CDM è stata sostenuta dalla American College of Surgeons (ACS) Borsa di studio Resident Research. MSH è stato sostenuto dal California Institute for Regenerative Medicine (CIRM) formazione Fellow clinica concessione TG2-01159. MSH, HPL, e MTL sono stati sostenuti dalla società americana di chirurghi maxillo-facciale (ASMS) / maxillofacciale Chirurghi Foundation (MSF) Research Grant Award. HPL è stato sostenuto da NIH concedere R01 GM087609 e un dono di Ingrid Lai e Bill Shu in onore di Anthony Shu. HPL e MTL sono stati sostenuti dal Laboratorio Hagey Pediatrica Medicina rigenerativa e la Fondazione Oak. MTL è stato sostenuto dal / Fondo Olivier Gunn.

Il seguente protocollo è stato approvato dal Comitato Istituzionale Stanford University cura degli animali e Usa (IACUC) e soddisfa tutte le linee guida etiche istituzionali per quanto riguarda l&#39;uso di animali di ricerca. 1. Creazione di addominali aderenze <ol><li> Avviare il mouse sulla dieta chow antibiotico una settimana prima della procedura. </li><li> Autoclave gli strumenti chirurgici e pre-caldo la soluzione di irrigazione salina. </li><li> Anestetizzare il mouse utilizzando 2% isoflurano per via inalatoria. </li><li> Utilizzando un tagliacapelli seguito da un breve applicazione (5 - 10 sec) di agente depilatorio, rimuovere i capelli dalla maggior parte della superficie dell&#39;addome. Rimuovere accuratamente l&#39;agente depilatorio strofinando delicatamente con una garza umida e, opzionalmente, da inzuppare con cura la parte inferiore del mouse in acqua calda. Asciugare accuratamente l&#39;animale. </li><li> Posizionare muso dell&#39;animale nel cono del naso anestetico. Durante l&#39;intero intervento chirurgico, monitorare attentamente la rtasso espiratory dell&#39;animale e titolare la portata anestetico, se necessario. </li><li> Utilizzare un dispositivo di riscaldamento, come ad esempio una piastra elettrica o una lampada di riscaldamento, per evitare l&#39;ipotermia. </li><li> Prima preparando l&#39;addome, fissare il mouse con strisce di nastro posti sopra e sotto l&#39;addome per evitare che il mouse si sposti durante l&#39;intervento chirurgico. Disinfettare l&#39;addome con betadine, poi seguire con il 70% di etanolo. Include tanta zona possibile nella preparazione, compresi i capelli sui bordi della zona rasata. Posizionare un telino sterile sopra il mouse. (Figura 1) </li><li> Sottocutanea iniettare 0,1 mg / kg buprenorfina o 3 mg di 30 g mouse. </li><li> Rendere l&#39;incisione cutanea. <ol><li> A partire dalla linea mediana addominale inferiore, afferrare la pelle con una pinza e fare un taglio verticale poco profondo nella pelle usando forbici affilate. </li><li> Effettuare il taglio superiormente al xifoidea con le forbici. Fare attenzione a inserire solo la pelle. </li></ol></li><li> Come la muscolatura addominale è nOW visibile che copre le viscere, afferrare la linea mediana della muscolatura con una pinza e con molta attenzione fare un piccolo taglio in esso usando forbici affilate. Assicurarsi di non tagliare accidentalmente in un organo addominale. </li><li> Dopo aver inserito spazio peritoneale con un piccolo taglio e vedere strato muscolare allontanarsi dagli organi addominali, estendere il taglio superiormente ed inferiormente inserendo le forbici nell&#39;apertura e accuratamente taglio in entrambe le direzioni. Estendere l&#39;incisione dal xifoidea superiormente al di sopra della vescica inferiormente. (Figura 2) </li><li> Ora che gli intestini sono esposti, individuare il cieco e delicatamente esteriorizzare esso. Evitare di afferrare il cieco con una pinza dentata o taglienti. Invece di utilizzare una pinza atraumatica come un Adson pinze dentellate. </li><li> Abrasivare il cieco con carta vetrata. <ol><li> raschiare delicatamente tutta la superficie di entrambi i lati del cieco con 100 carta abrasiva grana per 30-60 secondi fino a quando la superficie diventa meno lucida e petecchie appeaR sulla superficie. Se il chirurgo è destro, aiuta a orientare cieco con la punta rivolta verso destra e drappeggio cieco sopra il dito indice sinistro del chirurgo. (Figura 3) </li><li> Eseguire la levigatura dolcemente, come è facile provocare accidentalmente una perforazione della parete cecal sottile. Una piccola quantità di granulosità deve essere sentito come la carta vetrata viene spostato lungo la superficie cecale. Se la carta vetrata è sentita più volte prendendo piede il cieco, questo probabilmente causerà una rottura nel muro del cieco. Guarda con attenzione per assicurare che le particelle di carta vetrata non sloggiare e rimangono nell&#39;addome, in quanto ciò potrebbe causare un eccessivo reazione da corpo estraneo. </li><li> Se si verifica una rottura nel muro cecal, chiudere il procedimento e l&#39;eutanasia dell&#39;animale. </li><li> Se un vaso sanguigno del cieco viene tagliato dalla carta vetrata e provoca emorragie, mantenere la pressione per un massimo di due minuti con una garza. Tuttavia, se il sanguinamento persiste dopo questo tempo, mettere una figura di otto 7-0 monofilamento di sutura intorno alpunto di sanguinamento. Ciò affidabile fermare l&#39;emorragia in quasi tutti i casi. Fare attenzione a non incorporare una grande quantità di parete cecal nella sutura, in quanto questo rischia di provocare necrosi della parte interessata del muro. </li></ol></li><li> Ferire il diritto fianco addominale. <ol><li> Utilizzare una striscia di carta vetrata per abradere la superficie peritoneale del muscolo della parete laterale destra addominale. Sia più aggressivo con la levigatura qui che il cieco e continuare fino l&#39;intera superficie della parete laterale destra addominale appare malmenato. Evitare di levigatura