The authors would like to acknowledge funding support from the University of South Florida, Department of Surgery (Mack Wu, MD, PhD).

HINWEIS: Zulassung für alle nachfolgend dargestellt Tierverfahren wurde von der University of Animal Care Committee Südfloridas (IACUC) erhalten und sich an den Anforderungen des Tierschutzgesetzes und des Leitfadens für Pflege und Verwendung von Labortieren. 1. Herstellung der Silikon Bettwäsche und chirurgische Instrumente <ol><li> Vorgeschnittene Streifen (10.5 cm x 3.0 cm) von unverstärkten 0,01 Dicke, medizinischem Silikon-Folien und sterilisieren Verwendung eines Autoklaven. </li><li> Reinigen und zu sterilisieren geeignete chirurgische Instrumente (Scheren, Pinzetten und Gardinen oder Handtücher, einen sterilen Bereich während der Operation zu erstellen). </li></ol> 2. Versuchstiere <ol><li> Verwenden Sie die männlichen oder weiblichen Ratten mit einem Gewicht im Bereich von 250 bis 350 g von einem kommerziellen Züchter erhalten. Bei alten Ratten eingesetzt werden, sollten sie ≥350 g, um bessere Überlebenschancen nach der Operation zu gewährleisten. Vor Beginn jeder Experimenten akklimatisieren alle Tiere für mindestens7 Tage unter Standardbedingungen von 12 Stunden Licht-Dunkel-Zyklus mit Futter und Wasser ad libitum. </li></ol> 3. Anästhesie, präoperative Analgesie und operative Vorbereitung <ol><li> Induzieren eine Vollnarkose mit Hilfe Isofluran bei 3% -4% über eine Induktionskammer und zu warten (über die Verwendung eines Nasenkegel) bei 1% bis 2% mit O 2 während der Vorbereitung der Haut und Chirurgie. Überwachung der Narkosetiefe durch Beobachtung der Frequenz und Tiefe der Atmung, Inter Prise oder Augenlidblinkreflex. HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt kann ein Tierarzt Salbe auf den Augen platziert werden, um Trockenheit zu verhindern, während das Tier unter Narkose ist. </li><li> In einem Ort entfernt von dem sterilen OP-Bereich, legen Sie die Ratte in der Bauchlage und rasieren der Rücken mit Schermaschinen von der Basis des Halses nach unten ca. 11 cm. Schablone mit Permanent-Marker, der Entwurf für die 3,0 cm x 10,5 cm Klappe (siehe Abbildung 1A). </li><li> Bewegen Sie die Ratte auf einem sauberen, bezeichnet surgical-Bereich mit einem zugelassenen Heizkissen und sterile OP-Abdeckungen und Handtüchern ausgestattet. Injizieren Sie 5 mg / kg subkutan Ketoprofen vor den ersten chirurgischen Einschnitten für die Schmerztherapie. Zusätzliche Flüssigkeiten (Kochsalzlösung) kann je nach Bedarf gegeben werden (bis zu 5 cc) subkutan. </li><li> Weitere Bereiten Sie die Haut durch Abtupfen zunächst mit 70% igem Isopropylalkohol und zweiten mit 0,2% Chlorhexidin, gelten sterilen Tüchern um ein steriles Feld zu erstellen. 10% Povidon-Iod (Betadine) können ebenfalls verwendet werden. HINWEIS: Ein Antibiotikum (Ampicillin, bei 15 mg / kg) subkutan verabreicht werden, aber wenn gute aseptische Techniken verwendet werden, dies nicht erforderlich ist. </li></ol> 4. Erstellen Exzisionswunden und Bipedicled Flap <ol><li> Mit einem sterilen Einweg 6 mm Biopsie Stanzwerkzeug, erstellen Sie zwei Kreis &quot;ischämische&quot; Wunden in der Mitte der bezeichneten Klappenbereich (1B). Die Tiefe der Wunde sollte auf (nicht über) die zugrunde liegende Faszie des Panniculus Carno seinsus Muskel (1B kleines Bild). </li><li> Mit einer Pinzette heben Sie die Haut in der Mitte der Wunde Umrisse, die durch die Stanzbiopsie und verwenden Sie dann Iris Schere (mit gebogenen Spitzen), um das kreisförmige Stück Gewebe (einschließlich der Panniculus carnosus Muskel) herauszuschneiden. Das Ergebnis ist eine volle Dicke der Fascia als Base der Wunde gewickelt werden. HINWEIS: Der herausgeschnittene Gewebe (Wund Stecker) können in flüssigem Stickstoff schockgefroren und in 10% gepuffertem Formalin-O / N für die spätere Verarbeitung als Kontrolle normaler Haut befestigt werden. </li><li> Erstellung einer bipedicled Klappe durch Einschnitte mit einem sterilen Skalpell auf jeder Seite der ischämischen Wunden entlang der vorgezeichneten Linien (1C), die 10,5 cm in