The authors are funded by the Wellcome Trust through the Edinburgh Clinical Academic Track (C.J.C.J.) and Programme Grant (Y.H., and R.M.M.) and Fellowship (J.R.G) funding, the BBSRC (G.C.), the American Asthma Foundation (E.R., H.J.McS. and R.M.M.), Asthma UK (H.J.McS.) and the Rainin Foundation (D.J.S. and R.M.M.).

NOTA: Tutte le procedure di questo protocollo vengono eseguite in conformità con le linee guida stabilite dal Regno Unito Home Office e l&#39;Università di Edimburgo Servizi Veterinari. 1. L&#39;infezione di topi Gavage <ol><li> Conservare Heligmosomoides polygyrus L3 larve in acqua distillata per fino a sei mesi a 4 ° C. </li><li> Prima dell&#39;uso, lavare L3 larve tre volte in acqua distillata: centrifugare a 300 xg per 10 min (con freno), rimuovere tutti ma 500 ml di acqua (per evitare di disturbare pellettato larve L3) e risospendere il pellet ogni volta. </li><li> Per il terzo lavaggio, aggiungere acqua per un volume esatto (tipicamente 40 ml) e aspirare 20 l con 200 microlitri punta tagliata per allargare la sua apertura. Inserire due campioni 20 microlitri sulla superficie di un piatto di coltura 60 mm e contare il larve L3 (generalmente mobili, e meglio visto sotto ingrandimento 50X con un microscopio da dissezione). Risospendere il precipitato finale in acqua distillata ad una concentration 2.000 L3 larve per ml. </li><li> Per la produzione del ciclo di vita, infettare da 8 settimane di età F1 (C57BL / 6xCBA) topi con 400 H. polygyrus L3 larve in 200 ml di acqua distillata da sonda gastrica (frenare topi in posizione verticale per la collottola e passare delicatamente l&#39;ago sonda gastrica smussato attraverso la bocca e l&#39;esofago nello stomaco). Agitare accuratamente prima di ogni infezione (larve stabilirsi rapidamente in acqua) e aspirare 200 microlitri in una siringa da 1 ml; utilizzare un ago sonda gastrica dedicato con un&#39;estremità arrotondata. Per infezione sperimentale di topi più giovani (6-8 settimane), o di altri ceppi inbred (ad esempio C57BL / 6 o BALBc), infettare topi con 200 L3 larve. </li></ol> 2. Propagazione e manutenzione di H. polygyrus <ol><li> Inserire carbone nel centro di una grande vasca di plastica e lasciare acqua di rubinetto fredda per eseguire su di esso per un minimo di 30 min (non lavati carbone attivo è tossico per le larve L3). Scaricare l&#39;acqua dalla vasca e posizionare il carboncino su two strati di carta assorbente, lasciando esposta all&#39;aria stanza fino a completa asciugatura. </li><li> Se le uova contenute, raschiare feci prima fuori del colon con una pinza e forbici (se necessario). Se è necessario un gran numero di larve L3, posizionare topi su una griglia metallica e raccogliere pellet fecali per diversi giorni. </li><li> Mescolare le feci con carbone granulato con un rapporto di almeno 1: 1, per ottenere una consistenza appena sufficiente per smorzare aderire filtrare carta. Spalmare uno strato sottile sul centro di una carta da filtro inumidita in una capsula di Petri e collocarlo in una scatola umida (aggiungere qualche tovagliolo di carta umido e un piatto di acqua) al buio per 12-14 giorni. </li><li> Rimuovere L3 larve dal giorno 7 in poi, e raccoglierli in almeno due occasioni, prima che la carta viene scartata. Le larve formano un anello attorno al bordo della carta da filtro; sollevare la carta da filtro dalla capsula di Petri e sciacquare le larve che restano della piastra (utilizzando una pipetta e 5 ml di acqua sterile per piastra) in un tubo da 50 ml. </li><li> Ascensorela carta filtro e raccogliere le larve rimanente lasciato sul piatto con acqua distillata in un tubo da 50 ml. Centrifugare la soluzione effluente a 300 xg per 10 min. Lavare le larve tre volte con acqua distillata e quindi memorizzare a 4 ° C fino a 50 ml di acqua distillata fino all&#39;utilizzo. NOTA: Le larve rimangono vitali e infettiva per almeno 6 mesi. </li></ol> 3. Raccolta di adulti H. polygyrus Worms <ol><li> Preparare la Apparato Baermann modificata anticipo, come mostrato in Figura 1. </li><li> Topi Cull quattordici giorni dopo l&#39;infezione. </li><li> Lavare l&#39;addome con il 70% di etanolo. Tagliare la pelle sopra l&#39;addome e tirare indietro per rivelare la parete addominale anteriore. Fare incisione mediana di entrare nella cavità peritoneale. </li><li> Rimuovere l&#39;intero intestino tenue e crasso (dal duodeno prossimale a distale del retto). Mettere in una capsula di Petri a secco. </li><li> Raddrizzare l&#39;intestino tutta la sua lunghezza; asportare il colon feci contenenti; collocare questo in un piatto a parte per i preparati a base di uova successive. </li><li> Accise L&#39;prossimali 20 cm di intestino tenue che contiene i vermi adulti -identified dal relativamente spessa parete del duodeno e spesso un aspetto rosso a causa dei vermi intra-luminali. Mettere in un (diametro 100 mm) piastra di Petri con 5 ml di soluzione di Hanks &#39;, riscaldato a 37 ° C (due esemplari per piatto). </li><li> Aprire la porzione prossimale dell&#39;intestino verme pieno longitudinalmente con le forbici (forbici rotonde-ended sono i migliori per questo), e raschiare giù all&#39;interno del rivestimento intestinale con due lastre di vetro per rimuovere il worm. Poi scarta parete intestinale pulito. </li><li> Worm punta in piccoli sacchetti di mussola, fiocco chiuso e sicuro con graffette intorno al bordo del imbuto di vetro (Figura 1). </li><li> Riempire imbuto con Solution Hanks &#39;e aggiungere circa 4 piastre di Petri di vermi in