The authors would like to acknowledge funding support from the University of South Florida, Department of Surgery (Mack Wu, MD, PhD).

NOTA: approvazione per tutte le procedure, presentato di seguito è stato ottenuto presso l&#39;Università del comitato Animal Care del South Florida (IACUC) e rispettare tutti i requisiti della legge sulla protezione degli animali e la Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio. 1. Preparazione di fogli di silicone e strumenti chirurgici <ol><li> Strisce pretagliate (10,5 centimetri x 3,0 cm) di non rinforzati 0,01 di spessore, di grado medico teli di silicone e sterilizzare in autoclave. </li><li> Pulire e sterilizzare idonei strumenti chirurgici (forbici, pinze e tende o asciugamani per creare un campo sterile durante l&#39;intervento chirurgico). </li></ol> 2. Gli animali sperimentali <ol><li> Utilizzare maschio adulto o ratti femmina di peso nella gamma 250-350 g ottenuti da un allevatore commerciale. Se vengono utilizzati ratti anziani, dovrebbero essere ≥350 g per garantire post-chirurgia migliore sopravvivenza. Prima dell&#39;inizio di qualsiasi esperimenti acclimatarvi tutti gli animali per almeno7 giorni in condizioni standard di un ciclo luce-buio 12 ore con cibo e acqua ad libitum. </li></ol> 3. Anestesia, Analgesia pre-operatoria e di preparazione operativa <ol><li> Indurre anestesia generale utilizzando isoflurano al 3% -4% tramite una camera di induzione e mantenere (mediante uso di un cono) a 1% -2% di O 2 durante la preparazione della pelle e chirurgia. Monitorare la profondità dell&#39;anestesia dall&#39;osservazione del tasso e la profondità della respirazione, pinch interdigitale o palpebrale riflesso corneale. NOTA: In questo momento, un unguento veterinario può essere posizionato sugli occhi per prevenire la secchezza mentre l&#39;animale è sotto anestesia. </li><li> In una remota località della zona chirurgica sterile, collocare il topo in posizione prona e radersi il dorso con Clippers dalla base del collo in giù circa 11 centimetri. Stencil con pennarello indelebile, la traccia per il 3,0 centimetri x 10,5 centimetri falda (vedi Figura 1A). </li><li> Spostare il ratto di un ambiente pulito, surgica designatozona l dotato di un rilievo di riscaldamento approvato e teli o asciugamani chirurgici sterili. Iniettare 5 mg / kg per via sottocutanea ketoprofene prima delle prime incisioni chirurgiche per la gestione del dolore. Altri fluidi (saline) possono essere dati (fino a 5 cc) per via sottocutanea come necessario. </li><li> Preparare la pelle ulteriormente tampone prima con 70% di alcool isopropilico e secondo con clorexidina 0,2%, quindi applicare teli sterili per creare un campo sterile. 10% iodopovidone (Betadine) può essere utilizzato anche. NOTA: Un antibiotico (ampicillina a 15 mg / kg) può essere somministrato per via sottocutanea, ma se sono usate buone tecniche asettiche non è necessaria. </li></ol> 4. Creazione di Ferite escissionali e Bipedicled Flap <ol><li> Utilizzando un sterili monouso 6 millimetri strumento biopsia, creare due ferite circolari &quot;ischemici&quot; nel centro dell&#39;area lembo designata (Figura 1B). La profondità della ferita dovrebbe essere giù a (non attraverso) la fascia sottostante del Carno pannicolosus muscolare (Figura 1B nel riquadro). </li><li> Uso pinze sollevare la pelle al centro del contorno ferita creata dalla biopsia e quindi utilizzare le forbici iris (con punte curve) per asportare il pezzo circolare di tessuto (compreso il carnosus muscolo pannicolo). Il risultato sarà un tutto spessore avvolto con la fascia come base della ferita. NOTA: Il tessuto asportato (tappi ferita) può essere a scatto congelati in azoto liquido o fissati in 10% tamponata-formalina O / N per l&#39;elaborazione successiva come il controllo, la pelle normale. </li><li> Creare un lembo bipedicled facendo incisioni con un bisturi sterile su ogni lato delle ferite ischemiche lungo le linee pre-elaborato (Figura 1C) che sono 10,5 centimetri di lunghezza e 3,0 centimetri di distanza. La profondità delle incisioni dovrebbe essere giù ai muscoli paraspinali. Utilizzando forbici iris, separare la fascia pannicolo carnosus dai muscoli paraspinali, facendo attenzione a mantenere intatta la &quot;base&quot; dei punzoni 6 millimetri la fascia (FIGURA 1D). </li><li> Prendere 1 sterile foglio di silicone pre-tagliati e posizionarlo tra la fascia pannicolo carnosus e muscoli paraspinali (Figura 1E) assicurando che il foglio non fibbia o piegare. Usando nero, suture non assorbibili (formato 4.0) chiude entrambi incisioni ancorando il foglio di silicone per la pelle con almeno 8 interrotte punti su ciascun lato, lungo la lunghezza del lembo (Figura 1F ed 1G). </li><li> Utilizzando un sterili monouso punzone biopsia, creare due controllo ferite &quot;non-ischemici&quot; interni (fino alla fascia anteriore del muscolo carnosus panniculus) 1 cm lateralmente alle ferite ischemici su entrambi i lati del lembo (Figura 1G). </li><li> Posizionare un righello sotto le ferite e scattare foto digitali per scopi di misurazione della ferita (vedi Figura 3A). In questo momento, il flusso di sangue (perfusione) può essere monitorato utilizzando Doppler laser o altre manipolazioni (collocamento farmaco topico) eseguite.</li><li> Applicare un adesivo liquido approvato sia craniale e caudale per le ferite e una pellicola trasparente spogliatoio per mantenere l&#39;ambiente umido e pulito (sterile). Una medicazione supplementare può essere posizionato all&#39;estremità caudale del lembo per impedire all&#39;animale di rimuovere le suture più caudale. </li></ol> Procedure 5. post-operatorie <ol><li> Inserire animali in gabbia (singolarmente alloggiati) dotati di alimentatori superficiale in modo da prevenire il sito chirurgico da sfregamento contro l&#39;alimentatore. Gli animali non devono essere lasciati incustoditi o restituiti alla compagnia di altri animali fino a che riprendano conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale ed esibire movimento deciso. Tappeti di riscaldamento devono essere posti sotto la metà della gabbia per un massimo di due giorni durante il recupero. </li><li> Per gestire il dolore post-operatorio, amministrare Ketoprofene (5 mg / kg) per via sottocutanea per gli animali al mattino e 1 volta al giorno successivo per la post-intervento chirurgico fino a 48 ore. Gli animali devono essere monitorati ogni giorno persegni prolungati di dolore, perdita di peso o infezioni del sito chirurgico. </li></ol> 6. Misure Ferita successive e cambi di medicazione <ol><li> Misurare ferite ischemiche e non ischemiche spesso in anestesia generale con isoflurano al 3% -4% tramite una camera di induzione e mantenuto (tramite un cono) al 1% -2% di O 2 come al punto 3.1. </li><li> Rimuovere delicatamente la medicazione per non tirare l&#39;adesivo dalla pelle. In questo momento altre foto digitali sono prese per le misure della ferita, i trattamenti topici ri-applicati, laser Doppler Imaging (LDI) o altre manipolazioni effettuate in base alle esigenze del ricercatore. </li><li> Applicare l&#39;adesivo e una medicazione pulita e permettere all&#39;animale di recuperare come al punto 5.1. </li></ol> 7. Ferita Collection e l&#39;eutanasia <ol><li> Harvest ischemica e le ferite non ischemiche (nei giorni sperimentatore ritenga necessari), mentre l&#39;animale è in anestesia generale con isoflurano al 3% -4% tramite un indCamera uzione e mantenuto (tramite un cono) al 1% -2% di O 2 come al punto 3.1. </li><li> Usando un bisturi, fare una escissione di forma quadrata attorno alla ferita per includere qualche tessuto sano intorno alla ferita. Posizionare il escissione in un 1,5 ml scatto tubo cap e scatto congelamento in azoto liquido (conservare a -80 ° C) per l&#39;analisi molecolare futuro o incubare nel 10% formalina tamponata O / N a RT per l&#39;elaborazione istologica. NOTA: Le escissioni ferita possono essere tagliati a metà per fornire più campioni per l&#39;analisi. </li><li> Dopo la rimozione del tessuto della ferita, eutanasia l&#39;animale con il metodo approvato CO 2 inalazione. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