der Länge und 3,0 cm auseinander liegen. Die Tiefe der Einschnitte vorzusehen, um den paraspinous Muskeln. Mit Iris Schere, trennen die Panniculus carnosus Faszie aus den paraspinous Muskeln, dabei darauf achten, die Faszie intakt wie der &quot;Basis&quot; der 6 mm Stempeln zu halten (Fild 1D). </li><li> Nehmen Sie 1 sterile vorgeschnittenen Silikonfolie und legen Sie es in zwischen der Panniculus carnosus Verkleidung und die paraspinous Muskeln (1E) zu gewährleisten, dass das Blatt nicht wellt oder aussteigen. Mit schwarzen, nicht-resorbierbares Nahtmaterial (Größe 4,0) schließen Sie beide Einschnitte durch die Verankerung der Silikonfolie auf der Haut mit mindestens 8 unterbrochen Maschen auf jeder Seite, die entlang der Länge der Klappe (1F und 1G). </li><li> Verwendung eines sterilen Einweg-Biopsie Stanzwerkzeug werden zwei interne Kontrolle &quot;nicht-ischämischen&quot; Wunden (bis zu den vorderen Faszie des Panniculus carnosus Muskel) 1 cm seitlich der ischämischen Wunden auf beiden Seiten der Klappe (Figur 1G). </li><li> Legen Sie ein Lineal unter den Wunden und digitale Fotos für die Wundmesszwecken (siehe 3A). Zu diesem Zeitpunkt kann die Durchblutung (Perfusion) unter Verwendung von Laser-Doppler oder andere Manipulationen (topisches Arzneimittel placement) ausgeführt überwacht werden.</li><li> Tragen Sie eine genehmigte flüssigen Klebstoff sowohl kranialen und kaudalen auf die Wunden und eine transparente Folienverband, die feuchten Wundmilieu und sauber (steril) zu halten. Ein zusätzlicher Verband kann am kaudalen Ende der Klappe angeordnet sein, um das Tier vor dem Entfernen der kaudalsten Nähte zu verhindern. </li></ol> 5. Postoperative Verfahren <ol><li> Zeigen Tiere in Käfigen (Einzelhaltung) mit flachen Feedern, um die Operationsstelle von Reibung an der Zuführung zu verhindern. Die Tiere sollten nicht unbeaufsichtigt gelassen oder an die Firma von anderen Tieren zurückgegeben, bis sie ausreichend Bewusstsein Brustlage erhalten und weisen gezielte Bewegung wieder werden. Heizmatten sollte die Hälfte des Käfigs für bis zu 2 Tage während der Wiederherstellung platziert werden. </li><li> Um Schmerzen nach der Operation zu verwalten, zu verwalten Ketoprofen (5 mg / kg) subkutan an Tieren am nächsten Morgen und 1x pro Tag für bis zu 48 Stunden nach der Operation. Tiere sollten täglich überwacht werdenlängere Anzeichen von Schmerzen, Gewichtsverlust oder postoperativen Wundinfektionen. </li></ol> 6. Nachfolgende Messungen und Wundverbandwechsel <ol><li> Messen Sie ischämischen und nicht-ischämischen Wunden häufig unter Vollnarkose mit Isofluran bei 3% -4% über eine Induktionskammer und (über einen Nasenkegel) bei 1% bis 2% mit O 2, wie in Schritt 3.1 erhalten. </li><li> Entfernen Sie den Verband vorsichtig, um den Klebstoff von der Haut nicht ziehen. Zu diesem Zeitpunkt zusätzliche digitale Fotos werden zur Wund Messungen, topische Behandlungen wieder angewendet, Laser-Doppler-Bildgebung (LDI) oder andere Manipulationen durchgeführt, um den Prüfer Bedürfnisse. </li><li> Klebstoff und einem sauberen Verband und bieten, damit sie wie in Schritt 5.1 wiederherstellen. </li></ol> 7. Wund Sammlung und Euthanasie <ol><li> Ernte ischämischen und nicht-ischämischen Wunden (an den Tagen der Ermittler für angemessen hält) während sich das Tier in Narkose mit Isofluran bei 3% -4% über einen induction Kammer und auf 1% bis 2% mit O 2 gehalten (über einen Nasenkegel), wie in Schritt 3.1. </li><li> Mit einem Skalpell einen quadratisch Exzision um die Wunde herum, um etwas gesundes Gewebe um die Wunde schließen. Legen Sie die Entfernung in ein 1,5-ml-Schnappdeckel Rohr und Schnapp Einfrieren in flüssigem Stickstoff (bei -80 ° C) für zukünftige molekulare Analyse oder Inkubation in 10% gepuffertem Formalin O / N bei RT zur histologischen Verarbeitung. HINWEIS: Die Wunde Exzisionen kann auch in zwei Hälften geschnitten werden, um mehr Proben für die Analyse zur Verfügung. </li><li> Nach dem Wundgewebe Entfernung, einschläfern das Tier mit dem zugelassenen Verfahren der CO 2 Inhalation. </li></ol>