così forte che la pelle è visibile attraverso le aperture nello strato muscolare. (Figura 4) </li><li> Utilizzando un driver ago Castro-Viejo, posto tra due e quattro otto figure-of-4-0 punti di sutura di seta nello strato muscolare della parete laterale addominale destra. Lasciare le code lunghe circa 5 mm. Fare attenzione a non catturare accidentalmente parete intestinale nella sutura. (Figura 5) </li></ol></li><li> Usando una siringa da 10 ml riempita wesimo riscaldato soluzione salina, irrigare gli intestini più volte. Dirigere il flusso di soluzione salina nella cavità addominale per irrigare l&#39;interno pure. Se la superficie sotto il mouse viene bagnato, spostare il mouse o sostituire la superficie, al fine di evitare l&#39;ipotermia. </li><li> Utilizzare una garza sterile posto sopra l&#39;incisione per assorbire l&#39;irrigazione in eccesso. </li><li> Prendere una presa di amido e cospargerlo sulla superficie della parete laterale addominale destra e su entrambi i lati del cieco. (Figura 6) </li><li> Assicurarsi che non vi è alcun sanguinamento attivo. Se esiste, utilizzare una garza per applicare pressione direttamente sul punto di sanguinamento fino all&#39;arresto. Se l&#39;emorragia non si ferma immediatamente, posizionare una sutura emostatica come descritto sopra. </li><li> Con l&#39;estremità smussata della pinza e un dito, spingere delicatamente l&#39;intestino nella cavità addominale. Posizionare il cieco accanto alle suture nella parete laterale addominale destra al fine di massimizzare la formazione di aderenze. </li><li> Cperdere l&#39;incisione addominale. <ol><li> Utilizzando 6-0 assorbibile sutura intrecciata, posizionare un punto in esecuzione nello strato muscolare nella parte superiore dell&#39;incisione. </li><li> Eseguire la sutura verso la parte inferiore dell&#39;incisione, riunendo strato muscolare. Viaggiare in circa 3 mm e prendere 3 morsi mm con ogni nuovo punto. Fare attenzione a non prendere accidentalmente un morso di intestino pur ponendo suture. </li><li> In fondo dell&#39;incisione, lasciare un loop sutura dal morso precedente e utilizzare questo per strumento legare la sutura. Tagliare la sutura lasciando 5 mm code. </li><li> Ripetere quanto sopra tre gradini con 6-0 monofilo di nylon di sutura per chiudere la pelle. </li></ol></li><li> Somministrare un 20 ml / kg per via sottocutanea soluzione fisiologica in bolo (circa 0,5 ml per 30 g del mouse). </li><li> Usando una garza asciutta, asciugare accuratamente l&#39;intero animale, come la pelliccia dorsale tende a bagnarsi durante l&#39;irrigazione. </li><li> Liberamente avvolgere un adesivo vestire intorno all&#39;addome per coprire l&#39;incisione. Fare attenzione a non vincolare la unaLe gambe di Nimal o la meccanica di respirazione con il condimento. </li><li> Monitorare attentamente l&#39;animale in quanto recupera da anestesia. Somministrare buprenorfina ogni 12 ore per 2-3 giorni dopo la procedura per il controllo del dolore. </li></ol> 2. La raccolta Adesione Tissue <ol><li> Aspetta un minimo di sette giorni dopo l&#39;intervento iniziale. Anche in questo caso, autoclave strumenti chirurgici e anestetizzare il mouse con isoflurano. </li><li> Sterilizzare l&#39;addome con betadine seguito da 70% di etanolo. Shave e depilare capelli supplementari dal lato destro dell&#39;addome in modo che il campione di adesione contenenti pelle non saranno coperti in capelli, che rende più difficile l&#39;istologia. </li><li> Utilizzare una incisione paramediana sinistra, dal momento intestinale è spesso bloccato per l&#39;incisione originale. Partendo all&#39;estremità inferiore dell&#39;addome, circa 5 mm a sinistra del fondo dell&#39;incisione originale, afferrare la pelle con piccole pinze dentate e tagliare nella pelle con forbici affilate. Estendere questo taglio superiorely alla cassa toracica. (Figura 7) </li><li> Utilizzando le forbici, tagliare nello strato muscolare e dopo l&#39;inserimento nello spazio peritoneale, estendere il taglio alla parte superiore e inferiore della incisione. Ci saranno tessuto adesivo causando cieco e nel piccolo intestino di aderire alla parete laterale destra dell&#39;addome ed eventualmente anche per l&#39;incisione originale. (Figura 8) </li><li> Utilizzando le forbici e iniziare sul bordo di incisione, di sopra del livello del cieco, inizia a tagliare nella parete addominale in cerchio attorno all&#39;area in cui l&#39;intestino è aderente. </li><li> Alternando sopra e sotto il livello del cieco, ridurre gradualmente tutto intorno l&#39;adesione e completare il cerchio, ottenendo un &quot;isola&quot; della pelle e aderente parete addominale per l&#39;intestino. (Figura 9) </li><li> Sempre con le forbici, tagliare nell&#39;intestino e separare la parte aderente dal resto delle viscere, ottenendo un sandwich di tessuto che consiste di pelle e parete addominaleda un lato, intestino sull&#39;altro lato, e il tessuto adesivo che li collega tra. (Figura 10) </li><li> Facoltativamente, utilizzare un paio di forbici a punta di separare nettamente la pelle dal muscolo parete addominale. Per l&#39;istologia considerare lasciando la pelle allegata, ma per la digestione e l&#39;isolamento delle cellule della pelle può essere rimosso. Se verrà utilizzato il tessuto per esame istologico, assicurarsi di rimuovere il materiale di sutura, per quanto possibile, senza disturbare troppo l&#39;interfaccia adesivo. Per la digestione e l&#39;isolamento di cellule è accettabile lasciare le suture in posizione fino a quando il tessuto digest viene filtrato. </li><li> Dopo ablazione del tessuto adesione, eutanasia il mouse mediante metodo umanitario approvati dal comitato istituzionale uso animale. </li></ol>

