The authors would like to thank Autumn Peterson for assistance with mouse photography, Daniel Thoresen for assistance with mice, and Drs. Nicole Ward and Abdelmadjid Belkadi for assistance with surgical denervation. These studies were supported by funding from the National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases (grants R00AR059796 and R01AR065409); the University of Michigan Department of Dermatology; the Biological Sciences Scholars Program; the Center for Organogenesis; the University of Michigan Comprehensive Cancer Center; and the John S. and Suzanne C. Munn Cancer Fund. S.C.P. was supported by funding from the National Institute of General Medical Sciences (grant T32 GM007315). This work was also supported by the NIH Intramural Research Program, Center for Cancer Research, National Cancer Institute.

Tutte le procedure descritte in questo protocollo sono stati eseguiti in conformità alle norme stabilite dalla University of Michigan Unità per la Medicina di Laboratorio degli animali. 1. Indurre ricombinazione genetica nei topi Nota: Il Gli1 TM3 (CRE / ERT2) Alj / J ceppo di topi (Gli1-CreERT2) 13 permette di mira di ricombinazione genetica tamoxifene indotta a TD epiteli. Attraversare questo ceppo con B6.129S4-Gt (ROSA) topi reporter 26Sor tm1Sor / J (LacZ) 22 per generare Gli1, animali LacZ di visualizzare le cellule TD di tutto il montaggio colorazione di seguito. <ol><li> Preparare la soluzione tamoxifene ad una concentrazione di 12,5 mg / ml in olio di mais. <ol><li> In una provetta da 1,5 ml, aggiungere fino a 20 mg di tamoxifene cristallini, e quindi 1 ml di olio di mais. Saldamente nastro il tubo di un vortex e vortex in continuo con l&#39;impostazione più alta a temperatura ambiente fino a quando il tamoxifene si è completamente dissolto (2-4 ore), comeconfermata esaminando il tubo sotto un microscopio da dissezione per l&#39;assenza di particolato tamoxifene. </li><li> Trasferire la soluzione in una provetta da 15 ml e diluire le tamoxifene ad una concentrazione finale di 12,5 mg / ml di olio di mais aggiuntivo. Mescolare vortexando la soluzione viscosa per un ulteriore 30 sec. Conservare questa soluzione per 1 settimana a 4 ° C al buio. </li></ol></li><li> Iniettare la soluzione tamoxifene via intraperitoneale nel Gli1; ​​topi LacZ, ad un volume di 200 microlitri per 20 g di peso corporeo del mouse, per una dose tamoxifene efficace di 2,5 mg per 20 g di peso mouse. </li></ol> 2. biopsie cutanee Harvest NOTA: a seconda dell&#39;esperimento, biopsie cutanee raccolto parecchi giorni o settimane dopo l&#39;induzione tamoxifene. Per tutti gli interventi chirurgici, seguire protocolli standard per la chirurgia roditori, tra cui l&#39;uso dei guanti sterili, indossando una maschera o di capelli chirurgica rete, e che copre l&#39;animale con un telo chirurgico sterile durante la procedura. <ol><li> Preparare 10x soluzione madre di anestetico miscelando 90 mg / ml di ketamina e 6,5 mg / ml in acqua xilazina. Diluire questa soluzione 1:10 in PBS sterile al momento dell&#39;uso, e conservare a temperatura ambiente al buio per un massimo di 8 mesi. <ol><li> In alternativa, anestetizzare topi per inalazione isoflurano, iniziando con una concentrazione di gas del 4% con l&#39;ossigeno per anestetizzare completamente l&#39;animale, e successivamente abbassare tale al 1-2% per la durata della procedura. </li></ol></li><li> Iniettare la soluzione di anestetico per via intraperitoneale alla dose di 200 ml per 20 g di peso corporeo del mouse. Verificare che l&#39;animale ha raggiunto il corretto piano di sedazione mediante test punta pizzico, e confermare che il cuore e la frequenza respiratoria sono normali (circa 600 battiti e 160 respiri al minuto, rispettivamente). </li><li> Utilizzare un tagliatore elettrico per rimuovere i capelli dal sito della biopsia sulla pelle dorsale posteriore, facendo attenzione a non intaccare o danneggiare la pelle sottostante. </li><li> Preparare il sito chirurgico pulendo la rasaturaArea D in senso antero-a-posteriore con Betadine e alcool salviette. Assicurarsi che tutti i ritagli di capelli vengono rimossi dal sito. </li><li> Outline al sito biopsia con un pennarello nero, collocare l&#39;animale su un blocco di riscaldamento in una zona chirurgica asettica, e coprire con un telo chirurgico sterile (per scopi dimostrativi, telino sterile è stata omessa per aumentare la visibilità). Nota: Per ottenere sezioni longitudinali dei follicoli piliferi, il bordo più lungo della biopsia (il bordo da sezionare per istologia, ~ 1 cm) dovrebbe funzionare in direzione anteriore-posteriore (parallela alla direzione dei follicoli piliferi), parasagital per linea mediana dorsale (Figura 1A). </li><li> Utilizzare uno sterile # 11 bisturi per fare una escissione tutto spessore lungo l&#39;area contrassegnata senza danneggiare la fascia muscolare sottostante. Nota: Il tessuto della pelle asportato comprende l&#39;epidermide, derma, grasso sottocutaneo e pannicolo carnosus. Il sanguinamento è in genere minima. </li><li> appiattire tha asportato campione di pelle su un tovagliolo di carta a secco, derma lato verso il basso, assetto via il tovagliolo di carta in eccesso, e conservare il campione in PBS freddo per un massimo di 1 ora se altri campioni devono essere raccolti. Quando si è pronti, procedere ai passaggi 3.1 o 3.2 per elaborare i campioni per l&#39;istologia, o il punto 4 per β-galattosidasi (LacZ) colorazione tutto il montaggio. </li><li> Sutura chiudere il sito di biopsia con 6-0 punti di sutura in nylon, in un modello semplice interrotto distanziati di circa 3 mm. </li><li> Non restituire i topi che hanno subito un intervento chirurgico nella stessa gabbia, come gli altri animali fino a dopo il pieno recupero. </li><li> Monitorare gli animali subito dopo l&#39;intervento chirurgico fino a che riprendano conoscenza, e anche tutti i giorni fino a quando l&#39;area chirurgica è guarita, in genere entro 1 settimana. Utilizzare analgesici in conformità con le linee guida per la cura degli animali e uso istituzionale designati se i topi mostrano segni di dolore o disagio. Rimuovere suture entro 7-10 giorni dopo l&#39;intervento chirurgico. Nota: Se necessario, preparare la soluzione analgesica diluendo Carprofen (50 mg / ml di solution) 1: 100 in acqua sterile. Iniettare la soluzione per via sottocutanea tra le scapole vicino alla collottola, ad una dose di 200 ml per 20 g di peso corporeo (5 mg / kg di peso corporeo del mouse). </li></ol> 3. I campioni di processo per Istologia Nota: Per risolvere ed elaborare il tessuto asportato, utilizzare entrambi i metodi qui di seguito a seconda dell&#39;applicazione. <ol><li> Per generare campioni istologici inclusi in paraffina, fissare la pelle in 3,7% di formalina in PBS O / N a temperatura ambiente e conservare in etanolo al 70% per un massimo di 2 settimane. Rimuovere il tovagliolo di carta prima di incorporare in paraffina. </li><li> Per la generazione di campioni istologici congelati, immergere il tessuto a freddo paraformaldeide 4% in PBS e agitare delicatamente per 1 ora. Rimuovere la soluzione e lavare il campione con 3 cambi di PBS, circa 5 minuti ciascuno. Successivamente, immergere il campione nel 30% di saccarosio in PBS per cryoprotect tessuto ( &quot;sinking saccarosio&quot;). </li><li> Incubare con dolce O agitazione / N a 4 ° C. Il giorno successivo, rimuovere il rimorchio