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</ol>

The authors have nothing to disclose.

<html> Die Wundheilung bei Ratten war oft das Thema der Debatte durch ihre Fähigkeit, infizierten Wunden und hohe Variabilität interanimal 5 heilen. Einer der ursprünglichen Zielen des Modells während der Entwicklung war es, diese Schwankung zu verringern. Modifikationen an der Breite der Verschlußklappe, die Verringerung der Anzahl der Wunden, die mit bestimmten Platzierungs (zentriert auf der Klappe mit konsistenten kraniokaudale location) und Einführung einer Silikonfolie wurde dieses Ziel erreicht. W...

Effektive Medikamentenentwicklung und anderen Wundheilungstherapeutika erfordern geeignete In-vivo-Modelle, trotz bekannter Probleme bei der Übersetzung Befunde in Tiermodellen für die menschliche Therapien ein. Was folgt, ist eine Beschreibung eines detaillierten Protokolls für die Verwendung von einem Rattenmodell der Ischämie die Wundheilung der Haut zu Mechanismen, die weiter das Verständnis der pathologischen Wundheilung zu untersuchen. Die Rattenarten aufgrund seiner breiten Verfügbarkeit, Größe häufig eingesetzt, und fügsam Natur ist für Wundheilungsstudien verwendet, da sie groß genug, um eine geeignete Hautstelle für incisional und excisional Verwundung, Imaging und Gewebesammlung 2 zu liefern. Es sollte jedoch sorgfältig prüfen, die die Haut einer Ratte und einem Menschen unterschiedlich sind anatomisch genommen werden, mit Ratten, die als lose-gehäutet genannten Tiere. Diese ausgeprägte Merkmal ermöglicht Wundkontraktion statt Epithelialisierung signifikant zur Schließung der Rattenhaut w beitragenounds 2. Zusätzlich kann die Gegenwart eines subkutanen Panniculus carnosus Muskel in Ratten, trägt zur Heilung sowohl Kontraktion und Kollagenbildung 3,4. Diese sehr wichtige anatomische Unterschiede in der Entwicklung der ischämischen Hautwunde Modell Ratte betrachtet und spezifische Änderungen wurden implementiert, um Wundkontraktion verringern und den Einfluss der Panniculus carnosus Muskel-5. In diabetischen Fußgeschwüren, Ulcus cruris und Dekubitus wird die Heilung verzögert und diese Wunden gelten als chronisch. Die Wunden werden durch übermäßige Entzündung, das die Wunde vom Weiterkommen in die nächsten Phasen der Wundheilung 6 verhindert wird. Einer der wichtigsten Faktoren bei der Entwicklung einer chronischen Wunde lokalisiert Gewebeischämie (reduzierte Blutfluss) 5, die zur Unfähigkeit, eine Entzündung zu löschen. Zu dem Zeitpunkt, in dem dieses Modell wurde entwickelt und validiert (in 2003-4), Gab es keine standardisierten Tiermodellen, die genügend Gewebe zur Induktion von Angiogenese im Wundbett, einer Schlüsselphase während der normalen Wundheilung und die Motivation für die Entwicklung dieses Modells 5 testen bieten könnte. Das heißt, die