<html> La guarigione delle ferite nei ratti è stata spesso oggetto di dibattito a causa della loro capacità di guarire le ferite infette e alto tasso di variabilità interanimal 5. Uno degli obiettivi originali del modello durante il suo sviluppo è stato quello di ridurre questa variazione. Modifiche alla larghezza del lembo, riducendo il numero di ferite con posizionamento specifico (centrate sul lembo con coerente posizione cranio-caudale) e l&#39;introduzione di una carta siliconata ha compiuto questo obiettivo. La guarigione delle ferite per contrazione è stata ridotta e guarigione epitelizzazione, come negli esseri umani, è il risultato misurato. Adattamento del modello di un diverso ceppo di ratti, cioè, la F344, ha anche dimostrato di successo e riproduce il grado di ischemia osservata utilizzando ratti Sprague Dawley. Nel complesso le tecniche chirurgiche (biopsia, sutura e escissione ferita) necessari per questo modello sono facilmente acquisiti dalla maggior parte degli studenti e tecnici con esperienza chirurgica limitata. _content &quot;&gt; Per ottenere la coerenza con questo modello durante l&#39;esecuzione di interventi chirurgici multipli, si è scoperto che è importante creare le ferite ischemiche prima di elevazione del lembo di foglio di silicone posizionamento 5. Inoltre, non punzonatura attraverso la fascia pannicolo carnosus è fondamentale per fornire una ferita valida letto di rimanere sul silicone. Il silicone non solo agisce per impedire la ricrescita vascolare ma anche come &quot;splint&quot; che incoraggia ferita riepitelizzazione. L&#39;applicazione dell&#39;adesivo e medicazioni per prevenire l&#39;infezione e mantenere un ambiente umido per la guarigione della ferita è anche importante. scelta del prodotto può essere ciò che si preferisce o utilizzato in stabulario del ricercatore. Tuttavia, non è raro che alcuni degli animali per poter rimuovere i loro condimenti, non importa quale tipo di adesivo / combinazione di medicazione è utilizzato. Il lembo bipedicled dovrebbe rimanere vitali durante un corso a tempo di guarigione che è approssimativo<html> ly 28 giorni, a seconda del ceppo di ratti e altre comorbidità presenti. Raramente, ascessi possono formarsi nel lembo (in particolare vicino a punti di sutura) e sieromi possono formare sotto la patta. Fluid può essere scaricato e antibiotici somministrati se necessario. Tuttavia, se il lembo perde vitalità e diventa necrotico si raccomanda che tale animale non è più utilizzabile. Escissione ferita per analisi biochimica fa introdurre variabilità dovuta a (1) un certo tessuto normale deve essere mantenuta per il supporto (2) la scelta di omogeneizzazione preparazione di tessuti e per l&#39;isolamento di RNA, DNA o proteine ​​e (3) la variabilità intrinseca interanimal 5,10, 11. Si potrebbe considerare questo ultimo punto una limitazione al modello e si è riscontrato che la riduzione delle dimensioni del lembo (&lt;2,0 cm) o lembo trauma può causare necrosi, indicando che le variazioni minori in fattori quali temperatura o di stress livelli, possono anche portare a variazioni biochimicamente rilevabile tra i campioni della ferita da un topo ad un altro 5. ve_content &quot;&gt; In sintesi, questo modello, con una longitudinale lembo bipedicled vanno 2,0-3,0 cm di larghezza e un foglio di silicone in posizione strategica, è un modello affidabile di ischemia del tessuto prolungata. Una volta che l&#39;utente è abile a utilizzare le tecniche per creare una ferita ischemica coerente, dovrebbero essere in grado di adattarsi a età aggiuntivi e specie di roditori (topi incluso). Le ferite escissionale possono essere trattati per via topica, o trattamenti sistemici utilizzati per esplorare ulteriormente il meccanismo (s) coinvolti nella formazione ferita cronica, esacerbato risposte infiammatorie, angiogenesi aberranti e la chiusura della ferita in ritardo.