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Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

I passaggi critici di questa procedura sono: accuratamente abrasione cieco senza provocare la perforazione, suture nella parete laterale addominale, e applicando la giusta quantità di amido. applica carta vetrata Solo al cieco, o per una piccola porzione specifica dell&#39;intestino. Ampio uso di carta vetrata su grandi quantità di piccolo intestino tende a causare una significativa ileo. Fare attenzione a raschiare il cieco con forza sufficiente che la superficie diventa ruvida, ma non così tanto che le lacrime a muro. Trovare questo equilibrio può richiedere un certo tempo. Maneggiare con cura l&#39;intestino ed evitare di usare pinze taglienti o dentate di manipolare intestinale. E &#39;facile da causare accidentalmente sanguinamento afferrando la piccola mesentere intestino con una pinza o tirando l&#39;intestino troppo con forza. Se si verifica una rottura nel muro cecal, la procedura deve essere chiuso e l&#39;animale eutanasia. Nella nostra esperienza, i risultati strappo cecale a morte dell&#39;animale dopo pochi giorni, anche se lo strappo è REPAired bene. Inoltre, strappo della parete cecale provoca la fuoriuscita di feci che influenzerà la risposta infiammatoria in modo imprevedibile. Emostasi deve essere completa al termine della procedura. Alcune navi sanguinamento riaprire e cominciare a sanguinare dopo essere comparso essersi fermato. In caso di dubbio, effettuare un assorbibile sutura monofilamento figura di otto attorno al punto di sanguinamento. Questo tipo di sutura è preferibile seta o intrecciati sutura riassorbibile perché può essere tirato se il tessuto con una resistenza minima. Tuttavia abbiamo trovato che la seta o intrecciati sutura assorbibile è più efficace nella parete laterale addominale per indurre aderenze, come monofilamento è meno infiammatoria. Applicazione di amido al termine della procedura contribuisce ad aumentare la formazione di aderenze, ma abbiamo scoperto che una quantità eccessiva di amido provoca una reazione infiammatoria che provoca la morte. L&#39;amido deve essere spruzzato su lightly. Non ci dovrebbe essere così tanto che si forma uno strato solido. La prima volta che l&#39;apprendimento di questa procedura, è comune a perdere parecchi topi. Nella nostra esperienza le più comuni cause di morte sono la disidratazione a causa di ileo causata da abrasione eccessivamente vigorosa dell&#39;intestino, e sepsi a causa di perforazione intestinale. La morte causata da sanguinamento può verificarsi se completa emostasi non si raggiunge alla fine della chirurgia. Se la formazione di aderenze è inadeguata, considerare l&#39;utilizzo di abrasione più aggressiva del cieco e parete laterale destra, lasciando più amido, o l&#39;immissione più suture sul fianco addominale. Nella nostra esperienza, in attesa di meno di una settimana prima di riaprire i risultati addome in meno di adeguata formazione di aderenze. D&#39;altro canto, se il tasso di mortalità dei topi dopo l&#39;intervento chirurgico è elevato, è consigliabile utilizzare abrasione meno aggressiva del cieco, ispezionare più strettamente per l&#39;emostasi, e applicando meno amido. E &#39;anche importante monitorare attentamentela frequenza respiratoria del mouse durante l&#39;intervento chirurgico. Una volta che il chirurgo guadagni esperienza con questo procedimento, la mortalità dovrebbe essere inferiore al 10%. Questa tecnica è progettato per formare principalmente aderenze tra il cieco e la parete laterale destra addominale. Le adesioni saranno anche spesso formano tra piccolo intestino, il fegato, e l&#39;incisione sulla linea mediana. Utilizzando questa tecnica di solito non causare aderenze sul lato sinistro dell&#39;addome. Una limitazione di questa tecnica è che aderenze tra intestino e la parete addominale è più probabile che forma di aderenze tra anse intestinali. Inoltre, non è suscettibile di provocare una totalmente congelata addome pieno di tessuto adesivo, che viene spesso visto negli esseri umani che hanno avuto più interventi chirurgici. Come accennato nell&#39;introduzione, molte tecniche per produrre aderenze addominali in topi e altre specie, in particolare di ratto, sono stati descritti in letteratura 6,12-14. Ci sono molti meno protoco pubblicata<html> ls per la creazione di aderenze nei topi. Noi ipotizziamo che perché la creazione di aderenze nei topi è più difficile che nei ratti, la maggior parte dei ricercatori ha scelto di sviluppare la loro tecnica nel ratto. Tuttavia, a causa della maggiore disponibilità di topi transgenici e anticorpi anti-topo, riteniamo che sia utile avere un modello robusto per la creazione adesione nei topi, nonostante la maggiore difficoltà tecnica. Abbiamo sviluppato questo protocollo dopo aver provato molti dei protocolli di ratto pubblicato. Abbiamo trovato che i metodi per creare aderenze nel ratto, come l&#39;uso di elettrocauterizzazione sulla cieco, spesso causa di topi a morire. Non siamo stati soddisfatti con la densità di aderenze prodotti con tecniche che utilizzano un unico intervento, come immissione laterali pulsanti ischemici solo, oppure solo abrasione cieco. La tecnica che presentiamo qui rappresenta una combinazione di interventi che abbiamo trovato, attraverso tentativi ed errori, per produrre aderenze costantemente riducendo al minimo la mortalità. content &quot;&gt; Poiché questa tecnica provoca costantemente il tessuto adesivo a formare tra il cieco e la parete laterale, crediamo che sia ideale per interventi di test progettati per ridurre la formazione di aderenze. Anche questa tecnica può essere usata per esplorare i percorsi molecolari e tipi di cellule che sono coinvolti nella formazione di aderenze. Il tessuto adesione può essere facilmente asportato e preparati per l&#39;istologia, e rendimenti eccellenti immagini istologiche (figure 11, 12). Alcuni ricercatori possono desiderare un modello in cui adesioni costituiscono meno del 100% del tempo. Tralasciando l&#39;applicazione di amido ridurrà il tasso di adesione a circa 80%. Diminuendo il numero di punti di sutura in seta collocati nella parete laterale destra addominale ridurrà ulteriormente il tasso di adesione. Nella nostra esperienza, settimo giorno dopo l&#39;intervento chirurgico è il primo punto temporale in cui l&#39;intestino è costantemente aderente alla parete addominale. Tuttavia, altri punti di tempo possono essere più rilevanti a secondail focus del progetto. Ad esempio, i ricercatori interessati alla migrazione dei neutrofili e macrofagi nello spazio adesione potrebbero voler raccogliere il tessuto nei primi cinque giorni dopo l&#39;intervento chirurgico. D&#39;altra parte, la deposizione di collagene da parte dei fibroblasti avviene per settimane dopo la lesione iniziale, e per questo sarà opportuno considerare tessuto in momenti intervallati per diverse settimane dopo l&#39;intervento. occhialini chirurgiche sono molto utili per l&#39;ingrandimento del campo operatorio durante l&#39;esecuzione di questa procedura. Un microscopio operatorio può anche essere utilizzato, ma limita la capacità del chirurgo per ispezionare il campo operatorio da diverse angolazioni. La procedura può anche essere eseguita senza ingrandimento affatto.