ciascun cilindro. </li><li> Collocare il dispositivo in 37 ° C incubatore per 1-2 ore, agitando delicatamente metà a sloggiaredetriti dalla preparazione dell&#39;intestino che può occludere il filtro di mussola. Fare attenzione ad evitare la fuoriuscita di detriti di fuori del sacchetto di mussola - questo farà sì che la contaminazione della preparazione finale HES. Vermi adulti devono hanno lentamente migrate attraverso il panno di mussola e depositato sul fondo della provetta di vetro. Staccare con cautela la provetta dal tubo di gomma di collegamento sopra il lavandino (avendo cura di evitare di perdere i vermi a questo punto). </li><li> Utilizzando una pipetta di plastica, trasferire i vermi in un tubo da 50 ml e lavare sei volte con Hanks &#39;Solution (permettono vermi di stabilirsi con la gravità, rimuovere il supporto con un stripette, aggiungere 40 ml di Hanks&#39; Solution e ripetere cinque volte). NOTA: la cultura verme deve essere mantenuto sterile da questo punto in poi. <ol><li> Spostare una cappa a flusso laminare e lavare altri sei volte in soluzione sterile Hanks &#39;integrato con 100 U / ml di penicillina e 100 ug / ml di streptomicina, pronta per la cultura in vitro. </li></ol></li><li> Contare ilvermi adulti recuperati prendendo due campioni di 20 l scattate con una punta taglio giallo di ampliare la sua apertura; aspettarsi circa il 50% della quantità di larve inoculato. </li></ol> 4. Configurazione culture per HES: Media Preparazione, lavaggio vermi adulti <ol><li> Immergere i vermi di 3.11 in circa 10 ml di RPMI supplementato con 10% Gentamicina per 20 minuti, lasciando il riposo tubo ad angolo per garantire vermi sono completamente coperti. </li><li> Eseguire questa in una cappa a flusso laminare: sciacquare sei volte con soluzione di Hanks &#39;(supplementato con 5 U / ml di penicillina e 5 ug / ml di streptomicina). </li><li> Preparare H. supporti polygrus. </li><li> Il mantenimento della sterilità in una cappa a flusso laminare, a 500 ml di RPMI1640, aggiungere 11,1 ml di 45% di glucosio (concentrazione finale 1,2% come RPMI1640 contenente 0,2% di glucosio), 5 ml di 100x Peniclllin-streptomicina (concentrazione finale 5 U / ml di penicillina, 5 ug / ml di streptomicina), 5 ml di L-glutammina (concentrazione finale 2 mM), e5 ml di gentamicina (concentrazione finale 1%). Non aggiungere FCS. </li><li> Worm aliquotare in fiaschi T25 ventilati, c. 1.000 vermi in 15 ml H. polygyrus supporto per bombola, e posto in posizione verticale in 37 ° C incubatore (5% di CO 2) per 3 settimane. </li></ol> 5. Preparazione di HES <ol><li> Raccogliere HES contenenti coltura da colture ad intervalli di non più di due volte alla settimana, mettendo da parte la prima collezione dopo 24 ore di cultura (a causa di elevati livelli di contaminazione LPS e proteine ​​dell&#39;ospite - possono essere trattati separatamente o scartato). Tenere ogni raccolta differenziata e chiaramente etichettati con la data e il numero lotto. Sostituire con un uguale volume di H. polygyrus supporto in ogni occasione. </li><li> Centrifuga HES contenenti supporti a 400 x g per 5 min. Poi filtrare sterilizzare attraverso 0,2 micron filtri a basso contenuto proteico vincolanti in 50 ml provette. Conservare nella -20 ° C freezer chiaramente etichettato con la data di raccolta senza fine e la data di HES collezione. </li><li> Dopo 21 giorni di raccolta HES della cultura, eliminare i vermi. </li><li> Pool 500-1000 ml di HES surnatante (di solito a magazzino congelato, e non, tra cui la collezione prima 24 ore) e concentrarsi su un filtro di 3.000 MWCO nel dispositivo di ultrafiltrazione in pressione di azoto. NOTA: Fare molta attenzione a non far funzionare il filtro a secco. <ol><li> Per impostare il dispositivo di filtro, prima lavare la parte lucida 3 kDa membrana verso il basso in un bicchiere 1 litro con acqua distillata per 3 x 20 min sotto agitazione. Montare il dispositivo di ultrafiltrazione secondo le istruzioni del produttore con membrana del filtro lato lucido in alto. Mettere in cabinet a 4 ° C e passare 50 ml di acqua distillata attraverso prima di iniziare a concentrarsi HES pool. </li><li> Aggiungere ciascun tubo di HES nel dispositivo di filtrazione come richiesto (100-140 ml al giorno), fino a quando il volume viene concentrata fino a 2-5 ml. </li></ol></li><li> Al fine di rimuovere i contaminanti dal supporto di coltura HES contenenti, aggiungere 50 ml di pyrOgen-libera PBS al dispositivo di filtraggio e poi concentrarsi fino a circa 2 ml. Ripetere questa operazione per due volte (150 ml di PBS in totale). Trasferire HES in una provetta da 15 ml, sterilizzare il filtro (con un filtro da 0,2 micron) in una cappa a flusso laminare e misurare la concentrazione di proteine ​​utilizzando uno spettrofotometro (E 280 = 10) oppure mediante saggio Bradford. </li><li> Aliquotare, etichetta con il numero di lotto e la data, e congelare a -80 ° C. </li><li> Eseguire un test LAL cromogenico secondo protocolli del produttore di ciascun lotto di HES prima dell&#39;uso. Se i livelli di LPS sono superiori a 1 U LPS per 1 mg di proteine, considerare non utilizzare questo batch per esperimenti in vivo o in colture in vitro. </li><li> Trattare i HES raccolti a 24 ore separatamente nello stesso modo; esso conterrà LPS e alcune proteine ​​di accoglienza e, pur non adatto per esperimenti funzionali, è un&#39;utile fonte di singole molecole che possono essere isolati dal monoclonale purificazione dell&#39;anticorpo affinità. </li></ol&gt;