Lo sviluppo di farmaci efficaci e di altre terapie cicatrizzanti richiedono appropriati modelli in vivo, nonostante i problemi noti a tradurre i risultati in modelli animali per le terapie umane 1. Quella che segue è una descrizione di un protocollo dettagliato per l&#39;utilizzo di un modello di ratto di ischemico pelle guarigione delle ferite per indagare meccanismi che ulteriormente la comprensione della cicatrizzazione patologica. Le specie di ratto, spesso impiegato per la sua ampia disponibilità, le dimensioni e la natura docile viene utilizzato per gli studi la guarigione di ferite come è grande abbastanza per fornire una zona di pelle adatta per incisionale ed escissionali ferimento, l&#39;imaging e la raccolta dei tessuti 2. Tuttavia dovrebbe essere preso in attenta considerazione che la pelle di un topo e un essere umano sono diversi anatomicamente, con i ratti è stata sottoposta agli animali come sciolto dalla pelle. Questa caratteristica permette distinto per ferita contrazione, piuttosto che epithelialization contribuire in modo significativo alla chiusura di pelle di ratto wounds 2. Inoltre, la presenza di un pannicolo sottocutaneo carnosus muscolare nei ratti, contribuisce alla guarigione sia contrazione e formazione di collagene 3,4. Queste distinzioni molto importanti anatomici sono stati considerati nello sviluppo del modello ischemico ferita della pelle di ratto e specifiche modifiche sono state attuate per diminuire ferita contrazione e ridurre l&#39;influenza del pannicolo carnosus muscolare 5. In ulcere diabetiche del piede, ulcere venose e ulcere da pressione, la guarigione è ritardata e queste ferite sono considerate croniche. Le ferite sono caratterizzati da infiammazione eccessiva, che impedisce la ferita di progredire alle successive fasi di riparazione della ferita 6. Uno dei principali fattori di sviluppo di una ferita cronica è localizzato ischemia tissutale (ridotto flusso di sangue) 5 contribuire alla incapacità di eliminare l&#39;infiammazione. Al momento in cui questo modello è stato sviluppato e validato (nel 2003-4), Non c&#39;erano modelli animali standardizzati che potrebbero fornire abbastanza tessuto per testare l&#39;induzione dell&#39;angiogenesi nel letto della ferita, una tappa fondamentale nel normale guarigione delle ferite e la motivazione per lo sviluppo di questo modello 5. Detto questo, il modello qui presentato è una modifica del modello ischemico ferita originariamente descritto da Schwartz et al. 7 e successivamente utilizzato in forma modificata da Chen et al. 8 Nel modello ferita ischemica modificata, sono state apportate modifiche di eludere le caratteristiche anatomiche di cui sopra del topo che conducono alla guarigione dalla contrazione piuttosto che epithelialization: (1) Due ferite escissionali tutto spessore vengono create all&#39;interno di un lembo cutaneo dorsale bipedicled e la panniculus muscolare carnosus viene rimosso dal letto della ferita sezionando appena sopra la fascia muscolare. (2) Il lembo stesso ha dimensioni più strette, assicurando che apporto di sangue è casuale e le ferite poste nel punto medio di tegli lembo sono ischemica. (3) Un foglio di silicone è inserito sotto il lembo, impedendo readherence e riperfusione del lembo di tessuto sottostante. La contrazione della ferita è limitata (non eliminato) per l&#39;ancoraggio o la sutura del lembo al foglio di silicone 5. Il modello è stato utilizzato di recente negli studi che vanno dagli effetti di ossigeno iperbarico sulla ferita ischemica guarigione 9,10 per ischemico guarigione della ferita in giovane contro ratti anziani di 11 e ha dimostrato di essere un modello affidabile di ischemia del tessuto prolungata. Le dimensioni del lembo bipedicled sono state adattate a differenti ceppi di ratto, compresi Sprague Dawley (lunga 11 cm e larga 2 cm) e ratti F344 (lunghezza 10,5 centimetri da 3,0-3,5 cm di larghezza) e altre specie, tra 12 e suina topi 13,14. Questo video utilizza la F344 ceppo di ratti inbred nella dimostrazione del modello ischemico ferita pelle. L&#39;approvazione per tutte le procedure, presentato sotto era ottenereed all&#39;Università del comitato Animal Care del South Florida (IACUC) e rispettare tutti i requisiti della legge sulla protezione degli animali e la Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio.