hier vorgestellte Modell ist eine Modifikation des ischämischen Wundmodell ursprünglich von Schwartz et al. 7 und in der Folge beschrieben, in modifizierter Form von Chen et al. 8 In der modifizierten ischämischen Wundmodell wurden Änderungen vorgenommen, um die oben genannten anatomischen Eigenschaften des Ratten, die Heilung durch Kontraktion statt Epithelialisierung führt zu umgehen: (1) zwei Voll Dicke Exzisionswunden innerhalb eines bipedicled dorsale Hautlappen und die erstellte Panniculus carnosus Muskel aus der Wunde durch Sezieren knapp über dem Muskelfaszie Bett entfernt. (2) Die Klappe selbst engeren Dimensionen, um sicherzustellen, dass die Blutversorgung ist zufällig und die Wunden in der Mitte des t gelegener Klappe sind ischämische. Unter der Klappe (3) Ein Silikonfolie eingesetzt, verhindert readherence und Reperfusion der Klappe vom darunterliegenden Gewebe. Wundkontraktion wird durch Verankerung oder Vernähen der Klappe an der Silikonfolie 5 begrenzt (nicht ausgeschaltet). Das Modell wurde kürzlich in Studien von hyperbare Sauerstoff Auswirkungen auf ischämischen Wundheilung 9,10 ischämischen Wundheilung bei jungen gegenüber alten Ratten 11 eingesetzt und hat sich als ein zuverlässiges Modell der verlängerten Gewebeischämie sein. Die Abmessungen der Klappe bipedicled haben auch zu verschiedenen Rattenstämmen, einschließlich Sprague Dawley (11 cm lang und 2 cm breit) und F344-Ratten (10,5 cm lang und 3,0-3,5 cm breit) und anderen Spezies, einschließlich Schweine 12 und Mäusen angepaßt 13,14. Dieses Video nutzt die F344 Inzuchtrattenstamm in der Demonstration der ischämische Hautwunde Modell. Zulassung für alle nachfolgend dargestellt Tierverfahren war zu erhaltened an der University of Animal Care Committee Südfloridas (IACUC) und sich an alle Anforderungen des Tierschutzgesetzes und des Leitfadens für Pflege und Verwendung von Labortieren.

<table><tbody><tr><td>Sil-Tec medical grade sheeting</td><td>Technical Products Inc.</td><td>500-3</td><td>nonreinforced, 0.01 inches in thickness</td></tr><tr><td>Mini Iris scissors, 8 cm, curved, SS</td><td>World Precision Instruments</td><td>#503671</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon Nylon Sutures</td><td>Ethicon</td><td>1964G</td><td>black, size 4.0, PC-3 16&amp;nbsp;mm needles (3/8 circle)</td></tr><tr><td>Laser Doppler Imager</td><td>Moor Instruments</td><td>moorLDI2-IR</td><td>Standard blood flow imager: http://us.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>NIH</td><td>free download</td><td>http://rsb.info.nih.gov/ij/</td></tr><tr><td>Mastisol</td><td>Henry Schein</td><td>Cat # 7289210</td><td>Fisher Scientific NC9774929</td></tr><tr><td>Tegaderm</td><td>Medical Specialties&amp;nbsp;</td><td>3M1624W</td><td>Fisher Scientific NC9922128</td></tr></tbody></table>