The authors have no conflicts of interest.

Il ciclo di vita di H. procede polygyrus in modo affidabile coerente. A seguito di ingestione naturale o sonda gastrica di L3 larve al giorno 0, cisti iniziano a formarsi sotto la sierosa duodenale di giorno 5, progressione di mute larvali e quindi emergendo come vermi adulti nel lume intestinale da giorno 10, le uova possono essere visti in feci da giorno 14 e granulomi sono visibili sulla superficie sierosa duodenale dal giorno 21. Il protocollo descritto sopra (e riassunti in Figura 6) permette la produzione ad alta velocità di H. escretori secernente prodotti polygyrus (HES), oltre al recupero affidabile di vitale L3 larve per future infezioni sperimentali e ciclo di vita. Infezione polygyrus H. ha dimostrato di essere protettivo nei modelli di asma dipendenti OVA o Der p 1 (Casa acari della polvere allergeni) 14. Inoltre, la soppressione di infiammazione delle vie aeree potrebbe essere trasferita con CD4 + CD25 + </sup&gt; cellule T regolatrici CD19 + 14 o CD23 hi cellule B normativi 24 da non sensibilizzati, H. polygyrus -infected topi. Nei modelli di autoimmunità, H. infezione polygyrus ha dimostrato di essere soppressiva nel encefalomielite autoimmune (EAE) modello sperimentale di sclerosi multipla 9, e la soppressione possono essere trasferiti sia con le cellule T CD4 + CD19 + o cellule B da topi infetti 24. Heligmosomoides polygyrus escretori secernente prodotti (HES) modulano la risposta immunitaria e sopprimono l&#39;infiammazione Th2 mediata da una serie di meccanismi (descritti in figura 7), tra cui: a) Inibizione di risposta delle cellule dendritiche alla stimolazione 25, b) induzione di CD4 cellule T regolatorie + Foxp3 + 18. c) il blocco di IL-33 di produzione 20. HES ha dimostrato di essere protettivo quando somministrato unt sensibilizzazione o sfida nel modello OVA-allume di asma 19 e anche quando somministrato per via intranasale con estratto di Alternaria allergene 20, attraverso la soppressione del primo IL-33 rilascio. Evitare la contaminazione di LPS HES è spesso determinante per il successo delle future esperimenti immunologici. Nel protocollo qui delineato, i passaggi critici nella realizzazione di questo sono per garantire che i residui contenuti nei sacchetti di mussola dell&#39;Apparato Baermann non entra la preparazione finale HES (cfr 2,10) e di mettere da parte la soluzione ES dalla prima 24 ore di cultura (vedi 5.1). Negli ultimi anni, HES è stato completamente caratterizzato, a livello proteomica con oltre 370 proteine ​​distinte identificate 26,27. Inoltre, ES dalla 4a tappa larve è stato sottoposto ad analisi proteomica 28. I lavori in corso comprende che caratterizza i principali componenti glycan di HES, noti per essere fortemente immunogenico 3, e secreta micro-RNCome che sono incapsulati in 50-100 nm vescicole o exosomes (Buck et al., Presentati per la pubblicazione). Con la definizione di protocolli riproducibili per la raccolta di ES da questo parassita altamente immunomodulante, e con numerosi dati di proteomica identificano i componenti molecolari HES, la scena è ora impostata per l&#39;identificazione e la sperimentazione terapeutica delle singole molecole da H. polygyrus che può mediare gli effetti fondamentali sul sistema immunitario dell&#39;ospite.

Heligmosomoides polygyrus è un elminti gastrointestinale murino naturale che è strettamente legato al altamente prevalenti parassiti nematodi umani 1. A differenza di altri modelli di nematodi, come Nippostrongylus brasiliensis, H. polygyrus stabilisce costantemente infezione cronica in topi come risultato diretto di molteplici meccanismi potenti immunomodulatori impiega per sopprimere la risposta immunitaria 2. H. polygyrus ha un ciclo di vita diretta: infettiva L3 larve vengono ingerite dalla trasmissione feco-orale (o somministrata mediante sonda gastrica in ambiente di laboratorio), dopo di che migrano verso lo strato sottosierosa del duodeno e incistano prima di tornare al lume intestinale come vermi adulti circa otto giorni dopo l&#39;infezione iniziale. Produzione di accoppiamento e di uova avviene di giorno 10 e si possono raccogliere i vermi adulti per la cultura e la raccolta di prodotti escretore-secrezione da day 14 in poi 3. H. polygyrus interagisce anche con la microflora commensale, con un aumento lattobacilli presenti in topi sensibili infetti 4-6, e aumento dei livelli di H. infezione polygyrus in seguito all&#39;esposizione di topi per lattobacilli 6. Infezione attiva con H. polygyrus ha dimostrato di proteggere immunopatologia in molti modelli animali di autoimmunità 7-10, colite 11,12 e allergie 13-16. Vi è pertanto stato grande interesse nel potenziale di molecole escretore secernente da questo parassita (&quot;HES&quot;) a down-modulare patologia in vivo 17,18. In effetti, gli effetti protettivi sono visti dopo il trattamento dei topi con HES prodotti 19 attraverso percorsi che ora vengono identificati 18,20. Qui si descrive un protocollo per la produzione affidabile di Heligmosomoides polygyrus e il recupero dei suoi prodotti secretiche può essere ulteriormente utilizzato per una serie di indagini biochimiche e immunologiche funzionali.

<table><tbody><tr><td>Amicon concentrator</td><td>Millipore</td><td>5112</td><td>Model 8050 50 ml&lt;br/&gt; http://www.emdmillipore.com/INTL/en/product/Stirred-Cell-Model-8050,-50%C2%A0mL,MM&lt;br/&gt; _NF-5122</td></tr><tr><td>Hanks&amp;rsquo; buffered salt solution</td><td>Sigma</td><td>H9394</td><td>500 ml&lt;br/&gt; http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/h9394?lang=en&amp;amp;region=GB</td></tr><tr><td>Penicillin streptomycin</td><td>Invitrogen</td><td>15070-063</td><td>100 ml&lt;br/&gt; http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/15070063</td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>Invitrogen</td><td>25030-081</td><td>200 MM 100ml&lt;br/&gt; https://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/25030081?ICID=search-25030081</td></tr><tr><td>Activated charcoal</td><td>Merck</td><td>1.09624.0500</td><td>18-35 mesh&lt;br/&gt; http://www.merckmillipore.com/GB/en/product/Charcoal-activated,MDA_CHEM-109624</td></tr><tr><td>Glucose solution</td><td>Sigma</td><td>G8769</td><td>100 ml 45% solution&lt;br/&gt; http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/g8769?lang=en&amp;amp;region=GB</td></tr><tr><td>Falcon tubes</td><td>Sarstedt</td><td>62.547.254</td><td>50 ml&lt;br/&gt; http://www.scribd.com/doc/124320105/Sarstedt-Falcon</td></tr><tr><td>T25 Flasks</td><td>Sigma</td><td>CLS430639&amp;nbsp;</td><td>25cm vented flask&lt;br/&gt; http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/cls430639?lang=en&amp;amp;region=GB</td></tr><tr><td>Chromogenic LAL assay</td><td>Lonza</td><td>50-647U</td><td>QCL-1000 assay&lt;br/&gt; http://www.lonza.com/products-services/pharma-biotech/endotoxin-detection/endotoxin-detection-assays/endpoint-chromogenic-lal-assay.aspx</td></tr><tr><td>Gentamicin</td><td>Gibco</td><td>15710-049</td><td>100 ml&lt;br/&gt; http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/15710072</td></tr><tr><td>Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640</td><td>Gibco</td><td>11875093</td><td>500 ml; without L-glutamine&lt;br/&gt; http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/11875093</td></tr></tbody></table>

cultivation of heligmosomoides polygyrus: an immunomodulatory nematode parasite and its secreted products