aderenze addominali sono una forma di tessuto cicatriziale che si formano nell&#39;addome in risposta all&#39;infiammazione, di solito dopo un intervento chirurgico o infezioni intra-addominale. Le adesioni sono una delle principali cause di dolore addominale cronico ed infertilità, e sono la causa più comune di piccola occlusione intestinale 1. La presenza di aderenze fa eseguire una seconda operazione addominale più difficile e aumenta la probabilità di complicazioni 2. Nonostante anni di ricerca, i meccanismi alla base della formazione di aderenze sono ancora poco chiare. E &#39;noto che una lesione iniziale alla superficie peritoneale provoca un essudazione di liquido ricco di fibrina, che quindi forma un coagulo che lega le superfici di intestino e la parete addominale insieme 3. Successivamente, fibroblasti e altre cellule migrano nello spazio adesivo e secernono tessuto connettivo 4. Nel corso di mesi o anni l&#39;adesione matura attraverso lo sviluppo di vasi sanguigni e nervi <sup&gt; 5. Diversi prodotti commerciali esistono che sono progettati per ridurre la formazione di aderenze dopo l&#39;intervento chirurgico addominale (ad esempio, Seprafilm). Tutti questi prodotti agiscono come barriere meccaniche e interrompere la formazione di aderenze impedendo il contatto fisico tra anse intestinali e 6,7 parete addominale. Nonostante le prove da uno studio controllato che una barriera adesione chirurgica riduce la formazione di aderenze 8, molti chirurghi anecdotally sono stati delusi con l&#39;efficacia dei prodotti barriera meccanica. Attualmente non ci sono terapie anti-adesione a base di droga, che riflette il fatto che i processi precisi coinvolti nella formazione di aderenze sono poco conosciuti. Lo sviluppo di una terapia che si rivolge specificamente agenti cellulari o molecolari coinvolti nella formazione di aderenze richiederà una migliore comprensione degli eventi che sono coinvolti nella formazione di adesione. Diversi gruppos hanno identificato percorsi molecolari che possono essere importanti per la formazione di aderenze 9-11. Modelli animali forniscono un ambiente eccellente per studiare la formazione di aderenze. Molti studi sono stati pubblicati che descrive la creazione chirurgica di adesione in molti animali, soprattutto il ratto e nel topo 6,12-14. Data la nostra esperienza con lo studio della fibrosi nel topo e l&#39;ampia disponibilità di topi transgenici e gli anticorpi di topo-based, abbiamo scelto il topo come modello per lo studio di adesioni. Qui, si segnala la tecnica che abbiamo sviluppato per creare riproducibile e affidabile aderenze addominali nel topo.