di cartael e tagliare via il tessuto adiposo in eccesso dal lato dermico della pelle. Incorporare il tessuto direttamente in Office e memorizzare il blocco congelato a -80 ° C. Nota: Dopo aver sezionato, sia paraffina o campioni congelati possono essere colorati mediante immunoistochimica per identificare TD, cellule di Merkel e nervi che utilizzano gli anticorpi contro rispettivamente cheratina 17, cheratina 8 e Neurofilament, come descritto in precedenza 5,19. </li></ol> 4. I campioni Visualizza per tutto il montaggio colorazione LacZ <ol><li> Preparare soluzione colorante X-gal. <ol><li> Combinare 0,94 g sodio fosfato monobasico, e 2,6 g di sodio fosfato bibasico in 250 ml di acqua sterile. Regolare il pH a 7,3. Per questo, aggiungere 0,5 ml di 1 M di cloruro di magnesio, 0,528 g di ferrocianuro di potassio, e 0,412 g di ferricianuro di potassio. Aggiungere 250 ml di glicole ottilfenil-polietilene e 125 mg di desossicolato. La soluzione di base può essere conservato a 4 ° C per 6 mesi al buio. </li><li> Preparare 50x Stock X-gal solution aggiungendo dimetilformammide nel X-gal magazzino bottiglia per generare una soluzione 50 mg / ml. Conservare la soluzione a -20 ° C al buio. </li><li> Appena prima di utilizzare, diluire soluzione madre X-gal 01:50 nella soluzione di base di X-gal per generare soluzione colorante. Per biopsie piccole (&lt;1 cm 2), aliquote 1-2 ml di soluzione colorante per campione. </li></ol></li><li> Fissare il campione di pelle raccolto nel passaggio 2.7 in una soluzione contenente 2% paraformaldeide / 0,2% glutaraldeide in PBS freddo per 30 minuti, agitando delicatamente su ghiaccio. Per biopsie più piccoli (&lt;1 cm 2), usare 1-2 ml di soluzione fissativa per campione. Nota: In alternativa, fissare campioni 2-4% paraformaldeide solo, o in 0,5% solo glutaraldeide. condizioni di fissaggio ottimali dipendono dal tessuto, grado di espressione LacZ e applicazione. </li><li> Rimuovere la soluzione fissativo, e risciacquare i campioni con 3 cambi di PBS, 5 minuti ciascuna, su un agitatore a temperatura ambiente. </li><li> Rimuovere il tovagliolo di carta sotto il campione e tagliare via excess tessuto adiposo dal lato dermico della pelle afferrando il grasso con una pinza smussato e taglio con le forbici dissezione. </li><li> Immergere il campione in soluzione colorante X-gal, e incubare a 37 ° CO / N. Espressione LacZ sarà visibile come una macchia blu sotto un microscopio da dissezione (Figura 1B). Nota: Se l&#39;intensità del segnale è debole, sostituire la soluzione colorante il giorno successivo e ripetere l&#39;/ incubazione O N. Se la colorazione di fondo è troppo intenso, ridurre il tempo di colorazione o incubare il campione a RT invece di 37 ° C. </li><li> Rimuovere la soluzione colorante e lavare i campioni in 3 cambi di PBS contenente 3% DMSO per circa 5 minuti, scuotendo delicatamente a temperatura ambiente. </li><li> Lavare i campioni in 2-3 cambi di etanolo al 70% per 5 minuti ciascuna. Conservare i campioni in etanolo al 70%. </li></ol> 5. denervazione chirurgica <ol><li> Anestetizzare l&#39;animale come al punto 2.2 e la barba tutta la pelle dorsale. </li><li> Preparare l&#39;area chirurgica of indietro la pelle con Betadine e cotone imbevuto di alcol, e coprire l&#39;animale con un telo chirurgico sterile (per scopi dimostrativi, telino sterile è stata omessa per aumentare la visibilità). Tenere il caldo animale con una piastra elettrica durante il funzionamento in una zona chirurgica asettica. </li><li> Fare un&#39;incisione utilizzando una sterile # 11 bisturi lungo la linea mediana dorsale dalla base del collo per circa 0,5 cm sopra la coda. </li><li> Utilizzando pinze smussato, riflette delicatamente la pelle sul lato sinistro di distanza dal fianco di visualizzare il tessuto sottostante dai cuscinetti adiposi scapolare vicino al collo appena sopra il arto posteriore. Nota: nervi cutanei dorsali appaiono filamenti come bianchi che viaggiano caudalmente attraverso la fascia trasparente della parete tronco prima di effettuare curve strette e inserendo il tessuto connettivo lasso sotto la pelle (Figura 2). </li><li> Utilizzando una pinza ultrafini sotto un microscopio ottico dissezione, rimuovere i nervi esclusivamente dal lato sinistro della animal situata in siti anatomici T3-12 pizzicando da dove la curva segmenti alla parete tronco ai loro siti di ingresso nella pelle (Figura 2). <ol><li> Pinze Orient verticalmente e rimuovere i nervi afferrando circa 0,5 cm sotto i loro siti di piegatura e tirando verso l&#39;alto, causando il nervo per allungare e separare dal tessuto circostante (Figura 2C - E). Fare attenzione ad evitare la rottura dei vasi sanguigni adiacenti. </li><li> Continuare finché tutti i nervi che si estendono dalla parete tronco alla pelle vengono rimossi. Non disturbare i nervi all&#39;interno della fitta fascia della parete tronco. Mantenere il tessuto umido durante tutta la procedura applicando periodicamente gocce di soluzione salina sterile allo 0,9%. </li><li> In alternativa, rimuovere i nervi afferrando loro estremità prossimali vicino alla parete tronco con una pinza e snipping con le forbici sottili. Successivamente, tagliare le estremità distali vicino alla pelle (figure 2F - H). Infine, rimuovere il intsegmenti nervosi ervening (Figura 2i). </li></ol></li><li> Rimuovere eventuali nervi dal lembo di pelle esposta al punto 5.4. Queste fibre comprendono i rami distali delle dorsali nervi cutanei e appaiono come bianche ciocche di ramificazione si trovano sporadicamente all&#39;interno del tessuto connettivo dermico sul lato del lembo cutaneo (figure 2J - K). <ol><li> Per rimuovere queste belle rami, posizionare la pinza sottile approssimativamente parallelo alla superficie cutanea, afferrare i nervi e cogliere verso l&#39;alto per evitare di interrompere i vasi sanguigni e pungere la pelle. Continuare fino a quando tutti i nervi visibili sono stati rimossi. </li></ol></li><li> Utilizzando smussa, riflettere la pelle sul lato destro della dorsale incisione mediana, ma non rimuovere i nervi. Questo servirà come il controlaterale di controllo sham-operated. </li><li> Sutura lungo la linea mediana dorsale in un semplice schema interrotto per chiudere l&#39;incisione. Monitorare l&#39;animale durante il recupero e post-opertivamente come precedentemente dimostrato (Piazza di 2,8-10). Rimuovere suture entro 7-10 giorni dopo l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Per valutare funzionalmente stabile denervazione fino a diverse settimane dopo l&#39;intervento, rimuovere i capelli dalla pelle dorsale con un tagliatore elettrico. </li><li> pungere delicatamente la zona della pelle denervato usando un ago ipodermico, e notare se l&#39;animale risponde, in genere un brivido o girare la testa. Se l&#39;area di pelle è stato stabilmente denervato, l&#39;animale esporrà poca o nessuna risposta. </li><li> Con un pennarello nero, delimitare l&#39;area di risposta, nonché una zona di dimensioni e posizione simile sul lato controlaterale sham. </li><li> Raccogliere biopsie di questi siti, come nei passaggi 2.1-2.9 per l&#39;analisi. Nota: In alternativa, tutta la schiena dorsale della pelle, comprese le regioni denervati e sham-operati, può essere rimosso come un singolo foglio per tutto il montaggio colorazione, simile a quanto descritto al punto 4. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