demonstration of the rat ischemic skin wound model

Die Neigung für chronische Wunden bei Menschen erhöht die mit dem Altern, Krankheiten wie Diabetes und beeinträchtigten kardiovaskulären Funktion und unrelieved Druck aufgrund Unbeweglichkeit. Tiermodelle wurden, die versuchen, diese Bedingungen für den Zweck, das Verständnis für die Komplexität von chronischen Wunden nachahmen entwickelt. Das hier beschriebene Modell ist eine Ratte ischämische Hautlappen-Modell, das eine anhaltende Verringerung des Blutflusses, was zu Verletzungen, die ischämischen geworden und ähneln einer chronischen Wunde Phänotyp (reduzierte Durchblutung, erhöhte Entzündung und verzögerten Wundverschluss) ermöglicht. Es besteht aus einem bipedicled Dorsallappen mit 2 ischämischen Wunden zentral platziert und 2 nicht-ischämischen Wunden seitlich an der Klappe als Kontrollen. Eine neuartige Neben dieser ischämischen Hautlappen Modell ist die Platzierung einer Silikonfolie unter der Klappe, die als Barriere und einer Schiene an Revaskularisierung Verhinderung und Verringerung Kontraktion, wie die Wunden zu heilen funktioniert. Trotz derDiskussion der Verwendung von Ratten für Wundheilungsstudien aufgrund ihrer sehr unterschiedlichen anatomischen und physiologischen Unterschieden im Vergleich zum Menschen (das heißt, das Vorhandensein eines Panniculus carnosus Muskel, kurze Lebensdauer, erhöhte Anzahl der Haarfollikel und ihre Fähigkeit, infizierten Wunden zu heilen) die in diesem Modell verwendeten Modifikationen machen es eine wertvolle Alternative zu bisher entwickelten ischämische Hautlappen Modelle.

Die Ratte ischämischen Wundheilung Musterprotokoll sollte etwa 20 Minuten pro Tier zu nehmen, wenn effizient durchgeführt. Vor dem Aufbringen eines Verbandes sollte das Modell angezeigt, wie in Figur 1G dargestellt ist. Es wird wichtig sein, um sicherzustellen, dass die bipedicled Klappe und Wunden darin sind ischämische. Die subkutane Sauerstoffpartialdruck (PSCO 2) auf der Ebene der Wunden wurde bei der Validierung des Modells 5, indem Sie einen polarographischen Elektrode in ...

Watch this Scientific Journal Video about Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model at JoVE.com

Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

Die Ratte, aufgrund seiner Größe, Verfügbarkeit und eher fügsam Verhalten hat als Forschungsmodell für viele Jahre in Anspruch genommen. Das Ziel des Protokolls ist es, die Ratte als ischämische Haut Wundheilung Modell zu verwenden, um einen wertvollen Einblick in die Pathophysiologie von chronischen Wunden bereitzustellen.

Demonstration der Ratte ischämische Hautwunde Modell

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and ...

demonstration-of-the-rat-ischemic-skin-wound-model

Research

JoVE Journal

Medicine

21.3K Aufrufe.  University of South Florida.  Die Ratte, aufgrund seiner Größe, Verfügbarkeit und eher fügsam Verhalten hat als Forschungsmodell für viele Jahre in Anspruch genommen. Das Ziel des Protokolls ist es, die Ratte als ischämische Haut Wundheilung Modell zu verwenden, um einen wertvollen Einblick in die Pathophysiologie von chronischen Wunden bereitzustellen. 

Serie: Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

Acute Myocardial Infarction in Rats

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular diseases. Animal models that mimic human cardiac disease, such as myocardial infarction (MI) and ischemia-reperfusion (IR) that induces heart failure as well as pressure-overload (transverse aortic constriction) that induces cardiac hypertrophy and heart failure (Goldman and Tarnavski), are useful models to study cardiovascular disease. In particular, myocardial ischemia (MI) is a leading cause for cardiovascular morbidity and mortality despite controlling certain risk factors such as arteriosclerosis and treatments via surgical intervention (Thygesen). Furthermore, an acute loss of the myocardium following myocardial ischemia (MI) results in increased loading conditions that induces ventricular remodeling of the infarcted border zone and the remote non-infarcted myocardium. Myocyte apoptosis, necrosis and the resultant increased hemodynamic load activate multiple biochemical intracellular signaling that initiates LV dilatation, hypertrophy, ventricular shape distortion, and collagen scar formation. This pathological remodeling and failure to normalize the increased wall stresses results in progressive dilatation, recruitment of the border zone myocardium into the scar, and eventually deterioration in myocardial contractile function (i.e. heart failure). The progression of LV dysfunction and heart failure in rats is similar to that observed in patients who sustain a large myocardial infarction, survive and subsequently develops heart failure (Goldman). The acute myocardial infarction (AMI) model in rats has been used to mimic human cardiovascular disease; specifically used to study cardiac signaling mechanisms associated with heart failure as well as to assess the contribution of therapeutic strategies for the treatment of heart failure. The method described in this report is the rat model of acute myocardial infarction (AMI). This model is also referred to as an acute ischemic cardiomyopathy or ischemia followed by reperfusion (IR); which is induced by an acute 30-minute period of ischemia by ligation of the left anterior descending artery (LAD) followed by reperfusion of the tissue by releasing the LAD ligation (Vasilyev and McConnell). This protocol will focus on assessment of the infarct size and the area-at-risk (AAR) by Evan's blue dye and triphenyl tetrazolium chloride (TTC) following 4-hours of reperfusion; additional comments toward the evaluation of cardiac function and remodeling by modifying the duration of reperfusion, is also presented. Overall, this AMI rat animal model is useful for studying the consequence of a myocardial infarction on cardiac pathophysiological and physiological function.