<table><tbody><tr><td>Sil-Tec medical grade sheeting</td><td>Technical Products Inc.</td><td>500-3</td><td>nonreinforced, 0.01 inches in thickness</td></tr><tr><td>Mini Iris scissors, 8 cm, curved, SS</td><td>World Precision Instruments</td><td>#503671</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon Nylon Sutures</td><td>Ethicon</td><td>1964G</td><td>black, size 4.0, PC-3 16&amp;nbsp;mm needles (3/8 circle)</td></tr><tr><td>Laser Doppler Imager</td><td>Moor Instruments</td><td>moorLDI2-IR</td><td>Standard blood flow imager: http://us.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>NIH</td><td>free download</td><td>http://rsb.info.nih.gov/ij/</td></tr><tr><td>Mastisol</td><td>Henry Schein</td><td>Cat # 7289210</td><td>Fisher Scientific NC9774929</td></tr><tr><td>Tegaderm</td><td>Medical Specialties&amp;nbsp;</td><td>3M1624W</td><td>Fisher Scientific NC9922128</td></tr></tbody></table>

demonstration of the rat ischemic skin wound model

La propensione per le ferite croniche negli esseri umani aumenta con l&#39;invecchiamento, condizioni di malattia come il diabete e la funzione cardiovascolare compromessa, e la pressione non alleviata a causa di immobilità. I modelli animali sono stati sviluppati che tentativo di imitare queste condizioni al fine di promuovere la nostra comprensione della complessità delle ferite croniche. Il modello qui descritto è un modello lembo cutaneo ischemica topo che permette una riduzione prolungata del flusso sanguigno con conseguente ferite che diventano ischemica e assomigliano un fenotipo cronica ferita (ridotta vascolarizzazione, una maggiore infiammazione e la chiusura della ferita in ritardo). È costituito da un lembo dorsale bipedicled con 2 ferite ischemiche posizionati centralmente e 2 ferite non ischemiche laterale al lembo come controlli. Un romanzo Oltre a questo modello ischemico lembo cutaneo è il posizionamento di un foglio di silicone sotto il lembo che funziona come una barriera e una stecca per prevenire rivascolarizzazione e ridurre la contrazione come le ferite guariscono. Nonostante ladibattito di utilizzare ratti per la guarigione delle ferite studi a causa delle loro differenze anatomiche e fisiologiche ben distinte rispetto per l&#39;uomo (cioè, la presenza di un muscolo pannicolo carnosus, breve durata, aumento del numero dei follicoli piliferi, e la loro capacità di guarire le ferite infette) le modifiche impiegati in questo modello lo rendono una valida alternativa ai modelli lembo cutaneo ischemici precedentemente sviluppate.