I nervi svolgono funzioni cruciali non solo nella sensazione, ma anche nello sviluppo degli organi dei mammiferi, la manutenzione e la rigenerazione 13,24-27. Come nervi sono stati recentemente implicati in malattie della pelle diversi, le tecniche qui descritte possono essere utilizzati per studiare il requisito di innervazione in una varietà di modelli di malattia degli animali. Infatti, la tecnica denervazione unilaterale consente il raffronto diretto di pelle sia con nervi integri o interrotti dalla stessa mouse. Questo fornisce un controllo interno ideale per compensare le differenze animale a animale, con successiva analisi dei dati utilizzando un t-test accoppiato. Mentre le procedure qui descritte ampiamente utilizzano il gene reporter LacZ, questi esperimenti possono essere adattati in modo tale che l&#39;allele Gli1-CreERT2 è combinato con altri alleli reporter fluorescente o condizionati per modificare l&#39;espressione genica in TD. Per esempio, i topi Gli1-CreERT2 possono essere attraversaticon gli animali ospitano alleli condizionali di Patched1 (B6N.129-Ptch1 tm1Hahn / J) 28 per generare topi che formano i tumori TD-derivati ​​dopo l&#39;induzione tamoxifene 5. È importante notare che il ceppo Gli1-CreERT2 induce anche ricombinazione in un sottogruppo di cellule staminali del follicolo pilifero Gli1 + che sono fisicamente separate da quelle del TD 13. A seguito di denervazione, nervi della pelle rimangono stabilmente ablazione per diversi mesi (Figura 3C) 5,19. In altri studi, tuttavia, alcuni ri-innervazione è stato riscontrato nel corso del tempo 6. Il perdurance del fenotipo denervata può dipendere dalla completezza di rimozione del nervo, come è assolutamente critico per asportare segmenti nervosi tra loro uscita dalla parete toracica ad un punto vicino ai siti di inserimento nel derma della pelle. completamente Removing i capelli dalla pelle prima di biopsia può migliorare la capacità di visualizzare successivamente TD di tutto il montaggio colorazione (Figura 1B). Questo si ottiene applicando la crema depilatoria sulla pelle ritagliata per 2 minuti, e poi pulire i capelli lontano in direzione anteriore-posteriore con batuffoli di cotone. Si prega di notare che la depilazione può influenzare la cinetica del ciclo dei capelli, promuovendo l&#39;ingresso nella fase di crescita anagen. In alternativa, i capelli possono essere completamente rimosso usando una lama di rasoio. Inoltre, tutto il montaggio immunoistochimica può essere eseguita per visualizzare TD e cellule di Merkel su fogli epiteliali separati dal derma, come è stato descritto in precedenza 23. Resta la possibilità che la denervazione chirurgica può causare infiammazione al sito chirurgico, potenzialmente confondere eventuali fenotipi osservati. Nella nostra esperienza, non abbiamo osservato notevole infiammazione dopo denervazione, probabilmente perché il danno tissutale collaterali sostenute nel skin è leggera se la procedura è fatto correttamente. Per ridurre al minimo la possibilità che l&#39;infiammazione può influenzare i risultati, controlli aggiuntivi possono essere incorporati nel esperimento. Per esempio, abbiamo osservato che la denervazione specificamente inibisce tumori TD-derivati, ma le lesioni nelle stesse campioni di pelle non capelli adiacente follicolo-associato, sostenendo che la denervazione, e non un generale ferita indotta infiammatoria risposta-probabile tumorigenesi inibito al TD 5. E &#39;importante notare che la denervazione chirurgica ablates tutti i nervi cutanei, comprese le fibre sensoriali e simpatiche 5, e quindi fornisce una valutazione complessiva generale dell&#39;influenza di questi nervi su entrambi pelle normale o malati. Altri approcci sperimentali, per esempio utilizzando pharmacologics come la neurotossina botulinica di bloccare la neurotrasmissione, può produrre intuizioni meccanicistici più dettagliate 7, anche se non è chiaro se questi agenti inibiscono retrogradasecrezione di citochine come ligandi Hedgehog. In alternativa, composti come 6-idrossidopamina sono stati utilizzati per l&#39;ablazione nervi simpatici nella pelle 9. In aggiunta, il targeting i recettori per i fattori nervosi-derivati, come calcitonina peptide correlato al gene e sostanza P può essere utile per interrogare le interazioni specifiche tra nervi e le cellule circostanti all&#39;interno della loro nicchia 6. In definitiva, molteplici strategie possono essere utilizzate in combinazione per identificare, o almeno escludono, potenziali meccanismi di segnalazione. Infine, mirata delezione genetica di fattori nervosi di derivazione nel lignaggio neurale utilizzando Wnt1-Cre o Advillin-Cre può rappresentare il gold standard per chiarire i segnali che vengono scambiati tra i nervi e la loro nicchia 19. Poiché nessuno di questi ceppi sono tamoxifene-inducibile, tuttavia, una certa cautela deve essere preso per assicurare che l&#39;alterazione di questi segnali non mettere in pericolo lo sviluppo del nervo o il corretto targeting delle afferenze neuronali. L&#39;uso di un Cre tamoxifene-inducibile come Advillin-CreERT2 può aiutare aggirare questi problemi 29. Nel complesso, le tecniche descritte qui-una combinazione di stirpe tracing, la visualizzazione delle cellule e denervazione-offrono approcci chirurgici potenti per studiare l&#39;influenza dei nervi sulla pelle normale e malati. Con l&#39;esperienza, queste procedure possono essere eseguite di routine e affidabile, mentre causando disagio minimo per l&#39;animale, o il ricercatore.