The rat model of acute myocardial infarction (AMI) is useful to study the consequence of a MI on cardiac pathophysiological and physiological function.

Akuter Myokardinfarkt bei Ratten

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular ...

Forschung

Medizin

A Simplified Technique for Producing an Ischemic Wound Model

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work well in non-ischemic wounds may not work in human diabetic wounds because vasculopathy is one major factor that hinders healing of these wounds. We published an article in 2007 describing a rabbit ear ischemic wound model created by a minimally invasive surgical technique. Since then, we have further simplified the procedure for easier operation. On one ear, three small skin incisions were made on the vascular pedicles, 1-2 cm from the ear base. The central artery was ligated and cut along with the nerve. The whole cranial bundle was cut and ligated, leaving only the caudal branch intact. A circumferential subcutaneous tunnel was made through the incisions, to cut subcutaneous tissues, muscles, nerves, and small vessels. The other ear was used as a non-ischemic control. Four wounds were made on the ventral side of each ear. This technique produces 4 ischemic wounds and 4 non-ischemic wounds in one animal for paired comparisons. After surgery, the ischemic ear was cool and cyanotic, and showed reduced movement and a lack of pulse in the ear artery. Skin temperature of the ischemic ear was 1-10 &deg;C lower than that on the normal ear and this difference was maintained for more than one month. Ear tissue high-energy phosphate contents were lower in the ischemic ear than the control ear. Wound healing times were longer in the ischemic ear than in the non-ischemic ear when the same treatment was used. The technique has now been used on more than 80 rabbits in which 23 were diabetic (diabetes time ranging from 2 weeks to 2 years). No single rabbit has developed any surgical complications such as bleeding, infection, or rupture in the skin incisions. The model has many advantages, such as little skin disruption, longer ischemic time, and higher success rate, when compared to many other models. It can be safely used in animals with reduced resistance, and can also be modified to meet different testing requirements.

We have developed a minimally invasive technique to create a rabbit ischemic ear wound model by dividing the central artery and nerve and the cranial neurovascular bundle. A subcutaneous tunnel then cuts all subcutaneous tissues. This procedure causes minimal skin disruption and can be safely used in diabetic animals.

Eine vereinfachte Methode zur Herstellung eines ischämischen Wundmodell

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work ...

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

Mausmodell der Wundheilung

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite tissue. Ischemia reperfusion injury (IRI) is a known cause of partial free flap failure and has no effective treatment. Establishing a laboratory model of this injury can prove costly both financially as larger mammals are conventionally used and in the expertise required by the technical difficulty of these procedures typically requires employing an experienced microsurgeon. This publication and video demonstrate the effective use of a model of IRI in rats which does not require microsurgical expertise. This procedure is an in situ model of a transverse abdominis myocutaneous (TRAM) flap where atraumatic clamps are utilized to reproduce the ischemia-reperfusion injury associated with this surgery. A laser Doppler Imaging (LDI) scanner is employed to assess flap perfusion and the image processing software, Image J to assess percentage area skin survival as a primary outcome measure of injury.

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Free tissue transfer is widely employed in reconstructive surgery to restore form and function following oncological resection and trauma. Preconditioning this tissue prior to surgery may improve outcome. This article describes an in situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap (TRAM) in rats as a means for testing preconditioning strategies.