Il protocollo di ratto ischemico modello guarigione dovrebbe durare circa 20 minuti per ogni animale se eseguita in modo efficiente. Prima dell&#39;applicazione di una medicazione modello dovrebbe apparire come rappresentato nella figura 1G. Sarà importante verificare che il lembo e ferite bipedicled ivi sono ischemico. Tensione di ossigeno sottocutaneo (PSCO 2) a livello delle ferite è stata misurata durante la convalida del modello 5 posizionando un elettrodo polarografico nel tessuto sottocutaneo tra le due ferite ischemiche. PSCO 2 valori erano nel range critico ischemico (20-40 mmHg). Dal momento che lo sviluppo di questo modello l&#39;uso di LDI è sempre stato utilizzato per misurare la perfusione di sangue e questa tecnica vi darà informazioni adeguate sullo stato ischemico del lembo bipedicled. Brevemente, la tecnica LDI si basa sulla emissione di un fascio di luce laser portato da una sonda a fibre ottiche. La misprofondità ng dipende dalle proprietà dei tessuti e la lunghezza d&#39;onda della luce laser. In pelle normale, uno strumento con una sonda con separazione standard di fibra (0,25 mm) e un laser di lunghezza d&#39;onda 780 nm, profondità di misura sarà dell&#39;ordine di 0,5-1 mm. Una immagine rappresentativa Doppler (sinistro) per un lembo dorsale bipedicled mostrando sia un&#39;area perfuso (a sinistra della linea di sutura) e la zona non perfuso (a destra della linea di sutura) è mostrato in Figura 2. Oltre a misurare tensione di ossigeno per via sottocutanea, si può utilizzare anche una sonda o marcatori biochimici comuni per stabilire che le ferite della falda sono ischemico. PECAM-1 o CD31 che normalmente si trovano sulle cellule endoteliali vascolari è un marker per formazione di nuovi vasi nelle ferite. Vari indicatori per le specie reattive dell&#39;ossigeno, trovati a essere elevato nelle ferite ischemici, sono disponibili in commercio spesso anticorpi o indicatori superossido come fluorescenti-tag come dihydroethidium (DHE). Wound misurazioni dell&#39;area per monitorare la chiusura della ferita possono essere rappresentati in una varietà di modi. Comunemente, zona ferita è quantificata da immagini digitali delle ferite nel corso tempo di guarigione 11 utilizzando una formula quali (6 mm Area biopsia = (π) r 2 = 3.14 x 9 = 28,26 millimetri 2 al giorno 0) con i dati presentato come percentuale di area iniziale della ferita o superficie della ferita in un particolare giorno può essere quantificata come Gould et al. 5 Ai fini di questa dimostrazione, la progressione chiusura della ferita è rappresentata come percentuale della superficie iniziale ferita nel corso di un corso di tempo di 28 giorni . Utilizzando il software ImageJ gratuito, una foto digitale è aperto e la scala è impostata con 10 millimetri sul righello nell&#39;immagine (Figura 3A). Una linea tracciata 10 mm di lunghezza corrisponde a un numero di pixel (inserto nella Figura 3A) che può essere convertito in una unità di scelta, in questo caso (mm). Successivamente, la circonferenza della ferita è tracciata sull&#39;immagine (Figura 3B) e una volta che viene dato il comando di misura, l&#39;area è presentato in mm (inserto nella Figura 3B). I dati possono poi essere presentato come percentuale di area iniziale avvolto sul y e giorni l&#39;asse x (Figura 3C). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52637/52637fig1.jpg" /> Figura 1. Le fotografie ritraggono passi durante l&#39;intervento chirurgico per creare ferite ischemici, il lembo bipedicled, e le ferite non ischemiche. (A) depilazione pre-chirurgica e la preparazione della pelle di un topo anestetizzato ricevuto una dose pre-chirurgica di analgesico (ketoprofene) per via sottocutanea per la gestione del dolore. (B e riquadro) ferite ischemici sono create all&#39;interno dei 2 marcatori incisione utilizzando un pugno sterile utensile biopsia. (C) incisioni sono fatte lungo le linee tracciate fino al muscolo paraspinali e (D) il lembo bipedicled viene sollevatala separazione è del lembo (con pannicolo carnosus fascia intatto) dallo strato muscolare sottostante. (E) Un foglio di silicone sterile (freccia nera) è posta tra la fascia del carnosus pannicolo e il muscolo paraspinali. (F) Nero, suture non assorbibili (dimensioni 4,0) chiudono entrambe incisioni ancorando il foglio di silicone per la pelle con più interrotto punti lungo la lunghezza del lembo (G). Due ferite non ischemici (frecce nere) sono creati utilizzando una sterile biopsia strumento laterale al lembo bipedicled su entrambi i lati. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52637/52637fig1large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52637/52637fig2.jpg" /> Figura 2. laser Rappresentante immagine Doppler di post-chirurgia perfusione di sangue. Il piatto destroel mostra un&#39;immagine in bianco e nero di 2 ferite ischemici (frecce nere) al centro del lembo bipedicled e 1 ferita non-ischemica (singola freccia nera) laterali al lembo. La linea di sutura è stato evidenziato in bianco. Il pannello di sinistra mostra l&#39;immagine Doppler della stessa area raffigurato nel pannello di destra. Le aree con colori più brillanti sono più perfusi di aree con blu scuro. Questa differenza di perfusione tra la zona non-ischemica (sinistra) e l&#39;area ischemica (destra) è chiaro e può essere seguito per tutta la lunghezza della linea di sutura. Si noti che le ferite di entrambe le parti appaiono brillanti, come le cellule del sangue sono ancora presenti in una certa misura. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52637/52637fig2large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52637/52637fig3.jpg" /> Figura 3. Misurazione delle ferite e la rappresentazione dei dati. </strong&gt; (A) Le fotografie digitali raffiguranti misura zona ferita utilizzando il software (ImageJ), la conversione di pixel (mm) (frecce nere) e il metodo per catturare una circonferenza precisa (singola freccia nera) della ferita (B). Dati statistici (media ± SEM delle zone avvolti su un dato giorno) possono poi essere presentato come percentuale della ferita iniziale (giorno 0) sul y e giorni sul asse x (C). I dati grafico lineare presenta analizzati utilizzando un 2-way ANOVA con test di confronto multiplo di Sidak, *** rappresenta significativamente superiore (p = 0,0004) rispetto ai non-ischemica allo stesso punto di tempo (giorno 10), N = 8 ferite per gruppo. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52637/52637fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

Il ratto, grazie alle sue dimensioni, disponibilità e comportamento piuttosto docile, è stato utilizzato come modello di ricerca per molti anni. L&#39;obiettivo di questo protocollo è quello di utilizzare il ratto come una pelle ferita modello ischemico guarigione per fornire informazioni preziose sulla fisiopatologia delle lesioni croniche.