Heligmosomoides polygyrus (precedentemente noto come Nematospiroides dubius, e indicato anche da alcuni come H. bakeri) è un elminti gastrointestinale che impiega più meccanismi immunomodulatori stabilire infezione cronica nel topo e assomiglia molto infezioni prevalenti elminti umani. H. polygyrus è stato ampiamente studiato nel campo della regolazione immunitaria elminti di derivazione ed è stato trovato per sopprimere potentemente modelli sperimentali di allergia e autoimmunità (entrambi con infezione attiva e isolate prodotti secreti). Il protocollo descritto in questo documento descrive gestione del H. polygyrus ciclo di vita per la produzione costante di L3 larve, il recupero di parassiti adulti, e la raccolta dei loro prodotti escretori secernente (HES).

La suscettibilità alle infezioni da H. polygyrus è controllato in larga misura dal background genetico del ceppo di topo (Tabella 1); C57BL / 6 e CBA topi sono altamente suscettibili 21,22. Per la manutenzione del ciclo di vita parassita, l&#39;ibrido F1 tra questi due ceppi è stato scelto per la sua capacità di resistere oneri verme molto elevati senza morbilità (danni eccessivi epiteliale intestinale) rispetto a uno ceppo parentale. Gavage orale di 400 larve L3 viene utilizzato per mantenere il ciclo di vita nei topi F1 (con conseguenti oneri verme adulto mostrati nella Figura 2), mentre una dose di 200 larve L3 è generalmente utilizzato per esperimenti in ceppi inbred omozigoti (ad esempio, C57BL / 6 o BALBc). Tuttavia, questo dosaggio può essere necessario ridurre a seconda di co-fattori ambientali che possono differire tra strutture di animali, come ad esempio variazioni di flora intestinale. I lotti di HES hanno dimostrato effi riproducibilicacia in saggi funzionali e in composizione proteica; Inoltre, quando supernatanti da ogni successiva settimana di coltura sono stati analizzati, fino ad un totale di 4 settimane, i profili proteici sono risultate molto simili (Figura 3). Quando la concentrazione HES viene misurata mediante saggio Bradford (vedi 5.5), il totale proteina è solitamente circa 1 mg / ml (Figura 4). Un metodo alternativo di concentrare HES è con un concentratore centrifugo (es Vivaspin membrane cut-off 3-kDa), in cui i campioni vengono centrifugati fino a 4.000 g in un rotore di centrifuga incernierato, rimuovendo sali tampone e componenti a basso peso molecolare. Concentrazione centrifuga è più adatto a piccoli volumi di elaborazione (1-10 ml) e sono limitati ad un fattore di concentrazione massima di circa 30x. Quando si raccolgono HES, evitare la contaminazione è critica. Per evitare la contaminazione con le molecole di accoglienza, scartiamo HES-containing coltura dal primo 24 ore dopo il raccolto verme adulto dall&#39;intestino mouse. Abbiamo anche quantificare il livello di contaminazione LPS in ogni lotto di HES con un test cromogenico LAL (vedi 5.7). 1 U di LPS equivale a ~ 100 pg LPS e livelli inferiori a questo vengono considerati trascurabili 23. Nelle nostre mani, la maggior parte delle partite di HES sono significativamente al di sotto di questo limite, la concentrazione media di LPS in HES essere 0,23 U / mg (Figura 5). Gli effetti di LPS in modelli in vivo della patologia (ad esempio la soppressione delle risposte asmatici) richiede almeno 10 ng di LPS 23. Quindi in amministrazione vivo di 5 mg HES da un lotto con 100 pg LPS / mg HES includerà 500 LPS pg, anche al di sotto della concentrazione effettiva in cui LPS diventa un problema. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52412/52412fig1highres.jpg" /> Figura 1: Baermann Apparatus Baermann Apparato per la raccolta di adulti H. polygyrus (come descritto nel capitolo 2). <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52412/52412fig2highres.jpg" /> Figura 2: media Worm Burden 14 giorni dopo l&#39;infezione con 400 L3 Larve Media verme grava 14 giorni dopo l&#39;infezione con 400 L3 larve. I punti dati riportati sono da 19 round di infezione di topi C57BL / 6xCBA. Media ± SEM mostrato. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52412/52412fig3highres.jpg" /> Figura 3: profili proteici di HES Da settimane consecutive in Cultura profilo SDS-PAGE delle proteine ​​HES raccolti in successive settimane di cultura. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52412/52412fig4highres.jpg" /> Figura 4: </strong&gt; quantità finale di HES da 500 ml ES contenenti media Resa di proteine ​​HES da 11 diversi lotti derivati ​​da circa 500 ml di cultura surnatante. Media ± SEM mostrato. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52412/52412fig5highres.jpg" /> Figura 5: LPS Contaminazione di piani HES di contaminazione LPS in 41 lotti di HES misurati con il test ameobocyte Limulus. Concentrazione mediana LPS = 86 U per mg di HES. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52412/52412fig6highres.jpg" /> Figura 6: Animated schematica di H. polygyrus Life Cycle Sintesi delle tappe fondamentali del ciclo di vita dalla sonda gastrica di L3 larve, attraverso il recupero di larve e adulti di vermi all&#39;isolamento di HES. Figura 7: Animated schematica della HES e le sue funzioni principali effetti immunomodulatori di mediatori solubili e exosomes contenuti in HES. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td> Genotipo (e lo sfondo ceppo) </td><td> Fenotipo infezione primaria </td><td> Riferimento </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Ceppi inbred </td><td></td><td></td></tr><tr><td> A / J, CBA, C3H </td><td> Altamente suscettibile </td><td> 22,29 </td></tr><tr><td> C57BL / 6 e C57BL / 10 </td><td> Suscettibile </td><td> 22,30 </td></tr><tr><td> BALB / c, DBA / 2, 129 / J </td><td> Intermedio </td><td> 22,31 </td></tr><tr><td> NIH, SJL, SWR </td&gt; <td> Bassa sensibilità </td><td> 22,32 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="2"> Transgenici per citochine o recettori delle citochine </td><td></td></tr><tr><td> IL-1β - / - </td><td> Più sensibili </td><td> 33 </td></tr><tr><td rowspan="2"> IL-1R - / - </td><td rowspan="2"> Meno sensibili (a); nessun cambiamento nella sensibilità, ma un aumento dei granulomi (b) </td><td> (A) 33 </td></tr><tr><td> (B) 34 </td></tr><tr><td> IL-2Rβ transgenici (C57BL / 6) </td><td> Resistente </td><td> 35 </td></tr><tr><td> IL-4 - / - </td><td> Fecondità superiore </td><td> 36 </td></tr><tr><td> IL-4R - / - (C57BL / 6 o BALB / c) </td><td> Altamente suscettibile </td><td> 22 </td></tr><tr><td> IL-6 - / - (BALB / c o C57BL / 6) </td><td> Altamente resistente </td><td> 37 </td></tr><tr><td> IL-9 transgenici(FVB) </td><td> Resistente </td><td> 38 </td></tr><tr><td> IL-21R - / - (C57BL / 6) </td><td> Deficiente Th2, diminuzione granuloma gormation </td><td> 39,40 </td></tr><tr><td> IL-25 - / - (BALB / c) </td><td> Più sensibili </td><td> 33 </td></tr><tr><td> IL-33R (T1 / ST2) - / - (BALB / c) </td><td> Nessun cambiamento in suscettibilità </td><td> 33 </td></tr><tr><td> TGFβRIIdn (C57BL / 6) </td><td> Alta Th1, maggiore suscettibilità </td><td> 41,42 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="2"> Transgenici per i marcatori di cellule T </td><td></td></tr><tr><td> CD28 - / - (BALB / c) </td><td> Marginalmente superiore fecondità </td><td> 43 </td></tr><tr><td> CD86 (B7-2) - / - (BALB / c) </td><td> Fecondità superiore </td><td> 44 </td></tr><tr><td> OX40L - / - (BALB / c) </td><td> Fecondità Higher &amp;# 160; </td><td> 45 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="2"> Transgenici per innata loci immunitario </td><td></td></tr><tr><td> Tipo 1 recettori per l&#39;interferone (IFNAR) - / - (C57BL / 6) </td><td> La fecondità superiore, più granulomi </td><td> 34 </td></tr><tr><td> MyD88 - / - (C57BL / 6) </td><td> Più resistenti, più granulomi </td><td> 34 </td></tr><tr><td> C-KitW / Wv (WBB6) </td><td> Più sensibili </td><td> 46,47 </td></tr></tbody></table> Tabella 1: infezioni primari con H. polygyrus in geneticamente diverse e gene-mirata ceppi di topi.