<table><tbody><tr><td>Fisherbrand Absorbent Underpads, 20&quot; x 24&quot;</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-206-62</td><td></td></tr><tr><td>Polylined Sterile Field, 18&quot; x 24&quot;</td><td>Busse Hospital Disposables</td><td>696</td><td>Cut a rectangular hole of the appropriate size</td></tr><tr><td>Isothesia isoflurane</td><td>Henry Schein&amp;nbsp;</td><td>050033</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Sterile cotton gauze pad, 4&quot; x 4&quot;</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Puralube petrolatum ophthalmic ointment, 1/8 oz. tube</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Nair depilatory cream</td><td>Church &amp;amp; Dwight Co.</td><td>22339-05</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex buprenorphine&amp;nbsp; 0.3 mg/ml</td><td>Reckitt Benckiser Pharmaceuticals Inc.</td><td>NDC 12496-0757-5</td><td></td></tr><tr><td>1 cc insulin syringe, 27&amp;nbsp;G</td><td>Becton Dickinson</td><td>329412</td><td></td></tr><tr><td>Povidone Iodine Prep Solution</td><td>Medline</td><td>MDS093944H</td><td></td></tr><tr><td>Webcol alcohol prep swabs</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td></td></tr><tr><td>General-Purpose Labarotory Labeling tape</td><td>VWR</td><td>89097-912</td><td></td></tr><tr><td>BioGel PI surgical gloves</td><td>M&amp;ouml;lnlycke Health Care</td><td>ALA42675Z</td><td></td></tr><tr><td>Micro Forceps with teeth</td><td>Roboz</td><td>RS-5150</td><td></td></tr><tr><td>Fine scissors- sharp</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Straight serrated forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Castro-Viejo needle driver</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>100 grit 1/4 sheet sandpaper</td><td>ACE Hardware</td><td>1010446</td><td>Cut into strips</td></tr><tr><td>4-0 silk suture, 30&quot;, SH needle</td><td>Ethicon</td><td>K831</td><td></td></tr><tr><td>7-0 PDS II absorbable monofilament suture, 30&quot;, BV-1 needle</td><td>Ethicon</td><td>Z135</td><td>Usually comes double-armed. Cut the suture at the midway point to generate two usable sutures.</td></tr><tr><td>Rice starch</td><td>MP Biomedicals</td><td>102955</td><td></td></tr><tr><td>0.9% Sodium Chloride Irrigation</td><td>Baxter</td><td>BHL2F7121</td><td>Warm to 37 &amp;deg;C prior to use</td></tr><tr><td>10 ml syringe</td><td>Becton Dickinson</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Vicryl absorbable braided suture, 18&quot;, RB-1 taper needle</td><td>Ethicon</td><td>J212H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Ethilon nylon monofilament&amp;nbsp; suture, 18&quot;, P-3 needle,&amp;nbsp;</td><td>Ethicon</td><td>1698G</td><td></td></tr><tr><td>Tegaderm Transparent Film Dressing Frame Style, 6 cm x 7 cm</td><td>3M</td><td>1624W</td><td>Cut in half lengthwise</td></tr></tbody></table>

creation of abdominal adhesions in mice

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or intraabdominal infection. The precise mechanisms underlying adhesion formation are poorly understood. Many compounds and physical barriers have been tested for their ability to prevent adhesions after surgery with varying levels of success. The mouse and rat are important models for the study of abdominal adhesions. Several different techniques for the creation of adhesions in the mouse and rat exist in the literature. Here we describe a protocol utilizing abrasion of the cecum with sandpaper and sutures placed in the right abdominal sidewall. The mouse is anesthetized and the abdomen is prepped. A midline laparotomy is created and the cecum is identified. Sandpaper is used to gently abrade the surface of the cecum. Next, several figure-of-eight sutures are placed into the peritoneum of the right abdominal sidewall. The abdominal cavity is irrigated, a small amount of starch is applied, and the incision is closed. We have found that this technique produces the most consistent adhesions with the lowest mortality rate.