Dimostrazione del Topo ischemica pelle ferita Modello

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and ...

demonstration-of-the-rat-ischemic-skin-wound-model

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

21.2K Views.  University of South Florida.  Il ratto, grazie alle sue dimensioni, disponibilità e comportamento piuttosto docile, è stato utilizzato come modello di ricerca per molti anni. L'obiettivo di questo protocollo è quello di utilizzare il ratto come una pelle ferita modello ischemico guarigione per fornire informazioni preziose sulla fisiopatologia delle lesioni croniche. 

Video: Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

Acute Myocardial Infarction in Rats

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular diseases. Animal models that mimic human cardiac disease, such as myocardial infarction (MI) and ischemia-reperfusion (IR) that induces heart failure as well as pressure-overload (transverse aortic constriction) that induces cardiac hypertrophy and heart failure (Goldman and Tarnavski), are useful models to study cardiovascular disease. In particular, myocardial ischemia (MI) is a leading cause for cardiovascular morbidity and mortality despite controlling certain risk factors such as arteriosclerosis and treatments via surgical intervention (Thygesen). Furthermore, an acute loss of the myocardium following myocardial ischemia (MI) results in increased loading conditions that induces ventricular remodeling of the infarcted border zone and the remote non-infarcted myocardium. Myocyte apoptosis, necrosis and the resultant increased hemodynamic load activate multiple biochemical intracellular signaling that initiates LV dilatation, hypertrophy, ventricular shape distortion, and collagen scar formation. This pathological remodeling and failure to normalize the increased wall stresses results in progressive dilatation, recruitment of the border zone myocardium into the scar, and eventually deterioration in myocardial contractile function (i.e. heart failure). The progression of LV dysfunction and heart failure in rats is similar to that observed in patients who sustain a large myocardial infarction, survive and subsequently develops heart failure (Goldman). The acute myocardial infarction (AMI) model in rats has been used to mimic human cardiovascular disease; specifically used to study cardiac signaling mechanisms associated with heart failure as well as to assess the contribution of therapeutic strategies for the treatment of heart failure. The method described in this report is the rat model of acute myocardial infarction (AMI). This model is also referred to as an acute ischemic cardiomyopathy or ischemia followed by reperfusion (IR); which is induced by an acute 30-minute period of ischemia by ligation of the left anterior descending artery (LAD) followed by reperfusion of the tissue by releasing the LAD ligation (Vasilyev and McConnell). This protocol will focus on assessment of the infarct size and the area-at-risk (AAR) by Evan's blue dye and triphenyl tetrazolium chloride (TTC) following 4-hours of reperfusion; additional comments toward the evaluation of cardiac function and remodeling by modifying the duration of reperfusion, is also presented. Overall, this AMI rat animal model is useful for studying the consequence of a myocardial infarction on cardiac pathophysiological and physiological function.

The rat model of acute myocardial infarction (AMI) is useful to study the consequence of a MI on cardiac pathophysiological and physiological function.

Infarto acuto del miocardio in topi

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular ...

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A Simplified Technique for Producing an Ischemic Wound Model

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work well in non-ischemic wounds may not work in human diabetic wounds because vasculopathy is one major factor that hinders healing of these wounds. We published an article in 2007 describing a rabbit ear ischemic wound model created by a minimally invasive surgical technique. Since then, we have further simplified the procedure for easier operation. On one ear, three small skin incisions were made on the vascular pedicles, 1-2 cm from the ear base. The central artery was ligated and cut along with the nerve. The whole cranial bundle was cut and ligated, leaving only the caudal branch intact. A circumferential subcutaneous tunnel was made through the incisions, to cut subcutaneous tissues, muscles, nerves, and small vessels. The other ear was used as a non-ischemic control. Four wounds were made on the ventral side of each ear. This technique produces 4 ischemic wounds and 4 non-ischemic wounds in one animal for paired comparisons. After surgery, the ischemic ear was cool and cyanotic, and showed reduced movement and a lack of pulse in the ear artery. Skin temperature of the ischemic ear was 1-10 &deg;C lower than that on the normal ear and this difference was maintained for more than one month. Ear tissue high-energy phosphate contents were lower in the ischemic ear than the control ear. Wound healing times were longer in the ischemic ear than in the non-ischemic ear when the same treatment was used. The technique has now been used on more than 80 rabbits in which 23 were diabetic (diabetes time ranging from 2 weeks to 2 years). No single rabbit has developed any surgical complications such as bleeding, infection, or rupture in the skin incisions. The model has many advantages, such as little skin disruption, longer ischemic time, and higher success rate, when compared to many other models. It can be safely used in animals with reduced resistance, and can also be modified to meet different testing requirements.