In situ Quer Bauchmuskel myokutane Flap: Eine Ratte Modell myokutane Ischämie Reperfusion Injury

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

Ischemic Tissue Injury in the Dorsal Skinfold Chamber of the Mouse: A Skin Flap Model to Investigate Acute Persistent Ischemia

Despite profound expertise and advanced surgical techniques, ischemia-induced complications ranging from wound breakdown to extensive tissue necrosis are still occurring, particularly in reconstructive flap surgery. Multiple experimental flap models have been developed to analyze underlying causes and mechanisms and to investigate treatment strategies to prevent ischemic complications. The limiting factor of most models is the lacking possibility to directly and repetitively visualize microvascular architecture and hemodynamics. The goal of the protocol was to present a well-established mouse model affiliating these before mentioned lacking elements. Harder et al. have developed a model of a musculocutaneous flap with a random perfusion pattern that undergoes acute persistent ischemia and results in ~50% necrosis after 10 days if kept untreated. With the aid of intravital epi-fluorescence microscopy, this chamber model allows repetitive visualization of morphology and hemodynamics in different regions of interest over time. Associated processes such as apoptosis, inflammation, microvascular leakage and angiogenesis can be investigated and correlated to immunohistochemical and molecular protein assays. To date, the model has proven feasibility and reproducibility in several published experimental studies investigating the effect of pre-, peri- and postconditioning of ischemically challenged tissue.

The window of the murine dorsal skinfold chamber presented visualizes a zone of acute persistent ischemia of a musculocutaneous flap. Intravital epi-fluorescence microscopy permits for direct and repetitive assessment of the microvasculature and quantification of hemodynamics. Morphologic and hemodynamic results can further be correlated with histological and molecular analyses.

Ischämischen Gewebeschädigung des Rückenhautkammer der Maus: Ein Hautlappen Modell zu Akute Persistent Ischämie Untersuchen

Despite profound expertise and advanced surgical techniques, ischemia-induced complications ranging from wound breakdown to extensive tissue necrosis are ...

Assessment of Acute Wound Healing using the Dorsal Subcutaneous Polyvinyl Alcohol Sponge Implantation and Excisional Tail Skin Wound Models.

Wound healing is a complex process that requires the orderly progression of inflammation, granulation tissue formation, fibrosis, and resolution. Murine models provide valuable mechanistic insight into these processes; however, no single model fully addresses all aspects of the wound healing response. Instead, it is ideal to use multiple models to address the different aspects of wound healing. Here, two different methods that address diverse aspects of the wound healing response are described. In the first model, polyvinyl alcohol sponges are subcutaneously implanted along the mouse dorsum. Following sponge retrieval, cells can be isolated by mechanical disruption, and fluids can be extracted by centrifugation, thus allowing for a detailed characterization of cellular and cytokine responses in the acute wound environment. A limitation of this model is the inability to assess the rate of wound closure. For this, a tail skin excision model is utilized. In this model, a 10 mm x 3 mm rectangular piece of tail skin is excised along the dorsal surface, near the base of the tail. This model can be easily photographed for planimetric analysis to determine healing rates and can be excised for histological analysis. Both described methods can be utilized in genetically altered mouse strains, or in conjunction with models of comorbid conditions, such as diabetes, aging, or secondary infection, in order to elucidate wound healing mechanisms.

Here, two murine wound healing models are described, one designed to assess cellular and cytokine wound healing responses and the other to quantify the rate of wound closure. These methods can be used with complex disease models such as diabetes to determine mechanisms of various aspects of poor wound healing.

Bewertung der akuten Wundheilung mit den dorsalen subkutanen Polyvinylalkoholschwammimplantation und Exzisional Tail Skin Wound Models.

Wound healing is a complex process that requires the orderly progression of inflammation, granulation tissue formation, fibrosis, and resolution. Murine ...

Immunologie und Infektion

Rat Burn Model to Study Full-Thickness Cutaneous Thermal Burn and Infection

Burn induction methodologies are inconsistently described in rat models. A uniform burn wound model, which represents the clinical scenario, is necessary to perform reproducible burn research. The present protocol describes a simple and reproducible method to create ~20% total body surface area (TBSA) full-thickness burns in rats. Here, a 22.89 cm2 (5.4 cm diameter) copper rod heated at 97&#160;&#176;C in a water bath was applied to the rat skin surface to induce the burn injury. A copper rod with a high thermal conductivity was able to dissipate the heat deeper in the skin tissue to create a full-thickness burn. Histology analysis shows attenuated epidermis with coagulative damage to the full-thickness extent of the dermis and the subcutaneous tissue. Additionally, this model is representative of the clinical situations observed in hospitalized burn patients following burn injury such as immune dysregulation and bacterial infections. The model can recapitulate the systemic bacterial infection by both Gram-positive and Gram-negative bacteria. In conclusion, this paper presents an easy-to-learn and robust rat burn model that mimics the clinical situations, including immune dysregulation and bacterial infections, which is of considerable utility for the development of new topical antibiotic drugs for burn wound and infections.