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Cultivation of Heligmosomoides Polygyrus: An Immunomodulatory Nematode Parasite and its Secreted Products

Heligmosomoides polygyrus è un nematode murino con potenti capacità immunomodulanti che ricordano da vicino quelle di altamente prevalenti infezione da elminti umana. Qui si descrive un protocollo per il mantenimento a lungo termine del H. polygyrus ciclo di vita.

Coltivazione di<em&gt; Heligmosomoides polygyrus:</em&gt; Un immunomodulante nematode parassita ei suoi prodotti secreti

Heligmosomoides polygyrus (formerly known as Nematospiroides dubius, and also referred to by some as H. bakeri) is a gastrointestinal helminth that ...

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Cultivation of Heligmosomoides Polygyrus: An Immunomodulatory Nematode Parasite and its Secreted Products

18.3K Views.  University of Edinburgh.  Heligmosomoides polygyrus è un nematode murino con potenti capacità immunomodulanti che ricordano da vicino quelle di altamente prevalenti infezione da elminti umana. Qui si descrive un protocollo per il mantenimento a lungo termine del H. polygyrus ciclo di vita. 

Video: Cultivation of Heligmosomoides Polygyrus: An Immunomodulatory Nematode Parasite and its Secreted Products

Purification of Biotinylated Cell Surface Proteins from Rhipicephalus microplus Epithelial Gut Cells

Rhipicephalus microplus &#8211; the cattle tick &#8211; is the most significant ectoparasite in terms of economic impact on livestock as a vector of several pathogens. Efforts have been dedicated to the cattle tick control to diminish its deleterious effects, with focus on the discovery of vaccine candidates, such as BM86, located on the surface of the tick gut epithelial cells. Current research focuses upon the utilization of cDNA and genomic libraries, to screen for other vaccine candidates. The isolation of tick gut cells constitutes an important advantage in investigating the composition of surface proteins upon the tick gut cells membrane. This paper constitutes a novel and feasible method for the isolation of epithelial cells, from the tick gut contents of semi-engorged R. microplus. This protocol utilizes TCEP and EDTA to release the epithelial cells from the subepithelial support tissues and a discontinuous density centrifugation gradient to separate epithelial cells from other cell types. Cell surface proteins were biotinylated and isolated from the tick gut epithelial cells, using streptavidin-linked magnetic beads allowing for downstream applications in FACS or LC-MS/MS-analysis.

Purification of Biotinylated Cell Surface Proteins from Rhipicephalus microplus Epithelial Gut Cells

A modified density centrifugation gradient-based methodology was utilized to isolate epithelial cells from Rhipicephalus microplus gut tissue. Surface-bound proteins were biotinylated and purified through streptavidin magnetic beads for utilization in downstream applications.

Purificazione delle proteine ​​superficiali delle cellule biotinilate da<em&gt; Rhipicephalus microplus</em&gt; Cellule epiteliali delle ghiandole

Rhipicephalus microplus &#8211; the cattle tick &#8211; is the most significant ectoparasite in terms of economic impact on livestock as a vector of ...