Over the past few years, there has been a widening appreciation for the influence of nerves on diseases not typically regarded as classical neuropathies1-4. In the skin, recent experimental evidence has suggested that sensory nerves can modulate diverse pathologies ranging from psoriasis to cancer5-9. This has been demonstrated using techniques such as surgical denervation and pharmacological inhibition of neural function in rodents. In the case of psoriasis, these studies have provided a mechanistic framework for understanding why human psoriatic plaques regress following loss of neural function7,10-12.
Cutaneous nerves can also affect gene expression13,14 and are critical for mechanosensing in normal skin15. In particular, touch dome (TD) epithelia are comprised of a patch of columnar epidermal cells in juxtaposition with neuroendocrine Merkel cells innervated by slowly adapting type 1 (SA1) nerve fibers16-18. TDs mediate light touch sensation and have been shown to display Hedgehog pathway activity5,19. TD maintenance depends on innervation20,21, as nerves secrete Hedgehog ligands to sustain normal TDs and their associated Merkel cells19. In addition, innervation promotes Hedgehog-dependent tumor formation from TD epithelia5. Together, these studies reinforce the notion that intricate molecular interactions occurring between nerves and the surrounding cells in their niche are crucial for normal TD physiology as well as disease.
To interrogate the nature of these interactions, we describe here a series of in vivo techniques for manipulating gene expression in the TD, as well as for harvesting skin biopsies for TD visualization after lineage tracing. Finally, we describe procedures for performing unilateral surgical denervation, wherein nerves are removed from one side of the mouse dorsal skin, while leaving the contralateral side intact as a sham internal control. Several weeks after surgery, denervated and sham control skin are compared to assess changes that occur when nerves are ablated. Although these techniques are described in the context of normal TDs, the denervation procedure has been used to examine the requirement for nerves in mouse models of psoriasis6, wound healing13 and tumorigenesis5. Finally, since the skin is amenable to repeated biopsies, this provides an opportunity to monitor the long-term fates of labeled cells or to assess disease progression over multiple time points.