We have developed a minimally invasive technique to create a rabbit ischemic ear wound model by dividing the central artery and nerve and the cranial neurovascular bundle. A subcutaneous tunnel then cuts all subcutaneous tissues. This procedure causes minimal skin disruption and can be safely used in diabetic animals.

Una tecnica semplificata per produrre un modello di lesione ischemica

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work ...

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

Modello murino di guarigione delle ferite

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite tissue. Ischemia reperfusion injury (IRI) is a known cause of partial free flap failure and has no effective treatment. Establishing a laboratory model of this injury can prove costly both financially as larger mammals are conventionally used and in the expertise required by the technical difficulty of these procedures typically requires employing an experienced microsurgeon. This publication and video demonstrate the effective use of a model of IRI in rats which does not require microsurgical expertise. This procedure is an in situ model of a transverse abdominis myocutaneous (TRAM) flap where atraumatic clamps are utilized to reproduce the ischemia-reperfusion injury associated with this surgery. A laser Doppler Imaging (LDI) scanner is employed to assess flap perfusion and the image processing software, Image J to assess percentage area skin survival as a primary outcome measure of injury.

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Free tissue transfer is widely employed in reconstructive surgery to restore form and function following oncological resection and trauma. Preconditioning this tissue prior to surgery may improve outcome. This article describes an in situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap (TRAM) in rats as a means for testing preconditioning strategies.

In situ trasversale retto addominale miocutaneo Flap: un modello di ratto di miocutaneo ischemia riperfusione

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

Ischemic Tissue Injury in the Dorsal Skinfold Chamber of the Mouse: A Skin Flap Model to Investigate Acute Persistent Ischemia

Despite profound expertise and advanced surgical techniques, ischemia-induced complications ranging from wound breakdown to extensive tissue necrosis are still occurring, particularly in reconstructive flap surgery. Multiple experimental flap models have been developed to analyze underlying causes and mechanisms and to investigate treatment strategies to prevent ischemic complications. The limiting factor of most models is the lacking possibility to directly and repetitively visualize microvascular architecture and hemodynamics. The goal of the protocol was to present a well-established mouse model affiliating these before mentioned lacking elements. Harder et al. have developed a model of a musculocutaneous flap with a random perfusion pattern that undergoes acute persistent ischemia and results in ~50% necrosis after 10 days if kept untreated. With the aid of intravital epi-fluorescence microscopy, this chamber model allows repetitive visualization of morphology and hemodynamics in different regions of interest over time. Associated processes such as apoptosis, inflammation, microvascular leakage and angiogenesis can be investigated and correlated to immunohistochemical and molecular protein assays. To date, the model has proven feasibility and reproducibility in several published experimental studies investigating the effect of pre-, peri- and postconditioning of ischemically challenged tissue.

The window of the murine dorsal skinfold chamber presented visualizes a zone of acute persistent ischemia of a musculocutaneous flap. Intravital epi-fluorescence microscopy permits for direct and repetitive assessment of the microvasculature and quantification of hemodynamics. Morphologic and hemodynamic results can further be correlated with histological and molecular analyses.

Ischemica lesioni dei tessuti nel Skinfold Camera del mouse Dorsale: un modello lembo cutaneo per Indagare Ischemia acuta persistente

Despite profound expertise and advanced surgical techniques, ischemia-induced complications ranging from wound breakdown to extensive tissue necrosis are ...

Assessment of Acute Wound Healing using the Dorsal Subcutaneous Polyvinyl Alcohol Sponge Implantation and Excisional Tail Skin Wound Models.

Wound healing is a complex process that requires the orderly progression of inflammation, granulation tissue formation, fibrosis, and resolution. Murine models provide valuable mechanistic insight into these processes; however, no single model fully addresses all aspects of the wound healing response. Instead, it is ideal to use multiple models to address the different aspects of wound healing. Here, two different methods that address diverse aspects of the wound healing response are described. In the first model, polyvinyl alcohol sponges are subcutaneously implanted along the mouse dorsum. Following sponge retrieval, cells can be isolated by mechanical disruption, and fluids can be extracted by centrifugation, thus allowing for a detailed characterization of cellular and cytokine responses in the acute wound environment. A limitation of this model is the inability to assess the rate of wound closure. For this, a tail skin excision model is utilized. In this model, a 10 mm x 3 mm rectangular piece of tail skin is excised along the dorsal surface, near the base of the tail. This model can be easily photographed for planimetric analysis to determine healing rates and can be excised for histological analysis. Both described methods can be utilized in genetically altered mouse strains, or in conjunction with models of comorbid conditions, such as diabetes, aging, or secondary infection, in order to elucidate wound healing mechanisms.

Here, two murine wound healing models are described, one designed to assess cellular and cytokine wound healing responses and the other to quantify the rate of wound closure. These methods can be used with complex disease models such as diabetes to determine mechanisms of various aspects of poor wound healing.

Valutazione della guarigione acuta delle ferite utilizzando l'impianto di spugna alcolica sottocutaneo dorsale e modelli di ferite cutanee della coda excisionali.