Ricerca

Biochimica

Transient Transduction of the Strobilated Forms of Echinococcus granulosus

Cystic echinococcosis or hydatid disease is one of the most important zoonotic parasitic diseases caused by Echinococcus granulosus, a small tapeworm harbored in the intestine of canines. There is an urgent need for applied genetic research to understand the mechanisms of pathogenesis and disease control and prevention. However, the lack of an effective gene evaluation system impedes direct interpretation of the functional genetics of cestode parasites, including the Echinococcus species. The present study demonstrates the potential of lentiviral gene transient transduction in the metacestode and strobilated forms of E. granulosus. Protoscoleces (PSCs) were isolated from hydatid cysts and transferred to specific biphasic culture media to develop into strobilated worms. The worms were transfected with harvested third-generation lentivirus, along with HEK293T cells as a transduction process control. A pronounced fluorescence was detected in the strobilated worms over 24 h and 48 h, indicating transient lentiviral transduction in E. granulosus. This work presents the first attempt at lentivirus-based transient transduction in tapeworms and demonstrates the promising outcomes with potential implications in experimental studies on flatworm biology.

Transient Transduction of the Strobilated Forms of Echinococcus granulosus

We describe a rapid transient transduction technique in different developmental stages of Echinococcus granulosus using third-generation lentiviral vectors.

Trasduzione transitoria delle forme strobilate di Echinococcus granulosus

Cystic echinococcosis or hydatid disease is one of the most important zoonotic parasitic diseases caused by Echinococcus granulosus, a small tapeworm ...

Genetica

High Resolution Electron Microscopy of the Helicobacter pylori Cag Type IV Secretion System Pili Produced in Varying Conditions of Iron Availability

Helicobacter pylori is a helical-shaped, gram negative bacterium that colonizes the human gastric niche of half of the human population1,2. H. pylori is the primary cause of gastric cancer, the second leading cause of cancer-related deaths worldwide3. One virulence factor that has been associated with increased risk of gastric disease is the Cag-pathogenicity island, a 40-kb region within the chromosome of H. pylori that encodes a type IV secretion system and the cognate effector molecule, CagA4,5. The Cag-T4SS is responsible for translocating CagA and peptidoglycan into host epithelial cells5,6. The activity of the Cag-T4SS results in numerous changes in host cell biology including upregulation of cytokine expression, activation of proinflammatory pathways, cytoskeletal remodeling, and induction of oncogenic cell-signaling networks5-8. The Cag-T4SS is a macromolecular machine comprised of sub-assembly components spanning the inner and outer membrane and extending outward from the cell into the extracellular space. The extracellular portion of the Cag-T4SS is referred to as the &#8220;pilus&#8221;5. Numerous studies have demonstrated that the Cag-T4SS pili are formed at the host-pathogen interface9,10. However, the environmental features that regulate the biogenesis of this important organelle remain largely obscure. Recently, we reported that conditions of low iron availability increased the Cag-T4SS activity and pilus biogenesis. Here we present an optimized protocol to grow H. pylori in varying conditions of iron availability prior to co-culture with human gastric epithelial cells. Further, we present the comprehensive protocol for visualization of the hyper-piliated phenotype exhibited in iron restricted conditions by high resolution scanning electron microscopy analyses.

High Resolution Electron Microscopy of the Helicobacter pylori Cag Type IV Secretion System Pili Produced in Varying Conditions of Iron Availability

Here we describe a method to visualize the oncogenic bacterial organelle known as the Cag Type IV Secretion System (Cag-T4SS). We find that the Cag-T4SS is differentially produced on the surface of H. pylori in response to varying conditions of iron availability.

Ad alta risoluzione microscopia elettronica del<em&gt; Helicobacter pylori</em&gt; Cag secrezione di tipo IV Sistema Pili Prodotto in diverse condizioni di Ferro Disponibilità

Helicobacter pylori is a helical-shaped, gram negative bacterium that colonizes the human gastric niche of half of the human population1,2.  H. pylori is ...

Immunologia e infezioni

Organoids as Model for Infectious Diseases: Culture of Human and Murine Stomach Organoids and Microinjection of Helicobacter Pylori

Recently infection biologists have employed stem cell derived cultures to answer the need for new and better models to study host-pathogen interactions. Three cellular sources have been used: Embryonic stem cells (ESC), induced pluripotent stem cells (iPSC) or adult stem cells. Here, culture of mouse and human gastric organoids derived from adult stem cells is described and used for infection with the gastric pathogen Helicobacter pylori. Human gastric glands are isolated from resection material, seeded in a basement matrix and embedded in medium containing growth factors epidermal growth factor (EGF), R-spondin, Noggin, Wnt, fibroblast growth factor (FGF) 10, gastrin and transforming growth factor (TGF) beta inhibitor. In these conditions, gastric glands grow into 3-dimensional organoids containing 4 lineages of the stomach. The organoids expand indefinitely and can be frozen and thawed similarly as cell lines. For infection studies, bacteria are microinjected into the lumen of the organoids. Infected organoids are processed for imaging. The described methods can be adapted to other organoids and infections with other bacteria, viruses or parasites. This allows the study of infection-induced changes in primary cells.

Stem cell derived cultures harbor tremendous potential to model infectious diseases. Here, the culture of mouse and human gastric organoids derived from adult stem cells is described. The organoids are microinjected with the gastric pathogen Helicobacter pylori.

Organoidi come modello per le malattie infettive: cultura dei diritti dell&#39;uomo e organoidi stomaco murini e microiniezione dell&#39;Helicobacter Pylori

Recently infection biologists have employed stem cell derived cultures to answer the need for new and better models to study host-pathogen interactions. ...

Testing Protozoacidal Activity of Ligand-lytic Peptides Against Termite Gut Protozoa in vitro (Protozoa Culture) and in vivo (Microinjection into Termite Hindgut)