<table><tbody><tr><td>Alcohol prep pads</td><td>PDI</td><td>B339</td><td></td></tr><tr><td>AnaSed (Xylazine)</td><td>Lloyd</td><td>NADA 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Antibody, anti-Keratin 8</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td>TROMA-I</td><td>rat antibody, use at 1:500 concentration</td></tr><tr><td>Antibody, anti-Keratin 17</td><td>Cell Signaling</td><td>#4543</td><td>rabbit antibody, use at 1:1,000 concentration</td></tr><tr><td>Antibody, anti-Neurofilament</td><td>Cell Signaling</td><td>C28E10</td><td>rabbit antibody, use at 1:500 concentration</td></tr><tr><td>Betadine prep pads</td><td>Medline</td><td>MDS093917</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen (Rimadyl)</td><td>Zoetis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cordless rechargable clipper</td><td>Wahl</td><td>trimmer model 8900</td><td></td></tr><tr><td>Corn Oil</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8267</td><td></td></tr><tr><td>Cryostat</td><td>Leica</td><td>CM1860</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>D1306</td><td>use at 1:1,000 concentration</td></tr><tr><td>Deoxycholate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D6750</td><td></td></tr><tr><td>Depilatory Cream</td><td>Nair</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Dimethylforamide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>319937</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl Sulfoxide (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8418</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5882</td><td></td></tr><tr><td>ImmEdge Pen</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-4000</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine HCl</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409-2051-05</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium chloride</td><td>Sigma</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>Micro cover glass</td><td>VWR</td><td>48404-454</td><td></td></tr><tr><td>Micro Slides</td><td>VWR</td><td>48311-703</td><td></td></tr><tr><td>10% Neutral Buffered Formalin</td><td>VWR</td><td>BDH0502-4LP</td><td></td></tr><tr><td>6-0 nylon sutures</td><td>DemeTECH</td><td>NL166012F4P</td><td></td></tr><tr><td>Octylphenyl-polyethylene glycol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I8896</td><td></td></tr><tr><td>O.C.T. Compound</td><td>Sakura Tissue-Tek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>158127</td><td></td></tr><tr><td>Pottasium ferrocyanide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9387</td><td></td></tr><tr><td>Pottasium ferricyanide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>702587</td><td></td></tr><tr><td>Sodium phosphate monobasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9791</td><td></td></tr><tr><td>Sodium phosphate dibasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5136</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>84097</td><td></td></tr><tr><td>Tamoxifen</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T5648-1G</td><td></td></tr><tr><td>Ultra fine forceps</td><td>Dumont</td><td>0103-5-PO</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield</td><td>Vector Laboratories</td><td>H1000</td><td></td></tr><tr><td>X-gal</td><td>Roche</td><td>10 651 745 001</td><td>Disolve in dimethylforamide to create 50x stock prior to use</td></tr></tbody></table>

cutaneous surgical denervation:  a method for testing the requirement for nerves in mouse models of skin disease

Cutaneous somatosensory nerves function to detect diverse stimuli that act upon the skin. In addition to their established sensory roles, recent studies have suggested that nerves may also modulate skin disorders including atopic dermatitis, psoriasis and cancer. Here, we describe protocols for testing the requirement for nerves in maintaining a cutaneous mechanosensory organ, the touch dome (TD). Specifically, we discuss methods for genetically labeling, harvesting and visualizing TDs by whole-mount staining, and for performing unilateral surgical denervation on mouse dorsal back skin. Together, these approaches can be used to directly compare TD morphology and gene expression in denervated as well as sham-operated skin from the same animal. These methods can also be readily adapted to examine the requirement for nerves in mouse models of skin pathology. Finally, the ability to repeatedly sample the skin provides an opportunity to monitor disease progression at different stages and times after initiation.

Dai topi che esprimono generando tamoxifene-inducibile Gli1-CreERT2 e un allele LacZ giornalista, è possibile visualizzare TD epiteli e tracciare le sorti di queste cellule nel corso del tempo. L&#39;intera procedura di denervazione in genere può essere completata entro 1 ora per mouse e dovrebbe causare disagio minimo per l&#39;animale. I nostri studi precedenti hanno indicato che i nervi sono cruciali per mantenere entrambi i TDs normali così come le loro cellule associate cheratina 8 + Merkel (figure 3A - C) 5,19. I nervi sono anche fondamentali per promuovere l&#39;espressione Gli1 in TD (Figura 3D). Data l&#39;aspetto relativamente poco frequenti di cluster TD tutta la pelle (Figura 1B), è indispensabile per campionare più sezioni congelate per quantificare con precisione la frequenza TD. Tipicamente, valutiamo 15 non-conssezioni ecutive (ciascuno lungo 10 micron di spessore e ~ 1 cm) sia da farsa e la pelle denervata da ciascun animale. Dopo denervazione, perdita stabile di nervi, sia a TD e tutta la pelle, può essere confermato dall&#39;assenza di colorazione immunoistochimica per markers pan-neurale standard come Neurofilament in entrambe le sezioni congelate o paraffina (Figure 3A e 3C, e come precedentemente segnalati 5). In alternativa, i nervi possono essere identificate da espressioni di β3-tubulina o PGP9.5 6,9. Utilizzando Gli1; ​​topi LacZ, è anche possibile confermare sia l&#39;esigenza di nervi nell&#39;attivazione Hedgehog nel TD e nel mantenimento destino cellulare TD variando la sequenza di ricombinazione tamoxifene-indotta e denervazione. Se denervazione viene eseguita prima di ricombinazione, per esempio, ciò testare il requisito di nervi nell&#39;attivare il pathwa Hedgehogy, come monitorato da attività ricombinasi Cre e livelli, che sono correlati con l&#39;espressione Gli1 in questi animali. D&#39;altra parte, se viene eseguita dopo denervazione ricombinazione, ciò valutare la necessità di nervi nel mantenimento cellule già marcate in TD. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54050/54050fig1.jpg" /> Figura 1. La biopsia della pelle e tutto il montaggio LacZ colorazione dei TD epiteli. (A) (in alto) Fotografia di topo dopo la biopsia e prima della sutura. (In basso a sinistra) immagine ingrandita sito biopsia. campione di pelle (in basso a destra) ottenuto da biopsia con il lato derma diffondere piatto su un tovagliolo di carta asciutto. (B) tutto il montaggio LacZ colorazione di pelle da una Gli1, LacZ mouse, 7 giorni dopo l&#39;induzione tamoxifene, depilati appena prima di biopsia per migliorare la visualizzazione della pelle. Gli1 + / LacZ + TDs sono etichettati come intenso cluster blu.Scala grafica = 1 cm. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54050/54050fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54050/54050fig2.jpg" /> Figura 2. Due approcci per denervating pelle dorsale. (A) Schema di cartone animato di pelle innervata mouse. Red linee tratteggiate indicano un singolo escissione fatta lungo la linea mediana dorsale per esporre la muscolatura sottostante alla parete tronco (viola) e il derma (grigio, asterisco) sotto la pelle riflessa. Dorsale nervi cutanei che viaggiano caudale sembrano &quot;piegare&quot; che lasciano la parete tronco (la freccia nera indica una tale curva). segmenti coraggio di essere asportati sono delimitate da linee tratteggiate nere. (B) Fotografia di nervi intatti con i siti di piegatura indicati (frecce). Le frecce blu indicano i segmenti 2 nervose che saranno remOved. (C - D) Le fotografie che mostrano la tecnica denervazione. Utilizzando pinze ultra-fine, afferrare i nervi di 0,5 cm sotto i loro siti di piegatura e tirare verso l&#39;esterno. (E) Fotografia che mostra la cavità del corpo dopo la rimozione di 2 segmenti nervosi (frecce blu). I restanti nervi anche bisogno di essere rimossi. (F - I) Un approccio alternativo per la rimozione del nervo è raffigurato, in cui i nervi sono snipped al loro prossimale finisce appena sotto dove Bend (punte di freccia) (G), e anche distale, vicino al loro sito di entrata in pelle (punte di freccia) (H). Si noti che l&#39;incisione mediana in queste immagini è più lungo tipico fini di una migliore visualizzazione. (J) fotografico lato dermica del lembo cutaneo riflessa su un lato della linea mediana. (K) I nervi sono delineati (linee nere), con i vasi sanguigni più grandi indicati in rosso. I nervi situati sul lato derma dello scin lembo anche bisogno di essere asportato. Asterisk, sottostante derma dal lembo cutaneo riflessa. Barra di scala = 1 mm. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54050/54050fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54050/54050fig3.jpg" /> Figura 3. perdita stabile di nervi e deterioramento del TD dopo denervazione. (A) Immunohistochemistry mostrando TD epiteli con cheratina 8 + cellule di Merkel (K8, verde) e neurofilamenti + nervi (NF, rosso) in pelle sham-operated. (B) rappresentazione del fumetto, con epiteli TD evidenziato in cellule di Merkel, viola in verde, e nervi sensoriali in blu. (C) Immunohistochemistry mostrando la pelle denervato (DEN) manca complessi cellule del neurite Merkel all&#39;interno dell&#39;area TD. linee gialle tratteggiate, follicolo pilifero dell&#39;epitelio. Asterisk, background colorazione. (D) tutto il montaggio LacZ colorazione dorsale posteriore pelle da Gli1 LacZ / + topo 2 settimane dopo unilaterale denervazione pelle. Nella casella a sinistra della linea mediana incisione guarito (freccia), abbondanti epiteli TD etichettati sono stati osservati in pelle sham-operated. A destra della linea mediana, TD non sono visibili in pelle denervato. Barra di scala = 10 micron per (A), (C); e 1 mm per (D). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54050/54050fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Cutaneous Surgical Denervation:  A Method for Testing the Requirement for Nerves in Mouse Models of Skin Disease