<html> A sette giorni dopo l&#39;intervento, il cieco e, eventualmente, colon ascendente, il fegato, e loop di piccolo intestino dovrebbe essere aderente alla parete addominale lato destro. (Figura 8) tessuto asportato può essere integrato e sezionato e produrrà ottimi vetrini istologici. (Figura 11, 12) Quando la procedura viene eseguita correttamente, il 100% dei topi dovrebbe avere adesioni consistenti a sette giorni. La mortalità dovrebbe essere inferiore al 5%. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig1.jpg" /> Figura 1: Preparazione per la chirurgia (a) L&#39;animale è stato fissato con nastro adesivo e l&#39;addome preparata con Betadine (b) Il betadine è stata cancellata con un tampone imbevuto di alcool e un telino sterile è stato posto...om / files / ftp_upload / 54450 / 54450fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig2.jpg" /> Figura 2:.. Incisione L&#39;incisione dovrebbe estendersi dal livello della vescica al xifoidea <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54450/54450fig2large.jpg" target="_blank">prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig3.jpg" /> Figura 3:. Abrasione del cieco (a) coprente il cieco sopra il dito indice sinistro con la punta rivolta verso destra permette alla base del cieco da stabilizzare il pollice sinistro (b) un livello adeguato di levigatura lascia il. cieco con una superficie ruvida che<html> è meno lucido rispetto a prima, e con diversi punti petecchiali di sanguinamento. La cura supplementare dovrebbe essere presa durante la smerigliatura vicino al lato mesenterica, come i vasi qui sanguineranno il più vivacemente. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54450/54450fig3large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig4.jpg" /> Figura 4:. Abrasione della parete addominale I visceri vengono spazzati via e la superficie peritoneale della parete muscolare è levigato fino a quando non appare ruvida. Il vaso sanguigno visto appena sopra la carta vetrata nella parete addominale è frequente, ma non sanguinerà sostanzialmente. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54450/54450fig4large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> 1 &quot;&gt; <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig5.jpg" /> Figura 5:.. Posizionamento della sutura Figura di otto A seta cifra di otto suture collocato nella parete muscolare, prima di essere legato <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54450/54450fig5large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig6.jpg" /> Figura 6:. Applicazione di amido un leggero strato di amido è spruzzato sopra la parete laterale addominale e dell&#39;intestino. Due figure di otto punti di sutura sono visti nella parete muscolare. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54450/54450fig6large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig7.jpg" /> Figura 7: Incisione per il secondo intervento (a) L&#39;incisione è iniziato appena a sinistra dell&#39;incisione originale (b) La nuova incisione dovrebbe estendersi dal livello della vescica alla cassa toracica... <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54450/54450fig7large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande questa figura.</a> <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig8.jpg" /> Figura 8:. L&#39;Adesione Loops di piccolo intestino (SB) sono aderenti alla parete laterale destra e l&#39;altro. L&#39;incisione originale linea mediana, ora guarita, si vede (Inc). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54450/54450fig8large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig9.jpg" /> <s<html> Trong&gt; Figura 9: Ablazione adesione tissutale. (a) e (b) un &#39; &quot;isola&quot; della pelle e aderente parete addominale per l&#39;intestino sottostante viene liberato tagliando in un cerchio completo intorno alla zona aderente. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54450/54450fig9large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 10" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig10.jpg" /> Figura 10:. Il campione di taglio attraverso l&#39;intestino produrrà un sandwich di tessuto con dell&#39;intestino su un lato (a) e la pelle sull&#39;altro lato (b). I pezzi di sutura visibile dovrebbero essere rimossi se il campione deve essere utilizzato per l&#39;esame istologico. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54450/54450fig10large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> jove_content &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; 1 &quot;&gt; <img alt="Figura 11" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig11.jpg" /> Figura 11:. Istologia A ematossilina e eosina (H &amp; E) macchiato sezione di una adesione a sette giorni dopo l&#39;intervento chirurgico che mostra la pelle e la parete addominale (in basso) collegato tramite l&#39;interfaccia adesiva al cieco (in alto). A questo punto di tempo in anticipo il cieco è probabile aderire alla parete addominale principalmente attraverso la fibrina e altre molecole, e tessuto cicatriziale sostanziale non si è ancora formata. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54450/54450fig11large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 12" src="/files/ftp_upload/54450/54450fig12.jpg" /> Figura 12: Imaging immunofluorescente Una sezione di adesione a sette giorni dopo l&#39;intervento immunofluorescently macchiato di α-smooth ac muscolare.stagno, mostrando vera colorazione dei follicoli piliferi della pelle (a sinistra) e la parete muscolare del cieco (al centro), e la colorazione non specifica della superficie luminale del cieco (a destra). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54450/54450fig12large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Creazione di addominali aderenze nei topi

Abdominal adhesions consist of fibrotic tissue that forms in the peritoneal space in response to an inflammatory insult, typically surgery or ...

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

12.6K Views.  Stanford University School of Medicine. Abdominal adhesions that form after surgery are a major cause of pain, infertility, and hospitalization and reoperation for small bowel obstruction. Our surgical procedure for creating abdominal adhesions in mice is a reliable tool to study the mechanisms underlying the formation of adhesions.

Video: Creation of Abdominal Adhesions in Mice

Creation of Murine Experimental Abdominal Aortic Aneurysms with Elastase 

Transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta is the most widely used animal model of abdominal aortic aneurysm (AAA) ever since it was first described in rats by Anidjar and colleagues.1 The rationale for its development was based on the disrupted nature of elastin observed in AAAs. This rat model has been modified to produce AAAs in the infrarenal aortic region of mice.2 The model has the ability to add broad insight into the pathobiology of AAA due to the emergence of numerous transgenic and gene knockout mice. Moreover, it is a viable platform to test potential therapeutic agents for AAA. In this video, we demonstrate the elastase infusion AAA procedure used in our laboratory. 
Mice are anesthetized using 2.5% isoflurane, and a laparotomy is performed under sterile conditions. The abdominal aortais isolated with the assistance of an operating stereomicroscope (Leica). After placing temporary ligatures around the proximal and distal aorta, an aortotomy is created at the bifurcation with the tip of a 30-gauge needle. A heat-tapered segment of PE-10 polyethylene tubing is introduced through the aortotomy and secured. The aortic lumen is subsequently perfused for 5-15 minutes at 100 mm Hg with saline containing type I porcine pancreatic elastase (4.5 U/mL; Sigma Chemical Co.). After removing the perfusion catheter, the aortotomy is repaired without constriction of the lumen.