We are developing a novel approach to subterranean termite control that would lead to reduced reliance on the use of chemical pesticides. Subterranean termites are dependent on protozoa in the hindguts of workers to efficiently digest wood. Lytic peptides have been shown to kill a variety of protozoan parasites (Mutwiri et al. 2000) and also protozoa in the gut of the Formosan subterranean termite, Coptotermes formosanus (Husseneder and Collier 2009). Lytic peptides are part of the nonspecific immune system of eukaryotes, and destroy the membranes of microorganisms (Leuschner and Hansel 2004). Most lytic peptides are not likely to harm higher eukaryotes, because they do not affect the electrically neutral cholesterol-containing cell membranes of higher eukaryotes (Javadpour et al. 1996). Lytic peptide action can be targeted to specific cell types by the addition of a ligand. For example, Hansel et al. (2007) reported that lytic peptides conjugated with cancer cell membrane receptor ligands could be used to destroy breast cancer cells, while lytic peptides alone or conjugated with non-specific peptides were not effective. Lytic peptides also have been conjugated to human hormones that bind to receptors on tumor cells for targeted destruction of prostate and testicular cancer cells (Leuschner and Hansel 2004).
In this article we present techniques used to demonstrate the protozoacidal activity of a lytic peptide (Hecate) coupled to a heptapeptide ligand that binds to the surface membrane of protozoa from the gut of the Formosan subterranean termite. These techniques include extirpation of the gut from termite workers, anaerobic culture of gut protozoa (Pseudotrichonympha grassii, Holomastigotoides hartmanni, Spirotrichonympha leidyi), microscopic confirmation that the ligand marked with a fluorescent dye binds to the termite gut protozoa and other free-living protozoa but not to bacteria or gut tissue. We also demonstrate that the same ligand coupled to a lytic peptide efficiently kills termite gut protozoa in vitro (protozoa culture) and in vivo (microinjection into hindgut of workers), but is less bacteriacidal than the lytic peptide alone. The loss of protozoa leads to the death of the termites in less than two weeks.
In the future, we will genetically engineer microorganisms that can survive in the termite hindgut and spread through a termite colony as "Trojan Horses" to express ligand-lytic peptides that would kill the protozoa in the termite gut and subsequently kill the termites in the colony. Ligand-lytic peptides also could be useful for drug development against protozoan parasites.

Testing Protozoacidal Activity of Ligand-lytic Peptides Against Termite Gut Protozoa in vitro Protozoa Culture and in vivo Microinjection into Termite Hindgut

We present procedures for demonstrating that ligands bind to the surface membrane of the cellulose-digesting protozoa in the gut of Formosan subterranean termites using fluorescent microscopy and that ligands coupled with lytic peptides kill these protozoa in vitro (anaerobic protozoa culture) and in vivo (injection into the termite hindgut).

Testing Protozoacidal di Ligand-litica Peptidi Contro Gut Termite protozoi In vitro (Cultura protozoi) e In vivo (Microiniezione in Termite hindgut)

We are developing a novel approach to subterranean termite control that would lead to reduced reliance on the use of chemical pesticides. Subterranean ...

Biologia

Mouse Models Of Helicobacter Infection And Gastric Pathologies

Helicobacter pylori is a gastric pathogen that is present in half of the global population and is a significant cause of morbidity and mortality in humans. Several mouse models of gastric Helicobacter infection have been developed to study the molecular and cellular mechanisms whereby H. pylori bacteria colonize the stomach of human hosts and cause disease. Herein, we describe protocols to: 1) prepare bacterial suspensions for the in vivo infection of mice via intragastric gavage; 2) determine bacterial colonization levels in mouse gastric tissues, by polymerase chain reaction (PCR) and viable counting; and 3) assess pathological changes, by histology. To establish Helicobacter infection in mice, specific pathogen-free (SPF) animals are first inoculated with suspensions (containing &#8805;105 colony-forming units, CFUs) of mouse-colonizing strains of either Helicobacter pylori or other gastric Helicobacter spp. from animals, such as Helicobacter felis. At the appropriate time-points post-infection, stomachs are excised and dissected sagittally into two equal tissue fragments, each comprising the antrum and body regions. One of these fragments is then used for either viable counting or DNA extraction, while the other is subjected to histological processing. Bacterial colonization and histopathological changes in the stomach may be assessed routinely in gastric tissue sections stained with Warthin-Starry, Giemsa or Haematoxylin and Eosin (H&#38;E) stains, as appropriate. Additional immunological analyses may also be undertaken by immunohistochemistry or immunofluorescence on mouse gastric tissue sections. The protocols described below are specifically designed to enable the assessment in mice of gastric pathologies resembling those in human-related H. pylori diseases, including inflammation, gland atrophy and lymphoid follicle formation. The inoculum preparation and intragastric gavage protocols may also be adapted to study the pathogenesis of other enteric human pathogens that colonize mice, such as Salmonella Typhimurium or Citrobacter rodentium.

Mouse Models Of Helicobacter Infection And Gastric Pathologies

Mice represent an invaluable in vivo model to study infection and diseases caused by gastrointestinal microorganisms. Here, we describe the methods used to study bacterial colonization and histopathological changes in mouse models of Helicobacter pylori-related disease.

Modelli murini di patologie gastriche e infezione da Helicobacter

Helicobacter pylori is a gastric pathogen that is present in half of the global population and is a significant cause of morbidity and mortality in ...

Culturing and Genetically Manipulating Entomopathogenic Nematodes

Entomopathogenic nematodes in the genera Heterorhabditis and Steinernema are obligate parasites of insects that live in the soil. The main characteristic of their life cycle is the mutualistic association with the bacteria Photorhabdus and Xenorhabdus, respectively. The nematode parasites are able to locate and enter suitable insect hosts, subvert the insect immune response, and multiply efficiently to produce the next generation that will actively hunt new insect prey to infect. Due to the properties of their life cycle, entomopathogenic nematodes are popular biological control agents, which are used in combination with insecticides to control destructive agricultural insect pests. Simultaneously, these parasitic nematodes represent a research tool to analyze nematode pathogenicity and host anti-nematode responses. This research is aided by the recent development of genetic techniques and transcriptomic approaches for understanding the role of nematode secreted molecules during infection. Here, a detailed protocol on maintaining entomopathogenic nematodes and using a gene knockdown procedure is provided. These methodologies further promote the functional characterization of entomopathogenic nematode infection factors.

Entomopathogenic nematodes live in symbiosis with bacteria and together they successfully infect insects by undermining their innate immune system. To promote research on the genetic basis of nematode infection, methods for maintaining and genetically manipulating entomopathogenic nematodes are described.

Coltivare e manipolare geneticamente i nematodi entomopatogeni

Entomopathogenic nematodes in the genera Heterorhabditis and Steinernema are obligate parasites of insects that live in the soil. The main characteristic ...