This article includes detailed protocols for genetic labeling of mouse skin, surgical denervation, skin biopsy and visualizing labeled epithelia by whole-mount &#946;-galactosidase staining. These methods can be used to test the requirement for nerves in mouse models of normal and pathological skin.

Cutanea denervazione chirurgica: Un metodo per il test il requisito per i nervi in ​​modelli murini di malattia della pelle

Cutaneous somatosensory nerves function to detect diverse stimuli that act upon the skin. In addition to their established sensory roles, recent studies ...

cutaneous-surgical-denervation-method-for-testing-requirement-for

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

9.7K Views.  University of Michigan. This article includes detailed protocols for genetic labeling of mouse skin, surgical denervation, skin biopsy and visualizing labeled epithelia by whole-mount β-galactosidase staining. These methods can be used to test the requirement for nerves in mouse models of normal and pathological skin.

Video: Cutaneous Surgical Denervation:  A Method for Testing the Requirement for Nerves in Mouse Models of Skin Disease

The Spared Nerve Injury (SNI) Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared nerve injury (SNI) model induces symptoms of neuropathic pain such as mechanical allodynia i.e. pain due to tactile stimuli that do not normally provoke a painful response [1]. 
The SNI mouse model involves ligation of two of the three branches of the sciatic nerve (the tibial nerve and the common peroneal nerve), while the sural nerve is left intact [2]. The lesion results in marked hypersensitivity in the lateral area of the paw, which is innervated by the spared sural nerve. The non-operated side of the mouse can be used as a control. The advantages of the SNI model are the robustness of the response and that it doesn&#x2019;t require expert microsurgical skills.
The threshold for mechanical pain response is determined by testing with von Frey filaments of increasing bending force, which are repetitively pressed against the lateral area of the paw [3], [4]. A positive pain reaction is defined as sudden paw withdrawal, flinching and/or paw licking induced by the filament. A positive response in three out of five repetitive stimuli is defined as the pain threshold. 
As demonstrated in the video protocol, C57BL/6 mice experience profound allodynia as early as the day following surgery and maintain this for several weeks.

The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

The Spared Nerve Injury animal model is described here as a mouse model of peripheral neuropathic pain following partial denervation of the sciatic nerve by lesioning the tibial and common peroneal nerve branches, leaving the remaining sural nerve intact. Behavioral modification resulting from mechanical allodynia is quantified by von Frey filaments.

Risparmiato il Nerve pregiudizio (SNI) Modello di Allodinia meccanica indotta nei topi

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared ...

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Medicina

Tibial Nerve Transection - A Standardized Model for Denervation-induced Skeletal Muscle Atrophy in Mice

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. Although originally developed and used extensively in the rat due to its larger size, the tibial nerve in mice is big enough that it can be easily manipulated with either crush or transection, leaving the peroneal and sural nerve branches of the sciatic nerve intact and thereby preserving their target muscles. Thus, this model offers the advantages of inducing less morbidity and impediment of ambulation than the sciatic nerve transection model and also allows investigators to study the physiologic, cellular and molecular biologic mechanisms regulating the process of muscle atrophy in genetically engineered mice. The tibial nerve supplies the gastrocnemius, soleus and plantaris muscles, so its transection permits the study of denervated skeletal muscle composed of fast twitch type II fibers and/or slow twitch type I fibers. Here we demonstrate the tibial nerve transection model in the C57Black6 mouse. We assess the atrophy of the gastrocnemius muscle, as a representative muscle, at 1, 2, and 4 weeks post-denervation by measuring muscle weights and fiber type specific cross-sectional area on paraffin-embedded histologic sections immunostained for fast twitch myosin.