Creation of Murine Experimental Abdominal Aortic Aneurysms with Elastase

This video shows how to induce abdominal aortic aneurysms (AAA) in mice via transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta. The model has the ability to add broad insight into the pathobiology of AAA due to the emergence of numerous transgenic and gene knockout mice.

Creazione di Murine aneurismi dell&#39;aorta addominale Sperimentale con elastasi

Transient intraluminal infusion of porcine pancreatic elastase into the infrarenal segment of the abdominal aorta is the most widely used animal model of ...

Ricerca

Biologia

Bile Duct Ligation in Mice: Induction of Inflammatory Liver Injury and Fibrosis by Obstructive Cholestasis

In most vertebrates, the liver produces bile that is necessary to emulsify absorbed fats and enable the digestion of lipids in the small intestine as well as to excrete bilirubin and other metabolic products. In the liver, the experimental obstruction of the extrahepatic biliary system initiates a complex cascade of pathological events that leads to cholestasis and inflammation resulting in a strong fibrotic reaction originating from the periportal fields. Therefore, surgical ligation of the common bile duct has become the most commonly used model to induce obstructive cholestatic injury in rodents and to study the molecular and cellular events that underlie these pathophysiological mechanisms induced by inappropriate bile flow. In recent years, different surgical techniques have been described that either allow reconnection or reanastomosis after bile duct ligation (BDL), e.g., partial BDL, or other microsurgical methods for specific research questions. However, the most frequently used model is the complete obstruction of the common bile duct that induces a strong fibrotic response after 21 to 28 days. The mortality rate can be high due to infectious complications or technical inaccuracies. Here we provide a detailed surgical procedure for the BDL model in mice that induce a highly reproducible fibrotic response in accordance to the 3R rule for animal welfare postulated by Russel and Burch in 1959.

Disruption of bile flow results in severe inflammatory cholestatic liver injury with a characteristic time-dependent sequence of morphological alterations. Here we present a protocol for the surgical ligation of the common bile duct in mice that allows to induce a strong fibrotic response after 21 to 28 days.

Bile Duct Ligation in topi: Induzione infiammatoria epatica Lesioni e fibrosi da colestasi ostruttiva

In most vertebrates, the liver produces bile that is necessary to emulsify absorbed fats and enable the digestion of lipids in the small intestine as well ...

Medicina

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

Basato su palloncino ferita per indurre iperplasia Myointimal nell'Aorta addominale di Mouse

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

Creation of Colonic Anastomosis in Mice

Intestinal anastomoses are commonly performed in both elective and emergent operations. Even so, anastomotic leaks are a highly feared complications of colonic surgeries and can occur in up to 26% of surgical anastomoses, with mortality being up to 39% for patients with such a leak. Currently, there remains a paucity of data detailing the cellular mechanisms of anastomotic healing. Devising preventative strategies and treatment modalities for anastomotic leak could be greatly potentiated by a better understanding of appropriate anastomotic healing.
A murine model is ideal as previous studies have shown that the murine anastomosis is the most clinically similar to the human case as compared with other animal models. We offer an easily reproducible murine model of colonic anastomosis in mice that will allow for further illustration of anastomotic healing.

Anastomotic leak or breakdown after surgery is a major cause of postoperative morbidity and mortality. Our surgery for creating a colonic anastomosis is a reliable and reproducible method for studying the healing mechanisms of anastomoses.

Creazione dell'anastomosi colica in topi

Intestinal anastomoses are commonly performed in both elective and emergent operations. Even so, anastomotic leaks are a highly feared complications of ...

Murine Appendectomy Model of Chronic Colitis Associated Colorectal Cancer by Precise Localization of Caecal Patch

The human appendix has been recently implicated to play important biological roles in the pathogenesis of various complex diseases, such as colorectal cancer, inflammatory bowel disease, and Parkinson&#8217;s disease. To study the function of the appendix, a gut disease-associated murine appendectomy model has been established and its step-by-step protocol is described here. This report introduces a facile protocol for caecal patch removal in mice followed by the chemical induction of chronic colitis-associated colorectal cancer using a combination of dextran sulfate sodium (DSS) and azoxymethane (AOM). IgA specific cells and IgA concentration were significantly reduced upon removal of the caecal patch in male C57BL/6 mice&#160;compared to those in the sham group. Simultaneously administering 2% DSS and AOM resulted in nearly 80% mice survival in both sham and appendectomy groups without significant body weight loss. Histological results confirmed colonic inflammation and different degrees of adenocarcinoma. This model can be used for the study of the functional role of the appendix in maintaining gut microbiota homeostasis and pathogenesis of gut colitis and malignancies, as well as for the potential development of drug targeting therapies.