A model mimicking the clinical scenario of burn injury and infection is necessary for furthering burn research. The present protocol demonstrates a simple and reproducible rat burn infection model comparable to that in humans. This facilitates the study of burn and infections following burn for developing new topical antibiotic treatments.

Rattenverbrennungsmodell zur Untersuchung der thermischen Verbrennung und Infektion der Haut in voller Dicke

Burn induction methodologies are inconsistently described in rat models. A uniform burn wound model, which represents the clinical scenario, is necessary ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Ein präklinisches Rattenmodell zur Untersuchung von Ischämie-Reperfusionsverletzungen in der rekonstruktiven Mikrochirurgie

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Improved Rodent Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence suggests that thrombolytic therapy or primary percutaneous coronary intervention (PPCI) does not prevent reperfusion injury. There is still no ideal animal model for MIRI. This study aims to improve the MIRI model in rats to make surgery easier and more feasible. A unique method for establishing MIRI is developed by using a soft tube during a key step of the ischemic period. To explore this method, thirty rats were randomly divided into three groups: sham group (n = 10); experimental model group (n = 10); and existing model group (n = 10). Findings of triphenyltetrazolium chloride staining, electrocardiography, and percent survival are compared to determine the accuracies and survival rates of the operations. Based on the study results, it has been concluded that the improved surgery method is associated with a higher survival rate, elevated ST-T segment, and larger infarct size, which is expected to mimic the pathology of MIRI better.

Myocardial ischemia-reperfusion model of rat heart is improved by using a self-made retractor, polyvinyl chloride tube, and a unique knotting method. Electrocardiogram, triphenyltetrazolium chloride and histological staining, and percent survival analysis results showed that the improved model group has higher success and survival rates than the already existing model group.

Verbessertes Nagetiermodell der Myokardischämie und Reperfusionsverletzung

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence ...

A Protocol for Constructing a Rat Wound Model of Type 1 Diabetes

A single high dose of streptozotocin injection followed by full-thickness skin excision on the dorsum of rats is a common method for constructing animal models of type 1 diabetic wounds. However, improper manipulation can lead to model instability and high mortality in rats. Unfortunately, there are few existing guidelines on type 1 diabetic wound modeling, and they lack detail and do not present specific reference strategies. Therefore, this protocol details the complete procedure for constructing a type 1 diabetic wound model and analyzes the progression and angiogenic characteristics of the diabetic wounds. Type 1 diabetic wound modeling involves the following steps: preparation of the streptozotocin injection, induction of type 1 diabetes mellitus, and construction of the wound model. The wound area was measured on day 7 and day 14 after wounding, and the skin tissues of the rats were extracted for histopathological and immunofluorescence analysis. The results revealed that type 1 diabetes mellitus induced by 55 mg/kg streptozotocin was associated with lower mortality and a high success rate. The blood glucose levels were relatively stable after 5 weeks of induction. The diabetic wound healing rate was significantly lower than that of normal wounds on day 7 and day 14 (p &#60; 0.05), but both could reach more than 90% on day 14. Compared with the normal group, the epidermal layer closure of diabetic wounds on day 14 was incomplete and had delayed re-epithelialization and significantly lower angiogenesis (p &#60; 0.01). The type 1 diabetic wound model constructed based on this protocol has the characteristics of chronic wound healing, including poor closure, delayed re-epithelialization, and decreased angiogenesis compared to normal rat wounds.

The streptozotocin-induced diabetic wound model in male SD rats is currently the most widely used model for studying wound healing in type I diabetes mellitus. This protocol describes the methods used to construct this model. It also presents and addresses potential challenges and examines the progression and angiogenic characteristics of diabetic wounds.

Ein Protokoll zur Erstellung eines Rattenwundmodells für Typ-1-Diabetes

A single high dose of streptozotocin injection followed by full-thickness skin excision on the dorsum of rats is a common method for constructing animal ...