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of skeletal muscle atrophy. The model surgical protocol is described and demonstrated in C57Black6 mice. &#160;

Resezione del nervo tibiale - Un modello standardizzato per Denervation indotta scheletrico atrofia muscolare nei topi

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. ...

Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and either cut or crush it to induce peripheral nerve injury. Advantages of this surgery are its simplicity, high reproducibility, and the lack of effect on vital functions or mobility from the subsequent facial paralysis, thus resulting in a relatively mild surgical outcome compared to other nerve injury models. A major advantage of using a cranial nerve injury model is that the motoneurons reside in a relatively homogenous population in the facial motor nucleus in the pons, simplifying the study of the motoneuron cell bodies. Because of the symmetrical nature of facial nerve innervation and the lack of crosstalk between the facial motor nuclei, the operation can be performed unilaterally with the unaxotomized side serving as a paired internal control. A variety of analyses can be performed postoperatively to assess the physiologic response, details of which are beyond the scope of this article. For example, recovery of muscle function can serve as a behavioral marker for reinnervation, or the motoneurons can be quantified to measure cell survival. Additionally, the motoneurons can be accurately captured using laser microdissection for molecular analysis. Because the facial nerve axotomy is minimally invasive and well tolerated, it can be utilized on a wide variety of genetically modified mice. Also, this surgery model can be used to analyze the effectiveness of peripheral nerve injury treatments. Facial nerve injury provides a means for investigating not only motoneurons, but also the responses of the central and peripheral glial microenvironment, immune system, and target musculature. The facial nerve injury model is a widely accepted peripheral nerve injury model that serves as a powerful tool for studying nerve injury and regeneration.

We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques.

Facial assotomia Nerve in topi: un modello per studiare motoneuroni risposta al danno

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and ...

Establishing a Mouse Model of a Pure Small Fiber Neuropathy with the Ultrapotent Agonist of Transient Receptor Potential Vanilloid Type 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to degeneration and injury of small-diameter sensory neurons, referred to as small fiber neuropathy. Present animal models of small fiber neuropathy affect both large- and small-diameter sensory fibers and thus create a neuropathology too complex to properly assess the effects of injured small-diameter sensory fibers. Therefore, it is necessary to develop an experimental model of pure small fiber neuropathy to adequately examine these issues. This protocol describes an experimental model of small fiber neuropathy specifically affecting small-diameter sensory nerves with resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent agonist of transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), through a single dose of intraperitoneal injection, referred to as RTX neuropathy. This RTX neuropathy showed pathological manifestations and behavioral abnormalities that mimic the clinical characteristics of patients with small fiber neuropathy, including intraepidermal nerve fiber (IENF) degeneration, specifically injury in small-diameter neurons, and induction of thermal hypoalgesia and mechanical allodynia. This protocol tested three doses of RTX (200, 50, and 10 &#181;g/kg, respectively) and concluded that a critical dose of RTX (50 &#181;g/kg) is required for the development of typical small fiber neuropathy manifestations, and prepared a modified immunostaining procedure to investigate IENF degeneration and neuronal soma injury. The modified procedure is fast, systematic, and economic. Behavioral evaluation of neuropathic pain is critical to reveal the function of small-diameter sensory nerves. The evaluation of mechanical thresholds in experimental rodents is particularly challenging and this protocol describes a customized metal mesh that is suitable for this type of assessment in rodents. In summary, RTX neuropathy is a new and easily established experimental model to evaluate the molecular significance and intervention underlying neuropathic pain for the development of therapeutic agents.

This study establishes an experimental model of pure small fiber neuropathy with resiniferatoxin (RTX). A unique dose of RTX (50 &#181;g/kg) is optimal for developing a small fiber neuropathy model that mimics patient characteristics and could help investigate the nociceptive molecular significance underlying neuropathic pain.

Che istituisce un modello murino di una neuropatia pura piccola fibra con l'agonista Ultrapotent di Transient Receptor potenziali vanilloidi tipo 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to ...

Neuroscienze

Protocol to Create Chronic Wounds in Diabetic Mice

Chronic wounds develop as a result of defective regulation in one or more complex cellular and molecular processes involved in proper healing. They impact ~6.5M people and cost ~$40B/year in the US alone. Although a significant effort has been invested in understanding how chronic wounds develop in humans, fundamental questions remain unanswered. Recently, we developed a novel mouse model for diabetic chronic wounds that have many characteristics of human chronic wounds. Using db/db-/- mice, we can generate chronic wounds by inducing high levels of oxidative stress (OS) in the wound tissue immediately after wounding, using a one-time treatment with inhibitors specific to the antioxidant enzymes catalase and glutathione peroxidase. These wounds have high levels of OS, develop biofilm naturally, become fully chronic within 20 days after treatment and can remain open more for more than 60 days. This novel model has many features of diabetic chronic wounds in humans and therefore can contribute significantly to advancing fundamental understanding of how wounds become chronic. This is a major breakthrough because chronic wounds in humans cause significant pain and distress to patients and result in amputation if unresolved. Moreover, these wounds are very expensive and time-consuming to treat, and lead to significant loss of personal income to patients. Advancements in this field of study through the use of our chronic wound model can significantly improve health care for millions who suffer under this debilitating condition. In this protocol, we describe in great detail the procedure to cause acute wounds to become chronic, which has not been done before.

Chronic wounds are developed from acute wounds on a diabetic mouse model by inducing high levels of oxidative stress after a full-thickness cutaneous wound. The wound is treated with inhibitors for catalase and glutathione peroxidase, resulting in impaired healing and biofilm development by bacteria present in the skin microbiome.

Protocollo per creare ferite croniche nei topi diabetici

Chronic wounds develop as a result of defective regulation in one or more complex cellular and molecular processes involved in proper healing. They impact ...

