damaged or oxidized proteins 1, 2. ...

生物学

Visualization of Endoplasmic Reticulum Subdomains in Cultured Cells

The lipids and proteins in eukaryotic cells are continuously exchanged between cell compartments, although these retain their distinctive composition and functions despite the intense interorganelle molecular traffic. The techniques described in this paper are powerful means of studying protein and lipid mobility and trafficking in vivo and in their physiological environment. Fluorescence recovery after photobleaching (FRAP) and fluorescence loss in photobleaching (FLIP) are widely used live-cell imaging techniques for studying intracellular trafficking through the exo-endocytic pathway, the continuity between organelles or subcompartments, the formation of protein complexes, and protein localization in lipid microdomains, all of which can be observed under physiological and pathological conditions. The limitations of these approaches are mainly due to the use of fluorescent fusion proteins, and their potential drawbacks include artifactual over-expression in cells and the possibility of differences in the folding and localization of tagged and native proteins. Finally, as the limit of resolution of optical microscopy (about 200 nm) does not allow investigation of the fine structure of the ER or the specific subcompartments that can originate in cells under stress (i.e. hypoxia, drug administration, the over-expression of transmembrane ER resident proteins) or under pathological conditions, we combine live-cell imaging of cultured transfected cells with ultrastructural analyses based on transmission electron microscopy.

We describe the imaging approaches we use to investigate the distribution and mobility of the transfected fluorescent proteins resident in the endoplasmic reticulum (ER) by means of the confocal imaging of living cells. We also ultrastructurally analyze the effect of their expression on the architecture of this subcellular compartment.

培養細胞における小胞体サブドメインの可視化

The lipids and proteins in eukaryotic cells are continuously exchanged between cell compartments, although these retain their distinctive composition and ...

Trypanosoma bruceiにおけるグリコソームpHのためのpHluorin2を用いたセンサの開発

Measuring Dynamic Glycosomal pH Changes in Living Trypanosoma brucei

Glucose metabolism is critical for the African trypanosome, Trypanosoma brucei, as an essential metabolic process and regulator of parasite development. Little is known about the cellular responses generated when environmental glucose levels change. In both bloodstream and procyclic form (insect stage) parasites, glycosomes house most of glycolysis. These organelles are rapidly acidified in response to glucose deprivation, which likely results in the allosteric regulation of glycolytic enzymes such as hexokinase. In previous work, localizing the chemical probe used to make pH measurements was challenging, limiting its utility in other applications.
This paper describes the development and use of parasites that express glycosomally localized pHluorin2, a heritable protein pH biosensor. pHluorin2 is a ratiometric pHluorin variant that displays a pH (acid)-dependent decrease in excitation at 395 nm while simultaneously yielding an increase in excitation at 475 nm. Transgenic parasites were generated by cloning the pHluorin2 open reading frame into the trypanosome expression vector pLEW100v5, enabling inducible protein expression in either lifecycle stage. Immunofluorescence was used to confirm the glycosomal localization of the pHluorin2 biosensor, comparing the localization of the biosensor to the glycosomal resident protein aldolase. The sensor responsiveness was calibrated at differing pH levels by incubating cells in a series of buffers that ranged in pH from 4 to 8, an approach we have previously used to calibrate a fluorescein-based pH sensor. We then measured pHluorin2 fluorescence at 405 nm and 488 nm using flow cytometry to determine glycosomal pH. We validated the performance of the live transgenic pHluorin2-expressing parasites, monitoring pH over time in response to glucose deprivation, a known trigger of glycosomal acidification in PF parasites. This tool has a range of potential applications, including potentially being used in high-throughput drug screening. Beyond glycosomal pH, the sensor could be adapted to other organelles or used in other trypanosomatids to understand pH dynamics&#160;in the live cell setting.

著者スポットライト:pHluorin2バイオセンサーを使用した Trypanosoma brucei のグリコソームpHモニタリングの進歩

We describe a method to study how pH responds to environmental cues in the glycosomes of the bloodstream form of African trypanosomes. This approach involves a pH-sensitive heritable protein sensor in combination with flow cytometry to measure pH dynamics, both as a time-course assay and in a high-throughput screen format.

生きているTrypanosoma bruceiの動的グリコソームpH変化の測定

Glucose metabolism is critical for the African trypanosome, Trypanosoma brucei, as an essential metabolic process and regulator of parasite development. ...

アフリカトリパノソーマにグライコダイナミクスを監視する蛍光タンパク質を使用した

要約

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リンパ球増殖を監視するためのカルボキシフルオレセインジアセテートスクシンイミジルエステル（CFSE）の使用

T6SS媒介細菌競争を監視するには、Visualアッセイ

活用

アフリカトリパノソーマ症の後期感染を検出するための生物発光イメージング

ハイスループット遺伝子タギングで

デグロンを使用した生細胞におけるユビキチン·プロテアソーム活性のモニタリング（DGN）·不安定化緑色蛍光タンパク質（GFP）ベースのレポータータンパク質

培養細胞における小胞体サブドメインの可視化

生きているTrypanosoma bruceiの動的グリコソームpH変化の測定

生きているTrypanosoma bruceiの動的グリコソームpH変化の測定

生きているTrypanosoma bruceiの動的グリコソームpH変化の測定