Wound healing is a complex process that requires the orderly progression of inflammation, granulation tissue formation, fibrosis, and resolution. Murine ...

Immunologia e infezioni

Rat Burn Model to Study Full-Thickness Cutaneous Thermal Burn and Infection

Burn induction methodologies are inconsistently described in rat models. A uniform burn wound model, which represents the clinical scenario, is necessary to perform reproducible burn research. The present protocol describes a simple and reproducible method to create ~20% total body surface area (TBSA) full-thickness burns in rats. Here, a 22.89 cm2 (5.4 cm diameter) copper rod heated at 97&#160;&#176;C in a water bath was applied to the rat skin surface to induce the burn injury. A copper rod with a high thermal conductivity was able to dissipate the heat deeper in the skin tissue to create a full-thickness burn. Histology analysis shows attenuated epidermis with coagulative damage to the full-thickness extent of the dermis and the subcutaneous tissue. Additionally, this model is representative of the clinical situations observed in hospitalized burn patients following burn injury such as immune dysregulation and bacterial infections. The model can recapitulate the systemic bacterial infection by both Gram-positive and Gram-negative bacteria. In conclusion, this paper presents an easy-to-learn and robust rat burn model that mimics the clinical situations, including immune dysregulation and bacterial infections, which is of considerable utility for the development of new topical antibiotic drugs for burn wound and infections.

A model mimicking the clinical scenario of burn injury and infection is necessary for furthering burn research. The present protocol demonstrates a simple and reproducible rat burn infection model comparable to that in humans. This facilitates the study of burn and infections following burn for developing new topical antibiotic treatments.

Modello di ratto burn per studiare l'ustione termica cutanea a tutto spessore e l'infezione

Burn induction methodologies are inconsistently described in rat models. A uniform burn wound model, which represents the clinical scenario, is necessary ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Un modello di ratto preclinico per lo studio delle lesioni ischemia-reperfusione in microchirurgia ricostruttiva

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Improved Rodent Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence suggests that thrombolytic therapy or primary percutaneous coronary intervention (PPCI) does not prevent reperfusion injury. There is still no ideal animal model for MIRI. This study aims to improve the MIRI model in rats to make surgery easier and more feasible. A unique method for establishing MIRI is developed by using a soft tube during a key step of the ischemic period. To explore this method, thirty rats were randomly divided into three groups: sham group (n = 10); experimental model group (n = 10); and existing model group (n = 10). Findings of triphenyltetrazolium chloride staining, electrocardiography, and percent survival are compared to determine the accuracies and survival rates of the operations. Based on the study results, it has been concluded that the improved surgery method is associated with a higher survival rate, elevated ST-T segment, and larger infarct size, which is expected to mimic the pathology of MIRI better.

Myocardial ischemia-reperfusion model of rat heart is improved by using a self-made retractor, polyvinyl chloride tube, and a unique knotting method. Electrocardiogram, triphenyltetrazolium chloride and histological staining, and percent survival analysis results showed that the improved model group has higher success and survival rates than the already existing model group.

Modello di roditore migliorato di ischemia miocardica e danno da riperfusione

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence ...

A Protocol for Constructing a Rat Wound Model of Type 1 Diabetes

A single high dose of streptozotocin injection followed by full-thickness skin excision on the dorsum of rats is a common method for constructing animal models of type 1 diabetic wounds. However, improper manipulation can lead to model instability and high mortality in rats. Unfortunately, there are few existing guidelines on type 1 diabetic wound modeling, and they lack detail and do not present specific reference strategies. Therefore, this protocol details the complete procedure for constructing a type 1 diabetic wound model and analyzes the progression and angiogenic characteristics of the diabetic wounds. Type 1 diabetic wound modeling involves the following steps: preparation of the streptozotocin injection, induction of type 1 diabetes mellitus, and construction of the wound model. The wound area was measured on day 7 and day 14 after wounding, and the skin tissues of the rats were extracted for histopathological and immunofluorescence analysis. The results revealed that type 1 diabetes mellitus induced by 55 mg/kg streptozotocin was associated with lower mortality and a high success rate. The blood glucose levels were relatively stable after 5 weeks of induction. The diabetic wound healing rate was significantly lower than that of normal wounds on day 7 and day 14 (p &#60; 0.05), but both could reach more than 90% on day 14. Compared with the normal group, the epidermal layer closure of diabetic wounds on day 14 was incomplete and had delayed re-epithelialization and significantly lower angiogenesis (p &#60; 0.01). The type 1 diabetic wound model constructed based on this protocol has the characteristics of chronic wound healing, including poor closure, delayed re-epithelialization, and decreased angiogenesis compared to normal rat wounds.

The streptozotocin-induced diabetic wound model in male SD rats is currently the most widely used model for studying wound healing in type I diabetes mellitus. This protocol describes the methods used to construct this model. It also presents and addresses potential challenges and examines the progression and angiogenic characteristics of diabetic wounds.

Un protocollo per la costruzione di un modello di ferita di ratto del diabete di tipo 1

A single high dose of streptozotocin injection followed by full-thickness skin excision on the dorsum of rats is a common method for constructing animal ...