Modified Spared Nerve Injury Surgery Model of Neuropathic Pain in Mice

Spared nerve injury (SNI) is an animal model that mimics the cardinal symptoms of peripheral nerve injury for studying the molecular and cellular mechanism of neuropathic pain in mice and rats. Currently, there are two types of SNI model, one to cut and ligate the common peroneal and the tibial nerves with intact sural nerve, which is defined as SNIs in this study, and another to cut and ligate the common peroneal and the sural nerves with intact tibial nerve, which is defined as SNIt in this study. Because the sural nerve is purely sensory whereas the tibial nerve contains both motor and sensory fibers, the SNIt model has much less motor deficit than the SNIs model. In the traditional SNIt mouse model, the common peroneal and the sural nerves are cut and ligated separately. Here a modified SNIt surgery method is described to damage both common peroneal and sural nerves with only one ligation and one cut with a shorter procedure time, which is easier to perform and reduces the potential risk of stretching the sciatic or tibial nerves, and produces similar mechanical hypersensitivity as the traditional SNIt model.

<meta charset="utf8"></head><body>Modello modificato di chirurgia delle lesioni nervose risparmiate del dolore neuropatico nei topi

The modified surgery is a simplified method for mouse or rat spared nerve injury model that requires only one ligation and one cut to injure both common peroneal and sural nerves.

Modello modificato di chirurgia delle lesioni nervose risparmiate del dolore neuropatico nei topi

Spared nerve injury (SNI) is an animal model that mimics the cardinal symptoms of peripheral nerve injury for studying the molecular and cellular ...

Partial Sciatic Nerve Ligation: A Mouse Model of Chronic Neuropathic Pain to Study the Antinociceptive Effect of Novel Therapies

Management of chronic pain remains challenging to this day, and current treatments are associated with adverse effects, including tolerance and addiction. Chronic neuropathic pain results from lesions or diseases in the somatosensory system. To investigate potential therapies with reduced side effects, animal pain models are the gold standard in preclinical studies. Therefore, well-characterized and well-described models are crucial for the development and validation of innovative therapies. 
Partial ligation of the sciatic nerve (pSNL) is a procedure that induces chronic neuropathic pain in mice, characterized by mechanical and thermal hypersensitivity, ongoing pain, and changes in limb temperature, making this model a great fit to study neuropathic pain preclinically. pSNL is an advantageous model to study neuropathic pain as it reproduces many symptoms observed in humans with neuropathic pain. Furthermore, the surgical procedure is relatively fast and straightforward to perform. Unilateral pSNL of one limb allows for comparison between the ipsilateral and contralateral paws, as well as evaluation of central sensitization. 
To induce chronic neuropathic hypersensitivity, a 9-0 non-absorbable nylon thread is used to ligate the dorsal third of the sciatic nerve. This article describes the surgical procedure and characterizes the development of chronic neuropathic pain through multiple commonly used behavioral tests. As a plethora of innovative therapies are now being investigated to treat chronic pain, this article provides crucial concepts for standardization and an accurate description of surgeries required to induce neuropathic pain.

Partial sciatic nerve ligation induces long-lasting chronic neuropathic pain, characterized by exaggerated responses to thermal and mechanical stimuli. This mouse model of neuropathic pain is commonly used to study innovative therapies for pain management. This article describes in detail the surgical procedure to improve standardization and reproducibility.

Legatura parziale del nervo sciatico: un modello murino di dolore neuropatico cronico per studiare l'effetto antinocicettivo di nuove terapie

Management of chronic pain remains challenging to this day, and current treatments are associated with adverse effects, including tolerance and addiction. ...

Targeting dei neuroni simpatici del topo: un approccio alla simpatectomia lombare

Surgical Lumbar Sympathectomy in Mice

Peripheral nerve injuries are common, and full functional recovery after injury is achieved in only 10% of patients. The sympathetic nervous system plays many critical roles in maintaining bodily homeostasis, but it has rarely been studied in the context of peripheral nerve injury. The extent of postganglionic sympathetic neuronal functions in distal targets in the periphery is currently unclear. To better explore the role of sympathetic innervation of peripheral targets, a surgical &#34;knock-out&#34; model provides an alternative approach. Although this can be achieved chemically, chemical destruction of postganglionic sympathetic neurons can be nonspecific and dose-dependent. The use of a surgical lumbar sympathectomy in mice, once thought to be &#34;virtually not practicable&#34; in small animals, allows for specific targeting of postganglionic sympathetic neurons that innervate the hind limbs. This manuscript describes how to surgically remove the L2-L5 lumbar sympathetic ganglia from a mouse as a survival surgery, which reliably decreases the hind paw sweat response and the number of sympathetic axons in the sciatic nerve.

Autore in primo piano: Esplorare la plasticità dei neuroni simpatici

This manuscript presents a protocol for surgically removing the postganglionic lumbar sympathetic neurons from a mouse. This procedure will facilitate a multitude of studies aimed at investigating the role of sympathetic innervation in distal tissue targets.

Simpatectomia lombare chirurgica nei topi

Peripheral nerve injuries are common, and full functional recovery after injury is achieved in only 10% of patients. The sympathetic nervous system plays ...

Cutanea denervazione chirurgica: Un metodo per il test il requisito per i nervi in modelli murini di malattia della pelle

Riepilogo

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Risparmiato il Nerve pregiudizio (SNI) Modello di Allodinia meccanica indotta nei topi

Resezione del nervo tibiale - Un modello standardizzato per Denervation indotta scheletrico atrofia muscolare nei topi

Facial assotomia Nerve in topi: un modello per studiare motoneuroni risposta al danno

Che istituisce un modello murino di una neuropatia pura piccola fibra con l'agonista Ultrapotent di Transient Receptor potenziali vanilloidi tipo 1

Protocollo per creare ferite croniche nei topi diabetici

Modello modificato di chirurgia delle lesioni nervose risparmiate del dolore neuropatico nei topi

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Legatura parziale del nervo sciatico: un modello murino di dolore neuropatico cronico per studiare l'effetto antinocicettivo di nuove terapie

Simpatectomia lombare chirurgica nei topi

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