A Strategy for the Study of IL-9-Producing Lymphoid Cells in the Nippostrongylus brasiliensis Infection Model

IL-9 is a pleiotropic cytokine associated with various processes, including antitumor immunity, induction of allergic pathologies, and the immune response against helminth infections, where it plays an important role in the expulsion of the parasite. In a murine model of Nippostrongylus brasiliensis infection, IL-9 is produced mainly by CD4+ T lymphocytes and innate lymphoid cells found in the lung, small intestine, and draining lymph nodes. Given the technical difficulties involved in the intracellular staining of IL-9, as well as the complexity of isolating hematopoietic cells from the small intestine upon infection, there is a pressing need for a comprehensive but straightforward protocol to analyze the expression of IL-9 in different lymphoid and non-lymphoid tissues in this model. The protocol described here outlines the kinetics of IL-9 produced by CD4+ T cells and innate lymphoid cells in the lung and small intestine, the main organs targeted by N. brasiliensis, as well as in the mediastinal and mesenteric lymph nodes, throughout the infection. In addition, it details the number of larvae needed for infection, depending on the cell type and organ of interest. This protocol aims to assist in the standardization of assays to save time and resources by offering the opportunity to focus on the specific cells, organs, and disease stages of interest in the N. brasiliensis infection model.

A Strategy for the Study of IL-9-Producing Lymphoid Cells in the Nippostrongylus brasiliensis Infection Model

IL-9-expressing T and ILC2 cells are induced during N. brasiliensis infection, yet their characterization has been largely overlooked in the infected intestine due to their low frequency and differential kinetics. This protocol describes the isolation of these cells from different target organs and confirmation of their identity via flow cytometry at different infection stages.

Una strategia per lo studio delle cellule linfoidi produttrici di IL-9 nel modello di infezione da Nippostrongylus brasiliensis

IL-9 is a pleiotropic cytokine associated with various processes, including antitumor immunity, induction of allergic pathologies, and the immune response ...

Isolation And Dendritic Cell-Uptake of Small Extracellular Vesicles from Echinococcus granulosus

The secretion of extracellular vesicles by cestodes is crucial for enabling cellular communication not only among parasites but also with host tissues. In particular, small extracellular vesicles (sEVs) act as nano-carriers transferring natural antigens, which are critical in host immunomodulation and parasite survival. This article presents a step-by-step protocol to isolate sEVs from larval stage cultures of Echinococcus granulosus and analyzes their uptake by dendritic cells obtained from murine bone marrow, which acquire adhesion and antigen presentation capacity during their maturation after one week of in vitro culture. This article provides comprehensive information for generating, purifying, and quantifying sEVs using ultracentrifugation alongside parallel analyses of dynamic light scattering and transmission electron microscopy. Additionally, a detailed experimental protocol is outlined for isolating and cultivating mouse bone marrow cells and driving their differentiation into dendritic cells using Flt3L. These dendritic cells can present antigens to na&#239;ve T cells, thereby modulating the type of immune response in vivo. Thus, alternative protocols, including confocal microscopy and flow cytometry analysis, are proposed to check the acquired maturational phenotype of dendritic cells previously exposed to parasitic sEVs. Finally, it is worth noting that the described protocol can be applied as a whole or in individual parts to carry out parasite in vitro culture, isolate extracellular vesicles, generate bone marrow-derived dendritic cell cultures, and perform uptake assays with these cells.

Here, we describe in vitro culture conditions, isolation, and increased generation of extracellular vesicles (EVs) from Echinococcus granulosus. The small EVs were characterized by dynamic light scattering and transmission electron microscopy. The uptake by bone marrow-derived dendritic cells and their phenotypic modulation were studied using confocal microscopy and flow cytometry.

Isolamento e captazione delle cellule dendritiche di piccole vescicole extracellulari da Echinococcus granulosus

The secretion of extracellular vesicles by cestodes is crucial for enabling cellular communication not only among parasites but also with host tissues. In ...

Establishing Stable Binary Cultures of Symbiotic Saccharibacteria from the Oral Cavity

Many bacterial species cannot be cultured in the laboratory using standard methods, posing a significant barrier to studying the majority of microbial diversity on earth. Novel approaches are required to culture these uncultured bacteria so that investigators can effectively study their physiology and lifestyle using the powerful tools available in the laboratory. The Candidate Phyla Radiation (CPR) is one of the largest groups of uncultivated bacteria, comprising ~15% of the living diversity on earth. The first isolate of this group was a member of the Saccharibacteria phylum, 'Nanosynbacter lyticus' strain TM7x. TM7x is an unusually small bacterium that lives as a symbiont in direct contact with a bacterial host, Schaalia odontolytica, strain XH001. Taking advantage of the unusually small cell size and its lifestyle as a symbiotic organism, we developed a protocol to rapidly culture Saccharibacteria from dental plaque. This protocol will show how to filter a suspension of dental plaque through a 0.2 &#181;m filter, then concentrate the collected Saccharibacteria cells and infect a culture of host organisms. The resulting coculture can be passaged as any normal bacterial culture and infection is confirmed by PCR. The resulting binary culture can be maintained in the laboratory and used for future experiments. While contamination is a possibility, the binary culture can be purified by either further filtering and reinfection of host, or by plating the binary culture and screening for infected colonies. We hope this protocol can be expanded to other sample types and environments, leading to the cultivation of many more species in the CPR.

We demonstrate a method for isolating difficult-to-grow members of the novel bacterial phylum, Saccharibacteria, by filtering dental plaque and co-culturing with host bacteria.

Stabilire culture binarie stabili di Saccharibacteria simbiotici dalla cavità orale

Many bacterial species cannot be cultured in the laboratory using standard methods, posing a significant barrier to studying the majority of microbial ...

Coltivazione di

Riepilogo

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Purificazione delle proteine superficiali delle cellule biotinilate da

Trasduzione transitoria delle forme strobilate di Echinococcus granulosus

Ad alta risoluzione microscopia elettronica del

Organoidi come modello per le malattie infettive: cultura dei diritti dell'uomo e organoidi stomaco murini e microiniezione dell'Helicobacter Pylori

Testing Protozoacidal di Ligand-litica Peptidi Contro Gut Termite protozoi In vitro (Cultura protozoi) e In vivo (Microiniezione in Termite hindgut)

Modelli murini di patologie gastriche e infezione da Helicobacter

Coltivare e manipolare geneticamente i nematodi entomopatogeni

Una strategia per lo studio delle cellule linfoidi produttrici di IL-9 nel modello di infezione da Nippostrongylus brasiliensis

Isolamento e captazione delle cellule dendritiche di piccole vescicole extracellulari da Echinococcus granulosus

Stabilire culture binarie stabili di Saccharibacteria simbiotici dalla cavità orale

Coltivazione di

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