The presented protocol describes a facile surgical removal of the appendix (caecal patch) in a mouse followed by the induction of inflammatory bowel disease-associated colorectal cancer. This murine appendectomy model enables investigation of the biological role of the appendix in the pathogenesis of human gastrointestinal disease.

Murine Appendectomy Modello di Cronica Colite Associata Cancro Colorettale da Localizzazione precisa di Patch Caecal

The human appendix has been recently implicated to play important biological roles in the pathogenesis of various complex diseases, such as colorectal ...

Establishing In Situ Closed Circuit Perfusion of Lower Abdominal Organs and Hind Limbs in Mice

Ex vivo perfusion is an important physiological tool to study the function of isolated organs (e.g. liver, kidneys). At the same time, due to the small size of mouse organs, ex vivo perfusion of bone, bladder, skin, prostate, and reproductive organs is challenging or not feasible. Here, we report for the first time an in situ lower body perfusion circuit in mice that includes the above tissues, but bypasses the main clearance organs (kidney, liver, and spleen). The circuit is established by cannulating the abdominal aorta and inferior vena cava above the iliac artery and vein and cauterizing peripheral blood vessels. Perfusion is performed via a peristaltic pump with perfusate flow maintained for up to 2 h. In situ staining with fluorescent lectin and Hoechst solution confirmed that the microvasculature was successfully perfused. This mouse model can be a very useful tool for studying pathological processes as well as mechanisms of drug delivery, migration/metastasis of circulating tumor cells into/from the tumor, and interactions of immune system with perfused organs and tissues.

A protocol is described for in situ perfusion of the mouse lower body, including the bladder, the prostate, sex organs, bone, muscle and foot skin.

Creazione in Situ Circuito Chiuso Perfusione di Organi Addominali Inferiori e Arti Hind in Topi

Ex vivo perfusion is an important physiological tool to study the function of isolated organs (e.g. liver, kidneys). At the same time, due to the small ...

<meta charset="utf8"></head><body>Modello murino per lo studio dell'ileo postoperatorio attraverso la manipolazione intestinale

Postoperative Ileus Murine Model

Most patients experience postoperative ileus (POI) after surgery, which is associated with increased morbidity, mortality, and hospitalization time. POI is a consequence of mechanical damage during surgery, resulting in disruption of motility in the gastrointestinal tract. The mechanisms of POI are related to aberrant neuronal sensitivity, impaired epithelial barrier function, and increased local inflammation. However, the details remain enigmatic. Therefore, experimental murine models are crucial for elucidating the pathophysiology and mechanism of POI injury and for the development of novel therapies.
Here, we introduce a murine model of POI generated via intestinal manipulation (IM) that is similar to clinical surgery; this is achieved by mechanical damage to the small intestine by massaging the abdomen 1-3 times with a cotton swab. IM delayed gastrointestinal transit 24 h after surgery, as assessed by FITC-dextran gavage and fluorescence detection of the segmental digestive tract. Moreover, tissue swelling of the submucosa and immune cell infiltration were investigated by hematoxylin and eosin staining and flow cytometry. Proper pressure of the IM and a hyperemic effect on the intestine are critical for the procedure. This murine model of POI can be utilized to study the mechanisms of intestinal damage and recovery after abdominal surgery.

<meta charset="utf8"></head><body>Modello murino di ileo postoperatorio

We describe a murine model of postoperative ileus generated via intestinal manipulation. Gastrointestinal transit function, pathologic changes, and immune cell activation were assessed 24 h after surgery.

Modello murino di ileo postoperatorio

Most patients experience postoperative ileus (POI) after surgery, which is associated with increased morbidity, mortality, and hospitalization time. POI ...

Immunologia e infezioni

Partial Bile Duct Ligation in the Mouse: A Controlled Model of Localized Obstructive Cholestasis

In rodents, complete bile duct ligation (cBDL) of the common bile duct is an established surgical technique for studying obstructive cholestasis and bile duct proliferation. However, long-term experiments can lead to increased morbidity and mortality. In select mouse strains with underlying liver disease, meaningful comparisons can be made even with ligation of a single lobe of the liver, which can reduce animal losses and expenses. Here, we describe partial bile duct ligation (pBDL) in the mouse, in which only the left hepatic bile duct is ligated, causing biliary obstruction in the left lobe but not the remaining lobes. With careful microsurgical technique, pBDL experiments can be cost-effective, since the unligated lobe serves as an internal control to the ligated lobes, when subjected to the same conditions in the same animal. Unlike cBDL, a separate sham-operated control group is not necessary. pBDL is highly useful to directly compare localized versus systemic effects of cholestasis and other retained bile components. pBDL can also be repurposed as a novel method to investigate mechanisms related to medications and cell migration.

Here, we present partial bile duct ligation as a surgical model of liver injury and regeneration in rodents.

Legatura del dotto biliare parziale nel topo: un modello radiocomandato di colestasi ostruttiva localizzata

In rodents, complete bile duct ligation (cBDL) of the common bile duct is an established surgical technique for studying obstructive cholestasis and bile ...

Creazione di addominali aderenze nei topi

Riepilogo

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Murine Appendectomy Modello di Cronica Colite Associata Cancro Colorettale da Localizzazione precisa di Patch Caecal

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Modello murino di ileo postoperatorio

Modello murino di ileo postoperatorio

Modello murino di ileo postoperatorio

Legatura del dotto biliare parziale nel topo: un modello radiocomandato di colestasi ostruttiva localizzata